Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni della Deutsche Forschungsgemeinschaft attraverso il Collaborative Research Center 889 &quot;meccanismi cellulari di Sensory Processing&quot; per ST (Progetto C04). Ringraziamo Sina Plümer, Leonore Burchardt, Dirk Prusse, Klaus Heisig e Ralf Brockhausen per il supporto tecnico e connesse agli animali e ai nostri collaboratori nel reparto di cellule staminali del tedesco Primate Center, Dr. Katharina Debowski e Anna Magerhans, per l&#39;assistenza tecnica nel processo di filtrazione.

La cura degli animali e tutte le procedure sperimentali sono state condotte in conformità con le leggi tedesche in materia di cura degli animali e approvati dal governo del distretto di Braunschweig, Bassa Sassonia, in Germania. Nota: Poiché l&#39;esperimento viene eseguito in vivo, è fondamentale per garantire il massimo standard di igiene possibile. Quando possibile, lavorare in condizioni sterili. 1. Preparazione della iniezione / Sistema di registrazione <ol><li> Sterilizzare il tubo che collega la micropipetta con la siringa. Utilizzare la lunghezza più corta del tubo possibile nel set-up sperimentale fra la pompa di iniezione e di registrazione elettrofisiologica. </li><li> Pulire i tubi di guida del sistema di registrazione con fili di pulizia. immergeteli in olio di silicone sterile e dar loro da mangiare attraverso i singoli tubi di guida più volte. </li><li> Inserire la micropipetta di vetro di quarzo in un tubo guida del sistema di registrazione. Vedere la Figura 1A. </li><li> Dopo aver fissato la micropipetta inil sistema di registrazione, collegare il tubo sterile per il perno metallico della micropipetta. Stai attento; anche se la micropipetta è fissato nel sistema si può facilmente rompere quando si collega il tubo. Utilizzare due pinzette sterili per applicare la stessa pressione sul pin e tubo. </li><li> Utilizzare colla super liquido per sigillare la giunzione tra tubo e micropipetta. Attendere almeno 3 ore per la colla per indurire prima di riempire la micropipetta con liquido. </li><li> Inserire microelettrodi (ad esempio, vetro di quarzo isolati platino tungsteno) nelle altre posizioni del sistema di registrazione prima o dopo l&#39;inserimento micropipetta. </li></ol> 2. Preparazione della sostanza <ol><li> Sterilizzare provette da 1,5 ml microcentrifuga per la conservazione successiva di soluzioni di iniezione con autoclave o altra procedura affidabile. </li><li> Pesare il corrispondente cloridrato sostanza scopolamina per preparare 5 ml di una soluzione 0,1 molare. Sciogliere in soluzione fisiologica sterile (0.9% NaCl). </li><li> In condizioni sterili ina fumi cappuccio, filtrare la soluzione con un filtro a siringa con sufficientemente grande diametro dei pori, ad esempio, di 0,2 micron. </li><li> Sotto la cappa, aliquote la soluzione in volumi sufficienti per un singolo esperimento, ad esempio, per la scopolamina, 500 ml di sterile provetta da 1,5 ml microcentrifuga. Utilizzare tubi scuri di proteggere la sostanza dalla luce; In alternativa, avvolgere i tubi in un foglio di alluminio. Per scopolamina, conservare la soluzione per 14 giorni a 4 ° C. </li></ol> 3. Preparazione giornaliera della iniezione / Sistema di registrazione Nota: Quando montato nel sistema di registrazione, gli elettrodi e micropipette sono memorizzati in una soluzione enzimatica (Tergazyme, soluzione all&#39;1% con acqua deionizzata) tra le registrazioni. Le seguenti operazioni devono essere eseguite prima di ogni registrazione. <ol><li> Raccogliere un tubo della sostanza da iniettare. Permettono di raggiungere RT se refrigerato. </li><li> Rimuovere il sistema di iniezione / registrazione dal soluzione enzimatica e sciacquare gli elettrodie micropipetta con acqua deionizzata per pulire completamente di soluzione enzimatica. </li><li> Rimuovere il coperchio anteriore del sistema di registrazione, al fine di controllare visivamente la tenuta tra micropipetta e tubo. </li><li> Applicare l&#39;olio di silicone sterile per il divario tubo di guida (vedi figura 1A) e punte di elettrodi e micropipetta per lubrificare il sistema per il movimento regolare. </li><li> Controllare punte di elettrodi e micropipetta utilizzando un microscopio per assicurare che siano intatti. Allineare gli elettrodi e la micropipetta sotto il microscopio in modo che si estendono fuori dai tubi di guida con la stessa lunghezza. spingerli nei tubi di guida, fermandosi non appena non sono più visibili. Questa viene definita come posizione zero dell&#39;elettrodo. Impostare la profondità degli elettrodi e micropipetta a 0 nel software. </li><li> Riempire una siringa sterile con soluzione salina sterile e inserire l&#39;ago nel tubo, facendo attenzione a non perforare la parete del tubo. Guidare la micropipetta fuori dal tubo di guida per visuil controllo al flusso di sostanza. </li><li> Lavare almeno 2 fisiologica sterile ml attraverso il tubo e micropipetta per garantire aria rimane nella siringa o nel tubo. Non applicare troppa pressione sullo stantuffo della siringa. Assicurarsi che la giunzione tra tubo e micropipetta è sigillata. Se la perdita è visibile, ri-incollare la giunzione (vedi punto 1.5) e di rinviare la registrazione. </li><li> Riempire una siringa sterile con la soluzione da iniettare e scambiare con il cilindro della siringa salina, cioè, mantenere l&#39;ago della siringa soluzione salina nel tubo. Assicurarsi che l&#39;aria non viene trasferito nel sistema. Ciò si ottiene riempiendo il mozzo dell&#39;ago con soluzione salina dopo aver rimosso la canna salina-riempita. </li><li> Lavare il sistema con 250 microlitri della soluzione da iniettare, al fine di rimuovere completamente la soluzione salina dal tubo. </li><li> Utilizzando il software di controllo del motore, ritrattare elettrodi e micropipetta nella guidetubesto una profondità di almeno -500 micron. </li><li&gt; Abbassare l&#39;anello di tubo di guida (Figura 1A) alla parte inferiore dei tubi di guida per mantenere la loro posizione relativa fissa. </li><li> Pulire la base del sistema con etanolo, in particolare quando toccherà camera di registrazione della scimmia. </li><li> Chiudere il sistema di registrazione sostituendo il coperchio anteriore e serrare le viti. </li></ol> 4. La convalida del sistema di iniezione Nota: Anche se l&#39;azienda calibra il sistema, si consiglia di convalidare i volumi espulsi con i materiali utilizzati nel set-up sperimentale (tubi, siringhe ecc). <ol><li> Preparare il sistema come descritto al punto 3, mantenendo gli elettrodi e micropipette esteso fuori dai tubi di guida. Si consiglia una profondità di almeno 7.000 micron per evitare la perdita di volume di misura a causa dell&#39;adesione lungo la superficie esterna della micropipetta e elettrodi. </li><li> Posizionare il sistema di registrazione nella posizione verrà utilizzato durante l&#39;esperimento e mettere il Syringe nella pompa microiniezione. Fissare la siringa in posizione utilizzando l&#39;elastico e la presa regolabile (vedi figura 1A). Far scorrere la parte mobile della pompa finché è saldamente in posizione dietro lo stantuffo della siringa. </li><li> Utilizzando il gruppo motore controllato tramite software, espellere un volume abbastanza grande da misurare con precisione, ad es., 1000 nl. È preferibile utilizzare un unico passo per espellere il volume