Bu eser ST &quot;Duyu İşleme Hücresel Mekanizmaları&quot; İşbirlikçi Research Center 889 (Proje C04) aracılığıyla Deutsche Forschungsgemeinschaft hibe ile desteklenmiştir. Biz teknik yardım için, Alman primat Merkezi&#39;nde, Dr. Katharina Debowski ve Anna Magerhans ve Kök Hücre Ünitesi Sina Plümer, Leonore Burchardt, Dirk Prusse Klaus Heisig teknik ve hayvansal ilgili destek için Ralf Brockhausen ve işbirlikçileri teşekkür filtrasyon işlemi.

Hayvan bakımı ve tüm deneysel prosedürleri Alman yasaları düzenleyen hayvan bakımı çerçevesinde yapılan ve Braunschweig, Aşağı Saksonya, Almanya ilçe hükümet tarafından kabul edildi. Not: Deney, in vivo olarak gerçekleştirilir olarak, mümkün olan en yüksek hijyen standartlarına korumak için son derece önemlidir. Mümkün olduğunda, steril koşullar altında çalışma. 1. Enjeksiyon / Kayıt Sistemi Hazırlama <ol><li> şırınga ile mikropipet bağlayan tüp sterilize edin. enjeksiyon pompası ve elektrofizyolojik kayıt sistemi arasındaki deneysel set-up tüp mümkün olan en kısa uzunluğu kullanın. </li><li> temizlik telleri kullanarak kayıt sisteminin kılavuz tüpleri temizleyin. birkaç kez steril silikon yağı bunları batırın ve bireysel rehber tüpler aracılığıyla onları beslemek. </li><li> kayıt sisteminin bir kılavuz tüp içine kuvars cam mikropipet yerleştirin. Şekil 1A bakınız. </li><li> Mikropipet düzeltmeden sonrakayıt sistemi, mikropipet metal pimin steril tüp takmak. Kendine iyi bak; Mikropipet sisteminde sabit olmasına rağmen tüp takarken kolayca kırılabilir. pim ve tüp eşit basınç uygulamak için iki steril bir cımbız kullanın. </li><li> tüp ve mikropipet arasındaki kavşak mühür sıvı süper yapıştırıcı kullanın. tutkal sıvıyla mikropipet doldurmadan önce sertleşmesine için en az 3 saat bekleyin. </li><li> Önce veya mikropipet yerleştirildikten sonra kayıt sisteminin diğer pozisyonlara Mikroelektronlar (örneğin, kuvars cam yalıtımlı platin tungsten) yerleştirin. </li></ol> 2. Madde hazırlanması <ol><li> bir otoklav veya başka güvenilir bir prosedür kullanılarak enjeksiyon solüsyonları, daha sonra depolama için 1.5 ml mikrosantrifüj tüpleri sterilize edin. </li><li> 0.1 mol çözeltisi 5 ml hazırlamak için, ilgili maddenin skopolamin hidroklorür tartılır. steril tuzlu su (% 0.9 NaCI) içinde çözün. </li><li> Steril koşullar altında ina yeterince büyük gözenek çapına sahip bir şırınga filtresi kullanılarak çözelti, örneğin, 0.2 um&#39;lik bir filtreden, çeker ocak. </li><li> Davlumbaz altında, skopolamin için, örneğin tek bir deney için yeterli hacimleri, içine çözüm bölmeyin steril 1.5 ml mikrosantrifüj tüp içinde 500 ul. ışıktan maddeyi korumak için karanlık tüpleri kullanın; Seçenek olarak ise, alüminyum folyo ile tüpler sarın. skopolamin için, 4 ° C&#39;de 14 güne kadar çözüm saklayın. </li></ol> Enjeksiyon / Kayıt Sistemi 3. Günlük hazırlanması Not: kayıt sistemine monte edildiği zaman, elektrotlar ve mikropipet kayıtlar arasında bir enzim çözeltisi (Tergazyme deiyonize su ile% 1 çözelti) depolanır. Aşağıdaki adımlar, her kayıttan önce yapılmalıdır. <ol><li> maddenin bir tüp toplamak enjekte edilecek. buzdolabında eğer RT ulaşmanızı sağlar. </li><li> enzim çözeltisine enjeksiyon / kayıt sistemini kaldırmak ve elektrotları durulamave deiyonize su ile mikropipet enzim solüsyonu tamamen temizlenir. </li><li> görsel mikropipet ve tüp arasındaki mühür kontrol etmek için kayıt sisteminin ön kapağını çıkarın. </li><li> Pürüzsüz hareket için sistemin yağlamak için kılavuz tüp boşluğu (Şekil 1A) ve elektrotlar ve mikropipet uçları steril silikon yağı sürün. </li><li> Onlar sağlam olduğundan emin olmak için bir mikroskop kullanılarak elektrotların ve mikropipet ipuçları kontrol edin. aynı uzunlukta kılavuz tüpleri dışarı uzatmak, böylece mikroskop altında elektrotları ve mikropipet hizalayın. en kısa sürede artık görünür olarak durdurma, rehber tüpleri içine sürün. Bu elektrot pozisyon sıfır olarak tanımlanır. yazılımda 0 elektrotların derinlik ve mikropipet ayarlayın. </li><li> Steril tuzlu su ile steril bir şırınga doldurun ve tüpün duvarı delmek için özen tüpe iğneyi. visu için kılavuz tüpün dışarı mikropipet SürücüMadde akışı al kontrolü. </li><li> Resim hava sağlamak için boru ve mikropipet ile yıkayın, en azından 2 ml steril tuzlu su şırınga içinde veya borunun içinde kalır. şırınga pistonu çok fazla baskı uygulamayın. tüp ve mikropipet arasındaki kavşak emin olun kapatılır. kaçak görünür ise, kavşak (adım 1.5 bakınız) yeniden tutkal ve kayıt erteleme. </li><li> Çözeltisi ile yeni bir steril bir şırınga enjekte edilecek doldurun ve tuzlu su şırınga haznesi ile takas örneğin, bir tüp içinde salin doldurulmuş şırınganın iğne tutun. hava sistemine aktarılır emin olun. Bu en iyi tuz doldurulmuş varili çıkarıldıktan sonra tuzlu su ile iğne göbek dolgu ile elde edilir. </li><li> çözeltisi 250 ul tam tüpten tuzlu su çıkarmak için, enjekte edilecek olan sistem yıkayın. </li><li> motor kontrol yazılımı kullanarak, guidetubesto içine en az -500 mikron derinliğe elektrotlar ve mikropipet geri. </li><li&gt; kendi sabit göreli konumunu korumak için kılavuz tüpleri altına kılavuz tüp halkasını (Şekil 1A) indirin. </li><li> o maymunun kayıt odasına dokunacak özellikle etanol ile sistemin temelini, temizleyin. </li><li> Ön kapağı yerine ve vidaları sıkarak kayıt sistemini kapatın. </li></ol> Enjeksiyon Sistemi 4. Doğrulama Not: şirket sistemini kalibre rağmen, (tüpler, şırıngalar, vb) deneysel set-up kullanılan malzemeler ile atılır hacimleri doğrulamak için tavsiye edilir. <ol><li> kılavuz borular üzerinden uzatılmış elektrotları ve mikropipet tutarak, Aşama 3&#39;te tarif edildiği gibi bir sistem hazırlayın. 