Method Article
Этот протокол описывает, как выполнять электрические записи сперматозоидов млекопитающих в конфигурации целых клеток с целью непосредственной регистрации активности ионных каналов. Этот метод сыграл важную роль в описании электрофизиологических профилей нескольких ионных каналов сперматозоидов и помог выявить их молекулярную идентичность и регуляцию.
Регистрация электрической активности одной из самых маленьких клеток организма млекопитающих – сперматозоида – была сложной задачей для электрофизиологов на протяжении многих десятилетий. Метод, известный как «зажим сперматозоидного пластыря», был представлен в 2006 году. Он позволил напрямую регистрировать активность ионных каналов в конфигурациях целых клеток и присоединенных к клеткам и сыграл важную роль в описании физиологии сперматозоидов и молекулярной идентичности различных ионных каналов кальция, калия, натрия, хлорида и протона. Однако запись из одиночных сперматозоидов требует продвинутых навыков и подготовки в области электрофизиологии. Этот подробный протокол обобщает пошаговую процедуру и выделяет несколько «хитростей торговли», чтобы сделать его доступным для всех, кто хочет изучить увлекательную физиологию сперматозоида. В частности, протокол описывает запись из сперматозоидов человека и мыши, но может быть адаптирован практически к любому сперматозоиду млекопитающих любого вида. Протокол охватывает важные детали применения этого метода, такие как выделение сперматозоидов, выбор реагентов и оборудования, иммобилизация высокоподвижных клеток, формирование плотного (гигаомного) уплотнения между регистрирующим электродом и плазматической мембраной сперматозоидов, переход в режим цельного сперматозоида (также известный как обкатка) и примерная запись кальциевого ионного канала сперматозоидов. CatSper, из шести видов млекопитающих. Обсуждаются преимущества и ограничения метода зажима сперматозоидного пластыря, а также наиболее важные этапы.
Подобно традиционному патч-зажиму, изобретенному Эрвином Неером и Бертом Сакманном1, патч-хомут сперматозоидов позволяет исследовать активность отдельных ионных каналов, а также записывать активность всей популяции ионных каналов в пределах одной клетки 2,3. Метод позволяет идентифицировать конкретный тип ионного канала по степени развязки от ферментативных внутриклеточных процессов. Этот метод имеет решающее значение для определения активности ионного канала на основе его электрофизиологических и фармакологических отпечатков и, следовательно, обеспечивает надежную стратегию идентификации. Недостатком метода является его неспособность обнаруживать неэлектрогенные транспортеры. Кроме того, базовая электрофизиологическая подготовка полезна для понимания нюансов протокола. Чтобы освоить технику патч-хомпа и применить ее к сперматозоидам млекопитающих, мы рекомендуем изучить базовую литературу по патч-хопу 4,5. В этой статье мы подробно описываем пошаговую процедуру и выделяем уникальные практики, которые делают эту технику простой для понимания и доступной для всех, кто хочет заниматься электрофизиологией сперматозоидов.
Ионный гомеостаз является важной физиологической функцией сперматозоидов, которая в значительной степени зависит от ионных каналов и транспортеров ионов для поддержания физиологически важных ионных градиентов, изменения внутриклеточного кальция и изменения трансмембранного напряжения. Ионные каналы и транспортеры ионов регулируют основные функции сперматозоидов, такие как подвижность, навигация в женском репродуктивном тракте, созревание сперматозоидов, а в морских организмах хемотаксис по отношению к яйцеклетке 6,7,8,9,10,11,12 . Подвижность сперматозоидов – это постепенно приобретаемый процесс. Сперматозоиды в основном находятся в состоянии покоя во время их созревания в яичках и во время их последующего прохождения через придаток яичка. Их подвижность сдерживается кислой средой придатка яичка, что приводит к внутреннему закислению сперматозоида. Это ухудшает функцию аксонемы, поскольку она не может функционировать ниже pH 6,013,14. Однако при воздействии семенных жидкостей или более щелочной среды концентрация внутриклеточных ионов сперматозоидов и рН цитоплазмы претерпевают значительные изменения, и сперматозоид становится подвижным 15,16,17. Движение жгутика сперматозоида обеспечивается гидролизом АТФ, который поддерживает скольжение аксонемных микротрубочек18, и этот процесс сильно зависит отpH14. Кроме того, движение жгутиков также контролируется повышением внутрижгутикового кальция и цАМФ 13,19,20,21,22,23,24. Эти факторы, т.е. внутриклеточная концентрация кальция в сперматозоидах [Ca2+]i, pH, АТФ и цАМФ, являются основными регуляторными механизмами, позволяющими изменять подвижность, и их концентрации жестко регулируются ионными каналами и транспортерами сперматозоидов.
Сперматозоиды уникальны тем, что они экспрессируют ряд белков, которые не могут быть найдены больше нигде в организме. Яркими примерами являются ионные каналы сперматозоидов, такие как калиевой канал, Slo3 25,26,27,28,29 и ионный канал Cat Sperm, CatSper 2,30,31,32. Последний является основным кальциевым каналом сперматозоидов млекопитающих31 и регулируется внутриклеточным ощелачиванием 2,30,31,32,33,34. CatSper также регулируется видоспецифичными сигналами 7,35 и организован в четырехугольных продольных нанодоменах вдоль жгутика сперматозоида 36,37,38. У приматов CatSper активируется комбинацией жгутиковой щелочности, мембранной деполяризации и прогестерона 3,39,40,41, в то время как для мышиной активации CatSper прогестерон не требуется 2,39. Еще одной особенностью этого канала является его многокомпонентная организация: CatSper представляет собой комплекс, состоящий не менее чем из 10 различных субъединиц 31,32,34,37,38,42,43,44,45,46,47. Такая сложная структура и особенности ее регуляции препятствовали рекомбинантной экспрессии CatSper в любой известной гетерологичной системе экспрессии, и, следовательно, физиологическая характеристика CatSper была ограничена его родной системой экспрессии - сперматозоидом. В то время как молекулярная характеристика белка CatSper была достигнута в основополагающей статье в 2000 году D. Ren et. al.31, окончательное доказательство того, что CatSper является добросовестным ионным каналом, стало возможным только после внедрения метода зажима сперматозоидного пластыря в 2006году2. С тех пор этот метод позволил точно охарактеризовать многие ионные проводящие пути в сперматозоидах 9,28,37,39,40,44,46,48-54.