totale per evitare effetti di capillarità lungo la superficie micropipetta. velocità molto bassa (1 NL / s) può portare anche a questo effetto durante la procedura di convalida. </li><li> Raccogliere il volume totale in un contenitore posto sotto la micropipetta, o raccogliere accuratamente la goccia espulsa direttamente dalla punta della micropipetta. Stimare il volume espulso con una pipetta o pesando con una bilancia di precisione. </li><li> Ripetere la procedura diverse volte per confermare le misurazioni. </li></ol> 5. Registrazioni acuta <ol><li> Impostare la posizione xydel sistema di registrazione. Questo definisce il punto in cui i tubi di guida raggiungono la dura madre all&#39;interno della camera di registrazione cronicamente impiantati. Assicurarsi che i tubi di guida sono rientrati completamente (tubo di guida z posizione 0). </li><li> Portare il sistema di registrazione in posizione e posizionare la siringa nella pompa microiniezione. Fissare la siringa in posizione utilizzando l&#39;elastico e la presa regolabile (vedi figura 1A). Far scorrere la parte mobile della pompa finché è saldamente in posizione dietro lo stantuffo della siringa. Se una goccia di sostanza è visibile sulla punta dei tubi guida, rimuovere con attenzione utilizzando un batuffolo di cotone sterile. </li><li> Preparare l&#39;animale per la registrazione in base alla procedura del laboratorio (vedi 18 ad esempio le linee guida). </li><li> Montare saldamente il sistema di registrazione sulla camera di registrazione della scimmia. </li><li> Lentamente abbassare manualmente i tubi di guida nella camera di registrazione fino al raggiungimento della dura madre, poi guidare gli elettrodi utilizzando il co motoresoftware ntrol. </li><li> Poiché non è possibile misurare l&#39;impedenza del micropipetta, prima unità con elettrodi e controllare le impedenze regolarmente a diverse profondità. Dopo una penetrazione della dura viene eseguita con successo senza danneggiare gli elettrodi, far avanzare la micropipetta. </li><li> Guidare gli elettrodi e la micropipetta alla profondità elettrodo di destinazione in cui si prevede l&#39;area del cervello di interesse da trovare. Avanzare lentamente l&#39;elettrodo finché è abbastanza vicino per registrare l&#39;attività di una singola unità, come evidenziato da un buon rapporto segnale-rumore nel segnale registrato. È importante sottolineare, posizionare l&#39;elettrodo di registrazione e la micropipetta alla stessa profondità per garantire la distanza minima tra elettrodo e micropipetta. <ol><li> Se possibile, mantenere gli elettrodi e micropipette a questa profondità per l&#39;intera registrazione. Tuttavia, se l&#39;unico modo per mantenere la qualità della cella registrata segnale è di spostare gli elettrodi, quindi guidare gli elettrodi e la micropipettacontemporaneamente di mantenere la distanza tra loro. </li></ol></li></ol> 6. Attenzione spaziale Task <ol><li> In una serie di prove, presentano due mobili motivi di punti sullo schermo, uno posizionato all&#39;interno del campo recettivo del neurone registrato e l&#39;altro al di fuori di esso, insieme con un punto di fissazione presentato centralmente che l&#39;animale deve foveate durante ogni prova 19, 20. Nota: La scimmia è addestrato a rispondere a un cambio di direzione nel modello dot cued (l&#39;evento di destinazione), ignorando ogni cambio di direzione in un altro modello di punti, e viene ricompensato con una goccia di liquido per ogni completamento di un processo 19, 20. Come condizione di controllo sensoriale, la scimmia deve segnalare un cambiamento luminanza del punto di fissazione ignorando entrambi motivi di punti in movimento (vedi figura 2 per una descrizione più dettagliata del compito). </li></ol> 7. manipolazione farmacologica durante la registrazione <p&gt; Nota: Durante la scimmia sta eseguendo il compito, iniettare la sostanza in un modo blocco-saggio. Tre blocchi consecutivi sono definite: controllo, che agisce come una linea di base; iniezione, durante la quale una sostanza viene espulso; e recupero, durante il quale le cellule bersaglio del ritorno iniezione al basale. <ol><li> Durante un blocco di iniezione, iniettare una quantità predefinita di sostanza ad intervalli regolari ad es., 2 nl ogni minuto ad una velocità di 2 nl / s. Per questo esempio, utilizzare scopolamina cloridrato. Il processo di iniezione è controllato tramite il software che fornisce varie opzioni. Ad esempio, utilizzare la funzione passo per definire il volume di iniezione, e premere il pulsante di iniezione ogni minuto secondo l&#39;orologio del software di registrazione. Nota: La durata esatta del blocco di iniezione è sostanza e sperimentare dipendente, ad esempio, per l&#39;uso scopolamina 2 iniezioni nl ogni minuto per 10 min (20 nl in totale).. È preferibile non avanzare gli elettrodi e duri micropipettang il blocco di iniezione. </li><li> Notare il tempo e la prova durante il quale la sostanza viene iniettato, la profondità degli elettrodi e micropipette, così come la quantità di sostanza espulso. </li><li> Seguire il blocco di iniezione con un blocco di recupero, in cui nessuna sostanza viene iniettata. La durata del blocco recupero è sostanza specifica e deve essere definito in pre-test. Monitorare e mantenere la qualità di registrazione delle singole unità selezionate fino alla fine del blocco di recupero. </li><li> Ripetere i tre blocchi finché la qualità di registrazione e la motivazione della scimmia consentono. </li></ol> 8. Procedure successive di registrazione <ol><li> Dopo la registrazione dei dati, ritrattare elettrodi e micropipetta nei tubi di guida e poi rientrare manualmente i tubi di guida. Rimuovere il sistema di registrazione dalla camera di registrazione della scimmia. Rilasciare la siringa dalla pompa di iniezione e trasferire il sistema alla zona di preparazione per la pulizia. </li><li> Maneggiare l&#39;animale(compresa la pulizia della camera di registrazione 18) secondo le procedure standard di laboratorio e riportarlo alla struttura abitativa. </li><li> Risciacquare all&#39;esterno dei tubi di guida con acqua ossigenata (3%) e poi con acqua deionizzata. elettrodi di azionamento e micropipetta fuori dei tubi guida, sciacquare con acqua ossigenata e poi acqua deionizzata. </li><li> Sostituire il cilindro della siringa con un barile di una siringa riempita di soluzione fisiologica sterile, mantenendo l&#39;ago nel tubo. Lavare il tubo e la micropipetta con 1-2 ml di soluzione fisiologica. Dopo il lavaggio, rimuovere la canna e riempirlo con l&#39;aria. Reinserire la canna nell&#39;ago e asciugare il tubo e la micropipetta dall&#39;interno spingendo delicatamente aria attraverso. </li><li> Conservare le provette di guida, elettrodi estesi e micropipetta immersi nella soluzione enzimatica per evitare l&#39;essiccamento nonché per garantire la ripartizione del materiale organico. </li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Qui abbiamo illustrato in dettaglio come eseguire le iniezioni affidabili e precisi e registrazioni monocellulari di alta qualità con un sistema di iniezione a pressione &quot;off-the-shelf&quot;. Mentre questo metodo di somministrazione di farmaci è stato precedentemente utilizzato nel comportarsi scimmie (recensiti 17), il sistema qui presentato ha vantaggi, illustrate nel seguito. Come illustrato nella Figura 4A, il sistema qui descritto può fornire una misurazione stabile di attività neuronale singola con e senza iniezioni farmacologici nelle immediate vicinanze del sito di registrazione. Come mostrato in figura 4B, l&#39;iniezione di una sostanza di controllo, soluzione salina, non ha portato ad un cambiamento nella frequenza di attivazione. Questo controllo dimostra che il processo di iniezione stessa non influisce misurabili sulle proprietà di cottura dei neuroni registrati. La configurazione spaziale del neurone, elettrodo registrazione e micropipetta è di cruciale<html> importanza in questi esperimenti. Sebbene una misurazione precisa delle loro posizioni relative del tessuto durante la registrazione non è possibile, possiamo considerare e controllo per possibili fonti di varianza. Prima, durante l&#39;iniezione del volume vi è il rischio che il neurone di interesse può essere spostato lontano dal elettrodo di registrazione, compromettere la stabilità segnali registrati. Per questo motivo è opportuno confrontare la velocità di fuoco prima e dopo il blocco di iniezione per verificare la stabilità del segnale. In secondo luogo, la configurazione tubo di guida del sistema di registrazione definisce la distanza tra gli elettrodi e micropipette (ad es., 305 micron di sistema 3 canali concentrici utilizzato in questo esperimento). Poiché il sistema consente un controllo preciso per la profondità di elettrodi e micropipetta nel tessuto, la distanza tra loro può essere minimizzato calibrando accuratamente profondità relativa prima della registrazione (passo 3,5), e mantenendole ad una profondità comune durante le registrazioni. ent &quot;&gt; I potenziali limitazioni Oltre al controllo della qualità in-house da parte del produttore, il sistema deve essere convalidata in condizioni di laboratorio, come diverse marche di tubi, siringhe, ecc possono essere usati e potrebbero portare a differenze nei volumi espulsi. Sebbene il sistema può essere utilizzato per iniettare volumi molto piccoli come nell&#39;esperimento qui illustrato, questi sono sotto il volume minimo che può essere convalidato per limiti misurazioni pratiche in un ambiente di laboratorio normale. Tuttavia, volumi di iniezione più grandi possono essere utilizzati per ricavare la relazione tra il volume definita dal software e il volume eiettato dall&#39;hardware. Se si utilizzano tubi trasparenti, un ulteriore controllo visivo del processo di iniezione è possibile misurando lo spostamento di un marcatore visivo. Inserimento della micropipetta nel sistema è più ambizioso inserzione dell&#39;elettrodo, come il diametro della micropipetta è leggermente più grande e il materiale è più fragile. Inoltre,unendo il tubo al perno della micropipetta è impegnativo in quanto comporta un elevato rischio di rompere la parte superiore della micropipetta. Tuttavia, la durata di una micropipetta caricata correttamente è diversi mesi, anche con l&#39;uso quotidiano. In pratica, non abbiamo ancora incontrato un blocco nel sistema di iniezione durante la pulizia post-registrazione del sistema. Tuttavia, nessun controllo &quot;on-line&quot; è possibile, e vi è il rischio che un blocco fisico (come il tessuto sulla punta micropipetta) potrebbe impedire iniezione sostanza. Potrebbe quindi essere opportuno analizzare i dati in modo conservativo, come includere solo quelle celle ulteriori analisi che mostrano variazioni significative cottura tassi tra controllo e iniezione blocchi dell&#39;esperimento. Nonostante la loro piccolo diametro, microelettrodi e pipette sposteranno tessuto cerebrale e può causare alcuni danni ai tessuti locali. Questo può essere minimizzato posizionando manualmente la punta di thtubi e di guida appena sopra la dura madre. Gli elettrodi poi penetrano la dura e la loro integrità viene dedotta misurando le loro impedenze on-line. In seguito, viene inserita la micropipetta. Quando si utilizza questo approccio, è consigliabile regolare rimozione di tessuto sopra la dura per ridurre ulteriormente il rischio di elettrodo o pipetta rottura. Confronto con metodi alternativi Il sistema utilizzato qui mostra chiari vantaggi rispetto ad altri sistemi di iniezione a pressione. Un notevole vantaggio è il diametro della micropipetta (circa 100 micron), che è la metà di altre sonde disponibili 17 e minimizza così danni tessuto neurale. Contrariamente ai disegni precedenti, l&#39;attuale sistema impiega spazialmente separati registrazione elettrodo e micropipetta. Sebbene altri sistemi forniscono una distanza minore tra l&#39;elettrodo e pipetta, il sistema qui descritto permette approfondite indipendenti di elettrodi e pipetta, quindi permitalla zio distanze relative variabili all&#39;interno di una sessione di registrazione. È importante sottolineare che nessun compromesso riguardo qualità di registrazione deve essere fatta, come il sistema di iniezione è un&#39;estensione di un dispositivo di registrazione stabilito. Mentre solo una micropipetta e quindi una sostanza è utilizzata in questo protocollo, è possibile iniettare più sostanze entro una procedura sperimentale. Per raggiungere questo obiettivo, diversi micropipette possono essere infilati nei tubi di guida separati e collegati alle siringhe montati nelle pompe di iniezione singole. Infine, il controllo del sistema è facile, come è necessario solo un programma per computer per avanzare gli elettrodi e micropipetta, e per eseguire l&#39;iniezione di pressione durante l&#39;esperimento. Confrontando iniezione pressione per iontoforesi, ci sono vantaggi e svantaggi. Ad esempio, pressione di iniezione richiede maggiori volumi da introdurre nel tessuto di ionoforesi, aumentando così il rischio di spostamento neuronale. Il proto correnteCol utilizzato volumi nella gamma nL, e raramente abbiamo sperimentato notevoli cambiamenti nella qualità del segnale della cellula registrata. Il sistema permette inoltre grandi volumi da iniettare, che è potenzialmente utile per le manipolazioni comportamentali ma potrebbe influenzare la stabilità della registrazione neuronale. Un chiaro vantaggio di iniezione a pressione sopra ionoforesi è la più ampia varietà di sostanze utilizzabili in quanto non vi è alcuna necessità di usare sostanze caricate. Tuttavia, i valori di pH devono essere controllati e confrontati tra le sostanze sperimentali e di controllo (ad es., Soluzione fisiologica). La domanda potrebbe sorgere il motivo per utilizzare il metodo di lunga data di iniezione pressione invece di tecniche più recenti, come optogenetics per la manipolazione di attività neurale. Anche se ben consolidata nei roditori, optogenetics non è ancora affidabile stabilito nelle scimmie rhesus. In particolare, essa non consente ancora la manipolazione locale cellule selettivi per un particolare tipo di neurotrasmettitore. A lungo termine, vediamogrande potenziale per la combinazione dei vantaggi di manipolazioni farmacologiche con i vantaggi di manipolazioni optogentic nel chiarire le basi neurali delle funzioni cognitive. Qui abbiamo mostrato come iniezione a pressione può essere utilizzato per manipolare farmacologicamente un&#39;area ristretta localmente nel cervello di veglia, comportandosi scimmie rhesus. Ci auguriamo che questo metodo ispira altri scienziati per indagare i contributi neuromodulatori alle dinamiche di attività neuronale.

In cortical and subcortical areas, neuronal activity is affected by various neuromodulators, for example acetylcholine1. These modulatory effects on neuronal responses have been reported in in vitro studies2, as well as in electrophysiological recordings from anesthetized animals3 and systemic pharmacological manipulations in humans4. Nevertheless, the exact role of different neuromodulators and the involvement of various receptor subtypes are largely unknown. To measure the effects of specific neuromodulators on the activity of single neurons, it is desirable to induce a temporary neuromodulator change as close as possible to the recording electrode. Furthermore, it is important that those manipulations are done in awake animals, as cognitive functions are only present in the absence of anesthesia. Additionally, anesthesia interacts with cholinergic and GABAergic systems5,6 and can lead to changes in neural activity3.
Within the last decades, two main methods of local drug delivery have been developed and refined: iontophoresis and pressure injection. In both methods drugs are delivered through micropipettes made of either glass or steel. With iontophoresis, an electrical current regulates the release of the drug7. Additionally, there is a significant contribution of electro-osmosis to the total amount of ejected molecules8, correlating with the tip diameter9 of the micropipette as well as with the concentration8 of the substance used. Iontophoresis is a powerful tool to quickly and precisely manipulate small volumes of nervous tissue. For iontophoretic injections, multi-barrel micropipettes are usually used10, with one acting as a recording device while the other positions serve as delivery pipettes. A limitation of this method is that only charged molecules can be used, severely limiting the selection of drugs. 
Pressure injection uses either air compression or mechanical pressure to eject a substance from a micropipette. Using this method any soluble substance, charged or uncharged, can be used, including large molecules. The method of pressure injection was first described by Reyniers in 1933 and further refined in the 1950s (see Lalley11 for a review). In the 1980s the method was further refined to allow delivery of amounts in the nanoliter range (mainly lidocain12) to a defined brain area13 while simultaneously performing single-cell recording. The ejected volume was usually monitored by observing the movement of a marker, such as the meniscus in the upper part of the pipette13. Pressure injection was first used in the 1990s in awake animals, both extracellularly14 and intracellularly15,16. Based on the cumulative expertise gained in these studies it is now possible to reliably record from different brain structures in combination with pharmacological manipulation (see17 for a comparison of recent pressure injection systems). 
An enduring open issue for both drug delivery methods is the difficulty in determining the precise volume injected. This is an even bigger challenge for experiments with awake, behaving rhesus monkeys where the animal performs the experimental task in a separate room. This can be alleviated by the use of a software-controlled system instead of relying on a visual marker to continuously monitor an injection. 
The system described here is an extension of a well-established electrophysiological recording system (Mini Matrix System) and combines an injection pipette with multiple parallel-oriented recording electrodes at defined distances in a customizable arrangement. Pharmacological manipulation of the tissue near the recording electrode is possible using only a small amount of substance, ensuring a fast recovery and allowing multiple blocks of injection and control/recovery within the limited time window offered by the behavioral task of the animal.

<table><tbody><tr><td>(-)-Scopolamine hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>55-16-3</td><td>Mr 339.81 g/mol</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%&amp;nbsp;</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>3079870</td><td>5ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Terg-a-zyme</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z273287</td><td>enzyme detergen</td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Roth</td><td></td><td>Used in 3% solution with deionized water</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Chemie-Vertieb Hannover</td><td>104642</td><td>70%</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Injekt 40 Duo</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>9166432V</td><td>Syringe and needle&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Eppendorf Safe-Lock microcentrifuge tubes, amber</td><td>Eppendorf</td><td>0030 120.191</td><td>1,5ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Quarzglass micropipette</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Recording electrode</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td>quartz/platinum-tungsten fiber electrode; impedance value 1-2 M&amp;Omega;&amp;nbsp; and 0.3-0.5 M&amp;Omega;</td></tr><tr><td>PharmedBPT-Schlauch</td><td>Saint-Gobain Performance Plastics&amp;nbsp;</td><td>3702003</td><td>&amp;nbsp;Size: 0,25 x 2,05 mm (Wd: 0,9mm)</td></tr><tr><td>Loctite 401</td><td>Henkel</td><td>233641</td><td>Superglue</td></tr><tr><td>Silicon oil</td><td>Thomas Recording</td><td>M-1000</td><td></td></tr><tr><td>Minisart RC15</td><td>Sartorius</td><td>17761----------R</td><td>Syringe filter</td></tr><tr><td>Multichannel Micro Injection System</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td>multichannel microelectrode manipulator &amp;ldquo;System Eckhorn&amp;rdquo; equipped with microelectrodes and micropipettes and a precision multichannel microinjection pump</td></tr><tr><td>McLab</td><td>custom</td><td></td><td>internal lab software to control stimulus presentation</td></tr></tbody></table>

a pressure injection system for investigating the neuropharmacology of information processing in awake behaving macaque monkey cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation of sensory information processing by attention. However, little is known about which neurotransmitter systems are involved in such modulations. A practical way to address this question is to combine single-cell recording with local and temporary neuropharmacological manipulation in a suitable animal model. Here we demonstrate a technique combining acute single-cell recordings with the injection of neuropharmacological agents in the direct vicinity of the recording electrode. The video shows the preparation of the pressure injection/recording system, including preparation of the substance to be injected. We show a rhesus monkey performing a visual attention task and the procedure of single-unit recording with block-wise pharmacological manipulations.

La figura 2 illustra il compito attenzione spaziale la scimmia eseguita quando il processo di iniezione è stato condotto. La scimmia è stato addestrato per assistere a uno stimolo situato all&#39;interno del campo recettivo del neurone registrato (frequentare-in), lo stimolo trova al di fuori del campo recettivo (frequentare-out) oppure il punto di fissazione (frequentare-fix). Queste condizioni consentono un confronto tra attività neuronale in diversi stati di attenzione. La figura 3 mostra una peri-stimolo tempo istogramma di un neurone campione in un esperimento utilizzando scopolamina, un antagonista muscarinico colinergico. La trama dimostra la soppressione di risposta durante l&#39;iniezione scopolamina contro nessuna iniezione, quando un modello si muove in direzione preferita della cella viene presentata all&#39;interno del campo recettivo del neurone ed è frequentato dall&#39;animale. I primi due picchi rappresentano il neurone9; s risposta alla on e l&#39;offset della stecca spaziale, che appare all&#39;interno del suo campo recettivo. Questo è seguito dalla risposta al modello mobile che appare sullo schermo 500 ms dopo cue esordio. L&#39;area ombreggiata grigia rappresenta il periodo di analisi utilizzato per calcolare il tasso medio di tiro per ogni prova. L&#39;area verde mette in evidenza l&#39;influenza soppressiva di iniezione scopolamina sulla frequenza di scarica della cellula. La regione verde scuro indica la soppressione entro il periodo di analisi. Figura 4A mostra l&#39;effetto della scopolamina sul tasso medio cottura del neurone del campione in ciascuna delle tre condizioni di attenzione. tasso del neurone cottura per le due condizioni di attenzione spaziali (attenzione all&#39;interno o all&#39;esterno del campo recettivo del neurone registrazione), nonché per la condizione sensoriale (attenzione al punto di fissazione) caduto poco dopo la prima iniezione del blocco di iniezione (in grigio siamoa) e durante il blocco recupero aumentato dopo un ritardo allo stesso livello come prima dell&#39;iniezione. La figura 4B mostra un controllo registrazione da un neurone secondo campione in cui è stato iniettato salina (0,9% NaCl), utilizzando lo stesso protocollo per l&#39;iniezione scopolamina. Durante l&#39;iniezione bloccare alcun cambiamento nella frequenza di scarica del neurone è stato osservato rispetto al blocco di controllo. <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig1.jpg" /> Figura 1. Set-up utilizzato per la manipolazione farmacologica durante la registrazione. (A) rappresenta la pompa microiniezione e il sistema di registrazione elettrofisiologica dotato di elettrodi e micropipetta. Il divario guidetube, in cui viene inserito olio al silicone per lubrificare gli elettrodi e micropipetta, viene mostrata ingrandita. (B) Consente di visualizzare un esempio micropipetta (sopra)ed elettrodo di registrazione (di seguito). Per confronto le dimensioni, un centesimo di euro (diametro: 16 mm). È posto sotto <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig2.jpg" /> Figura 2. progettazione compito di guidare l&#39;attenzione spaziale. Le scimmie sono stati addestrati per rilevare un cambio di direzione del movimento nel modello dot cued. Lo spunto era o collocato all&#39;interno del campo recettivo del neurone (frequentare-in), come mostrato in figura, o all&#39;esterno di esso (assistere-out). Come controllo sensoriale, la scimmia è stato addestrato per rilevare un cambiamento luminanza del punto di fissazione (frequentano-fix). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> &lt;<html> img alt = &quot;Figura 3&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53724 / 53724fig3.jpg&quot; /&gt; Figura 3. Influenza della antagonista scopolamina sulla frequenza di attivazione. Il tempo istogramma peri-stimolo per un neurone campione viene mostrato per la frequentare-in condizione (attenzione all&#39;interno del campo recettivo del neurone registrato) durante il blocco di iniezione e durante il blocco di controllo. L&#39;asse x rappresenta il tempo in millisecondi dopo spunto insorgenza e l&#39;asse y mostra la frequenza di scarica in spighe / sec. L&#39;area grigia rappresenta il periodo di analisi (300-800 ms dopo stimolo insorgenza) utilizzato per calcolare il tasso di prova della cotta-media. L&#39;area ombreggiata verde mostra la soppressione di sparare tasso tra le due condizioni. Il colore verde scuro mette in evidenza la soppressione entro il periodo di analisi. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig3large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> iles / ftp_upload / 53724 / 53724fig4.jpg &quot;/&gt; Figura 4. Effetto della scopolamina e soluzione salina a sparare tasso. (A) Antagonista iniezione di scopolamina. La velocità di fuoco trial-media della cella campione dalla figura 3 nel corso dell&#39;esperimento sono presentati sotto lo stimolo preferito per le tre condizioni di attenzione. L&#39;asse x rappresenta l&#39;ora di inizio di prova in pochi minuti e l&#39;asse y mostra frequenza di scarica dell&#39;unità in spighe per pochi secondi. Simboli ( <img alt="Più" src="/files/ftp_upload/53724/53724plussign.jpg" /> frequentare-in, <img alt="Cerchio" src="/files/ftp_upload/53724/53724circle.jpg" /> frequentare-fix, <img alt="Trianle" src="/files/ftp_upload/53724/53724triangle.jpg" /> frequentare-out) rappresentano frequenza di scarica del neurone entro il periodo di analisi in ogni prova eseguita con successo, e le linee orizzontali (linea continua: frequentare-in, linea tratteggiata: frequentare-fix, linea tratteggiata: frequentare-out) mostrano tasso medio di fuoco per la tre diversi bl sperimentalegreggi (controllo, iniezione, il recupero). L&#39;area ombreggiata grigia indica il blocco di iniezione, a cominciare dalla prima iniezione e termina 1 minuto dopo l&#39;ultima iniezione. Durante l&#39;iniezione blocco 2 nL 0,1 scopolamina molare stato iniettato ogni minuto con una velocità di iniezione 2 nl / s. (B) iniezione di soluzione salina. La frequenza di scarica di una cella campione nel corso dell&#39;esperimento controllo è mostrato per lo stimolo preferito per le tre condizioni di attenzione. Grigio zona ombreggiata visualizza il blocco di iniezione di soluzione salina. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig4large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a>

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A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

Un sistema di iniezione di pressione per Indagare la Neurofarmacologia di Information Processing in Svegliatevi Comportarsi Macaco Cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Behavior

8.3K Views.  German Primate Center. Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site. 

Video: A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical neurons with two-photon microscopy has provided unique insights into cortical structure, function and plasticity. However, these studies are limited to head fixed animals, greatly reducing the behavioral complexity available for study. In this paper, we describe a procedure for performing chronic fluorescence microscopy with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely behaving mice. We used an integrated miniaturized fluorescence microscope paired with an implanted prism probe to simultaneously visualize and record the calcium dynamics of hundreds of neurons across multiple layers of the somatosensory cortex as the mouse engaged in a novel object exploration task, over several days. This technique can be adapted to other brain regions in different animal species for other behavioral paradigms.

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

Here, we present a procedure for performing large-scale Ca2+ imaging with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely moving mice. Hundreds of active cells can be observed simultaneously using a miniature, head-mounted microscope coupled with an implanted prism probe.

Corticale multistrato Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Imaging nei mouse con movimento libero con sonde a prisma e microscopia a fluorescenza miniaturizzata

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical ...

Ricerca

Comportamento

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Preparazione di un mouse Awake per la registrazione di risposte neurali e iniezione Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Neuroscienze

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Monitoraggio Juxtacellular e localizzazione dei singoli neuroni nelle strutture cerebrali Sub-corticali di Alert, Rats Testa-trattenuto

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Registrazione simultanea elettrofisiologici e micro-iniezioni di agenti inibitori nel cervello del roditore

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In particular, endogenously-generated network activity, which strongly varies as a function of the state of vigilance, significantly modulates neuronal computation. To investigate how different spontaneous cerebral dynamics impact single neurons&#39; integrative properties, we developed a new experimental strategy in the rat consisting in suppressing in vivo all cerebral activity by means of a systemic injection of a high dose of sodium pentobarbital. Cortical activities, continuously monitored by combined electrocorticogram (ECoG) and intracellular recordings are progressively slowed down, leading to a steady isoelectric profile. This extreme brain state, putting the rat into a deep comatose, was carefully monitored by measuring the physiological constants of the animal throughout the experiments. Intracellular recordings allowed us to characterize and compare the integrative properties of the same neuron embedded into physiologically relevant cortical dynamics, such as those encountered in the sleep-wake cycle, and when the brain was fully silent.

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

This procedure performs long-lasting in vivo intracellular recordings from single neurons during physiologically relevant cerebral states and after complete abolition of ongoing electrical activities, resulting in an isoelectric brain state. The physiological constants of the animal are carefully monitored during the transition to the artificial comatose condition.

L&#39;induzione di uno Stato Isoelectric cervello per studiare l&#39;impatto di endogeno Synaptic attività su NEURONALE<em&gt; In Vivo</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Indagando su rappresentazioni di oggetti nel macaco dorsale Visual flusso utilizzando registrazioni unitario

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we demonstrate the use of magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of optogenetic viral vectors into primary somatosensory (S1) and motor (M1) cortices of macaques to obtain efficient, widespread cortical expression of light-sensitive ion channels. Adeno-associated viral (AAV) vectors encoding the red-shifted opsin C1V1 fused to yellow fluorescent protein (EYFP) were injected into the cortex of rhesus macaques under MR-guided CED. Three months post-infusion, epifluorescent imaging confirmed large regions of optogenetic expression (&#62;130 mm2) in M1 and S1 in two macaques. Furthermore, we were able to record reliable light-evoked electrophysiology responses from the expressing areas using micro-electrocorticographic arrays. Later histological analysis and immunostaining against the reporter revealed widespread and dense optogenetic expression in M1 and S1 corresponding to the distribution indicated by epifluorescent imaging. This technique enables us to obtain expression across large areas of the cortex within a shorter period of time with minimal damage compared to the traditional techniques and can be an optimal approach for optogenetic viral delivery in large animals such as NHPs. This approach demonstrates great potential for network-level manipulation of neural circuits with cell-type specificity in animal models evolutionarily close to humans.&#160;

Here, we demonstrate magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of viral vectors into the cortex as an efficient and simplified approach for achieving optogenetic expression across large cortical areas in the macaque brain.

Convezione Consegna migliorata del vettore virale optogenetico adeno-associato alla Corteccia di Rhesus Macaque Sotto la guida di immagini MRI online

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we ...

Microinjectrode System for Combined Drug Infusion and Electrophysiology

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes and nanosensors, optimized for repeated use in awake, behaving animals. The microinjectrode system can be configured for multiple purposes: (1) simple arrangement of the cannula for placement of an experimental probe that would otherwise be too fragile to penetrate the dura mater, (2) microfluidic infusion of a drug, either independently or coupled to a cannula containing an experimental probe (i.e., microelectrode, nanosensor). In this protocol we explain the step by step construction of the microinjectrode, its coupling to microfluidic components, and the protocol for use of the system in vivo. The microfluidic components of this system allow for delivery of volumes on the nanoliter scale, with minimal penetration damage. Drug infusion can be performed independently or simultaneously with experimental probes such as microelectrodes or nanosensors in an awake, behaving animal. Applications of this system range from measuring the effects of a drug on cortical electrical activity and behavior, to understanding the function of a specific region of cortex in the context of behavioral performance based on probe or nanosensor measurements. To demonstrate some of the capabilities of this system, we present an example of muscimol infusion for reversible inactivation of the frontal eye field (FEF) in rhesus macaque during a working memory task.

We present a microinjectrode system designed for electrophysiology and assisted delivery of experimental probes (i.e., nanosensors, microelectrodes), with optional drug infusion. Widely available microfluidic components are coupled to a cannula containing the probe. A step-by-step protocol for microinjectrode construction is included, with results during muscimol infusion in macaque cortex.

Sistema di microinietatra per l'infusione combinata di farmaci e l'elettrofisiologia

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes ...

Injections of AAV Vectors for Optogenetics in Anesthetized and Awake Behaving Non-Human Primate Brain

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of optogenetics, however, requires that safety and efficacy be demonstrated in animal models, ideally in non-human primates (NHPs), because of their neurological similarity to humans. The number of candidate vectors that are potentially useful for neuroscience and medicine is vast, and no high-throughput means to test these vectors yet exists. Thus, there is a need for techniques to make multiple spatially and volumetrically accurate injections of viral vectors into NHP brain that can be identified unambiguously through postmortem histology. Described herein is such a method. Injection cannulas are constructed from coupled polytetrafluoroethylene and stainless-steel tubes. These cannulas are autoclavable, disposable, and have low minimal-loading volumes, making them ideal for the injection of expensive, highly concentrated viral vector solutions. An inert, red-dyed mineral oil fills the dead space and forms a visible meniscus with the vector solution, allowing instantaneous and accurate measurement of injection rates and volumes. The oil is loaded into the rear of the cannula, reducing the risk of co-injection with the vector. Cannulas can be loaded in 10 min, and injections can be made in 20 min. This procedure is well suited for injections into awake or anesthetized animals. When used to deliver high-quality viral vectors, this procedure can produce robust expression of optogenetic proteins, allowing optical control of neural activity and behavior in NHPs.

As currently implemented, optogenetics in non-human primates requires injection of viral vectors into the brain. An optimal injection method should be reliable and, for many applications, capable of targeting individual sites of arbitrary depth that are readily and unambiguously identified in postmortem histology. An injection method with these properties is presented.

Iniezioni di vettori AAV per l'optogenetica in cervello di primati non umani anestetizzati e svegli

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

Protesi alla testa per il neuroimaging di ratti svegli e fissati con la testa

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Un sistema di iniezione di pressione per Indagare la Neurofarmacologia di Information Processing in Svegliatevi Comportarsi Macaco Cortex

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Corticale multistrato Ca