7000, en az um&#39;lik bir derinliği nedeni mikropipet ve elektrotların dış yüzeyi boyunca yapışması ölçüm hacmi kaybını önlemek için önerilir. </li><li> Bu deney sırasında kullanılacak pozisyonda kayıt sistemini yerleştirin ve enjektörler koyunmikroenjeksiyon pompası içine ge. Lastik bant ve ayarlanabilir tutuş kullanılarak yerine şırınga Fix (Şekil 1A bakınız). o şırınga pistonu arkasında sıkıca kadar pompa hareketli bölümünü kaydırın. </li><li> Yazılım kontrollü motor ünitesini kullanarak, tam olarak ölçülmesi için yeterince büyük bir hacme çıkarmak gibi., 1000 nl. Mikropipet yüzeyi boyunca kapiller aksiyon etkisini önlemek amacıyla toplam hacmi çıkarmak için tek bir adım kullanılması tercih edilir. Çok düşük hızlar (1 NL / s) de doğrulama işlemi sırasında bu etkiye neden olabilir. </li><li> Mikropipet altına yerleştirilen bir kapta toplam hacmi toplayın, ya da dikkatlice mikropipet ucu doğrudan püskürtülen damla toplar. Bir pipet kullanarak püskürtülen hacmini tahmin ya da hassas ölçek ile tartarak. </li><li> prosedürünü ölçümleri onaylamak için birkaç kez tekrarlayın. </li></ol> 5. Akut Kayıtlar <ol><li> xy konumunu ayarlamakkayıt sisteminin. Bu kılavuz tüpleri kronik implante kayıt odasına içinde duramateri ulaşmak noktayı tanımlar. kılavuz tüpleri tamamen (kılavuz tüp z konumunu 0) geri emin olun. </li><li> konumuna kayıt sistemini getirmek ve mikroenjeksiyon pompa şırınga. Lastik bant ve ayarlanabilir tutuş kullanılarak yerine şırınga Fix (Şekil 1A bakınız). o şırınga pistonu arkasında sıkıca kadar pompa hareketli bölümünü kaydırın. maddenin bir damla kılavuz tüpleri ucunda görünür ise, dikkatlice steril pamuk kullanarak çıkartın. </li><li> Laboratuvarın prosedürüne göre (örneğin kılavuzlar için 18 bakınız) kayıt için hayvan hazırlayın. </li><li> Güvenli maymun kayıt odasının kayıt sistemi monte edin. </li><li> Yavaş yavaş elle dura ulaşılana kadar kayıt odasına kılavuz tüpleri düşürmek, daha sonra motorun co kullanarak elektrotları sürücüntrol yazılımı. </li><li> o, mikropipet empedansını ölçmek mümkün değildir ilk elektrotlar ile sürücü ve farklı derinliklerde düzenli olarak empedanslarından kontrol edin. dura bir penetrasyon başarıyla elektrotlar zarar vermeden gerçekleştirildikten sonra, mikropipet ilerlemek. </li><li> elektrotları ve ilgi beyin alanı bulunan beklenen hangi hedef elektrot derinliği mikropipet sürün. Kaydedilen sinyalde iyi bir sinyal-gürültü oranı ile kanıtlandığı gibi, tek bir birim aktivitesini kaydetmek için yeterince yakın olana kadar yavaş yavaş elektrodu ilerlemek. Önemlisi, elektrot ve mikropipet arasındaki minimum mesafeyi sağlamak için aynı derinlikte kayıt elektrodu ve mikropipet yerleştirin. <ol><li> Mümkünse, tüm kayıt için bu derinlikte elektrotlar ve mikropipet tutun. Kaydedilen hücrenin sinyal kalitesini korumak için tek yol elektrotlar hareket Ancak, eğer, o zaman elektrotları ve mikropipet sürücüAynı anda aralarındaki mesafeyi korumak için. </li></ol></li></ol> 6. Mekansal Dikkat Görev <ol><li> Ekranda bir deneme dizi, mevcut iki hareketli nokta desenleri, bir araya hayvan her deneme 19 boyunca foveate zorundadır merkezi sunulan tespit noktası ile, kaydedilen nöronun ve bunun diğer dışına açık alanda konumlandırılmış, 20. Not: maymun cued nokta desen bir yön değişikliğine yanıt vermek için eğitilmiştir (hedef olay) başka nokta desen herhangi bir yön değişikliği yok sayarak, ve bir deneme 19 her başarılı tamamlanması için sıvı bir damla ile ödüllendirilir ise, 20. Duyusal kontrol koşulu olarak, maymun hem hareketli nokta desenleri (görevin daha ayrıntılı bilgi için bakınız Şekil 2) göz ardı ederken tespit noktasının bir parlaklık değişimini bildirmek zorundadır. </li></ol> 7. Farmakolojik Manipülasyon Kayıt yaparken <p&gt; Not: maymun görevi gerçekleştirirken, bir blok odaklı bir şekilde maddeyi enjekte. Üç ardışık bloklar tanımlanır: bir temel olarak hareket kontrolü; Bir madde atılır sırasında enjeksiyon; ve kurtarma, sırasında hücreler bazal enjeksiyon dönüşü tarafından hedeflenen. <ol><li> Bir enjeksiyon bloğu boyunca, düzenli aralıklarla kimyasal maddenin önceden belirlenmiş bir miktarda enjekte örn., 2 NL 2 nl / s &#39;lik bir oranda her dakika. Bu örnek için, skopolamin hidroklorür kullanımı. Enjeksiyon işlemi çeşitli seçenekler sunar yazılımı kullanılarak kontrol edilir. Örneğin, enjeksiyon hacmi tanımlamak ve kayıt yazılımı saatine göre enjeksiyon düğmesine her dakika basın adım işlevini kullanın. Enjeksiyon bloğunun tam süresi bir maddedir ve bağımlı deney örneğin skopolamin kullanımı için 2 nl enjeksiyonları her dakika 10 dakika (toplam 20 nl) için Not:.. Elektrotlar ve mikropipet Duri ilerletmek için tercih edilirEnjeksiyon blok ng. </li><li> zaman ve madde enjekte edildiği boyunca deneme, elektrotlar ve mikropipet derinliği gibi püskürtülen madde miktarının dikkat edin. </li><li> Resim maddenin enjekte edildiği bir geri kazanım bloğu, enjeksiyon blok izleyin. Kurtarma bloğu süresi maddeye özeldir ve ön testler tarif edilmesi gerekmektedir. Monitör ve kurtarma bloğunun sonuna kadar seçilmiş tek birimlerin kayıt kalitesini korumak. </li><li> sürece maymun kayıt kalitesi ve motivasyon sağlayacak şekilde üç blok tekrarlayın. </li></ol> 8. Mesaj Kayıt İşlemleri <ol><li> veri Kayıttan sonra, kılavuz tüpleri içine elektrotlar ve mikropipet geri çekin ve daha sonra elle kılavuz tüpleri geri çekin. maymun kayıt odasından kayıt sistemini kaldırın. Enjeksiyon pompası şırınga bırakın ve temizlik için hazırlık alanına sistemi aktarın. </li><li> hayvan Kolu(kayıt odasının 18 temizlenmesi dahil) Laboratuvarın standart prosedürlere göre ve konut tesisine iade edin. </li><li> iyonu giderilmiş su ile, sonra hidrojen peroksit (% 3) ile kılavuz tüp dışında yıkayın. kılavuz tüpleri dışarı sürücü elektrotları ve mikropipet, hidrojen peroksit ve daha sonra deiyonize su ile durulayın. </li><li> tüp içinde iğne tutma steril tuzlu su ile dolu bir şırınga, bir tüp haznesi ile şırınganın değiştirin. tüp ve tuzlu 1-2 ml mikropipet yıkayın. Yıkama işleminden sonra, namluyu kaldırmak ve hava ile doldurun. iğne içine namluyu yeniden takın ve tüp hafifçe hava yoluyla iterek içeriden mikropipet kurutun. </li><li> kurumasını önlemek için hem de organik maddelerin parçalanmasını sağlamak için enzim solüsyonu daldırılmış kılavuz tüpleri, genişletilmiş elektrodları ve mikropipet saklayın. </li></ol>