Считалось, что классический и наиболее простой метод изучения характеристик ионных каналов – метод патч-зажима – неприменим к сперматозоидам из-за их подвижности и специфической морфологии (рис. 1А). В частности,основными проблемами были крошечный объем цитоплазмы сперматозоида и плотное прикрепление плазматической мембраны сперматозоида к жестким внутриклеточным структурам, таким как фиброзная оболочка и ядро сперматозоида. Эти две структурные особенности приводят к созданию тонкой стреловидной клетки, которая предназначена для проникновения через высоковязкие среды, такие как защитные одежды яиц, без значительной деформации или повреждения плазматической мембраны.
Первым этапом метода патч-зажима является установление плотного прилегания между записывающей пипеткой (стеклянной микропипеткой) и клеточной плазматической мембраной. Для этого необходимо протянуть достаточное количество плазматической мембраны внутри записывающей пипетки, чтобы между плазматической мембраной и стеклом образовался механически стабильный гигаseal. Плазматическая мембрана должна быть гибкой и не жесткой (рис. 1B). Как упоминалось выше, вся поверхность плазматической мембраны сперматозоида довольно плотно прилегает, за исключением области, известной как цитоплазматическая капля (рис. 1А и рис. 2). Следовательно, жесткая природа плазматической мембраны сперматозоидов считалась основным препятствием в получении плотного уплотнения или «гигасила», названного так потому, что для хорошей записи требуется >109 Ом. Тем не менее, внедрение в 2006 году техники зажима сперматозоидного пластыря2 устранило этот барьер, и этот метод может быть успешно применен к сперматозоидам нескольких видов млекопитающих 2,41,51,56. Этот прорыв был достигнут путем сосредоточения внимания на цитоплазматической капле (CD)2,8, крошечной структуре, расположенной вдоль средней части сперматозоида (Рисунок 1А и Рисунок 2), и которая является просто остатком удлиненной сперматиды – предшественника сперматозоидов, из которого развиваются голова и хвост. Функционально это может помочь клетке адаптироваться к изменениям внеклеточной осмолярности во время эякуляции. Важной особенностью является то, что плазматическая мембрана внутри CD достаточно гибкая, чтобы ее можно было втянуть в пипетку с образованием гигаомного уплотнения. Таким образом, CD сперматозоида является лучшей частью на поверхности сперматозоида, с помощью которой можно добиться успешного формирования гигаобласти и перехода в режим цельной клетки, который в конечном итоге электрически связывает сперматозоид с усилителем 2,8. Стоит отметить, что в предыдущих публикациях сообщалось об успешном образовании гигасил на головке сперматозоида, что позволяет производить запись в конфигурации, прикрепленной к клетке, 54,57,58,59. Тем не менее, до сих пор сообщалось о записях в цельноклеточной конфигурации только путем выполнения гигапечатного формирования в области CD. Этот полноклеточный режим обеспечивает электрический доступ ко всему объему сперматозоидов и, следовательно, позволяет регистрировать активность ионных каналов, расположенных на жгутике сперматозоида, а также на головке сперматозоида. Всего за несколько лет с момента своего развития метод зажима сперматозоидного пластыря привел к огромному прогрессу в нашем понимании ионных каналов сперматозоидов и до сих пор является одним из наиболее надежных методов для непосредственного исследования функциональности ионных каналов сперматозоидов 9,28,37,39,40,44,46,48,49. 50,51,52,53 (Рисунок 1).
Зажим для сперматозоидов в некоторых деталях отличается от классической техники зажима пластыря, описанной ниже. Во-первых, большая часть плазматической мембраны сперматозоидов плотно прикреплена к жесткой внутриклеточной структуре, и, следовательно, сперматозоиды почти не имеют «запасной» плазматической мембраны, которую можно было бы втянуть в пипетку. Единственной областью, которая является гибкой, является мембрана CD, которая напоминает плазматическую мембрану многих соматических клеток, и поэтому может быть легко втянута в пипетку. Для формирования гигаомного уплотнения с CD создается отрицательное давление за счет легкого всасывания в верхней части пипетки, чтобы втянуть небольшую часть плазматической мембраны сперматозоида в кончик микропипетки (рис. 1B). Этот участок мембраны образует Ω-образную инвагинацию в кончик пипетки и устанавливает плотное уплотнение с ее внутренними стенками.
Во-вторых, цитоплазматическая капля в сперматозоидах человека и мыши составляет от 1 до 2 мкм (рис. 1 и рис. 2). Следовательно, применение техники патч-хомута к такому маленькому объекту требует оптики с высоким разрешением. Большинство установок для установки патч-зажимов для сперматозоидов оснащены инвертированным микроскопом с дифференциальным интерференционным контрастом (DIC) или оптическими компонентами Номарского (рис. 2 и рис. 3). Использование микроскопа, оснащенного оптикой DIC для зажима сперматозоидного пластыря, настоятельно рекомендуется по сравнению с более традиционной фазово-контрастной оптикой, поскольку пространственная информация, видимая в DIC, помогает достичь превосходной точности при размещении патч-пипетки на крошечном компакт-диске. Мы также рекомендуем использовать 60-кратный объектив с погружением в воду или аналогичный объектив с числовой апертурой 1,2. Этот объектив имеет большое рабочее расстояние (0,28 мм), что позволяет наблюдать за свободно плавающими сперматозоидами в растворе (рис. 2). Объектив также имеет регулировочное кольцо для регулировки толщины покровного стекла (варьируется от 0,13 до 0,21 мм). Эта комбинация большого рабочего расстояния и регулировочной муфты позволяет вести наблюдение через два защитных накладки 0,13 мм; Один покровный лист служит стеклянным дном записывающей камеры, а сверху размещается 5-миллиметровый покровный лист с осажденными сперматозоидами. Как обсуждалось ниже, размещение сперматозоидов на легко заменяемых круглых 5-миллиметровых покровных стеклах, а не непосредственно на дне записывающей камеры, является удобным способом загрузки свежих сперматозоидов в записывающую камеру.
