Le lavage broncho-alvéolaire et l’injection d’acide oléique chez le porc en tant que modèle à double succès pour le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA)

Il existe différents modèles animaux complexes pour étudier la physiopathologie du syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA). Le lavage broncho-alvéolaire et les lésions pulmonaires induites par l’injection d’acide oléique conviennent comme nouveau modèle animal à double impact pour l’étude du syndrome de détresse respiratoire aiguë.

Le traitement du SDRA continue de poser des défis majeurs aux médecins en soins intensifs au 21e siècle, avec des taux de mortalité atteignant encore jusqu’à 50 % dans les cas graves. D’autres efforts de recherche sont nécessaires pour mieux comprendre la physiopathologie complexe de cette maladie. Il existe différents modèles animaux bien établis pour induire des lésions pulmonaires aiguës, mais aucun n’a été en mesure d’imiter de manière adéquate les mécanismes pathologiques complexes du SDRA. Le facteur le plus crucial pour le développement de cette affection est l’endommagement de l’unité capillaire alvéolaire. La combinaison de deux modèles bien établis de lésions pulmonaires nous permet d’imiter plus en détail le mécanisme pathologique sous-jacent. Le lavage broncho-alvéolaire (BAL) entraîne une appauvrissement en tensioactif ainsi qu’un collapsus alvéolaire. L’instillation répétée de volumes de liquide provoque une hypoxémie ultérieure. L’épuisement des tensioactifs est un facteur clé du SDRA chez l’homme. Le BAL est souvent associé à d’autres approches de lésions pulmonaires, mais pas encore avec un deuxième coup suivi d’une injection d’acide oléique (OAI). L’injection d’acide oléique entraîne une altération sévère des échanges gazeux, une détérioration de la mécanique pulmonaire et une perturbation de la barrière alvéolo-capillaire. L’OAI imite la plupart des effets attendus du SDRA, à savoir une inflammation prolongée du tissu pulmonaire avec une augmentation des fuites alvéolaires et des troubles des échanges gazeux. L’inconvénient de la combinaison de différents modèles est la difficulté de déterminer l’influence sur les lésions pulmonaires causées par le BAL seul, l’OAI seul ou les deux ensemble. Le modèle présenté dans ce rapport représente la combinaison de BAL et d’OAI en tant que nouveau modèle de lésions pulmonaires à double impact. Ce nouveau modèle est facile à mettre en œuvre et constitue une alternative pour étudier différentes approches thérapeutiques dans le SDRA à l’avenir.

Le syndrome de détresse respiratoire aiguë (SDRA) est une maladie caractérisée par une altération des échanges gazeux et une infiltration pulmonaire, qui nécessite souvent un traitement en soins intensifs. La mortalité due aux SDRA sévères reste élevée (jusqu’à 50 %) dans le monde entier, malgré près de 50 ans de recherches approfondies¹. Le SDRA est défini par la définition de Berlin, qui comprend des critères diagnostiques tels que le timing, l’imagerie thoracique, l’origine de l’œdème et l’hypoxémie². Pour mieux catégoriser les patients présentant différents niveaux de gravité du SDRA, trois degrés différents d’hypoxémie sont définis : légère (200 mmHg < PaO₂/FIO₂ ≤ 300 mmHg), modérée (100 mmHg < PaO₂/FIO₂ ≤ 200 mmHg) et sévère (PaO₂/FIO₂ ≤ 100 mmHg)². Différents modèles animaux axés sur les lésions pulmonaires sont largement utilisés et acceptés pour examiner les changements physiopathologiques et les différentes approches thérapeutiques dans le SDRA³.