<ol>
	<li>Noudoost, B., Moore, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+neuromodulators+in+selective+attention.">The role of neuromodulators in selective attention.</a> Trends Cogn Sci. 15 (12), 585-591 (2011).</li><li>Jochems, A., Reboreda, A., Hasselmo, M., Yoshida, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cholinergic+receptor+activation+supports+persistent+firing+in+layer+III+neurons+in+the+medial+entorhinal+cortex.">Cholinergic receptor activation supports persistent firing in layer III neurons in the medial entorhinal cortex.</a> Behav Brain Res. 254, 108-115 (2013).</li><li>Thiele, A., Herrero, J. L., Distler, C., Hoffmann, K. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+cholinergic+and+GABAergic+mechanisms+to+direction+tuning,+discriminability,+response+reliability,+and+neuronal+rate+correlations+in+macaque+middle+temporal+area.">Contribution of cholinergic and GABAergic mechanisms to direction tuning, discriminability, response reliability, and neuronal rate correlations in macaque middle temporal area.</a> J Neurosci. 32 (47), 16602-16615 (2012).</li><li>Thienel, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Muscarinic+antagonist+effects+on+executive+control+of+attention.">Muscarinic antagonist effects on executive control of attention.</a> Int J Neuropsychopharmacol. 12 (10), 1307-1317 (2009).</li><li>Anthony, B. L., Dennison, R. L., Aronstam, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+muscarinic+receptor-G+protein+coupling+is+a+general+property+of+liquid+volatile+anesthetics.">Disruption of muscarinic receptor-G protein coupling is a general property of liquid volatile anesthetics.</a> Neurosci Lett. 99 (1-2), 191-196 (1989).</li><li>Yamakura, T., Bertaccini, E., Trudell, J. R., Harris, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+and+ion+channels:+molecular+models+and+sites+of+action.">Anesthetics and ion channels: molecular models and sites of action.</a> Annu Rev Pharmacol Toxicol. 41, 23-51 (2001).</li><li>Herr, N. R., Wightman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+techniques+for+examining+rapid+dopamine+signaling+with+iontophoresis.">Improved techniques for examining rapid dopamine signaling with iontophoresis.</a> Front Biosci. 5, 249-257 (2013).</li><li>Bevan, P., Bradshaw, C. M., Pun, R. Y., Slater, N. T., Szabadi, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relative+contribution+of+iontophoresis+and+electro-osmosis+to+the+electrophoretic+release+of+noradrenaline+from+multi+barrelled+micropipettes+[proceedings].">The relative contribution of iontophoresis and electro-osmosis to the electrophoretic release of noradrenaline from multi barrelled micropipettes [proceedings].</a> Br J Pharmacol. 67 (3), 478-479 (1979).</li><li>Herr, N. R., Kile, B. M., Carelli, R. M., Wightman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electroosmotic+flow+and+its+contribution+to+iontophoretic+delivery.">Electroosmotic flow and its contribution to iontophoretic delivery.</a> Anal Chem. 80, 8635-8641 (2008).</li><li>Thiele, A., Delicato, L. S., Roberts, M. J., Gieselmann, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+electrode-pipette+design+for+simultaneous+recording+of+extracellular+spikes+and+iontophoretic+drug+application+in+awake+behaving+monkeys.">A novel electrode-pipette design for simultaneous recording of extracellular spikes and iontophoretic drug application in awake behaving monkeys.</a> J Neurosci Meth. 158 (2-4), 207-211 (2006).</li><li>Lalley, P. M., Johansson, H., Windhorst, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microiontophoresis and Pressure Ejection: Modern Techniques in Neuroscience. , 193-209 (1999).</li><li>Malpeli, J. G., Schiller, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+reversible+inactivation+of+small+regions+of+brain+tissue.">A method of reversible inactivation of small regions of brain tissue.</a> J Neurosci Meth. 1 (2), 145-159 (1979).</li><li>Malpeli, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversible+inactivation+of+subcortical+sites+by+drug+injection.">Reversible inactivation of subcortical sites by drug injection.</a> J Neurosci Meth. 86 (2), 119-128 (1999).</li><li>Dias, E. C., Segraves, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+pressure+system+for+the+microinjection+of+substances+into+the+brain+of+awake+monkeys.">A pressure system for the microinjection of substances into the brain of awake monkeys.</a> J Neurosci Meth. 72 (1), 43-47 (1997).</li><li>Szente, M. B., Baranyi, A., Woody, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+protein+kinase+C+inhibitor+H-7on+membrane+properties+and+synaptic+responses+of+neocortical+neurons+of+awake+cats.">Effects of protein kinase C inhibitor H-7on membrane properties and synaptic responses of neocortical neurons of awake cats.</a> Brain Res. 506 (2), 281-286 (1990).</li><li>Woody, C. D., Bartfai, T., Gruen, E., Nairn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=lntracellular+injection+of+cGMP-dependent+protein+kinase+results+in+increased+input+resistance+in+neurons+of+the+mammalian+motor+cortex.">lntracellular injection of cGMP-dependent protein kinase results in increased input resistance in neurons of the mammalian motor cortex.</a> Brain Res. 386 (1-2), 379-385 (1986).</li><li>Noudoost, B., Moore, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+reliable+microinjectrode+system+for+use+in+behaving+monkeys.">A reliable microinjectrode system for use in behaving monkeys.</a> J Neurosci Meth. 194 (2), 218-223 (2011).</li><li>Association of Primate Veterinarians. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cranial Implant Care Guidelines for Nonhuman Primates in Biomedical Research. , (2015).</li><li>Treue, S., Martinez-Trujillo, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature-based+attention+influences+motion+processing+gain+in+macaque+visual+cortex.">Feature-based attention influences motion processing gain in macaque visual cortex.</a> Nature. 399, 575-579 (1999).</li><li>Martinez-Trujillo, J. C., Treue, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature-based+attention+increases+the+selectivity+of+population+responses+in+primate+visual+cortex.">Feature-based attention increases the selectivity of population responses in primate visual cortex.</a> Curr Biol. 14 (9), 744-751 (2004).