В-третьих, установка для зажима сперматозоидного патча должна быть оснащена усилителем с низким уровнем шума и дигитайзером для регистрации крошечных (в диапазоне пикоампер) электрических токов и мельчайших изменений мембранного потенциала. Это оборудование должно обеспечивать наименьший уровень шума усилителя. Отсутствие вибрации является неотъемлемой частью успешной записи с помощью патч-хомута. Для зажима пластыря сперматозоида требуется прецизионный микроманипулятор без дрейфа, который можно прикрепить к инвертированному микроскопу с помощью платформы микроманипулятора для обеспечения лучшей стабильности по сравнению с независимой стойкой для микроманипулятора (Рисунок 3A). Чтобы проверить установку, не нужно заметить никаких движений наконечника пипетки (при увеличении менее 60-кратного увеличения) даже когда человек прыгает вверх и вниз по полу возле виброизоляционного стола.
Все эксперименты были проведены в соответствии с рекомендациями NIH по исследованиям на животных и одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию Калифорнийского университета в Беркли (AUP 2015-07-7742), при этом были приложены все усилия, чтобы свести к минимуму страдания животных. Все описанные методы согласуются с рекомендациями Комиссии по эвтаназии Американской ветеринарной медицинской ассоциации и комитета IACUC. Все экспериментальные процедуры с использованием образцов, полученных от человека, были одобрены Комитетом по исследованиям человека при Калифорнийском университете в Беркли, номер протокола IRB 2013-06-5395.
1. Изготовление стеклянных микропипеток для записи цельноклеточного патча сперматозоида с помощью зажима.
ПРИМЕЧАНИЕ: Небольшой размер цитоплазматической капли требует стеклянных микропипеток с тонкими наконечниками.
2. Настройка буровой установки
3. Выделение и очистка сперматозоидов млекопитающих
ПРИМЕЧАНИЕ: Усыпьте самцов мышей C57BL/6 в возрасте 3-6 месяцев путем вдыхания CO2 с последующим вывихом шейки матки. После вывиха шейки матки немедленно выполнить забор тканей (хвоста или придатка яичка) у мышей.
4. Приготовление лакирующего раствора (нужен только для пластыря-зажима для спермы человека)
ПРИМЕЧАНИЕ: Важным шагом является снятие прикрепленного сперматозоида с покровного стекла перед обкаткой. Этот шаг необходим только для сперматозоидов человека и требует нанесения покрытия на стеклянную покровную крышку для создания менее клейкой стеклянной поверхности. Покровное покрытие снижает вероятность прилипания сперматозоидов к покровному стеклу и позволяет поднять сперматозоиды человека из стеклянного покровного стекла после успешного формирования гигауплотнения.
5. Регистрация ионной проводимости от всей плазматической мембраны сперматозоида.
Метод зажима сперматозоидного пластыря позволяет напрямую записывать канал CatSper.
Как упоминалось выше, запись CatSper была выполнена путем создания уплотнения с высоким сопротивлением (гигаом) между патч-пипеткой и сперматозоидом млекопитающих в его цитоплазматической капле. При взломе и переходе в режим полноклеточного сперматозоида достигается полный электрический доступ ко всему телу сперматозоида и его внутренностям, включая головку сперматозоида и жгутик 2,8,39,51. Это условие в конечном итоге позволяет вести запись из любого активного ионного канала, расположенного на плазматической мембране сперматозоида. Для регистрации одновалентных токов CatSper 2,8,39,51 предпочтительно использовать ванну номинально безвалентным (DVF) раствором, содержащим в качестве основного проникающего иона. В то время как канал CatSper проводит двухвалентные ионы, такие как Ca2+ и Ba2+, они движутся через поры CatSper с гораздо меньшей скоростью, что приводит к едва заметной проводимости нескольких пикоамперов (~10-20 пА)2,8,39,51. Следовательно, измерение моновалентных и, следовательно, больших токов через канал CatSper является более удобным способом оценки тока (рис. 8). Важно отметить, что CatSper также проницаем для калия; следовательно, канал CatSper должен быть заблокирован, или сперматозоиды с дефицитом CatSper должны использоваться в ситуациях, когда нужно изучить только калиевые каналы сперматозоидов 2,3,8,28,65. Варьируя ионный состав пипетки и раствора для ванны, можно избирательно исключать определенные ионные каналы, создавая при этом условия для избирательной регистрации только из определенного типа ионного канала. Например, добавление Cs+ в раствор пипетки приводит к блокированию ионной проницаемости через калиевые каналы сперматозоидов.
Канал CatSper регулируется по-разному у разных видов млекопитающих.
Сперматозоиды разных видов разнообразны по своей морфологии и внутренним регуляторным путям66. Неудивительно, что их ионные каналы также регулируются уникальным образом, отражающим специализированное микроокружение мужских и женских репродуктивных путей. Метод заплатки сперматозоида был успешно применен к шести видам млекопитающих: мышь2, крыса56, человек39,51, крупный рогатый скот, кабан и макака41, как показано на рисунке 9. Для этих экспериментов сперматозоиды взрослых самцов макак-резусов [Macaca mulatta] были получены из Калифорнийского национального исследовательского центра приматов в соответствии со стандартами Международной ассоциации по оценке и аккредитации лабораторных животных (AAALAC) в соответствии с утвержденными протоколами для животных Калифорнийского университета в Дэвисе, как описано в41; и все исследования проводились в соответствии с Руководством Национальных институтов здравоохранения США по уходу и использованию лабораторных животных. Сперма быков и кабанов была получена в качестве побочных продуктов, освобожденных от специального одобрения IACUC от Департамента животноводства UCD, и все животные содержались в помещениях, одобренных AAALAC. Сперму быков и кабанов также можно получить из коммерческих источников.