Des modèles animaux utilisant des endotoxines (p. ex., perfusion intraveineuse de bactéries, ligature cæcale et ponction pour imiter une lésion pulmonaire induite par une septicémie), des modèles d’ischémie/reperfusion, des modèles de SDRA fumé/brûlé, des modèles de perfusion d’acide oléique et des modèles de lavage broncho-alvéolaire sont connus³. Chaque modèle ne représente que quelques changements physiopathologiques, avec des avantages et des inconvénients pour les résultats de l’étude3. Cela ne reflète pas la complexité de la maladie SDRA. La combinaison de deux modèles éprouvés permet de tirer de meilleures conclusions sur la physiopathologie du SDRA. Dans le modèle présenté, nous avons combiné le lavage broncho-alvéolaire et la perfusion d’acide oléique pour imiter la complexité du SDRA humain. L’acide oléique est un acide gras insaturé qui agit directement sur l’unité alvéolo-capillaire des poumons en déclenchant l’activation des récepteurs immunitaires innés, provoquant par la suite l’accumulation de neutrophiles, la production de cytokines pro-inflammatoires et la mort cellulaire ^4,5. La perfusion d’acide oléique induit une hypoxémie sévère, une augmentation de la pression artérielle pulmonaire et une accumulation d’eau pulmonaire extravasculaire. L’hypotension et la dépression myocardique dues à une insuffisance ventriculaire droite surviennent souvent. L’induction de lésions pulmonaires par un lavage broncho-alvéolaire (BAL) répété avec une solution électrolytique équilibrée réduit la concentration en lipides tensioactifs alvéolaires³. Les tensioactifs diminuent la tension superficielle alvéolaire et empêchent l’affaissement alvéolaire. Le BAL provoque une hypoxémie immédiate et une augmentation de la différence d’oxygène alvéolaire-artériel³. Le SDRA humain est également associé à l’épuisement du surfactant³. Les inconvénients de ce modèle combiné sont la nécessité d’un accès veineux central, d’une intubation et d’une anesthésie générale. De plus, la pertinence mécaniste discutable (par exemple, l’infusion d’acide oléique) pour les aspects translationnels reste incertaine. Au moins, il est difficile de déterminer quelle partie de la lésion pulmonaire (BAL ou OAI, ou les deux ensemble) contribue aux lésions pulmonaires. Les avantages de ce modèle sont sa facilité d’utilisation chez de grands animaux avec une surveillance et une instrumentation familières similaires à celles des patients humains (aucun équipement spécial requis), la bonne reproduction des principaux aspects du SDRA et la possibilité d’étudier un SDRA isolé sans inflammation systémique (par exemple, des modèles d’endotoxines). Dans l’article suivant, nous donnons une description détaillée des lésions pulmonaires à double coup (BAL et OAI) chez les porcs et fournissons des données représentatives pour caractériser la stabilité des compromis de la fonction pulmonaire.

Toutes les expériences sur les animaux décrites ici ont été approuvées par le comité de protection des animaux de l’institution et de l’État (Landesuntersuchungsamt Rheinland-Pfalz, Coblence, Allemagne ; numéro d’approbation G18-1-044) et ont été menées conformément aux directives de la Société européenne et allemande des sciences des animaux de laboratoire.

1. Anesthésie, intubation et ventilation mécanique

1. Retenez la nourriture pendant 6 heures avant l’anesthésie pour réduire le risque d’aspiration, mais laissez libre accès à l’eau pour réduire le stress.
2. Injectez une combinaison de kétamine (4 mg∙^kg-1) et d’azaperone (8 mg∙^kg-1) par voie intramusculaire pour la sédation pendant que l’animal est dans la boîte de l’animal.
3. Établir un cathéter veineux avec un cathéter veineux périphérique commun (20 G) dans une veine de l’oreille après désinfection locale à l’alcool.
4. Commencez à surveiller la saturation périphérique en oxygène (SpO₂) en clipsant le capteur sur l’une des oreilles ou la queue de l’animal.
5. Injecter du fentanyl (4 μg∙^kg-1), du propofol (3 mg∙^kg-1) et de l’atracurium (0,5 mg∙^kg-1) pour l’induction de l’anesthésie.
6. Placez le porc en position couchée sur la civière.
7. Aérez le porc avec un masque adapté aux animaux avec une pression inspiratoire maximale inférieure à 20 cmH₂O, une PEP de 5 cmH₂O, une fréquence de 14-16 /min et une FiO₂ de 1,0.
8. Commencer une perfusion continue avec une solution d’électrolyte équilibrée (5 mL∙^kg-1∙^h-1), du propofol (8-12 mg∙^kg-1∙^h-1) et du fentanyl (0,1-0,2 mg^∙kg-1∙^h-1) pour maintenir l’anesthésie.
9. Pour l’intubation, utilisez une sonde endotrachéale commune adaptée à l’animal (p. ex., poids de 25 à 30 kg, sonde endotrachéale ID 6-7) armée d’un introducteur de sonde endotrachéale et d’un laryngoscope commun muni d’une lame Macintosh 4. Deux personnes sont nécessaires.
   1. Personne 1 : Tirez la langue d’une main et appuyez sur le museau de l’autre.
   2. Personne 2 : Insérez le laryngoscope et avancez-le comme d’habitude jusqu’à ce que l’épiglotte puisse être visualisée.
10. Tirez le laryngoscope vers le haut pour visualiser les cordes vocales. Parfois, l’épiglotte « colle » au palatin mou. Si c’est le cas, mobilisez-le avec la pointe du tube.
11. Insérez le tube dans les cordes vocales et tirez sur l’introducteur.
12. Bloquez le ballon du tube.
13. Connectez le tube au ventilateur et vérifiez le bon positionnement par capnographie et auscultation.
14. Démarrer la ventilation mécanique (volume courant 6-8 mL/kg, PEP 5 cmH₂O, FiO₂ 0,4, fréquence pour maintenir etCO₂ entre 35 et 45 mmHg).

2. Instrumentation

1. Rétractez les pattes arrière avec des bandages pour cathétériser les vaisseaux nécessaires. Une cathéter artériel, une gaine d’introduction artérielle, une gaine veineuse centrale et une gaine d’introduction veineuse pour la mise en place d’un cathéter artériel pulmonaire sont nécessaires.
2. Désinfectez généreusement la zone fémorale avec une désinfection alcoolique. En fonction des examens prévus, une approche plus ou moins aseptique est utilisée.
3. Préparez les cathéters en les rinçant avec une solution saline.
4. Placez la sonde à ultrasons sur le ligament inguinal et recherchez des vaisseaux fémoraux.
5. Tournez la sonde à 90° pour visualiser complètement l’artère fémorale dans l’axe long. Si nécessaire, il est également possible dans différentes circonstances d’utiliser la vue à axe court pour visualiser pleinement l’artère fémorale.
6. Canulation de l’artère fémorale sous visualisation échographique en ligne avec l’aiguille de l’introducteur réglée dans la technique de Seldinger. Lorsque du sang brillant s’écoule, introduisez le fil-guide et rétractez l’aiguille.
7. Visualisez la veine fémorale et canulez la veine sous échographie, visualisation par ultrasons en ligne et aspiration continue avec l’aiguille de l’ensemble introducteur. Lorsque le sang veineux est aspirable, débranchez la seringue et insérez le fil-guide. Rétractez l’aiguille.
8. Vérifiez la position des fils à l’aide d’ultrasons.
9. Insérez la ligne artérielle et la ligne veineuse sur les fils-guides placés.
10. Répétez la ponctuation artérielle et veineuse de l’autre côté et insérez les gaines d’introduction selon la technique de Seldinger comme décrit ci-dessus.
11. Connectez le cathéter artériel et le cathéter veineux à un transducteur.
12. Placez les deux transducteurs au niveau du cœur et basculez les robinets d’arrêt à trois voies des deux transducteurs ouverts à l’atmosphère pour calibrer le système à zéro.
    REMARQUE : Il est nécessaire d’éviter les bulles d’air et les taches de sang dans le système pour générer des valeurs plausibles.
13. Basculez la perfusion de propofol et de fentanyl dans l’un des ports de la ligne veineuse centrale.
14. Calibrez la sonde pour des mesures ultrarapides de pO₂ et insérez-la dans la gaine d’introduction artérielle.
    REMARQUE : La mesure de pO₂ avec la sonde pour la mesure ultrarapide de pO₂ n’est pas obligatoire mais permet de visualiser les changements en temps réel de pO₂.

3. Insertion d’un cathéter artériel pulmonaire

1. Vérifiez que le ballonnet du cathéter artériel pulmonaire (PAC) n’est pas endommagé.
2. Connectez-vous à la sonde et calibrez-la.
3. Insérez le PAC à travers la gaine d’introduction (ballon dégonflé).
4. Lorsque le PAC est passé à travers la gaine d’introduction (15-20 cm), gonflez le ballon.
5. Faites progresser le CAP et surveillez les formes d’onde typiques (vaisseaux veineux, oreillette droite, ventricule droit, artère pulmonaire, pression du coin capillaire pulmonaire). Dégonflez le ballonnet et vérifiez si le sang peut être aspiré par tous les orifices du PAC.

4. Induction d’une lésion pulmonaire : d’abord frappée par le lavage broncho-alvéolaire

1. Préparez une solution électrolytique équilibrée stérile (p. ex. Sterofundin) réchauffée à 40 °C.
   REMARQUE : Une solution électrolytique équilibrée stérile est utilisée pour éviter la pollution pulmonaire.
2. Changez le FiO₂ de 0,4 à 1,0 en 10 min avant d’effectuer le lavage broncho-alvéolaire.
3. Démarrez la mesure ultra-rapide du pO₂.
4. Préparez la noradrénaline pour la perfusion continue et pour l’injection en bolus (si la pression artérielle moyenne < 60 mmHg). Connectez le pousse-seringue de noradrénaline à l’un des orifices du cathéter veineux central sans le démarrer.
5. Verser 30 mL∙^kg-1 de la solution d’électrolyte équilibré stérile réchauffée dans un entonnoir. Vérifiez que l’entonnoir peut être connecté à la sonde endotrachéale.
6. Débranchez le tube sans perte de PEP en inspiration du ventilateur.
7. Connectez l’entonnoir à la sonde endotrachéale.
8. Soulevez manuellement l’entonnoir à 1 m au-dessus de l’animal.
9. Ouvrez le capuchon et instillez la quantité totale de la solution électrolytique équilibrée réchauffée de l’entonnoir dans le tube endotrachéal pendant 30 s en utilisant la pression hydrostatique.
10. Après 30 s, retirez la solution infusée en abaissant l’entonnoir à 1 mètre sous l’animal et vidangez passivement le liquide de lavage. Reconnectez l’animal au ventilateur pour l’oxygénation.
11. Prélevez le liquide de lavage retiré et notez la quantité. Il est nécessaire de calculer la clairance du liquide alvéolaire.
    REMARQUE : Ne réutilisez pas la solution d’électrolyte équilibré après un lavage pour maximiser le lavage du tensioactif.
12. Aspirez le reste de la solution dans le tube à l’aide de cathéters d’aspiration.
13. Surveillez de près l’hémodynamique après le lavage broncho-alvéolaire et gardez de la noradrénaline à portée de main. Si nécessaire, administrez de la noradrénaline en bolus ou en perfusion continue pour stabiliser la pression artérielle (comparer à l’étape 4.4).
14. Répéter la perfusion d’une solution d’électrolyte équilibré de 30 mL∙^kg-1 comme décrit aux étapes 4.5 à 4.13 jusqu’à ce que le rapport PaO₂/FiO₂ soit inférieur à 250 mmHg. Quatre à cinq répétitions du lavage broncho-alvéolaire peuvent être nécessaires.
15. Si le rapport PaO₂/FiO₂ est inférieur à 250 mmHg, commencer par l’induction de lésions pulmonaires par injection d’acide oléique. Ne modifiez pas les paramètres du ventilateur pendant cette procédure.

5. Induction d’une lésion pulmonaire : deuxième coup par injection d’acide oléique

1. Préparez une solution d’acide oléique : 0,1 mL∙^kg-1 d’acide oléique dans une seringue de 20 mL et connectez-la à un robinet d’arrêt à 3 voies. Prélever 2 ml de sang dans une autre seringue de 20 ml. Ajoutez du sérum physiologique jusqu’à un volume total de 20 ml dans les deux seringues et connectez la deuxième seringue également au robinet d’arrêt à 3 voies.
   ATTENTION : Utilisez des gants et des lunettes de protection lorsque vous travaillez avec de l’acide oléique.
2. Préparez la noradrénaline pour la perfusion continue et pour l’injection en bolus (si la pression artérielle moyenne < 60 mmHg). Connectez le pousse-seringue de noradrénaline à l’un des orifices du cathéter veineux central sans le démarrer.
3. Continuez à surveiller la mesure ultrarapide de la pO₂ qui est toujours en cours. FiO₂ est toujours 1.0.
4. Connectez le robinet d’arrêt à 3 voies à l’orifice proximal du PAC.
5. Mélangez soigneusement l’acide oléique et le mélange sang/sérum physiologique en déplaçant à plusieurs reprises la solution d’une seringue à l’autre seringue et vice versa via le robinet à trois voies et continuez à mélanger tout le temps. Lorsqu’il s’agit d’une émulsion homogène, injecter 2 mL de l’émulsion et continuer à mélanger.
   REMARQUE : Si le mélange s’arrête, l’émulsion peut se séparer en une partie lipophile et une partie hydrophile.
6. Surveillez de près l’hémodynamique après l’injection d’acide oléique et gardez la noradrénaline à portée de main. Si nécessaire, administrez de la noradrénaline en bolus ou en perfusion continue pour stabiliser la pression artérielle (comparer à l’étape 5.2).
   REMARQUE : Soyez vigilant ; Les animaux peuvent mourir au cours de cette procédure.
7. Répéter l’injection de 2 mL de la solution toutes les 3 minutes jusqu’à ce que le rapport PaO₂/FiO₂ soit inférieur à 150 mmHg.
8. Si la seringue est vide avant que le rapport PaO₂/FiO₂ ne soit compris entre 100 et 200 mmHg, préparez 2 autres seringues comme décrit à l’étape 5.1. Répétez les étapes 5.5-5.8 jusqu’à ce que le rapport PaO₂/FiO₂ tombe entre 100 et 200 mmHg.
   REMARQUE : Une demi-seringue à pleine d’acide oléique et le mélange sang/sérum physiologique sont généralement nécessaires.
9. Si le rapport PaO₂/FiO₂ est compris entre 100 et 200 mmHg, attendez 30 min et vérifiez à nouveau. S’il est constamment inférieur à 200 mmHg, commencer l’expérience/le traitement ; Sinon, préparez 2 autres seringues comme décrit à l’étape 5.1 et répétez les étapes 5.5 à 5.9.
   REMARQUE : Après l’induction d’une lésion pulmonaire telle que décrite, l’altération de la fonction pulmonaire peut rester stable ou se détériorer ou même s’améliorer dans certaines limites.

6. Fin de l’expérience et euthanasie

1. Injectez 0,5 mg de fentanyl en plus de l’anesthésie continue et attendez 5 min. Injectez 200 mg de propofol et 40 mmol de chlorure de potassium pour tuer l’animal sous anesthésie profonde.

Le rapport PaO₂/FiO₂ diminue après un lavage broncho-alvéolaire et une application fractionnée d’acide oléique (Figure 1). Étant donné qu’il n’est pas clair de prédire l’impact du lavage broncho-alvéolaire (par exemple, l’impact de la dose d’acide oléique fractionné) sur le rapport PaO₂/FiO₂, il est recommandé de surveiller le rapport PaO₂/FiO₂ tout en induisant la lési...

La méthode décrite pour provoquer une lésion pulmonaire grave chez les porcs convient à l’étude de différentes options de traitement dans le SDRA. Le modèle à double coup imite deux éléments centraux du mécanisme pathologique du SDRA : la perte de l’unité alvéolaire-capillaire et la perturbation de la barrière endothéliale⁷. En raison des deux résultats, il est important de disposer d’un protocole d’étude avec des valeurs cibles prédéfin...

Tous les auteurs ne divulguent aucun conflit d’intérêts financier ou autre.

Les auteurs tiennent à remercier Dagmar Dirvonskis pour son excellent support technique.