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Burada bir &quot;off-the-raf&quot; basınçlı enjeksiyon sistemi ile güvenilir ve hassas enjeksiyon ve yüksek kaliteli tek hücreli kayıtları nasıl gerçekleştirileceği detaylı olarak tarif var. Ilaç verme yöntemi, daha önce (17 gözden) maymunlar davranıyor kullanılmış olsa da, burada sunulan sistem aşağıda gözden avantajları vardır. Şekil 4A&#39;da gösterildiği gibi, burada tarif edilen sistem ile ve kayda hemen yanında farmakolojik enjeksiyonlar olmadan tek bir nöron aktivitesi sabit ölçüm sağlar. Şekil 4B&#39;de gösterildiği gibi, bir kontrol maddesi, tuzlu su enjeksiyonu, ateşleme hızı bir değişikliğe yol açmadı. Bu kontrol, enjeksiyon işleminin kendisi kayıt nöronların ateşleme özellikleri üzerinde ölçülebilir bir etkiye sahip olduğunu göstermektedir. nöron, kayıt elektrot ve mikropipet mekansal yapılandırma önemli biridir<html> Bu deneylerde önemi. Kayıt sırasında dokuda göreceli konumlarının kesin bir ölçü mümkün olmasa da, biz düşünün ve varyans olası kaynakları kontrol edebilirsiniz. İlk olarak, hacim, enjeksiyon sırasında ilgi nöron kaydedilen sinyallerin dengesini etkilemeden, kayıt elektrot uzak değiştirilebilmeleri riski vardır. Bu nedenle daha önce ve sinyal kararlılığını doğrulamak için enjeksiyon bloğundan sonra atış hızına karşılaştırmak için isabetli olmuştur. İkinci olarak, kayıt sisteminin kılavuz borusu konfigürasyonu elektrotları ve mikropipet arasındaki mesafeyi tanımlar (örn., Bu deneyde kullanılan eş-3-kanallı sistemde 305 um). Sistem dokusunda elektrotlar ve mikropipet derinliği hassas pozisyon kontrolü sağlar gibi, aralarındaki mesafe dikkatlice (adım 3.5) Kayıttan önce nispi derinlik kalibre ve kayıtları sırasında ortak bir derinlikte tutarak minimize edilebilir. ent &quot;&gt; Potansiyel sınırlamalar üretici tarafından in-house kalite kontrolüne ek olarak, sistem tüplerin farklı marka olarak, laboratuvar koşullarında valide gerekiyor, vb şırıngalar kullanılabilir ve atılır hacimlerde farklılıklara yol açabilir. Sistem burada gösterilen deneyde olduğu gibi, çok küçük hacimlerde enjekte etmek için kullanılabilir olsa da, bu, normal bir laboratuvar ortamında uygulama ölüm sınırlarına bağlı olarak doğrulanabilir, minimum hacimde altında bulunmaktadır. Bununla birlikte, daha büyük bir enjeksiyon hacimleri yazılımla tanımlanmış miktar ve donanım tarafından püskürtülen hacmi arasındaki ilişkiyi belirlemek için de kullanılabilir. Şeffaf borular kullanıldığında, enjeksiyon işleminin ek bir görsel kontrol görsel işaretin yer değiştirme ölçümü mümkündür. Mikropipet çapı biraz daha büyüktür ve malzeme daha kırılgan olduğu gibi sisteme mikropipet yerleştirilmesi, elektrot yerleştirilmesi daha talep ediyor. Ek olarak,o mikropipet üst kısmını kırılma riski yüksek gerektirir olarak mikropipet pin tüp katılmadan zordur. Ancak, başarılı bir şekilde yüklendi mikropipet ömrü bile günlük kullanım ile, birkaç aydır. Uygulamada, henüz sistemin post-kayıt temizliği sırasında enjeksiyon sisteminde bir tıkanıklık karşılaşmadım. Bununla birlikte, hiçbir &quot;çevrimiçi&quot; onay mümkündür ve (örneğin, mikropipet ucunda doku gibi) fiziksel tıkanma madde enjeksiyonu engelleyebilecek bir riski vardır. Nedenle bu tür bir deney kontrolü ve enjeksiyon blokları arasında fiyat ateş önemli değişiklikler gösteren daha fazla analiz yalnızca bu hücreler de dahil olmak üzere gibi konservatif verileri analiz etmek için tavsiye edilebilir. kendi küçük çaplı olmasına rağmen, Mikroelektronlar ve pipetler beyin dokusu yerinden edecek ve bazı lokal doku hasarına neden olabilir. Bu el th ucu konumlandırmak minimize edilebilirsadece dura mater üzerinde e kılavuz tüpleri. elektrotlar daha sonra dura nüfuz ve intakt çevrimiçi olarak empedans ölçerek anlaşılmaktadır. Daha sonra, mikropipet eklenir. Bu yaklaşım kullanıldığında, dura üzerinde doku normal uzaklaştırılması, daha fazla elektrod veya pipet kırılma riskini azaltmak için tavsiye edilir. Alternatif yöntemlere karşılaştırması Burada kullanılan sistem, diğer basınçlı enjeksiyon sistemleri ile karşılaştırıldığında net avantajlar gösterir. Güçlü bir avantajı, diğer mevcut problar 17 yarısı kadardır mikropipet (yaklaşık 100 um), çapı ve dolayısıyla nevral doku hasarını en aza indirir. önceki tasarımlara aksine, mevcut sistem uzamsal kayıt elektrot ve mikropipet ayrılır çalışmaktadır. Diğer sistemler, elektrot ve pipet arasında küçük bir mesafe temin olsa da, burada açıklanan sistem elektrotlar ve pipet böylece PERMI bağımsız derinliği değişiklikleri sağlarBir kayıt oturumu içinde değişken izafi mesafeleri tting. Enjeksiyon sistemi, esaslı bir kayıt cihazının bir uzantısı olarak da önemlisi, kayıt kalitesi ile ilgili olarak herhangi bir uzlaşma yapılması gerekmektedir. Sadece bir Mikropipet ve böylece bir madde bu protokolde kullanılan iken, bir deneysel prosedür içinde birden fazla madde enjekte etmek mümkündür. Bunu başarmak için, birden fazla mikropipetler ayrı kılavuz tüp içine dişli ve bireysel püskürtme pompalarında monte iğneleri bağlanabilir. Sadece bir bilgisayar programı elektrotlar ve mikropipet ilerlemek için, ve deney sırasında basınç enjeksiyon gerçekleştirmek için gerekli Son olarak, kontrol sistemi, kolay. iyontoforez basınç enjeksiyon karşılaştırıldığında, göreli avantajları ve dezavantajları vardır. Örneğin, basınçlı enjeksiyon böylece nöronal deplasman riskini artıran, iyontoforez daha dokuya tanıtılan büyük hacimli gerektirir. geçerli protocol nL aralığında hacimleri kullanılan ve nadiren bir kayıtlı hücrenin sinyal kalitesinde gözle görülür değişiklikler yaşadı. Sistem aynı zamanda, davranışsal manipülasyonlar için potansiyel olarak yararlı olan, ancak nöronal kayıt stabilitesini etkileyebilecek olan daha büyük hacimler enjekte edilmesini sağlar. yüklü maddeleri kullanmak için hiçbir zorunluluk olmadığından dolayı iyontoforez üzerindeki basınç enjeksiyon net bir avantajı kullanılabilir maddelerin büyük çeşididir. Ancak, pH değerleri kontrol edilmeli ve deney ve kontrol maddeler arasında karşılaştırıldı (örn., Tuz). soru nöral aktiviteyi işlemek için böyle optogenetics olarak yerine yeni tekniklerin basınçlı enjeksiyon köklü yöntemi kullanmak neden ortaya çıkabilir. iyi kemirgenlerde kurulmuş olmasına rağmen, optogenetics henüz güvenilir bir rhesus maymunları kurulmuş değildir. Özel olarak, henüz bir nörotransmitter türü için seçici olan hücrelerin lokal manipülasyon izin vermez. uzun vadede, görüyoruzbilişsel işlevlerin nöral temelini durulaştırmada optogentic manipülasyonlar avantajları ile farmakolojik manipülasyonlar avantajları kombinasyonu için büyük bir potansiyel. Burada basınçlı enjeksiyon rhesus maymunlarının davranmak, farmakolojik uyanık beynindeki bir yerel sınırlı alanı işlemek için nasıl kullanılabileceğini göstermiştir. Biz bu yöntem nöronal aktivitenin dinamiklerine nöromodülatör katkıları araştırmak için diğer bilim adamları ilham umuyoruz.

In cortical and subcortical areas, neuronal activity is affected by various neuromodulators, for example acetylcholine1. These modulatory effects on neuronal responses have been reported in in vitro studies2, as well as in electrophysiological recordings from anesthetized animals3 and systemic pharmacological manipulations in humans4. Nevertheless, the exact role of different neuromodulators and the involvement of various receptor subtypes are largely unknown. To measure the effects of specific neuromodulators on the activity of single neurons, it is desirable to induce a temporary neuromodulator change as close as possible to the recording electrode. Furthermore, it is important that those manipulations are done in awake animals, as cognitive functions are only present in the absence of anesthesia. Additionally, anesthesia interacts with cholinergic and GABAergic systems5,6 and can lead to changes in neural activity3.
Within the last decades, two main methods of local drug delivery have been developed and refined: iontophoresis and pressure injection. In both methods drugs are delivered through micropipettes made of either glass or steel. With iontophoresis, an electrical current regulates the release of the drug7. Additionally, there is a significant contribution of electro-osmosis to the total amount of ejected molecules8, correlating with the tip diameter9 of the micropipette as well as with the concentration8 of the substance used. Iontophoresis is a powerful tool to quickly and precisely manipulate small volumes of nervous tissue. For iontophoretic injections, multi-barrel micropipettes are usually used10, with one acting as a recording device while the other positions serve as delivery pipettes. A limitation of this method is that only charged molecules can be used, severely limiting the selection of drugs. 
Pressure injection uses either air compression or mechanical pressure to eject a substance from a micropipette. Using this method any soluble substance, charged or uncharged, can be used, including large molecules. The method of pressure injection was first described by Reyniers in 1933 and further refined in the 1950s (see Lalley11 for a review). In the 1980s the method was further refined to allow delivery of amounts in the nanoliter range (mainly lidocain12) to a defined brain area13 while simultaneously performing single-cell recording. The ejected volume was usually monitored by observing the movement of a marker, such as the meniscus in the upper part of the pipette13. Pressure injection was first used in the 1990s in awake animals, both extracellularly14 and intracellularly15,16. Based on the cumulative expertise gained in these studies it is now possible to reliably record from different brain structures in combination with pharmacological manipulation (see17 for a comparison of recent pressure injection systems). 
An enduring open issue for both drug delivery methods is the difficulty in determining the precise volume injected. This is an even bigger challenge for experiments with awake, behaving rhesus monkeys where the animal performs the experimental task in a separate room. This can be alleviated by the use of a software-controlled system instead of relying on a visual marker to continuously monitor an injection. 
The system described here is an extension of a well-established electrophysiological recording system (Mini Matrix System) and combines an injection pipette with multiple parallel-oriented recording electrodes at defined distances in a customizable arrangement. Pharmacological manipulation of the tissue near the recording electrode is possible using only a small amount of substance, ensuring a fast recovery and allowing multiple blocks of injection and control/recovery within the limited time window offered by the behavioral task of the animal.