Сперматозоиды приматов (макак-резус) и человека продемонстрировали схожие свойства канала CatSper и его регуляцию. Интересно, что активация прогестерона CatSper, по-видимому, уникальна для сперматозоидов приматов (рис. 9 и 41), поскольку сперма кабана, быка и грызуна не проявляла никакого стимулированного прогестероном изменения своих токов CatSper. У сперматозоидов быков и кабанов даже базальная активность канала CatSper была ниже обнаруживаемых пределов (рис. 9), что позволяет предположить, что у этих видов приток кальция и последующая гиперактивация управляются другими каналами/транспортерами, или что для активации их каналов CatSper необходим другой естественный стимулятор. У всех упомянутых здесь видов сперматозоидов, включая сперматозоиды быков и кабанов, был получен полный электрический доступ к внутренней части сперматозоидов, и клетки были зарегистрированы в режиме полноклеточного анализа, о чем свидетельствует появление артефактов большой емкости при взломе (рис. 7). Это состояние позволяет легко регистрировать функциональный канал CatSper, а его отсутствие у сперматозоидов хряка и крупного рогатого скота указывает на то, что либо этот канал заблокирован еще неизвестным эндогенным ингибитором, присутствующим в сперматозоидах этих видов, либо требует активации специфического модулятора. Тем не менее, это предварительные эксперименты, и потребуются дополнительные эксперименты со сперматозоидами хряка и быка, чтобы убедиться в функциональной значимости канала CatSper у этих видов. Этот широкий спектр разнообразия ионных каналов сперматозоидов у разных видов может быть связан с соотношением сперматозоидов к размеру яйцеклетки, отношением между размером сперматозоидов и защитным одеянием яйцеклетки или служить барьером для оплодотворения другими видами66.
Рисунок 1: Морфологическое разнообразие сперматозоидов млекопитающих. (A) Нижняя панель: схематическое изображение сперматозоида; Клеточные компартменты маркируются. Верхние панели: ДВС-изображения сперматозоидов разных видов по часовой стрелке: крысы (Rn; Rattus norvegicus); мышь (мм; Mus musculus); бык (Bt; Bos taurus); кабан (Sd; sus scrofa domesticus); человек (Hs; Homo sapiens) и макак-резус (Mmu; Macaca mulatta). Масштабная линейка применяется ко всем изображениям DIC. Вставки указывают на цитоплазматические капли. (Б) Заплатка сперматозоидов млекопитающих. Для успешного формирования уплотнения между наконечником пипетки и плазматической мембраной часть плазматической мембраны аккуратно всасывается в наконечник пипетки. Переход в цельноклеточный режим осуществляется путем разрыва плазматической мембраны между кончиком и клеткой (этот рисунок воспроизведен из8). Правая панель: сперматозоиды человека, прикрепленные к записывающей микропипетке. (C) Схематическое изображение сперматозоидов человека и некоторых жгутиковых ионных каналов, изученных в сперматозоидах человека методом патч-зажима, а также проводящих ими ионов. CatSper- ионный канал кальция39,51; Hv1- протонный канал 51,56,67; Slo3/Slo1- калиевые каналы 50,53,65,68; TRPV4- переходный рецепторный потенциал катионного канала ваниллоидного типа 448. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 2: Размер сперматозоидов и изменчивая морфология цитоплазматических капель. ДВС-изображения интактных живых сперматозоидов. (А) Сравнение размера человеческой сперматозоидной клетки (снизу) и двух СНО-клеток (верхней). (Б) Неповрежденный сперматозоид человека (Homo sapiens) (внизу) и обезглавленный сперматозоид (жгутик, верхний). Цитоплазматические капли обозначаются желтыми стрелками; Эта цифра была воспроизведена из8. (C) Интактный сперматозоид мыши (Mus musculus) с цитоплазматическими каплями (CD) нормальной формы, обозначенными желтым наконечником стрелки. (Д-Г) Сперматозоиды придатка яичка мышей имеют цитоплазматические капли разного размера и формы; только (C) и (G) подходят для патч-хомута. (D) CD является микроскопическим и односторонним; (E) CD отсутствует; (F) CD содержит частицы, которые могут засорить записывающую пипетку; (G) БК гладкая, однородная и не вздутая. Формирование гигапечати с помощью этого типа компакт-диска, скорее всего, приведет к успешной записи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 3: Компоненты установки для зажима сперматозоидного пластыря. (A) Типичная электрофизиологическая установка для спермы с основными компонентами: (1) инвертированный микроскоп; (2) малошумящий дигитайзер; (3) усилитель; (4) микроманипулятор с низким дрейфом, который соединен с инвертированным микроскопом с платформой микроманипулятора; (5) ПКЭВ; (6) виброгасящий воздушный стол; (7) Клетка Фарадея для защиты установки от внешних электрических помех. Важно, чтобы все компоненты установки с электрическим приводом, включая компьютерную клавиатуру и мышь, производили низкий уровень электрического шума или его отсутствие (50 Гц или 60 Гц) и чтобы все компоненты установки были правильно заземлены. (B) Съемник микропипеток, используемый для регистрации изготовления пипеток. (C) (1) микрокузнечный станок, используемый для огневой полировки пипетками; (2) капилляры из боросиликатного стекла с наружным диаметром 1,5 мм, внутренним диаметром 0,86 мм и внутренней нитью; (3) Коробка для сбора пипеток. (D) Этапы успешной огневой полировки пипетки: (a) Неполированная пипетка с внутренним диаметром 2 мм; b) дозатор с огнеупорной полировкой и внутренним диаметром 0,5 мм; (c) Чрезмерно отполированная герметичная пипетка, не пригодная для записи. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 4: Компоненты системы регистрирующей камеры и ее сборка. (A) Основные компоненты системы регистрирующей камеры: (1) адаптер для микроскопа для платформ серии 20 с (2) двумя зажимами для удержания предметного стекла; (3-4) магнитная нагреваемая платформа серии PM с (3) магнитными зажимами для удержания перфузионной камеры; (5) перфузионная камера; (6) мост Агар; (7) магнитный зажим, электрод сравнения с гнездом 2 мм для гранулы Ag/AgCl; (8) магнитный держатель (MAG-1) для всасывающей линии; (9) всасывающая трубка; (10) Уплотнительный держатель всасывающей трубки. (B) Собранная система регистрирующей камеры с указанными компонентами из пункта (A). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 5: Компоненты перфузионной системы. (А) собранная перфузионная линия и (Б) ее основные компоненты: (1) шприцы объемом 20 мл и 3 мл; (2) запорный кран с соединениями Люэра; 4-сторонняя; мужской замок; (3) переходник для шланга Luer с внутренней резьбой, 1/16"; (4) Перфузионные трубки из политетрафторэтилена (ПТФЭ) (трубки из микроотверстия из ПТФЭ, внутренний диаметр 0,022 дюйма × внешний диаметр 0,042 дюйма); (5) Политетрафторэтилен 8-позиционный перфузионный коллектор; (6) Силиконовая соединительная трубка (силиконовая трубка платинового отверждения, внутренний диаметр 1/32 дюйма × внешний диаметр 3/32 дюйма); (7) Трубка соединительного коллектора (трубка из ПТФЭ, внутренний диаметр 1/32 дюйма × внешний диаметр 1/16 дюйма). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 6: Вскрытие самцов мышей. (A) Мужские репродуктивные органы мышей; Показаны как яички, так и придатки яичка. (B) Придатки яичек переносят в 35-миллиметровую чашку для клеточной культуры, содержащую раствор HS, и удаляют остаточный жир и семявыносящие протоки. (C) Затем каждый придаток яичка делится на капут, тело и кауду с помощью лезвия скальпеля #15. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 7: Образование Gigaseal и взлом со сперматозоидом мыши. Интерфейс инструмента "Membrane Test" коммерческого программного обеспечения для патч-фиксаторов. Три этапа зажима пластыря сперматозоида: (A) зарегистрированная пипетка погружается в раствор HS для ванны, что дает сопротивление пипетки 14,8 МОм; (B) Формируется гигауплотнение (сопротивление 4,7 ГОм), компенсируются переходные процессы емкости, и сперматозоид поднимается с покровного стекла; (В) Переход в полноклеточный режим. Обкатка и переход в общеэлементный режим осуществляется путем подачи коротких (1 мс) постепенно увеличивающихся (430-650 мВ, ~50 мВ) импульсов напряжения в сочетании со световым всасыванием, как показано слева. Взлом произошел, о чем свидетельствует внешний вид переходных процессов большой емкости, которые отражают всю емкость клетки (~2,93 пФ для этого сперматозоида). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 8: Запись Murine CatSper из сперматозоидов дикого типа (WT) cauda epididymal, capacitated и CatSper knockout. Для регистрации моновалентной активности CatSper каждые 5 с применяется протокол линейного изменения напряжения, и токи CatSper вызываются линейными изменениями напряжения от потенциала удержания 0 мВ39,51. Линейные изменения напряжения (от -80 мВ до 80 мВ; 850 мс) применяются в HS и номинально безвалентном растворе (DVF). Дискретизация данных проводилась с частотой 2-5 кГц и фильтрацией с частотой 1 кГц. Исходные токи регистрируются в растворе HS, который не производит ток CatSper из-за ингибирования высоким содержанием внеклеточного магния39,51. Базовые токи полезны для оценки проводимости утечек (пути без ионных каналов). Репрезентативные, цельноклеточные плотности тока CatSper (pA/pF; синий) Cs+, зарегистрированные из каудальных сперматозоидов мыши WT (неемкие; левые и емкие; средние) и каудальных сперматозоидов мышей с дефицитом CatSper (справа). Токи вызывали за счет нарастания напряжения от удерживающего потенциала 0 мВ, а нарастание напряжения применялось от -80 мВ до 80 мВ в HS и номинально бездвухвалентном растворе. Исходные токи (черные) регистрируются в растворе HS. Для получения плотностей тока амплитуды тока CatSper были нормализованы до емкости ячейки (pA/pF). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 9: Прогестероновая регуляция CatSper у различных видов млекопитающих. (A) Репрезентативный ток CatSper, полученный от сперматозоидов различных видов с помощью протокола нарастания напряжения, как показано. Виды: человек (Hs; H. sapiens); Макак-резус (Mmu; M. mulatta), мышь (Mm; M. musculus), бык (Bt; B. taurus); крыса (Rn; R. norvegicus); кабан (Sd; S. scrofa domesticus). Регистрировались токи CatSper при отсутствии (синий) и наличии (красный) 1 мМ прогестерона, а также базальные токи в растворе HS (черные). (B) Амплитуды тока CatSper (ICatSper, pA) и (C) Средние плотности тока (pA/pF) от сперматозоидов различных видов, как указано; n обозначает количество используемых отдельных сперматозоидов. Данные являются средним значением +/- S.E.M. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 10: Разница в подвижности жгутиков. Два типичных примера цитоплазматических капель и жгутиковой подвижности. Наложенные изображения одних и тех же сперматозоидов крысы (Rn) и человека (Hs) были сделаны в два разных временных момента, когда они демонстрируют наиболее дистальное отклонение жгутиков. Пунктирными прямоугольниками обозначен участок с цитоплазматическими каплями и их соответствующая пространственная подвижность. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 11: U-образная трубка в сборе и ее основные компоненты. (A) Компоненты U-образной трубки: (1) серологическая пипетка объемом 10 мл; (2) Силиконовые трубки; (3) Силиконовая соединительная трубка; (4) 1 мл шприца; (5) Адаптер с внутренней заусеницей люэра; (6) адаптер со встроенной блокировкой Luer с наружной резьбой 1/8 дюйма; (7) запорный кран с соединениями Люэра; 4-сторонняя; мужской замок; (8) адаптер с наружной резьбой серии Luer, 1/16 дюйма. (B) Полностью собранная U-образная труба и (C) U-образная труба, прикрепленные к клетке Фарадея. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Рисунок 12: Схематическое изображение узла U-образной трубы. Левая панель: Положительное давление воздуха создается ртом для создания разницы в уровнях жидкости в U-образной трубке. Уровень жидкости в правом роге повышается на 2 см. После создания этой разницы уровней запорный кран поворачивается для подключения U-образной трубки к линии, ведущей к записывающей пипетке. Правая панель: более высокий уровень жидкости в правом роге создает положительное давление, которое постоянно выталкивает раствор пипетки из наконечника пипетки и сохраняет наконечник чистым от мусора. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры.
Химикалии | Молярная масса (г/моль) | миллиметр | g для 1л |
NaCl | 58.44 | 97.8 | 5,72 г |
KCl | 74.55 | 5 | 0,373 г |
КХ2ГО4 | 136.09 | 0.37 | 50,4 мг |
MgSO4 x 7.Н2О | 246.48 | 0.2 | 49,3 мг |
CaCl2 х 2.Н2О | 147.02 | 2 | 0,294 г |
ХЕПЕС | 238.3 | 20 | 4.766 г |
Глюкоза | 180.2 | 3 | 0,540 г |
Лактат натрия (60% по массе) | 112.06 | 20 | 3 мл |
Пируват натрия | 110 | 0.4 | 44 мг |
Таблица 1: Раствор для жидкости в канальцах человека (HTF)
Химикалии | Молярная масса (г/моль) | миллиметр | g для 1л |
NaCl | 58.44 | 135 | 7.889 г |
KCl | 74.55 | 5 | 0,373 г |
CaCl2 х 2. Н2О | 147.02 | 2 | 0,294 г |
MgSO4 x 7. Н2О | 246.48 | 1 | 0,247 г |
ХЕПЕС | 238.3 | 20 | 4.766 г |
Глюкоза | 180.2 | 5 | 0,901 г |
Лактат натрия (60% по массе) | 112.06 | 10 | 1,5 мл |
Пируват натрия | 110 | 1 | 0,110 г |
Таблица 2: Высокосолевой раствор (HS)
Химикалии | Молярная масса (г/моль) | миллиметр | г (для 500 мл) |
CsMeSO3 | 228.0 | 140 | 15.960 г |
ХЕПЕС | 238.3 | 40 | 4.766 г |
ЭДТА | 292.24 | 1 | 0,146 г |
Таблица 3: Раствор для ванны CsMeSO3 (раствор для ванны без двухвалентных веществ: DVF)
Химикалии | Молярная масса (г/моль) | миллиметр | мг (по 25 мл) |
CsMeSO3 | 228.0 | 130 | 741 мг |
ХЕПЕС | 238.3 | 70 | 417 мг |
ЭДТА | 292.24 | 2 | 14,6 мг |
ЭГТА | 380.35 | 3 | 28,5 мг |
CsCl | Решение 1 М | 1 | 25 μл |
Таблица 4: Раствор для дозатора CsMeSO3
Мы опишем подробный протокол для выполнения электрофизиологических записей сперматозоидов различных видов. Учитывая физиологическое значение ионных каналов и электрогенных транспортеров для сперматозоидов, этот метод является мощным инструментом для изучения физиологии сперматозоидов, а также дефектов, которые приводят к мужскому бесплодию. Поначалу экспериментатору может показаться сложным выполнение этой техники, но с упорством и выносливостью успех последует за ним.
Сперматозоиды млекопитающих длинные (обычно >50 мкм), узкие и очень подвижные. Частота базального биения (БЧ) сперматозоидов млекопитающих сильно варьирует со значениями от 4 Гц (мышь 69), 7-15 Гц (хряк 70,71), 11 Гц (крыса 72), 11-20 Гц (бык 18), 24 Гц (макака-резус 23) и до 25 Гц (человек 3). Цитоплазматическая капля (CD) является входом для записи из сперматозоидов. У сперматозоидов грызунов CD часто находится дистально, но движется вдоль жгутика (рис. 10), создавая дополнительное препятствие для записи. Однако в сперматозоидах человека CD чаще всего располагается рядом с головой. Таким образом, ключевыми компонентами успешного патч-зажима для сперматозоидов являются превосходная оптика, обеспечивающая четкий и четкий обзор CD, и высокоточная система микроманипуляторов без дрейфа и вибрации. Первоначально ожидается высокий уровень неудач, который является нормальным в течение первых нескольких дней после зажима сперматозоидного пластыря. Мы рекомендуем рутинную практику с большим количеством попыток в неделю. Достижение нескольких записей в день в неделю установит распорядок дня и улучшит моторику.
До недавнего времени идентификация и фармакологическая характеристика ионных каналов сперматозоидов затруднялась невозможностью их непосредственного изучения. Эта область в значительной степени опиралась на иммуноцитохимические исследования, которые часто страдают от неспецифичности антител и/или отсутствия соответствующих генетических моделей. Для исследования кальциевых каналов широко используется классический метод визуализации кальция, который имеет свои преимущества и ограничения 73,74,75,76,77. В то время как визуализация кальция является относительно простым методом, применимым для исследований со средней и высокой пропускной способностью 78,79,80,81 и является менее инвазивным, она требует относительно интактных клеток и, следовательно, создает препятствие для анализа функции ионных каналов, отделенных от внутриклеточных сигнальных каскадов, или для их отличия от ионитов кальция. Кроме того, трудно контролировать мембранный потенциал и, следовательно, труднее исключить вклад потенциал-зависимых кальциевых каналов. Среди нескольких преимуществ фторометрии кальция можно выделить использование кальциевых ратиометрических красителей, которые позволяют точно измерять изменения концентрации ионов кальция. В то же время необходимо отдавать себе отчет в том, что чувствительность этих красителей может варьироваться в зависимости от изменения внутриклеточного pH.
Ниже мы опишем критические шаги в рамках протокола, включая шаги по устранению неполадок метода. Для приготовления экспериментальных растворов важно использовать только чистые реагенты, так как даже небольшое загрязнение нежелательными ионами (такими как магний или тяжелые металлы) может ухудшить обнаружение моновалентных токов. Учитывая небольшой размер сперматозоидов, можно ожидать относительно небольшого количества ионных каналов на клетку. Таким образом, суммарный ток колеблется от нескольких пА до нескольких сотен пА. Поэтому внутренний электрический шум буровой установки должен быть минимальным, чтобы обеспечить обнаружение небольших токов, и настоятельно рекомендуется использовать оборудование без дрейфа. Чтобы отличить конкретную проводимость от электрического шума и фоновой утечки, необходимо максимально использовать записывающее устройство и систему заземления. Это достигается за счет надлежащего заземления буровой установки во избежание любых электрических помех82. Использование клетки Фарадея настоятельно рекомендуется для защиты от электрических помех, создаваемых различными электрическими устройствами, такими как освещение здания и настенная электропроводка. Важно, чтобы все компоненты установки с электрическим приводом, включая компьютерную клавиатуру и мышь, излучали мало или вообще не излучали электрического шума (50 Гц или 60 Гц) и чтобы все компоненты установки были правильно заземлены. Электрический шум в конфигурации с целой ячейкой при закрытии всех ионных каналов должен составлять < 0,5-1 пА.
Еще одним важным моментом является контроль за правильными осмолярностями рабочих растворов. Необходимо точно определить состав внутри- и внеклеточных растворов и правильно измерить их осмолярность. Внеклеточный раствор должен быть слегка гипотоническим по сравнению с раствором для пипетки, так как он приводит к незначительному отеку клеток и предотвращает закупорку пипетки мембраной сперматозоида. Примечание: если раствор пипетки слишком гипертонический и отличается от раствора для ванны более чем на 10 мОсм, происходит чрезмерное набухание клеток и разрыв уплотнения. В результате клетка будет хрупкой, а гигапечать будет потеряна в течение нескольких секунд после взлома. По нашему опыту, неаккуратная подготовка раствора является одной из самых распространенных ошибок, препятствующих успешному заплаточному зажиму.
Еще одним потенциальным препятствием, которого следует избегать, является пластик, содержащий пластификатор/фталат, а также шприцы, смазываемые минеральным маслом. Трубки, шприцы и все пластиковое оборудование, которое контактирует с растворами, а следовательно, и сперматозоиды, не должны выщелачивать пластификаторы или другие токсины или масла окружающей среды, поскольку такие химические вещества могут значительно изменить активность ионных каналов. В качестве основной перфузионной линии мы используем тефлоновые трубки малого диаметра. Тефлон (ПТФЭ) содержит мало выщелачиваемых соединений, но довольно жесткий. Гибкие соединения изготовлены из силиконовой трубки высокой чистоты, которая надевается на тефлоновую трубку. Во всех шприцах, используемых для системы перфузии, отсутствует смазка, так как минеральное масло или другие смазывающие присадки могут мешать записи ионных каналов.
Мы не можем переоценить важность использования правильного стекла и правильной формы микропипетки. Следовательно, оптимальное изготовление стеклянных микропипеток является предпосылкой для успешного патчинга. Для лучшего наполнения раствора мы используем стеклянные микропипетки, изготовленные только из боросиликатного стекла, содержащего филамент. Кончик пипеток должен быть отполирован огнем, чтобы обеспечить идеальную плотную прилегательность. Наконечники для пипеток, диаметр которых превышает 2 мкм (и, следовательно, имеют сопротивление 10 МОм или ниже), как правило, не подходят для патч-зажима сперматозоидов.
Еще одним важным шагом является обеспечение чистоты наконечника микропипетки от любого мусора или пузырьков воздуха до формирования уплотнения. Это сложная задача, учитывая, что микропипетка загружается в раствор, полный подвижных клеток. Одним из факторов, который помогает избежать случайного «удара» пипетки по свободно плавающим сперматозоидам, является использование постоянной перфузии для смывания всех неадгезивных клеток. Еще одним инструментом является самодельная «U-образная трубка», которая позволяет переключаться между режимами положительного и отрицательного давления, чтобы сохранить наконечник чистым (Рисунок 11 и Рисунок 12).
Поскольку сперматозоиды сильно различаются по форме и размеру цитоплазматических капель (CD), важно выбрать каплю с подходящей морфологией. Как показано на рисунке 2, для патч-хомута подходят только компактные (1-3 мкм), гладкие, однородные и не чрезмерно набухшие компакт-диски. Крошечный, односторонний; «раздутые», полностью прозрачные компакт-диски имеют слабые уплотнения или вообще не имеют их. Компакт-диски, содержащие крупные растворимые частицы внутри, могут засорять записывающую пипетку. Когда сперматозоиды мышей из яичек попадают в придаток яичка, их CD располагаются в области шеи, близко к голове. Проходя через придаток яичка, их компакт-диски движутся вдоль средней части и в конечном итоге достигают соединения между средней частью и основной частью (кольцом), когда сперматозоиды достигают хвоста придатка яичка. Поэтому, как уже упоминалось выше, у сперматозоидов, выделенных из придатка яичка, КД обычно располагается близко к центру миштука. В каудальных клетках CD обычно может быть обнаружен близко к кольцу (рис. 2C). Для сперматозоидов человека CD расположен в области шеи (рис. 2A, B).
Хотя это не является проблемой для сперматозоидов, выделенных от лабораторных животных, существует значительная вариабельность между донорами-людьми. Различия в качестве спермы у одного и того же донора в основном влияют на качество плазматической мембраны сперматозоидов и иногда делают формирование уплотнения относительно сложным. Существует меньшая изменчивость в поведении ионных каналов и фармакологии, факторы, которые, вероятно, коррелируют с индивидуальной генетикой или физиологией. Нужно быть настойчивым и оценивать образцы от различных доноров в течение нескольких дней, а также полагаться на нескольких доноров-людей. Работа с человеческим материалом требует особого терпения, так как качество донорской спермы у одного и того же донора сильно различается в зависимости от различных факторов окружающей среды. Мы рекомендуем оценить образцы из разных дней донорства, чтобы принять окончательное решение о статусе донора. В то время как эякулированные очищенные сперматозоиды обычно пригодны для электрофизиологии в течение нескольких часов (до 12 часов после выделения для спермы человека), сперматозоиды придатка яичка мышей пригодны для патчинга только в течение 2 часов после выделения.
И последнее, но не менее важное: образование гигасил различается у сперматозоидов. Для сперматозоидов мыши/грызунов образование гигасил происходит практически мгновенно, в то время как для формирования гигаseal с человеческим сперматозоидом требуется несколько секунд (а иногда и до минуты). Часто первоначальное всасывание приводит к входному сопротивлению в диапазоне от 200 МОм до 800 МОм. Переключение удерживающего потенциала на -60 мВ и обеспечение "Membrane Test" коротких импульсов до 10 мВ часто помогает предотвратить образование гигауплотнения (за счет индуцированного полем напряжения движения мембраны в пипетке).
Технология зажима пластыря сперматозоидных клеток позволяет детально изучить специфические ионные каналы в их естественной системе экспрессии. Успех методики зависит от надлежащего оборудования, высококачественных жизнеспособных сперматозоидов, чистых реагентов, базовых навыков электрофизиологии, терпения и настойчивости. Этот метод открывает новые горизонты в физиологии сперматозоидов, изучая эволюционное разнообразие ионных каналов, механизмы их регуляции и изменения в их функции по мере их перемещения из мужского репродуктивного тракта в женский и изменения под воздействием экзогенных условий, таких как pH и лиганды.
Авторам нечего раскрывать.
Эта работа была поддержана грантом NIH R01GM111802, премией Pew Biomedical Scholars Award 00028642, премией Альфреда. Слоуна FR-2015-65398 и завещанием Packer Wentz Endowment (P.V.L.). Эта работа также была поддержана Deutsche Forschungsgemeinschaft (Немецкое научно-исследовательское общество) 368482240/GRK2416 (to N.M.) и China Scholarship Council Fellowship to B.L. Мы благодарим доктора Дэна Фельдмана за обмен тканями крыс, Кэти Клустер и Стюарта Майерса из Калифорнийского университета в Дэвисе за помощь в получении сперматозоидов приматов, а также Стивена Мэнселла за помощь в сборе данных из сперматозоидов кабана и быка.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
IX71 with DIC optics | Olympus Inc | IX71 | Nikon TiU microscope can be used as well |
UplanSApo 60x | Olympus Inc | water immersion objective | |
Vibration-damping air table | Newport Inc | TMC airtables or similar can be used | |
Axopatch™ 200B amplifier | Axon™ /Molecular Devices | Sutter IPA®/Double IPA® Integrated patch clamp system is also an excellent amplifier | |
Axon Digidata analog to digital converter | Axon™ /Molecular Devices | 1440 or 1550 | can be used as well |
Vapor pressure osmometer | Wescor | model 5600 | |
MPC 385 micromanipulator | Sutter Instruments, Novato CA | MPC 385 | The Eppendorf micromanipulator TransferMan series can be also used |
Micropipette puller | Sutter Instruments, Novato CA | P1000 | P97 can be used |
MicroForge | Narishige | MF-830 | Should be equiped with Nikon MPlan 100/0.80 ELWD 210/0 objective |
Faraday cage | Homemade | to shield the setup from ambient electrical interference | |
5 mm glass Cover Slips | WPI | #502040 | |
Perfusion chamber | Warner Instruments, Inc | RC-24E | |
Borosilicate glass capilary | Sutter Instruments, Novato CA | BF 150-85-7.5 | outer diameter 1.5 mm, inner diameter 0.86 mm and an internal filament |
Teflon manifold MP-8 | Warner Instruments, Inc | 64-0211 | Teflon 8-position perfusion manifold |
Nunc 4-well plate | Nunc | #179820 | |
1 X HTF buffer | EmbryoMax | MR-070-D | capacitation solution |
SA-Oly/2 stage adapter | Warner Instruments, Inc | for series 20 platforms | only for Olympus microscope |
Magnetic heated platform | Warner Instruments, Inc | PM-1 or similar series | to hold RC-24E chamber |
MAG-1 magnetic clamp | Warner Instruments, Inc | #64-0358 | |
Microelectrode holder with 2mm Ag/AgCl pellet | WPI | MEH3F4515 | |
Stopcock with Luer connections; 4-way; male lock | Cole-Parmer, Inc | EW-30600–09 | |
female luer hose barb adapter, 1/16” | Cole-Parmer, Inc | EW-45508–00 | |
Polytetrafluoroethylene (PTFE) perfusion tubing | Cole-Parmer, Inc | EW-06417–21 | (Microbore PTFE Tubing, 0.022” ID × 0.042” OD) |
Silicone connector tubing (platinum-cured silicone tubing, 1/32” ID × 3/32” OD) | Cole-Parmer, Inc | EW-95802–01 | |
Manifold connector tubing (PTFE Tubing, 1/32” ID × 1/16” OD) | Cole-Parmer, Inc | EW-06407–41 | |
male Luer series barb adapter, 1/16” | Cole-Parmer, Inc | 45518–00 | |
Male Luer integral lock adapter 1/8” | Cole-Parmer, Inc | 45-503-04 | |
Silicone connector tubing | Dow Silicone Corporation; MI | #508-008 | |
Syringes | Fisher Scientific or VWR | Air-Tite, Norm-Ject Luer | 1 mL, 3mL, and 20 mL |
NaCl | Sigma-Aldrich | S7653 | |
KH2PO4 | Sigma-Aldrich | 60216 | |
MgSO4 x 7.H2O | Sigma-Aldrich | 63140 | |
CaCl2 x 2.H2O | Sigma-Aldrich | 21097 | |
HEPES | Sigma-Aldrich | H7523-250G | |
Glucose | Sigma-Aldrich | G8270 | |
Sodium lactate (60% w/w) | Sigma-Aldrich | L7900 | |
Sodium pyruvate | Sigma-Aldrich | P2256 | |
EDTA | Sigma-Aldrich | BCBG2421V | |
CsMeSO3 | Sigma-Aldrich | C1426 | Cesium methanesulfonate |
KCl | Fisher Scientific | P217 | |
EGTA | Sigma-Aldrich | BCBF5871V | |
Tris-HCl | Quality Biological | 315-006-721 | 1 M solution of similar |
NaOH | Sigma-Aldrich | 221465 | |
CsOH | Sigma-Aldrich | 232041 | |
Embryomax Human Tubal Fluid medium: | Millipore | MR-070-D | capacitation medium for murine sperm cells |
(Embryomax-HTF) | |||
Animals | |||
Male Wistar rats | Wistar | Harlan Laboratories (Livermore, CA) | adult rats |
Male C57BL/6 mice | C57BL/6 mice | Harlan Laboratories (Livermore, CA) | 3-6 month old |
Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи
Запросить разрешениеThis article has been published
Video Coming Soon
Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены