We appreciate Feifei Zhang for the helpful discussions. We are grateful to Jing Gao and Yixuan Sun for the technical assistance and to Zhengshuai Liu and Fengguang Ma for the animal studies.

全ての動物実験プロトコルは、生物科学のための栄養科学研究所、上海研究所、中国科学院（上海、中国）での制度的動物のケアと使用委員会によって承認されました。 1. DIOマウスモデル<ol><li> HFHS送り <ol><li> 40キロカロリー％の脂肪と40キロカロリー％のスクロースを含んでHFHSで8週齢の雄性C57BL / 6マウスを養います。 12時間明暗サイクル条件でそれらを収容します。 </li><li> 4 16週間HFHS食事送り状態でマウスを保管してください。体重を毎週チェックしてください。 </li></ol></li><li> 身体組成分析と、擬似カラー画像解析 <ol><li>身体組成分析器分析をマウスに施します。 <ol><li>プラスチックチューブ内に意識し、ない麻酔したマウスを固定します。先に2に記載のように、体脂肪量、除脂肪体重、およびNMRシステムを用いて流体を測定します。 </li></ol></li><li> MRIシステムを用いて、各マウスの全身をスキャンします。 <ol><li>腹腔内注射（25μL/ g）を介して、1％のアベルチンでマウスを麻酔し、特殊なガラス管に画像解析を行います。 注：イメージングのプロセスは、各マウスでほぼ0.5時間持続します。測定が完了すると、それらのケージにマウスを返します。 </li></ol></li><li>背側、中間、腹側の層にマウスの全身をスキャン。垂直方向に肝臓をスキャンします。 =セクションの厚さは= 3ミリメートル、TE = 14.8ミリ、TR = 400ミリ秒、FOVRead = 100ミリメートル、FOVPhase = 100ミリメートル、およびスキャン数、ミクロン192×256 = K・スペース：0.55 Tのマグネットを使用して、次の機器パラメータマウスのすべてのグループに同じ磁気条件を使用して8.スキャン。 </li><li>信号強度9に記載の擬似カラー画像にグレースケール画像の地図。 </li></ol></li><li> マウスの安楽死 <ol><li> dissecti滅菌このような鉗子やハサミなどngのツール。 </li><li>ペーパータオル上で十分なイソフルランを注ぎ、イソフルランは、ガラスジャーに揮発しましょう。マウスをイソフルランにより安楽死させていることを確認します。 </li><li>オペレーティングテーブルの上にマウスを修正しました。 75％エタノールで各腹部をスプレーハサミを使って剣状突起の真皮中の切開を行い、腹膜を露出させるために手で正中線を通って長手方向真皮を引き裂きます。 </li><li>ピンセットで剣状突起をクランプし、内臓を露出するために、リブの底部を通って腹膜縦横を切りました。 </li><li>心臓穿刺によってEDTAでコーティングされたチューブ内の血液を採取します。 </li><li>肝臓に沿って横隔膜をカットし、慎重に細かいハサミを使用してenterocoeliaから肝臓を削除します。以下の脂質測定のために肝臓組織の3枚をカット：H＆E染色のためのa）は、6×3×3ミリメートル、b）はオイルレッドO染色のための6×3×3ミリメートル、及びクロロホルムのための肝臓のc）に20-40ミリグラム/メタノール抽出。 </li></ol></li><li> H＆E染色 <ol><li> 4℃で一晩4％リン酸緩衝ホルマリン、酢酸で肝臓を修正した後、パラフィンワックスに埋め込みます。 </li><li>以前に3、10を説明したように、パラフィン切片（5μm）をカットし、H＆E染色用ガラススライド上にマウントします。 </li></ol></li><li> オイルレッドO染色 <ol><li>リージェント準備<ol><li> 10％ホルマリン、60％イソプロパノール、ヘマトキシリン、およびグリセロールゼリーとオイルレッドO作業溶液を準備します。イソプロパノール100mLでオイルレッドO粉末0.5gを溶解し、0.5％のストック溶液を作るために60℃の浴中で加熱。 </li><li> 2の比率（のddH 2 Oの3ストック溶液のmL及び2 mLの）：3で二回蒸留水（ddH 2 O）で希釈します。ワーキング溶液を濾過し、室温で少なくとも10分間放置しました。 </li></ol></li><li> APにおける最適切断温度（OCT）化合物中の肝臓を埋め込みますラスチック埋め込みボックス。 30分間-20℃でそれをフリーズします。スライド上の組織をマウントし、凍結ミクロトームで8μmのセクションにそれをカットし、室温で30分間置きます。 </li><li>染色槽の底部にペーパータオルを置き、紙タオルを濡らし、10％ホルマリンを少量注ぎます。染色用浴槽のご利用にスライドを置き、4℃で5分間、ホルムアルデヒド蒸気中で凍結切片を固定します。 </li><li> 3秒間の染色用浴槽の60％イソプロパノールでスライドを浸します。一回繰り返します。 </li><li>すべての組織をカバーし、15分間インキュベートするスライドにオイルレッドO作業溶液を数滴を追加します。室温で光から組織を保護します。 </li><li> 3秒間の染色用浴槽内の新しい60％イソプロパノールでスライドをすすぎます。二回繰り返します。 </li><li>静かに二回蒸留水を介してスライドをすすぎ、組織の周りに水を除去します。組織を乾燥しないように注意してください。 </li><li> 1分間ヘマトキシリンでスライドを置き、5月10日のために水道水で軽くすすぎます分。静かに二回蒸留水でスライドを洗浄し、カバースリップを置くために準備ができるまで、蒸留水に保管してください。 </li><li>電子レンジでグリセロールゼリーを加熱し、組織の上に数滴を置きます。ゆっくり上にカバースリップを配置し、気泡を形成しないように注意してください。 </li><li>顕微鏡下で染色を観察し、20Xと40Xの目的を使用して特性の画像をキャプチャします。 </li></ol></li><li> 肝臓脂質の測定 <ol><li>新しい2 mLのプラスチック製遠心管に解剖し、肝臓組織を置きます。ホモジナイザーでPBS 1mLに均質化し、新しい15-mLのガラス管に、溶解物を移します。 </li><li> 5クロロホルム/メタノールmLの（2：1、v / v）の追加ソリューション、ボルテックス1分間激しく混合し、そして氷上で2時間放置。 </li><li> 4℃で10分間、1650×gで遠心分離します。上部メタノール層、中間のタンパク質ディスク、およびボトムクロロホルムおよび脂質：混合物を3層に分離する必要があります。 </li><li>トラン<html>ガラスパスツールピペットを使用して、新しいガラス管に下相sfer。塔底留分の一滴を取得する必要はありません。氷の上に置き、チューブを設定します。 </li><li>積極的に前のチューブ、ボルテックスに残った上清画分にクロロホルムの4のMgCl 2および1.5 mLの600μLのを追加します。 4℃で10分間、1,650×gで30分間遠心分離氷上でインキュベートします。 </li><li>パスツールピペットを用いて、第1下相管を下相を兼ね備えています。上部と中間層を捨てます。 </li><li> 37℃の浴中で窒素ガス下でクロロホルムを蒸発させます。 1％トリトンX-100 /クロロホルム200μLで十分ガラス管の側面を洗浄（v / v）です。窒素ガス下で蒸発します。最終エマルジョンを作るためにも200のddH 2 OのμLと渦を有する脂質を溶解させます。 </li><li>製造業者のプロトコルに従って、トリグリセリドまたはコレステロールキットを使用して、総トリグリセリド（TG）及びコレステロール（TC）レベルを測定します外部参照&quot;&gt; 3。 注記：タンパク質定量3によって決定される脂質値は、最初のホモジネート中のタンパク質濃度のものに正規化されます。 </li></ol></li></ol> 2.初代マウス肝細胞モデル<ol><li> マウス初代肝細胞の単離 <ol><li> （腹腔内に10μL/ g）を6％抱水クロラールで各マウスを麻酔。 </li><li>以前に10を説明したように、初代肝細胞を分離します。オイルレッドO染色のために6ウェルプレートにコラーゲンコーティングされたガラスカバースリップ上で細胞を増殖させます。脂質抽出のために、10cmの細胞培養ディッシュ10上の細胞を播種します。 </li></ol></li><li> 細胞処理およびオイルレッドO染色 <ol><li>飢餓培地2mLで培地を交換し、37℃で24時間インキュベートします。 30 mMグルコースおよび100nMのインスリンでそれを扱います。 24時間37℃で培養インキュベーター中でそれをインキュベートします。 </li><li>培地を吸引除去します。 PBSの2 mLを加え、培地を洗浄するために穏やかに旋回。一回繰り返します。 </li><li>ゴムバンド付きスライドにカバースリップを修正しました。外表面に付着した細胞を公開します。 （ステップ1.5）上記のようにオイルレッドO染色を実行します。 注：脂質蓄積の基礎レベルは、血清飢餓の後、高グルコース+インスリン治療で刺激します。脂質滴は、オイルレッドO染色により可視化されます。 </li></ol></li><li> 脂質の測定 <ol><li>同じ条件（ステップ2.2.1）で、高グルコース+インスリンで肝細胞を扱います。各10cmの細胞培養皿に1mLのPBSを追加します。細胞を掻き落とし、100μLのアリコートをタンパク質定量のために、新鮮な1.5 mLチューブに転送され、そこから新たな15-mLのガラス管の中にそれらを収穫。 </li><li>細胞の残りの900μLに：クロロホルム/メタノール4mLの（1、V / V 2）を追加します。おおよそ20ビープ音のための超音波処理した後、激しく渦解放します細胞中の脂質。氷上で2時間混合物をインキュベートします。脂質抽出（ステップ1.6）を実行します。 </li></ol></li></ol>

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	<li>Angulo, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Medical+progress+-+Nonalcoholic+fatty+liver+disease.">Medical progress - Nonalcoholic fatty liver disease.</a> New England Journal of Medicine. 346 (16), 1221-1231 (2002).</li><li>Chen, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+ATF6+Increases+Fatty+Acid+Oxidation+to+Attenuate+Hepatic+Steatosis+in+Mice+through+Peroxisome+Proliferator-Activated+Receptor+Alpha.">Hepatic ATF6 Increases Fatty Acid Oxidation to Attenuate Hepatic Steatosis in Mice through Peroxisome Proliferator-Activated Receptor Alpha.</a> Diabetes. 65 (7), 1904-1915 (2016).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMPK+phosphorylates+and+inhibits+SREBP+activity+to+attenuate+hepatic+steatosis+and+atherosclerosis+in+diet-induced+insulin-resistant+mice.">AMPK phosphorylates and inhibits SREBP activity to attenuate hepatic steatosis and atherosclerosis in diet-induced insulin-resistant mice.</a> Cell Metab. 13 (4), 376-388 (2011).</li><li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hepatic+SIRT1+attenuates+hepatic+steatosis+and+controls+energy+balance+in+mice+by+inducing+fibroblast+growth+factor+21.">Hepatic SIRT1 attenuates hepatic steatosis and controls energy balance in mice by inducing fibroblast growth factor 21.</a> Gastroenterology. 146 (2), 539-549 (2014).</li><li>Esau, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=miR-122+regulation+of+lipid+metabolism+revealed+by+in+vivo+antisense+targeting.">miR-122 regulation of lipid metabolism revealed by in vivo antisense targeting.</a> Cell Metabolism. 3 (2), 87-98 (2006).</li><li>Kanda, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MCP-1+contributes+to+macrophage+infiltration+into+adipose+tissue,+insulin+resistance,+and+hepatic+steatosis+in+obesity.">MCP-1 contributes to macrophage infiltration into adipose tissue, insulin resistance, and hepatic steatosis in obesity.</a> Journal of Clinical Investigation. 116 (6), 1494-1505 (2006).</li><li>Cohen, J. C., Horton, J. D., Hobbs, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+fatty+liver+disease:+old+questions+and+new+insights.">Human fatty liver disease: old questions and new insights.</a> Science. 332 (6037), 1519-1523 (2011).</li><li>Hebbard, L., George, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+nonalcoholic+fatty+liver+disease.">Animal models of nonalcoholic fatty liver disease.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 8 (1), 35-44 (2011).</li><li>Chen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Highly+effective+inhibition+of+lung+cancer+growth+and+metastasis+by+systemic+delivery+of+siRNA+via+multimodal+mesoporous+silica-based+nanocarrier.">Highly effective inhibition of lung cancer growth and metastasis by systemic delivery of siRNA via multimodal mesoporous silica-based nanocarrier.</a> Biomaterials. 35 (38), 10058-10069 (2014).</li><li>Gong, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fibroblast+growth+factor+21+improves+hepatic+insulin+sensitivity+by+inhibiting+mammalian+target+of+rapamycin+complex+1+in+mice.">Fibroblast growth factor 21 improves hepatic insulin sensitivity by inhibiting mammalian target of rapamycin complex 1 in mice.</a> Hepatology. 64 (2), 425-438 (2016).</li><li>Anstee, Q. M., Targher, G., Day, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progression+of+NAFLD+to+diabetes+mellitus,+cardiovascular+disease+or+cirrhosis.">Progression of NAFLD to diabetes mellitus, cardiovascular disease or cirrhosis.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 10 (6), 330-344 (2013).</li></ol>

著者は、彼らが競合する金融利害関係を持たないことを宣言します。 資金調達：この作品は、中国の国家自然科学基金（番号81270930、31471129、および31671224）と百タラント中国科学院のプログラム（2013OHTP04）YLへの助成金によってサポートされていました

NAFLDは、メタボリックシンドローム、肥満、インスリン耐性、または2型糖尿病（T2DM）11に関連付けられている進行性肝疾患のシリーズです。 NAFLDの顕著な特徴は、脂肪症、肝細胞における脂質の蓄積です。ここでは、方法のスペクトル表現型およびDIOマウスおよびマウス初代肝細胞を用いて、肝臓脂肪症のパラメータを特徴付けるために提示されています。この手順は、NAF...

肥満は、先進国と途上国で急成長している健康問題です。 NAFLD患者1で30と100パーセントの間の範囲の有病率で、頻繁に非アルコール性脂肪肝疾患（NAFLD）に関連付けられた共存条件の一つであることが報告されています。脂肪肝と肥満との間の強い相関関係を、食餌誘発性肥満（DIO）マウスモデルが広くNAFLD 2、3、4、5、6の開発に関連した複雑な分子機構を研究するために使用されます。肝臓脂肪症は、NAFLDの最も初期の段階であり、非アルコール性脂肪肝炎（NASH）、肝硬変、そして最終的に、肝臓癌7に進行することができます。したがって、この方法の全体的な目標は、肝脂肪変性条件の動物および細胞モデルを生成し、PRします効率的で正確な脂質測定のための詳細なプロトコルをovide。これらのモデルと測定値はまた、インスリン抵抗性および2型糖尿病のような他の代謝性疾患の研究に有用です。 肥満は、NAFLDのための主要な危険因子の一つであると同定されているように、洋風高脂肪食を模高脂肪、高スクロース食（HFHS）は、マウスにおいて肥満を誘導するために使用されます。その後、肝臓脂肪症の程度は、異なる方法を用いて評価することができます。まず、核磁気共鳴（NMR）を用いて、体重及び体組成の分析は、時間の供給中の脂質の蓄積を示します。脂肪量および除脂肪体重は、非侵襲性リアルタイム方法で定量することができます。 また、磁気共鳴イメージング（MRI）は、全身および脂肪の肝臓分布の両方を示すために使用されます。 MRI分析の階調信号が読みやすい擬似カラー画像に変換し、強度のできますグレースケールや色は半定量化可能です。この技術は、生きた動物における脂質蓄積を測定するためのユニークな利点を提供します。第二に、肝臓の組織学的分析は、肝臓脂肪症を決定するための最も一般的に使用される方法です。オイルレッドO染色は、肝細胞における脂肪滴のサイズと位置を示している、ヘマトキシリンおよびエオシン（H＆E）染色は、このような肝細胞形態学およびマクロファージ浸潤として、組織学的情報を提供します。第三に、クロロホルム/メタノール抽出を使用して、脂質含有量の分析は、肝臓脂質の正確かつ定量的な測定値です。総トリグリセリドおよびコレステロールレベルは、生化学的方法を用いて測定することができます。重要なのは、脂質抽出分析及びオイルレッドO染色はまた、遺伝子操作または薬学的に処理された肝細胞で使用することができます。 本発明の方法の利点は、肝臓の脂肪変性のモデルを生成するために、複数の最適化されたアプローチのその使用でありますそして総合インビボおよびインビトロの両方の表現型を特徴付けます。 DIOマウスモデルは、ヒトの脂肪肝疾患の病理学および代謝表現型を再現することができます。ヒトにおける他の代謝パラメータは、ウェル8のように、このモデルで複製することができます。高グルコース+インスリンに応答して脂肪変性肝細胞モデルの生成は、効率的で便利であり、費用と時間のかかるマウスの仕事の限界を克服します。まとめると、これらの方法は、栄養過負荷時の肝脂質障害およびインスリン抵抗性の研究のための十分かつ不可欠です。

<table><tbody><tr><td>O.C.T compound</td><td>SAKURA</td><td>4583</td><td></td></tr><tr><td>Oil Red O</td><td>Sigma</td><td>O0625-25G</td><td></td></tr><tr><td>Infinity Triglycerides kit</td><td>Fisher&amp;nbsp;Scientific</td><td>TR22421</td><td></td></tr><tr><td>Infinity Cholesterol kit</td><td>Fisher&amp;nbsp;Scientific</td><td>TR13421</td><td></td></tr><tr><td>Collagen type I, Rat tail</td><td>Millipore</td><td>08-115</td><td></td></tr><tr><td>DMEM (low glucose)</td><td>Invitrogen</td><td>11885-092</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin / Streptomycin</td><td>Invitrogen</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Invitrogen</td><td>10099141</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>cellgro</td><td>R21-040-CVR</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>cellgro</td><td>20-021-CV</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>TOCRIS Bioscience</td><td>3435</td><td>dissolve in PBS, 1 mM for stock</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma</td><td>G8270-100G</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus</td><td>BX53</td><td></td></tr><tr><td>Peristaltic pump</td><td>Longerpump</td><td>BT100-2J</td><td></td></tr><tr><td>10 cm cell culture dish</td><td>Corning</td><td>420167</td><td></td></tr><tr><td>6-well-plate</td><td>Corning</td><td>3516</td><td></td></tr><tr><td>BCA assay</td><td>Beyotime</td><td>P0010</td><td></td></tr><tr><td>Nuclear Magnetic Resonance</td><td>Niumag technology</td><td>MiniQMR23-060H-I</td><td></td></tr><tr><td>High fat high surcose diet (HFHS)</td><td>Research Diets</td><td>D12327</td><td></td></tr></tbody></table>

optimized analysis of in vivo and in vitro hepatic steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

図1Aに示すように、マウスの体重は約固形飼料給餌群よりも1.5倍であるHFHS送り、16週間後に45±1.2 gまで増加しました。 NMR体組成物は、脂肪量およびマウスの除脂肪量を示す分析する（ 図1B）に示されています。全身の、肝臓の脂肪分布は、MRIによって測定された、ライブ、意識のあるマウスにおける代表的な疑似カラー画像は、 図1C-D<...

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Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

の最適化分析<em&gt;インビボ</em&gt;と<em&gt;インビトロ</em&gt;脂肪肝

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

15.8K ビュー.  Chinese Academy of Sciences. Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described. 

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Visualization and Analysis of Blood Flow and Oxygen Consumption in Hepatic Microcirculation: Application to an Acute Hepatitis Model

There is a considerable discrepancy between oxygen supply and demand in the liver because hepatic oxygen consumption is relatively high but about 70% of the hepatic blood supply is poorly oxygenated portal vein blood derived from the gastrointestinal tract and spleen. Oxygen is delivered to hepatocytes by blood flowing from a terminal branch of the portal vein to a central venule via sinusoids, and this makes an oxygen gradient in hepatic lobules. The oxygen gradient is an important physical parameter that involves the expression of enzymes upstream and downstream in hepatic microcirculation, but the lack of techniques for measuring oxygen consumption in the hepatic microcirculation has delayed the elucidation of mechanisms relating to oxygen metabolism in liver. We therefore used FITC-labeled erythrocytes to visualize the hepatic microcirculation and used laser-assisted phosphorimetry to measure the partial pressure of oxygen in the microvessels there. Noncontact and continuous optical measurement can quantify blood flow velocities, vessel diameters, and oxygen gradients related to oxygen consumption in the liver. In an acute hepatitis model we made by administering acetaminophen to mice we observed increased oxygen pressure in both portal and central venules but a decreased oxygen gradient in the sinusoids, indicating that hepatocyte necrosis in the pericentral zone could shift the oxygen pressure up and affect enzyme expression in the periportal zone. In conclusion, our optical methods for measuring hepatic hemodynamics and oxygen consumption can reveal mechanisms related to hepatic disease.

An optical system was developed to visualize hepatic microcirculation with FITC-labeled erythrocytes and to measure the partial pressure of oxygen in the microvessels with laser-assisted phosphorimetry. This method can be used to investigate physiological and pathological mechanisms by analyzing microvascular structure, diameter, blood flow velocity, and oxygen tension.

肝微小循環における血流と酸素消費量の可視化と分析：急性肝炎モデルへの応用

There is a considerable discrepancy between oxygen supply and demand in the liver because hepatic oxygen consumption is relatively high but about 70% of ...

医学

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. Here, we describe a general protocol for cell labeling, imaging, and image processing. The technique is applicable to various cell types and animal models, although here we focus on a typical mouse model for tracking murine immune cells. The most important issues for cell labeling are described, as these are relevant to all models. Similarly, key imaging parameters are listed, although the details will vary depending on the MRI system and the individual setup. Finally, we include an image processing protocol for quantification. Variations for this, and other parts of the protocol, are assessed in the Discussion section. Based on the detailed procedure described here, the user will need to adapt the protocol for each specific cell type, cell label, animal model, and imaging setup. Note that the protocol can also be adapted for human use, as long as clinical restrictions are met.

In vivo 19F MRI for Cell Tracking

We describe a general protocol for in vivo cell tracking using MRI in a mouse model with ex vivo labeled cells. A typical protocol for cell labeling, image acquisition processing and quantification is included.

細胞追跡のためのin vivoでの19 F MRI における

In vivo 19F MRI allows quantitative cell tracking without the use of ionizing radiation. It is a noninvasive technique that can be applied to humans. ...

Measurement of Fatty Acid &#946;-Oxidation in a Suspension of Freshly Isolated Mouse Hepatocytes

Fatty acid &#946;-oxidation is a key metabolic pathway to meet the energy demands of the liver and provide substrates and cofactors for additional processes, such as ketogenesis and gluconeogenesis, which are essential to maintain whole-body glucose homeostasis and support extra-hepatic organ function in the fasted state. Fatty acid &#946;-oxidation occurs within the mitochondria and peroxisomes and is regulated through multiple mechanisms, including the uptake and activation of fatty acids, enzyme expression levels, and availability of cofactors such as coenzyme A and NAD+. In assays that measure fatty acid &#946;-oxidation in liver homogenates, cell lysis and the common addition of supraphysiological levels of cofactors mask the effects of these regulatory mechanisms. Furthermore, the integrity of the organelles in the homogenates is hard to control and can vary significantly between preparations. The measurement of fatty acid &#946;-oxidation in intact primary hepatocytes overcomes the above pitfalls. This protocol describes a method for the measurement of fatty acid &#946;-oxidation in a suspension of freshly isolated primary mouse hepatocytes incubated with 14C-labeled palmitic acid. By avoiding hours to days of culture, this method has the advantage of better preserving the protein expression levels and metabolic pathway activity of the original liver, including the activation of fatty acid &#946;-oxidation observed in hepatocytes isolated from fasted mice compared to fed mice.

Fatty acid &#946;-oxidation is an essential metabolic pathway responsible for generating energy in many different cell types, including hepatocytes. Here, we describe a method to measure fatty acid &#946;-oxidation in freshly isolated primary hepatocytes using 14C-labeled palmitic acid.

単離したてのマウス肝細胞の懸濁液中の脂肪酸β酸化の測定

Fatty acid &#946;-oxidation is a key metabolic pathway to meet the energy demands of the liver and provide substrates and cofactors for additional ...

生化学

3D蛍光脂質液滴再構成による肝脂肪症の評価

Analysis of Fluorescent-Stained Lipid Droplets with 3D Reconstruction for Hepatic Steatosis Assessment

Lipid droplets (LDs) are specialized organelles that mediate lipid storage and play a very important role in suppressing lipotoxicity and preventing dysfunction caused by free fatty acids (FAs). The liver, given its critical role in the body's fat metabolism, is persistently threatened by the intracellular accumulation of LDs in the form of both microvesicular and macrovesicular hepatic steatosis. The histologic characterization of LDs is typically based on lipid-soluble diazo dyes, such as Oil Red O (ORO) staining, but a number of disadvantages consistently hamper the use of this analysis with liver specimens. More recently, lipophilic fluorophores 493/503 have become popular for visualizing and locating LDs due to their rapid uptake and accumulation into the neutral lipid droplet core. Even though most applications are well-described in cell cultures, there is less evidence demonstrating the reliable use of lipophilic fluorophore probes as an LD imaging tool in tissue samples. Herein, we propose an optimized boron dipyrromethene (BODIPY) 493/503-based protocol for the evaluation of LDs in liver specimens from an animal model of high-fat diet (HFD)-induced hepatic steatosis. This protocol covers liver sample preparation, tissue sectioning, BODIPY 493/503 staining, image acquisition, and data analysis. We demonstrate an increased number, intensity, area ratio, and diameter of hepatic LDs upon HFD feeding. Using orthogonal projections and 3D reconstructions, it was possible to observe the full content of neutral lipids in the LD core, which appeared as nearly spherical droplets. Moreover, with the fluorophore BODIPY 493/503, we were able to distinguish microvesicles (1 &#181;m &lt; d &#8804; 3 &#181;m), intermediate vesicles (3 &#181;m &lt; d &#8804; 9 &#181;m), and macrovesicles (d &gt; 9 &#181;m), allowing the successful discrimination of microvesicular and macrovesicular steatosis. Overall, this BODIPY 493/503 fluorescence-based protocol is a reliable and simple tool for hepatic LD characterization and may represent a complementary approach to the classical histological protocols.

著者スポットライト:肝脂肪症評価のための3D再構成による蛍光染色脂質液滴の分析  

Herein, we demonstrate an optimized BODIPY 493/503 fluorescence-based protocol for lipid droplet characterization in liver tissue. Through the use of orthogonal projections and 3D reconstructions, the fluorophore allows for successful discrimination between microvesicular and macrovesicular steatosis and may represent a complementary approach to the classical histological protocols for hepatic steatosis assessment.

肝脂肪症評価のための3D再構成による蛍光染色された脂肪滴の分析

Lipid droplets (LDs) are specialized organelles that mediate lipid storage and play a very important role in suppressing lipotoxicity and preventing ...

Inducing and Characterizing Vesicular Steatosis in Differentiated HepaRG Cells

Hepatic steatosis represents a metabolic dysfunction that results from an accumulation of triglyceride-containing lipid droplets in hepatocytes. Excessive fat accumulation leads to non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD), &#160;which is potentially reversible and may evolve into non-alcoholic steatohepatitis (NASH) and eventually cirrhosis and hepatocellular carcinoma (HCC). The molecular mechanisms linking lipid accumulation in hepatocytes with the progression to NASH, irreversible liver damage, fibrosis, cirrhosis, and even HCC still remains unclear. To this end, several in vitro and in vivo models have been developed to elucidate the pathological processes that cause NAFLD. In the present study, we describe a cellular model for the induction of liver vesicular steatosis that consists of DMSO-differentiated human hepatic HepaRG cells treated with the fatty acid salt sodium oleate. Indeed, sodium oleate-treated HepaRG cells accumulate lipid droplets in the cytoplasm and show typical features of steatosis. This in vitro human model represents a valuable alternative to in vivo mice models as well as to the primary human hepatocytes. We also present a comparison of several methods for the quantification and evaluation of fat accumulation in HepaRG cells, including Oil Red O staining, cytofluorimetric Bodipy measurement, metabolic gene expression analysis by qPCR, and coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy. CARS imaging combines the chemical specificity of Raman spectroscopy, a chemical analysis technique well-known in materials science applications, with the benefits of high-speed, high-resolution non-linear optical microscopies to allow precise quantification of lipid accumulation and lipid droplet dynamics. The establishment of an efficient in vitro model for the induction of vesicular steatosis, alongside an accurate method for the quantification and characterization of lipid accumulation, could lead to the development of early stage diagnosis of NAFLD via the identification of molecular markers, and to the generation of new treatment strategies.

In this study, we describe a detailed protocol for inducing liver vesicular steatosis in differentiated HepaRG cells with the fatty acid salt sodium oleate and employ methods for detection and quantification of lipid accumulation, including coherent anti-Stokes Raman scattering (CARS) microscopy, cytofluorimetric analysis, Oil red O staining, and qPCR.&#160;

分化HepaRG細胞における大胞性脂肪症の誘導と特徴付け

Hepatic steatosis represents a metabolic dysfunction that results from an accumulation of triglyceride-containing lipid droplets in hepatocytes. Excessive ...

Determination of Fatty Acid Oxidation and Lipogenesis in Mouse Primary Hepatocytes

Lipid metabolism in liver is complex. In addition to importing and exporting lipid via lipoproteins, hepatocytes can oxidize lipid via fatty acid oxidation, or alternatively, synthesize new lipid via de novo lipogenesis. The net sum of these pathways is dictated by a number of factors, which in certain disease states leads to fatty liver disease. Excess hepatic lipid accumulation is associated with whole body insulin resistance and coronary heart disease. Tools to study lipid metabolism in hepatocytes are useful to understand the role of hepatic lipid metabolism in certain metabolic disorders.
In the liver, hepatocytes regulate the breakdown and synthesis of fatty acids via &#946;-fatty oxidation and de novo lipogenesis, respectively. Quantifying metabolism in these pathways provides insight into hepatic lipid handling. Unlike in vitro quantification, using primary hepatocytes, making measurements in vivo is technically challenging and resource intensive. Hence, quantifying &#946;-fatty acid oxidation and de novo lipogenesis in cultured mouse hepatocytes provides a straight forward method to assess hepatocyte lipid handling. 
Here we describe a method for the isolation of primary mouse hepatocytes, and we demonstrate quantification of &#946;-fatty acid oxidation and de novo lipogenesis, using radiolabeled substrates.

De novo lipogenesis and &#946;-fatty acid oxidation constitute key metabolic pathways in hepatocyte, pathways that are perturbed in several metabolic disorders, including fatty liver disease. Here we demonstrate isolation of mouse primary hepatocytes and describe quantification of &#946;-fatty acid oxidation and lipogenesis.

マウス初代肝細胞における脂肪酸酸化および脂質生成の決意

Lipid metabolism in liver is complex. In addition to importing and exporting lipid via lipoproteins, hepatocytes can oxidize lipid via fatty acid ...

生物学

A Model of Experimental Steatosis In Vitro: Hepatocyte Cell Culture in Lipid Overload-Conditioned Medium

Metabolic dysfunction-associated fatty liver disease (MAFLD), previously known as non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD), is the most prevalent liver disease worldwide due to its relationship with obesity, diabetes type 2, and dyslipidemia. Hepatic steatosis, the accumulation of lipid droplets in the liver parenchyma, is a key feature of the disease preceding the inflammation observed in steatohepatitis, fibrosis, and end-stage liver disease. Lipid accumulation in hepatocytes might interfere with proper metabolism of xenobiotics and endogenous molecules, as well as to induce cellular processes leading to the advance of the disease. Although the experimental study of steatosis can be performed in vivo, in vitro approaches to the study of steatosis are complementary tools with different advantages. Hepatocyte culture in lipid overload-conditioned medium is an excellent reproducible option for the study of hepatic steatosis allowing the identification of cellular processes related to lipid accumulation, such as oxidative and reticular stresses, autophagia, proliferation, cell death, etcetera, as well as other testing including drug effectiveness, and toxicological testing, among many other possible applications. Here, it was aimed to describe the methodology of hepatocyte cell culture in lipid overload-conditioned medium. HepG2 cells were cultured in RMPI 1640 medium conditioned with sodium palmitate and sodium oleate. Importantly, the ratio of these two lipids is crucial to favor lipid droplet accumulation, while maintaining cell proliferation and a moderate mortality rate, as occurs in the liver during the disease. The methodology, from the preparation of the lipid solution stocks, mixture, addition to the medium, and hepatocyte culture is shown. With this approach, it is possible to identify lipid droplets in the hepatocytes that are readily observable by Oil-red O staining, as well as curves of proliferation/mortality rates.

A Model of Experimental Steatosis In Vitro: Hepatocyte Cell Culture in Lipid Overload-Conditioned Medium

This protocol is intended to be a tool to study steatosis and the molecular, biochemical, cellular changes produced by the over exposure of hepatocytes to lipids in vitro.

実験性脂肪化のモデル :脂質過負荷状態培地における肝細胞細胞培養

Metabolic dysfunction-associated fatty liver disease (MAFLD), previously known as non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD), is the most prevalent liver ...

Novel In Vivo Micro-Computed Tomography Imaging Techniques for Assessing the Progression of Non-Alcoholic Fatty Liver Disease

Non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD) is a growing global health issue, and the impact of NAFLD is compounded by the current lack of effective treatments. Considerable limiting factors hindering the timely and accurate diagnosis (including grading) and monitoring of NAFLD, as well as the development of potential therapies, are the current inadequacies in the characterization of the hepatic microenvironment structure and the scoring of the disease stage in a spatiotemporal and non-invasive manner. Using a diet-induced NAFLD mouse model, we investigated the use of in vivo micro-computed tomography (CT) imaging techniques as a non-invasive method to assess the progression stages of NAFLD, focusing predominantly on the hepatic vascular network due to its significant involvement in NAFLD-related hepatic dysregulation. This imaging methodology allows for longitudinal analysis of liver steatosis and functional tissue uptake, as well as the evaluation of the relative blood volume, portal vein diameter, and density of the vascular network. Understanding the adaptations of the hepatic vascular network during NAFLD progression and correlating this with other ways of characterizing the disease progression (steatosis, inflammation, fibrosis) using the proposed method can pave the way toward the establishment of new, more efficient, and reproducible approaches for NAFLD research in mice. This protocol is also expected to upgrade the value of preclinical animal models for investigating&#160;the development of novel therapies against disease progression.

Novel In Vivo Micro-Computed Tomography Imaging Techniques for Assessing the Progression of Non-Alcoholic Fatty Liver Disease

Using a diet-induced non-alcoholic fatty liver disease (NAFLD) mouse model, we describe the use of novel in vivo micro-computed tomography imaging techniques as a non-invasive method to assess the progression stages of NAFLD, focusing predominantly on the hepatic vascular network due to its significant involvement in NAFLD-related hepatic dysregulation.

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肝微小循環における血流と酸素消費量の可視化と分析：急性肝炎モデルへの応用

細胞追跡のためのin vivoでの¹⁹ F MRI における

単離したてのマウス肝細胞の懸濁液中の脂肪酸β酸化の測定

肝脂肪症評価のための3D再構成による蛍光染色された脂肪滴の分析

肝脂肪症評価のための3D再構成による蛍光染色された脂肪滴の分析

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分化HepaRG細胞における大胞性脂肪症の誘導と特徴付け

マウス初代肝細胞における脂肪酸酸化および脂質生成の決意

実験性脂肪化のモデル :脂質過負荷状態培地における肝細胞細胞培養

非アルコール性脂肪性肝疾患の進行を評価するための新しい in vivo マイクロコンピュータ断層撮影イメージング技術