<table><tbody><tr><td>(-)-Scopolamine hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>55-16-3</td><td>Mr 339.81 g/mol</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%&amp;nbsp;</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>3079870</td><td>5ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Terg-a-zyme</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z273287</td><td>enzyme detergen</td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Roth</td><td></td><td>Used in 3% solution with deionized water</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Chemie-Vertieb Hannover</td><td>104642</td><td>70%</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Injekt 40 Duo</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>9166432V</td><td>Syringe and needle&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Eppendorf Safe-Lock microcentrifuge tubes, amber</td><td>Eppendorf</td><td>0030 120.191</td><td>1,5ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Quarzglass micropipette</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Recording electrode</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td>quartz/platinum-tungsten fiber electrode; impedance value 1-2 M&amp;Omega;&amp;nbsp; and 0.3-0.5 M&amp;Omega;</td></tr><tr><td>PharmedBPT-Schlauch</td><td>Saint-Gobain Performance Plastics&amp;nbsp;</td><td>3702003</td><td>&amp;nbsp;Size: 0,25 x 2,05 mm (Wd: 0,9mm)</td></tr><tr><td>Loctite 401</td><td>Henkel</td><td>233641</td><td>Superglue</td></tr><tr><td>Silicon oil</td><td>Thomas Recording</td><td>M-1000</td><td></td></tr><tr><td>Minisart RC15</td><td>Sartorius</td><td>17761----------R</td><td>Syringe filter</td></tr><tr><td>Multichannel Micro Injection System</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td>multichannel microelectrode manipulator &amp;ldquo;System Eckhorn&amp;rdquo; equipped with microelectrodes and micropipettes and a precision multichannel microinjection pump</td></tr><tr><td>McLab</td><td>custom</td><td></td><td>internal lab software to control stimulus presentation</td></tr></tbody></table>

a pressure injection system for investigating the neuropharmacology of information processing in awake behaving macaque monkey cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation of sensory information processing by attention. However, little is known about which neurotransmitter systems are involved in such modulations. A practical way to address this question is to combine single-cell recording with local and temporary neuropharmacological manipulation in a suitable animal model. Here we demonstrate a technique combining acute single-cell recordings with the injection of neuropharmacological agents in the direct vicinity of the recording electrode. The video shows the preparation of the pressure injection/recording system, including preparation of the substance to be injected. We show a rhesus monkey performing a visual attention task and the procedure of single-unit recording with block-wise pharmacological manipulations.

Şekil 2 enjeksiyon işlemi yapılmıştır ise maymun gerçekleştirilen uzaysal dikkat görev göstermektedir. maymun, (katılmak-in) kayıtlı nöronun alıcı alanında bulunan ya uyarana açık alanın dışında bulunan uyarıcı katılmak üzere eğitildi veya sabitleme noktası (-out katılmak) (devam-fix). Bu koşullar, farklı dikkat devletlerde nöronal aktivitenin bir karşılaştırma sağlar. Şekil 3 skopolamin, bir muskarinik kolinerjik antagonist kullanarak bir deneyde bir örnek nöron bir peri-uyaran zaman histogramı gösterir. arsa hücrenin tercih yönde hareket eden bir model nöronun alıcı alanı içinde sunulur ve hayvan katıldığı hiçbir enjeksiyon, karşı skopolamin enjeksiyon sırasında yanıt baskılanmasını gösterir. İlk iki zirveleri nöron temsil9; ın zamanda online tepki ve açık alan içinde görünen mekansal işaret, ofset. Bu 500 ms işaret başladıktan sonra ekranda görünür hareketli modeline yanıt izlemektedir. gri gölgeli alan her deneme için ortalama atış oranını hesaplamak için kullanılan analiz süresini göstermektedir. yeşil alan hücrenin ateşleme hızına skopolamin enjeksiyonu baskılayıcı etkisini vurgulamaktadır. Koyu yeşil bölge analiz dönemi içinde bastırma gösterir. Şekil 4A, üç dikkat koşullarının her örnek nöron ortalama ateşleme hızına skopolamin etkisini göstermektedir. nöronun ateşleme iki uzaysal dikkat koşulları oranı (kayıt nöronun alıcı alanının içinde veya dışında dikkat) yanı sıra (sabitleme noktasında dikkat) duyusal durum enjeksiyon bloğunun ilk enjeksiyon (gri gölgeli kısa bir süre sonra düştü vardıra) ve enjeksiyon öncesi aynı seviyede bir gecikmeden sonra artan kurtarma blok sırasında. Şekil 4B, tuzlu su (% 0.9 NaCI) skopolamin, enjeksiyon için aynı protokol kullanılarak, enjekte edilmiş bir ikinci örnek nöron kayıt bir denetim gösterir. Enjeksiyon sırasında nöronun ateşleme oranında bir değişiklik kontrol bloğuna göre gözlendi engeller. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig1.jpg" /> Kayıt sırasında farmakolojik manipülasyon için kullanılan Şekil 1. Set-up. (A) mikroenjeksiyon pompası ve elektrotlar ve mikropipet ile donatılmış elektrofizyolojik kayıt sistemi yansıtır. silikon yağı elektrodları ve mikropipet yağlamak için sokulduğu guidetube boşluğu, büyütülmüş gösterilmiştir. (B) (yukarıda) bir örnek mikropipet görüntülerve kayıt elektrot (aşağıda). Boyut karşılaştırma için, bir euro cent (çap: 16 mm). Altına yerleştirilen <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig1large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig2.jpg" /> Şekil 2. Görev tasarımı mekansal dikkat rehberlik. Maymunlar cued nokta desen bir hareket yönü değişikliği algılamak için eğitilmiştir. işaret ya da nöronun alıcı alanında yerleştirildi şekilde gösterildiği gibi, (-katılmak), ya da bunun dışında (katılmak-out). Bir duyusal kontrol olarak maymun tespit noktasının bir parlaklık değişimini algılamak için eğitilmiş (katılmak-fix). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> &lt;<html> img alt = &quot;Şekil 3&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53724 / 53724fig3.jpg&quot; /&gt; Ateşleme hızı üzerinde antagonist skopolamin Şekil 3. Etkisi. Bir örnek nöron için peri-uyaran süresi histogram enjeksiyon bloğu sırasında ve denetim bloğu sırasında attend-in durumuna (kaydedilen nöronun alıcı alanı içinde dikkat) için gösterilir. x ekseni sivri ateşleme hızı / sn gösteren işaret başlangıcı ve y-ekseni sonra milisaniye zaman göstermektedir. gri alan deneme ortalama ateş oranını hesaplamak için kullanılan analiz dönemi (uyaranın başlangıcından sonra 300-800 ms) göstermektedir. yeşil gölgeli alan iki koşula karşısında ateşleme hızı olarak bastırılmasına gösterir. Koyu yeşil renk analiz dönemi içinde bastırma vurgulamaktadır. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> iles / ftp_upload / 53724 / 53724fig4.jpg &quot;/&gt; Ateşleme hızı üzerinde skopolamin ve tuz Şekil 4. Etkisi. (A) rakip skopolamin enjeksiyonu. Deney boyunca Şekil 3 örnek hücrenin deneme ortalama ateş oranı her üç dikkat koşullar için tercih edilen uyarıcı gösterilir. x ekseni dakika deneme başlangıç ​​zamanını göstermektedir ve y-ekseni saniyede sivri birimin ateşleme oranını gösterir. semboller ( <img alt="Artı" src="/files/ftp_upload/53724/53724plussign.jpg" /> katılmak-in, <img alt="Daire" src="/files/ftp_upload/53724/53724circle.jpg" /> -Katılmak düzeltmek, <img alt="Trianle" src="/files/ftp_upload/53724/53724triangle.jpg" /> ) Dışarı katılmak her başarıyla gerçekleştirilen denemede analiz dönemi içinde nöronun ateşleme hızı temsil ve yatay çizgiler (katı çizgi: katılmak-in, noktalı çizgi: katılmak-fix, kesikli çizgi: katılmak çıkış) için ortalama ateşleme hızı göstermek üç farklı deneysel BLocks (kontrol, enjeksiyon, kazanım). gri gölgeli alan ilk enjeksiyondan ile başlayan ve son enjeksiyondan sonra 1 dakika biten enjeksiyon bloğu gösterir. Enjeksiyon sırasında blok 2 nL 0.1 molar skopolamin 2 nl / sn bir enjeksiyon hızı ile her dakika enjekte edildi. (B) Salin enjeksiyonu. Kontrol deney boyunca bir numune hücresinin ateşleme hızı her üç dikkat koşulları için tercih edilen bir uyarıcı için gösterilmiştir. Gri gölgeli alan tuzlu enjeksiyon bloğu görüntüler. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex at JoVE.com

A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

Uyanık Davranan Macaque Maymun Korteks Bilgi İşlem Neuropharmacology araştırılması için Bir Basınç Enjeksiyon Sistemi

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation ...

a-pressure-injection-system-for-investigating-neuropharmacology

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Behavior

8.3K Görüntüleme.  German Primate Center. Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site. 

Video: A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Sinir Yanıtları Kayıt ve Tarayıcıları enjekte için bir Awake Fare hazırlanması

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Nörobilim

Targeted Labeling of Neurons in a Specific Functional Micro-domain of the Neocortex by Combining Intrinsic Signal and Two-photon Imaging

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, direction5-7, ocular dominance8,9 and binocular disparity9. Orientation selectivity is the most widely studied feature and a continuous map with a quasi-periodic layout for preferred orientation is present across the entire primary visual cortex10,11. Integrating the synaptic, cellular and network contributions that lead to stimulus selective responses in these functional maps requires the hybridization of imaging techniques that span sub-micron to millimeter spatial scales. With conventional intrinsic signal optical imaging, the overall layout of functional maps across the entire surface of the visual cortex can be determined12. The development of in vivo two-photon microscopy using calcium sensitive dyes enables one to determine the synaptic input arriving at individual dendritic spines13 or record activity simultaneously from hundreds of individual neuronal cell bodies6,14. Consequently, combining intrinsic signal imaging with the sub-micron spatial resolution of two-photon microscopy offers the possibility of determining exactly which dendritic segments and cells contribute to the micro-domain of any functional map in the neocortex. Here we demonstrate a high-yield method for rapidly obtaining a cortical orientation map and targeting a specific micro-domain in this functional map for labeling neurons with fluorescent dyes in a non-rodent mammal. With the same microscope used for two-photon imaging, we first generate an orientation map using intrinsic signal optical imaging. Then we show how to target a micro-domain of interest using a micropipette loaded with dye to either label a population of neuronal cell bodies or label a single neuron such that dendrites, spines and axons are visible in vivo. Our refinements over previous methods facilitate an examination of neuronal structure-function relationships with sub-cellular resolution in the framework of neocortical functional architectures.

A method is described for labeling neurons with fluorescent dyes in predetermined functional micro-domains of the neocortex. First, intrinsic signal optical imaging is used to obtain a functional map. Then two-photon microscopy is used to label and image neurons within a micro-domain of the map.

Belirli Fonksiyonel İçsel Sinyal birleştiren tarafından neokorteks Mikro-etki ve İki foton Görüntüleme nöronlar Hedefli Etiketleme

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, ...

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

Uyarı, Baş-ölçülü Sıçanların Alt-kortikal Beyin Yapıları içinde Juxtacellular İzleme ve Yerelleştirme Single Nöronlar

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

Eşzamanlı Elektrofizyolojik Kayıt ve kemirgen Beyindeki inhibitör Ajanların Mikro-enjeksiyon

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In particular, endogenously-generated network activity, which strongly varies as a function of the state of vigilance, significantly modulates neuronal computation. To investigate how different spontaneous cerebral dynamics impact single neurons&#39; integrative properties, we developed a new experimental strategy in the rat consisting in suppressing in vivo all cerebral activity by means of a systemic injection of a high dose of sodium pentobarbital. Cortical activities, continuously monitored by combined electrocorticogram (ECoG) and intracellular recordings are progressively slowed down, leading to a steady isoelectric profile. This extreme brain state, putting the rat into a deep comatose, was carefully monitored by measuring the physiological constants of the animal throughout the experiments. Intracellular recordings allowed us to characterize and compare the integrative properties of the same neuron embedded into physiologically relevant cortical dynamics, such as those encountered in the sleep-wake cycle, and when the brain was fully silent.

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

This procedure performs long-lasting in vivo intracellular recordings from single neurons during physiologically relevant cerebral states and after complete abolition of ongoing electrical activities, resulting in an isoelectric brain state. The physiological constants of the animal are carefully monitored during the transition to the artificial comatose condition.

Bir izoelektrik Beyin Devlet indüksiyon Nöronal Eksitabilite üzerinde Endojen Sinaptik Faaliyet etkisini araştırmak için<em&gt; İn Vivo</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we demonstrate the use of magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of optogenetic viral vectors into primary somatosensory (S1) and motor (M1) cortices of macaques to obtain efficient, widespread cortical expression of light-sensitive ion channels. Adeno-associated viral (AAV) vectors encoding the red-shifted opsin C1V1 fused to yellow fluorescent protein (EYFP) were injected into the cortex of rhesus macaques under MR-guided CED. Three months post-infusion, epifluorescent imaging confirmed large regions of optogenetic expression (&#62;130 mm2) in M1 and S1 in two macaques. Furthermore, we were able to record reliable light-evoked electrophysiology responses from the expressing areas using micro-electrocorticographic arrays. Later histological analysis and immunostaining against the reporter revealed widespread and dense optogenetic expression in M1 and S1 corresponding to the distribution indicated by epifluorescent imaging. This technique enables us to obtain expression across large areas of the cortex within a shorter period of time with minimal damage compared to the traditional techniques and can be an optimal approach for optogenetic viral delivery in large animals such as NHPs. This approach demonstrates great potential for network-level manipulation of neural circuits with cell-type specificity in animal models evolutionarily close to humans.&#160;

Here, we demonstrate magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of viral vectors into the cortex as an efficient and simplified approach for achieving optogenetic expression across large cortical areas in the macaque brain.

Online MRG görüntüleri rehberlik altında Rhesus Macaque korteks için optogenetik Adeno-ilişkili Viral vektör konveksiyon geliştirilmiş teslim

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we ...

Microinjectrode System for Combined Drug Infusion and Electrophysiology

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes and nanosensors, optimized for repeated use in awake, behaving animals. The microinjectrode system can be configured for multiple purposes: (1) simple arrangement of the cannula for placement of an experimental probe that would otherwise be too fragile to penetrate the dura mater, (2) microfluidic infusion of a drug, either independently or coupled to a cannula containing an experimental probe (i.e., microelectrode, nanosensor). In this protocol we explain the step by step construction of the microinjectrode, its coupling to microfluidic components, and the protocol for use of the system in vivo. The microfluidic components of this system allow for delivery of volumes on the nanoliter scale, with minimal penetration damage. Drug infusion can be performed independently or simultaneously with experimental probes such as microelectrodes or nanosensors in an awake, behaving animal. Applications of this system range from measuring the effects of a drug on cortical electrical activity and behavior, to understanding the function of a specific region of cortex in the context of behavioral performance based on probe or nanosensor measurements. To demonstrate some of the capabilities of this system, we present an example of muscimol infusion for reversible inactivation of the frontal eye field (FEF) in rhesus macaque during a working memory task.

We present a microinjectrode system designed for electrophysiology and assisted delivery of experimental probes (i.e., nanosensors, microelectrodes), with optional drug infusion. Widely available microfluidic components are coupled to a cannula containing the probe. A step-by-step protocol for microinjectrode construction is included, with results during muscimol infusion in macaque cortex.

Kombine İlaç İnfüzyonu ve Elektrofizyolojisi için Mikroenjekrode Sistemi

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes ...

Injections of AAV Vectors for Optogenetics in Anesthetized and Awake Behaving Non-Human Primate Brain

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of optogenetics, however, requires that safety and efficacy be demonstrated in animal models, ideally in non-human primates (NHPs), because of their neurological similarity to humans. The number of candidate vectors that are potentially useful for neuroscience and medicine is vast, and no high-throughput means to test these vectors yet exists. Thus, there is a need for techniques to make multiple spatially and volumetrically accurate injections of viral vectors into NHP brain that can be identified unambiguously through postmortem histology. Described herein is such a method. Injection cannulas are constructed from coupled polytetrafluoroethylene and stainless-steel tubes. These cannulas are autoclavable, disposable, and have low minimal-loading volumes, making them ideal for the injection of expensive, highly concentrated viral vector solutions. An inert, red-dyed mineral oil fills the dead space and forms a visible meniscus with the vector solution, allowing instantaneous and accurate measurement of injection rates and volumes. The oil is loaded into the rear of the cannula, reducing the risk of co-injection with the vector. Cannulas can be loaded in 10 min, and injections can be made in 20 min. This procedure is well suited for injections into awake or anesthetized animals. When used to deliver high-quality viral vectors, this procedure can produce robust expression of optogenetic proteins, allowing optical control of neural activity and behavior in NHPs.

As currently implemented, optogenetics in non-human primates requires injection of viral vectors into the brain. An optimal injection method should be reliable and, for many applications, capable of targeting individual sites of arbitrary depth that are readily and unambiguously identified in postmortem histology. An injection method with these properties is presented.

Anestezi Uygulanmış ve İnsan Dışı Primat Beyne Uyanan Optogenetik için AAV Vektörlerinin Enjeksiyonları

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

Uyanık, Kafaya Sabitlenmiş Sıçanların Nörogörüntülemesi için Kafa İmplantları

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

Drug Microinjection with Electrophysiological Recording in a Rat Brain

Source: Lai, J., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52271">Simultaneous electrophysiological recording and micro-injections of inhibitory agents in the rodent brain.</a> J. Vis. Exp. (2015)
This protocol outlines the assembly and use of an injectrode for precise drug delivery into targeted brain regions of an anesthetized rat, followed by monitoring of neuronal activity through recorded electrical signals.

Uyanık Davranan Macaque Maymun Korteks Bilgi İşlem Neuropharmacology araştırılması için Bir Basınç Enjeksiyon Sistemi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler