이 작품은 ST가 &quot;감각 처리의 셀룰러 메커니즘&quot;공동 연구 센터 889 (프로젝트 C04)를 통해 독일 연구 협회의 보조금에 의해 지원되었다. 우리의 기술 지원을, 독일 영장류 센터, 박사 카타리나 Debowski 안나 Magerhans의 줄기 세포 단위에서시나 플러머, 레오노레 Burchardt, 더크 Prüsse, 클라우스 Heisig 기술 및 동물 관련 지원 랄프 Brockhausen 우리의 협력자 감사합니다 여과 공정.

동물 관리 및 모든 실험 절차는 독일어 법률에 적용 동물 보호에 따라 실시하고 브라운 슈 바이크, 니더 작센, 독일의 지방 정부에 의해 승인되었다. 참고 실험은 생체 내에서 수행 될 때, 가장 높은 위생 기준을 유지하는 것이 중요하다. 가능하면 멸균 조건에서 작동합니다. 1. 사출 / 촬영 시스템 준비 <ol><li> 주사기와 마이크로 피펫 연결 관 소독. 분사 펌프 및 전기 생리 녹화 시스템의 실험 장치에 관 수의 짧은 길이를 사용합니다. </li><li> 세정 와이어를 사용하여, 기록 시스템의 안내 관을 청소한다. 여러 번 살균 실리콘 오일을 찍어 개별 안내 관을 통해 공급. </li><li> 기록 시스템의 하나의 가이드 튜브 내로 석영 유리 마이크로 피펫을 삽입한다. 도 1a를 참조하십시오. </li><li> 에 마이크로 피펫을 고정 후기록 시스템은, 마이크로 피펫의 금속 핀 멸균 튜브를 부착. 주의; 마이크로 피펫이 시스템에서 고정되어 있지만, 튜브를 부착 할 때 쉽게 분해 할 수있다. 핀과 튜브에 동일한 압력을 적용하기 위해 두 멸균 핀셋을 사용합니다. </li><li> 튜브와 마이크로 피펫 사이의 접합부를 밀봉 액체 슈퍼 접착제를 사용합니다. 접착제가 액체로 마이크로 피펫을 채우기 전에 경화 적어도 3 시간을 기다립니다. </li><li> 전 또는 마이크로 피펫 삽입 후 기록 시스템의 다른 위치로 미소 전극 (예를 들면, 석영 유리 절연 텅스텐, 백금)를 삽입한다. </li></ol> 2. 물질 준비 <ol><li> 오토 클레이브 또는 다른 신뢰할 수있는 절차를 사용하여 주입 용액의 저장 후에 1.5 ml의 마이크로 원심 튜브 소독. </li><li> 0.1 몰 용액 5 ㎖를 제조 해당 물질 스코 폴라 민 하이드로 클로라이드를 단다. 멸균 식염수 (0.9 % NaCl을)에 용해. </li><li> 멸균 조건의 난에서NA는 충분히 큰 공경 주사기 필터를 사용하여 용액, 예를 들면, 0.2 ㎛의 필터, 흄 후드. </li><li> 흄 후드에서, 스코 폴라 민을 위해, 예를 들어 하나의 실험에 대한 충분한 볼륨에 솔루션 나누어지는 멸균 1.5 ml의 microcentrifuge 관에 500 μL. 빛으로부터 물질을 보호하기 위해 어두운 튜브를 사용하여; 대안 적으로, 알루미늄 박에 튜브를 감싸는. 스코 폴라 민 들어, 4 ° C에서 최대 14 일 동안 솔루션을 저장합니다. </li></ol> 사출 / 촬영 시스템 3. 매일 준비 주 : 기록 시스템에 장착 할 때, 전극은 마이크로 피펫 레코딩 간의 효소 용액 (Tergazyme, 탈 이온수로 1 % 용액)에 저장된다. 다음 단계는 모든 녹음하기 전에 수행해야합니다. <ol><li> 물질의 튜브를 수집하는 주입한다. 냉장 경우는 RT에 도달 할 수 있습니다. </li><li> 효소를 용액으로부터 주입 / 기록 시스템을 제거하고 전극 린스탈 이온수로 마이크로 피펫 효소 용액을 완전히 세척한다. </li><li> 시각적으로 마이크로 피펫 및 튜브 사이의 밀봉을 확인하기 위해 기록 시스템의 전면 커버를 제거합니다. </li><li> 원활한 이동을 위해 시스템을 윤활하기 위해 안내 튜브 갭 (도 1a 참조) 및 전극과 ​​마이크로 피펫의 선단을 무균 실리콘 오일을 적용한다. </li><li> 그들은 그대로 보장하기 위해 현미경을 사용하여 전극과 마이크로 피펫의 팁을 확인하십시오. 동일한 길이의 안내 관 밖으로 연장되도록 현미경 전극 및 마이크로 피펫 정렬. 즉시 더 이상 볼 수 있습니다로 중지, 가이드 튜브로 드라이브. 이것은 전극 위치 0으로 정의된다. 소프트웨어에서 0으로 전극의 깊이와 마이크로 피펫을 설정합니다. </li><li> 멸균 생리 식염수와 멸균 주사기를 입력하고 튜브의 벽을 관통하지 않도록주의하면서 튜브에 바늘을 삽입합니다. VISU에 대한 가이드 튜브에서 마이크로 피펫 드라이브물질 흐름의 알 제어 할 수 있습니다. </li><li> 공기 없도록하는 튜브와 마이크로 피펫을 통해 세척 적어도 2 ml의 멸균 생리 식염수는 주사기 나 튜브에 남아 있습니다. 주사기의 플런저에 너무 많은 압력을 가하지 마십시오. 튜브와 마이크로 피펫 사이의 연결을 확인하는 밀봉된다. 누설이 보이면 접합부 (단계 1.5 참조) 재 및 접착제 기록 연기. </li><li> 솔루션 새로운 멸균 주사기 주입 할 채우고 식염수 주사기 배럴로 교환, 즉, 튜브 식염수 채워진 주사기의 바늘을 유지. 공기가 시스템에 전송되지되어 있는지 확인합니다. 이것은, 식염수로 채워진 배럴을 제거한 후 생리 식염수로 바늘 허브를 충전함으로써 달성된다. </li><li> 용액을 250 ㎕의 완전 튜브로부터 염분을 제거하기 위해 주입하는 시스템으로 플러시. </li><li> 모터 제어 소프트웨어를 사용 guidetubesto에 적어도 -500 ㎛의 깊이를 마이크로 피펫 전극 후퇴. </li><l난&gt; 그들의 상대 위치를 고정 유지하는 가이드 튜브의 하단에 가이드 튜브 링 (도 1a)을 내린다. </li><li> 이 원숭이의 기록 챔버를 터치합니다 특히 에탄올로 시스템의 기반을 청소합니다. </li><li> 전면 커버를 교체하고 나사를 조여 기록 시스템을 닫습니다. </li></ol> 분사 시스템 4. 유효성 주 : 기업 시스템을 보정하지만,이 (튜브, 주사기 등) 실험 장치에 사용되는 재료 토출 양을 검증 할 것을 권장한다. <ol><li> 안내 관 밖으로 연장 전극 및 마이크로 피펫을 유지, 3 단계에서 설명 된 바와 같이 시스템을 준비한다. 적어도 7,000 ㎛의 깊이로 인해 마이크로 피펫 전극의 외면을 따라 접착력 측정 량의 감소를 피해야한다. </li><li> 이 실험시에 사용되는 위치에 기록 시스템을 배치하고 syrin 넣어마이크로 인젝션 펌프에 GE. 고무 밴드와 조정 손잡이를 사용하여 제자리에 주사기를 고정 (도 1a 참조). 이 주사기의 플런저 뒤에 자리에 단단히 때까지 펌프의 가동 부분을 밀어 넣습니다. </li><li> 소프트웨어 제어형 모터 유닛을 사용하여 정확하게 측정 할 수있을만큼 큰 볼륨을 추출 등., 1000 NL. 마이크로 피펫 표면을 따라 모세관 작용의 영향을 피하기 위해 전체 볼륨을 추출하는 하나의 공정을 사용하는 것이 바람직하다. 매우 낮은 속도 (1 NL / S)도 검증 절차를 수행하는 동안이 효과로 이어질 수 있습니다. </li><li> 마이크로 피펫 아래에 배치 용기의 총 부피를 수집하거나 조심스럽게 마이크로 피펫의 끝에서 직접 배출 감소를 수집합니다. 피펫을 사용하여 배출 양을 추정 또는 정밀 규모와 무게에 의해. </li><li> 절차를 측정을 확인하는 여러 번 반복합니다. </li></ol> 5. 급성 녹음 <ol><li> XY 위치를 설정기록 시스템. 이 가이드 튜브가 만성 이식 기록 챔버 내의 뇌경막에 도달하는 지점을 정의합니다. 가이드 튜브가 완전히 (가이드 튜브 Z 위치 0) 수축되어 있는지 확인합니다. </li><li> 위치로 기록 시스템을 가져오고 미세 주입 펌프에 주사기를 놓습니다. 고무 밴드와 조정 손잡이를 사용하여 제자리에 주사기를 고정 (도 1a 참조). 이 주사기의 플런저 뒤에 자리에 단단히 때까지 펌프의 가동 부분을 밀어 넣습니다. 물질의 강하가 가이드 튜브의 끝에서 볼 경우, 신중하게 멸균 면봉을 사용하여 제거합니다. </li><li> 실험실의 절차에 따라 (예를 들어, 가이드 라인 18 참조) 기록에 대한 동물을 준비합니다. </li><li> 안전하게 원숭이의 기록 챔버에 기록 시스템을 마운트합니다. </li><li> 천천히 수동 ​​경질에 도달 할 때까지 기록 챔버로 안내 관을 저하하고, 모터를 사용하여 공동 전극을 구동ntrol 소프트웨어. </li><li> 그것은, 마이크로 피펫의 임피던스를 측정 할 수 없기 때문에 제 1 전극과 구동과 다른 깊이에서 정기적으로 임피던스를 확인합니다. 경질의 침투가 성공적 전극을 손상시키지 않고 수행 된 후, 마이크로 피펫을 전진. </li><li> 전극 관심 뇌 영역이 발견 될 것으로 예상되는 타깃 전극 깊이까지 마이크로 피펫을 구동한다. 기록 신호 양호한 신호 대 잡음비에 의해 입증은 단일 유닛의 활동을 기록하기에 충분 부근까지 천천히 전진 전극. 중요한 것은, 전극과 마이크로 피펫 간의 최소 거리를 보장하는 동일한 깊이의 기록 전극과의 위치를​​ 마이크로 피펫. <ol><li> 가능하면 전체 기록이 깊이 전극과 마이크로 피펫을 유지합니다. 기록 셀의 신호 품질을 유지하기위한 유일한 방법은 전극을 이동시키는 경우, 그 전극 및 마이크로 피펫을 이용시동시에 이들 사이의 거리를 유지한다. </li></ol></li></ol> 6. 공간주의 작업 <ol><li> 화면 시험 시리즈 본 움직이는 두 도트 패턴에있어서, 하나 함께 동물마다 재판 (19)에 걸쳐 foveate하는 중앙되게 고정 점과, 기록 뉴런과 다른 외부의 수용 필드 내에 위치, 20. 참고 : 원숭이가 큐 도트 패턴의 방향 변화에 대응하는 훈련 (대상 이벤트) 다른 도트 패턴으로 어떤 방향으로 변화를 무시하고 재판 (19)의 모든 성공적으로 완료 액체 한 방울로 보상을하는 동안, 20. 지각 제어 조건으로서, 원숭이 모두 이동 도트 패턴 (태스크에 대한 자세한 설명은도 2 참조)를 무시하면서 정착 점의 휘도 변화를보고한다. </li></ol> 7. 약리 조작 녹음하는 동안 <p&gt; 참고 : 원숭이가 작업을 수행하는 동안, 블록 현명한 방식으로 물질을 주입. 세 개의 연속적인 블록이 정의되어 기준 역할을 제어; 물질이 토출되는 동안 주입; 및 복구는이 기간 동안 세포는베이스 라인에 주입 반환의 대상. <ol><li> 분사 블록 중에 정기적으로 물질의 양을 미리 주입 등., 2 NL 2 NL / s의 속도로 분당. 예를 들어, 스코 폴라 민 하이드로 클로라이드를 사용한다. 주입 프로세스는 다양한 옵션을 제공하는 소프트웨어를 이용하여 제어된다. 예를 들어, 주입 볼륨을 정의하고, 기록 소프트웨어 클럭에 따른 분사 버튼 매분 누르면 스텝 함수를 사용한다. 사출 블록의 정확한 기간은 물질이며, 의존 실험 예를 들어, 스코 폴라 민 사용을 위해 2 NL 주사 각 분 10 분 (총 20 NL)에 대한 참고 :.. 이는 전극 및 마이크로 피펫 두리 발전을하지 않는 것이 바람직하다사출 블록을 ng를. </li><li> 시간과 물질이 주입되는 동안 시험, 전극 및 마이크로 피펫의 깊이뿐만 아니라 배출 물질의 양을 참고. </li><li> 어떤 물질이 주입되지 않는 복구 블록으로 주입 블록을 따릅니다. 복원 블록의 지속 기간은 특정 물질 및 사전 테스트에 정의 될 필요가있다. 모니터 및 복원 블록의 끝까지 선택된 단일 단위의 기록 품질을 유지한다. </li><li> 한 원숭이의 기록 품질과 동기가 허용하는 한 세 개의 블록을 반복합니다. </li></ol> 8. 포스트 녹화 절차 <ol><li> 데이터의 기록 후, 상기 가이드 튜브에 전극 및 마이크로 피펫을 철회하고 직접 안내 관 후퇴. 원숭이의 기록 챔버로부터 기록 시스템을 제거한다. 분사 펌프에서 주사기를 해제하고 청소 준비 영역 전송 시스템. </li><li> 동물을 처리(기록 챔버 (18)의 청소를 포함)의 표준 실험실 절차에 따라 상기 하우징 설비에 반환. </li><li> 탈 이온수 후 과산화수소 (3 %)과 함께 상기 가이드 튜브의 외부를 씻어. 가이드 튜브 밖으로 드라이브 전극과 마이크로 피펫은, 과산화수소 다음 탈 물로 씻어. </li><li> 튜브에 바늘을 유지, 멸균 생리 식염수로 채워진 주사기의 배럴 주사기의 배럴을 교환한다. 튜브 및 식염수 1-2 mL를 마이크로 피펫을 플래시합니다. 세척 한 후, 배럴을 제거하고 공기를 채운다. 바늘에 배럴을 다시 삽입 튜브 부드럽게 통해 공기를 밀어 내에서 마이크로 피펫을 건조. </li><li> 건조를 방지 할뿐만 아니라 유기 재료의 분해를 확인하기 위해 효소 용액에 침지 안내 관 확장 전극 및 마이크로 피펫을 저장한다. </li></ol>

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저자는 공개 아무것도 없어.

여기서 우리는 &quot;기성품&quot;압입 시스템을 안정적이고 정확한 주사 고품질 단일 셀 녹화를 수행하는 방법을 상세히 설명 하였다. 약물 전달이 방법은 이전에 (17 평가) 원숭이 행동에 이용되었지만, 여기에 제시된 시스템 아래 검토 장점을 갖는다. 도 4a에 도시 된 바와 같이, 여기에 설명 된 시스템과, 기록 위치의 바로 근방의 약물 주입없이 단일 신경 세포 활성의 측정을 안정적으로 제공 할 수있다. 도 4b에 도시 된 바와 같이, 대조 물질, 생리 식염수의 주입은, 소성 속도의 변화로 이어질 않았다. 이 컨트롤은 사출 공정 자체가 기록 된 뉴런의 소성 측정 가능한 특성에 영향이 없음을 보여준다. 뉴런 기록 전극과, 마이크로 피펫의 공간적 구성은 매우 중요하다<html> 이 실험의 중요성. 촬영하는 동안 조직에서의 상대적 위치의 정확한 측정이 불가능하지만, 우리는 고려하고 분산 가능한 소스 제어 할 수 있습니다. 첫째, 주입 부피 중에 관심 뉴런 기록 신호의 안정성에 영향을 미치는, 기록 전극으로부터 멀리 변위 될 우려가있다. 그 이유는 이전에 신호의 안정성을 확인하기 위해 분사 블록 후 소성 속도를 비교 신중하다. 둘째, 기록 시스템의 가이드 튜브 구성은 마이크로 피펫 전극 사이의 거리를 정의 (예.,이 실험에 사용 된 동심의 3 채널 시스템에서 305 μm의). 시스템 조직의 전극과 마이크로 피펫의 깊이에 대한 정밀한 위치 제어를 제공하기 때문에, 이들 사이의 거리가 신중하게 (단계 3.5에게) 기록하기 전에 상대 깊이를 보정하고, 녹화 중에 공통 깊이들을 유지함으로써 최소화 될 수있다. 엔트 &quot;&gt; 잠재적 인 제한 제조사 내부 품질 관리에 더하여, 시스템은 튜브의 다른 브랜드로 실험실 조건에서 검증 될 필요가 주사기 등이 사용될 수 있고, 토출 양의 차이가 발생할 수있다. 시스템은 여기에 도시 된 실험에서 매우 소량을 주입하는데 사용될 수 있지만, 이들은 정상적인 실험실 환경에서 실제 측정 한계로 인해 확인 될 수있는 최소한의 양 이하이다. 그러나,보다 큰 주입량은 소프트웨어 정의 된 볼륨 하드웨어 토출 용적의 관계를 추측 할 수있다. 투명한 튜브를 사용하는 경우, 사출 공정의 추가 비주얼 검사 시각적 마커의 변위를 측정 할 수있다. 마이크로 피펫의 직경이 약간 큰 재료와 더 깨지기으로 시스템에 마이크로 피펫을 삽입하면, 전극 삽입보다 더 요구된다. 게다가,이 마이크로 피펫의 상단 부분이 파손될 위험을 수반로서 마이크로 피펫의 핀 튜브를 접합하는 것은 어려운 것이다. 그러나, 성공적으로로드 마이크로 피펫의 수명은 심지어 매일 사용하여, 수개월이다. 실제로, 우리는 아직 시스템의 포스트 레코딩 동안 세정 분사 시스템의 차단을 발생하지 않았다. 그럼에도 불구하고, 어떤 &quot;온라인&quot;검사가 불가능하고, (예컨대, 마이크로 피펫 팁의 조직과 같은) 물리적 방해물이 물질을 주입하지 못할 수있는 위험이있다. 따라서 이러한 실험의 제어 및 주입 블록 사이의 요금 발사에 상당한 변화를 보여 추가 분석에서 만 셀을 포함하는 것으로, 보수적으로 데이터를 분석하는 것이 좋습니다 수 있습니다. 그들의 작은 직경에도 불구하고, 미소 전극과 피펫은 뇌 조직을 대체하고 일부 지방 조직 손상의 원인이 될 수 있습니다. 이것은 수동 번째의 팁을 위치시킴으로써 최소화 될 수있다다만 경막 위의 전자 안내 관. 전극은 경질 침투 및 intactness는 온라인으로 임피던스를 측정하여 추정된다. 그 후, 마이크로 피펫이 삽입됩니다. 이 방법을 사용할 때, 상기 경질 조직의 규칙적인 제거는 상기 전극 피펫 또는 파손의 위험을 최소화하기 위해 추천된다. 다른 방법에 비해 여기에 사용 된 시스템은 다른 압력 분사 시스템에 비해 분명한 장점을 나타낸다. 하나의 강력한 이점은 가능한 다른 프로브 (17)의 절반 크기 인 마이크로 피펫 (약 100 μm의)의 직경이고, 따라서 신경 조직의 손상을 최소화한다. 이전의 설계와 대조적으로, 현재의 시스템은 공간적으로 기록 전극과 마이크로 피펫을 분리 이용한다. 다른 시스템 전극과 피펫 사이의 작은 거리를 제공하지만, 여기에 설명 된 시스템은 전극과 피펫, 따라서 permi의 독립 깊이 변경을 할 수 있습니다기록 세션 내의 상대 거리를 가변 tting. 분사 시스템이 구축 기록 장치의 연장이기 때문에 중요한 녹화 품질 대한 타협이 이루어질 필요가 없다. 하나의 마이크로 피펫 따라서 하나의 물질이 프로토콜에서 사용되는 반면, 하나의 실험 절차 내에 여러 물질을 주입 할 수있다. 이를 위해 여러 가지 마이크로 피펫 별도의 안내 관에 나사 개별 분사 펌프에 장착 된 주사기에 연결될 수있다. 하나의 컴퓨터 프로그램은 전극 및 마이크로 피펫을 진행하고, 실험 기간 동안 압력 분사를 수행하는데 필요한 마지막으로, 시스템을 제어하는​​ 것은 용이하다. 이온 삼투압에 압입 비교 상대적인 장점과 단점이있다. 예를 들면, 압입, 따라서 신경 변위의 위험을 증가시키는, 이온 삼투압보다 조직에 도입하는 큰 부피를 필요로한다. 현재 프로토COL은 내셔널 리그 범위에서 볼륨을 사용하고, 우리는 거의 기록 세포의 신호 품질에 눈에 띄는 변화를 경험하지. 이 시스템은 또한 행동 조작에 대한 잠재적으로 유용하지만 신경 기록의 안정성에 영향을 미칠 수있는 더 큰 볼륨을 주입 할 수 있습니다. 충전 물질을 사용 할 필요가 없기 때문에 이온 삼투압 이상의 압력 분사의 분명한 이점은 유용한 물질을 더 다양하다. 그러나, pH 값을 체크해야하며, 실험 및 제어 물질을 비교 (예., 식염수). 문제는 신경 활동을 조작하는 등 optogenetics 대신에 새로운 기술의 가압 주입의 전통 방법을 사용하는 이유를 발생할 수있다. 잘 설치류 년에 설립했지만, optogenetics은 아직 확실하게 붉은 털 원숭이 년에 설립되어 있지 않습니다. 특히, 또 특정한 신경 전달 물질에 대한 선택적 세포 유형의 로컬 조작을 허용하지 않는다. 긴 안목으로 보면, 우리는 참조인지 기능의 신경 기초를 해명에 optogentic 조작의 장점과 약리 조작의 장점의 조합에 대한 큰 잠재력. 여기에서는 압력 주입 붉은 털 원숭이 행동 약리학 깨어 뇌 국소 제한 지역을 조작하는 방법을 도시하고있다. 우리는이 방법은 신경 활동의 역학에 neuromodulatory 기여를 조사하기 위해 다른 과학자들에게 영감을 바랍니다.

In cortical and subcortical areas, neuronal activity is affected by various neuromodulators, for example acetylcholine1. These modulatory effects on neuronal responses have been reported in in vitro studies2, as well as in electrophysiological recordings from anesthetized animals3 and systemic pharmacological manipulations in humans4. Nevertheless, the exact role of different neuromodulators and the involvement of various receptor subtypes are largely unknown. To measure the effects of specific neuromodulators on the activity of single neurons, it is desirable to induce a temporary neuromodulator change as close as possible to the recording electrode. Furthermore, it is important that those manipulations are done in awake animals, as cognitive functions are only present in the absence of anesthesia. Additionally, anesthesia interacts with cholinergic and GABAergic systems5,6 and can lead to changes in neural activity3.
Within the last decades, two main methods of local drug delivery have been developed and refined: iontophoresis and pressure injection. In both methods drugs are delivered through micropipettes made of either glass or steel. With iontophoresis, an electrical current regulates the release of the drug7. Additionally, there is a significant contribution of electro-osmosis to the total amount of ejected molecules8, correlating with the tip diameter9 of the micropipette as well as with the concentration8 of the substance used. Iontophoresis is a powerful tool to quickly and precisely manipulate small volumes of nervous tissue. For iontophoretic injections, multi-barrel micropipettes are usually used10, with one acting as a recording device while the other positions serve as delivery pipettes. A limitation of this method is that only charged molecules can be used, severely limiting the selection of drugs. 
Pressure injection uses either air compression or mechanical pressure to eject a substance from a micropipette. Using this method any soluble substance, charged or uncharged, can be used, including large molecules. The method of pressure injection was first described by Reyniers in 1933 and further refined in the 1950s (see Lalley11 for a review). In the 1980s the method was further refined to allow delivery of amounts in the nanoliter range (mainly lidocain12) to a defined brain area13 while simultaneously performing single-cell recording. The ejected volume was usually monitored by observing the movement of a marker, such as the meniscus in the upper part of the pipette13. Pressure injection was first used in the 1990s in awake animals, both extracellularly14 and intracellularly15,16. Based on the cumulative expertise gained in these studies it is now possible to reliably record from different brain structures in combination with pharmacological manipulation (see17 for a comparison of recent pressure injection systems). 
An enduring open issue for both drug delivery methods is the difficulty in determining the precise volume injected. This is an even bigger challenge for experiments with awake, behaving rhesus monkeys where the animal performs the experimental task in a separate room. This can be alleviated by the use of a software-controlled system instead of relying on a visual marker to continuously monitor an injection. 
The system described here is an extension of a well-established electrophysiological recording system (Mini Matrix System) and combines an injection pipette with multiple parallel-oriented recording electrodes at defined distances in a customizable arrangement. Pharmacological manipulation of the tissue near the recording electrode is possible using only a small amount of substance, ensuring a fast recovery and allowing multiple blocks of injection and control/recovery within the limited time window offered by the behavioral task of the animal.

<table><tbody><tr><td>(-)-Scopolamine hydrochloride</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>55-16-3</td><td>Mr 339.81 g/mol</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%&amp;nbsp;</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>3079870</td><td>5ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Terg-a-zyme</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z273287</td><td>enzyme detergen</td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Roth</td><td></td><td>Used in 3% solution with deionized water</td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Chemie-Vertieb Hannover</td><td>104642</td><td>70%</td></tr><tr><td>Deionized water</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Injekt 40 Duo</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>9166432V</td><td>Syringe and needle&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Eppendorf Safe-Lock microcentrifuge tubes, amber</td><td>Eppendorf</td><td>0030 120.191</td><td>1,5ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Quarzglass micropipette</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Recording electrode</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td>quartz/platinum-tungsten fiber electrode; impedance value 1-2 M&amp;Omega;&amp;nbsp; and 0.3-0.5 M&amp;Omega;</td></tr><tr><td>PharmedBPT-Schlauch</td><td>Saint-Gobain Performance Plastics&amp;nbsp;</td><td>3702003</td><td>&amp;nbsp;Size: 0,25 x 2,05 mm (Wd: 0,9mm)</td></tr><tr><td>Loctite 401</td><td>Henkel</td><td>233641</td><td>Superglue</td></tr><tr><td>Silicon oil</td><td>Thomas Recording</td><td>M-1000</td><td></td></tr><tr><td>Minisart RC15</td><td>Sartorius</td><td>17761----------R</td><td>Syringe filter</td></tr><tr><td>Multichannel Micro Injection System</td><td>Thomas Recording</td><td></td><td>multichannel microelectrode manipulator &amp;ldquo;System Eckhorn&amp;rdquo; equipped with microelectrodes and micropipettes and a precision multichannel microinjection pump</td></tr><tr><td>McLab</td><td>custom</td><td></td><td>internal lab software to control stimulus presentation</td></tr></tbody></table>

a pressure injection system for investigating the neuropharmacology of information processing in awake behaving macaque monkey cortex

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation of sensory information processing by attention. However, little is known about which neurotransmitter systems are involved in such modulations. A practical way to address this question is to combine single-cell recording with local and temporary neuropharmacological manipulation in a suitable animal model. Here we demonstrate a technique combining acute single-cell recordings with the injection of neuropharmacological agents in the direct vicinity of the recording electrode. The video shows the preparation of the pressure injection/recording system, including preparation of the substance to be injected. We show a rhesus monkey performing a visual attention task and the procedure of single-unit recording with block-wise pharmacological manipulations.

도 2는 사출 공정을 진행하면서 원숭이 수행 공간의 주목 태스크를 나타낸다. 원숭이는 (참석-)에 기록 된 신경 세포의 수용 필드에 위치한 중 자극에 수용 필드의 외부에있는 자극에 참석하기 위해 훈련 된 또는 고정 점 (아웃 참석) (참석-수정). 이러한 조건은 다른 주의력 상태에서 신경 활성의 비교를 할 수 있습니다. 도 3은 스코 폴라 민, 무스 카린 콜린성 길항제를 사용한 실험 샘플 뉴런 조갑 자극 시간 히스토그램을 나타낸다. 줄거리는 세포의 기본 방향으로 이동 패턴이 신경 세포의 수용 필드 내에서 제시하고 동물들이 참석 아니 주사, 대 스코 폴라 민 주입하는 동안 반응 억제를 보여줍니다. 이 첫 번째 피크는 신경 세포를 나타냅니다9;의 온에 대한 응답과 수용 필드 내부에 표시되는 공간 큐,의 오프셋 (offset)입니다. 이것은 500 밀리 큐 발병 후 화면에 표시되는 이동 패턴에 대응 따른다. 회색 음영 영역은 모든 시험의 평균 연소 속도를 계산하는 데 사용되는 분석 시간을 나타낸다. 녹색 영역은 셀의 연소율에 스코 폴라 민 주입 억제 영향을 강조한다. 진한 녹색 영역은 분석 기간 내 억제를 나타낸다. 도 4a는 세 주의력 각 조건에서 샘플 뉴런의 평균 연소율에 스코 폴라 민의 효과를 나타낸다. 뉴런의 소성 개의 공간의 주목 조건 속도 (기록 뉴런 수용 필드의 내부 또는 외부주의)뿐만 아니라 대 (고정 점에주의) 감각 조건 분사 블록의 첫 번째 주입 (회색 음영 직후 삭제 아르a) 및 주입 전과 동일한 수준으로 증가 지연 후에 복원 블록 중에. 도 4b는 생리 식염수 (0.9 % 염화나트륨)에 스코 폴라 민 주입과 동일한 프로토콜을 사용하여, 주입되는 제 2 샘플 뉴런에서 기록 제어를 나타낸다. 주입 동안의 뉴런 발사 속도의 변화가 제어 블록에 비해 관찰되지 않았다 블록. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig1.jpg" /> 기록하는 동안 약리 조작에 사용도 1 셋업. (A)는 미세 주입 펌프 및 마이크로 피펫 전극과 장착 전기 생리 학적 기록 시스템을 도시한다. 실리콘 오일이 전극과 마이크로 피펫을 윤활 삽입되는 guidetube 격차는 확대 표시됩니다. (B)는 (상기)의 예를 표시 마이크로 피펫기록 전극 (아래). 크기 비교를 위해, 유로 센트 (직경 16mm)가. 아래에 배치 <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig1large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" src="/files/ftp_upload/53724/53724fig2.jpg" /> 도 2 작업 디자인 공간주의를 안내한다. 원숭이 큐 도트 패턴의 운동 방향의 변화를 검출하도록 훈련시켰다. 큐가 하나의 뉴런 수용 필드 내에 배치 된 도면에 도시 된 바와 같이, (- 출석), 또는 외부 (참석 아웃). 감각 제어로, 원숭이는 고정 점의 휘도 변화를 감지하는 훈련을했다 (참석-수정). <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig2large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> &lt;<html> IMG의 고도 = &quot;그림 3&quot;SRC = &quot;/ 파일 / ftp_upload / 53724 / 53724fig3.jpg&quot;/&gt; 속도를 발사에 대한 길항제 스코 폴라 민 그림 3. 영향. 샘플 신경 세포의 요정 - 자극 시간 히스토그램은 분사 블록 중 및 제어 블록 동안 참석-의 조건 (기록 된 신경 세포의 수용 필드 내주의)에 대해 표시됩니다. x 축은 스파이크 연소율 / 초를 나타낸다 큐 발병 및 Y 축 후의 시간 (밀리 초)을 나타낸다. 회색 영역은 시험 평균 소성 속도를 계산하는 데 사용되는 분석 기간 (자극 발병 후 300-800 MS) 나타낸다. 녹색 음영 영역은 두 가지 조건에서 속도를 발사의 억제를 보여줍니다. 어두운 녹색은 분석 기간 내에 억제를 강조한다. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig3large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 세틸 / ftp_upload / 53724 / 53724fig4.jpg &quot;/&gt; 속도를 발사에 스코 폴라 민과 식염수 그림 4. 효과. (A) 길항제 스코 폴라 민 주입입니다. 실험 과정을 통해도 3에서 시료 셀의 시험 평균 소성 속도는 세 주의력 조건 바람직한 자극에 대해 도시된다. x 축은 분 시험 시작 시간을 도시하고, Y 축은 초당 스파이크 유닛의 발사 속도를 나타낸다. 기호 ( <img alt="을 더한" src="/files/ftp_upload/53724/53724plussign.jpg" /> 참석-에서, <img alt="원" src="/files/ftp_upload/53724/53724circle.jpg" /> - 참석 수정 <img alt="Trianle" src="/files/ftp_upload/53724/53724triangle.jpg" /> ) 아웃에 참석마다 성공적으로 수행 재판에서 분석 기간 내에서 신경 세포의 발사 속도를 나타내며, 수평 라인 (실선 : 참석-에서, 점선 : 참석-수정, 점선 : 참석 아웃) 평균 발사 속도를 표시 세 가지 다른 실험 BLocks (제어, 사출, 복구). 회색 음영 지역은 제 주사로 시작하는 마지막 주사 후 1 분 종료, 사출 블록을 보여줍니다. 주입하는 동안 블록 2시 NL 0.1 몰 스코 폴라 민의 2 NL / s의의 주입 속도로 매 순간을 주입 하였다. (B) 식염수 주입입니다. 대조 실험에 걸쳐 샘플 셀의 소성 속도는 세 주의력 조건 바람직한 자극에 대해 도시된다. 회색 음영 지역은 식염수 주입 블록을 시각화. <a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/53724/53724fig4large.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a>

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A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site.

깨어되는 행동 원숭이 원숭이 코어 텍스에서 정보 처리의 신경 약리학 조사에 대한 압력 분사 시스템

The top-down modulation of feed-forward cortical information processing is functionally important for many cognitive processes, including the modulation ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Behavior

8.3K 조회수.  German Primate Center. Here, we show the pressure injection of neuropharmacological substances during single-cell recording in an awake, behaving macaque monkey. This procedure allows pharmacological manipulation in the direct vicinity of a cortical recording site. 

비디오: A Pressure Injection System for Investigating the Neuropharmacology of Information Processing in Awake Behaving Macaque Monkey Cortex

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical neurons with two-photon microscopy has provided unique insights into cortical structure, function and plasticity. However, these studies are limited to head fixed animals, greatly reducing the behavioral complexity available for study. In this paper, we describe a procedure for performing chronic fluorescence microscopy with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely behaving mice. We used an integrated miniaturized fluorescence microscope paired with an implanted prism probe to simultaneously visualize and record the calcium dynamics of hundreds of neurons across multiple layers of the somatosensory cortex as the mouse engaged in a novel object exploration task, over several days. This technique can be adapted to other brain regions in different animal species for other behavioral paradigms.

Multi-layer Cortical Ca2+ Imaging in Freely Moving Mice with Prism Probes and Miniaturized Fluorescence Microscopy

Here, we present a procedure for performing large-scale Ca2+ imaging with cellular-resolution across multiple cortical layers in freely moving mice. Hundreds of active cells can be observed simultaneously using a miniature, head-mounted microscope coupled with an implanted prism probe.

다층 피질 칼슘<sup&gt; 2+</sup&gt; 프리즘 프로브 및 소형 형광 현미경으로 자유롭게 움직이는 마우스에서 이미징

In vivo circuit and cellular level functional imaging is a critical tool for understanding the brain in action. High resolution imaging of mouse cortical ...

연구

행동분석학

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

신경 응답을 녹음하고 추적하는 주사에 대한 깨어 마우스의 작성

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

신경과학

Juxtacellular Monitoring and Localization of Single Neurons within Sub-cortical Brain Structures of Alert, Head-restrained Rats

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures in behaving animals remains a technical challenge, especially if the structures must be targeted stereotaxically. This protocol describes convenient surgical and electrophysiological techniques that maintain the animal&#8217;s head in the stereotaxic plane and unambiguously isolate the spiking activity of single neurons. The protocol combines head restraint of alert rodents, juxtacellular monitoring with micropipette electrodes, and iontophoretic dye injection to identify the neuron location in post-hoc histology. While each of these techniques is in itself well-established, the protocol focuses on the specifics of their combined use in a single experiment. These neurophysiological and neuroanatomical techniques are combined with behavioral monitoring. In the present example, the combined techniques are used to determine how self-generated vibrissa movements are encoded in the activity of neurons within the somatosensory thalamus. More generally, it is straightforward to adapt this protocol to monitor neuronal activity in conjunction with a variety of behavioral tasks in rats, mice, and other animals. Critically, the combination of these methods allows the experimenter to directly relate anatomically-identified neurophysiological signals to behavior.

This protocol describes the design and surgical implantation of a head-restraining mechanism to monitor neuronal activity in sub-cortical brain structures in alert rats. It delineates procedures to isolate single neurons in the juxtacellular configuration and to efficiently identify their anatomical locations.

경고, 헤드 억제 쥐의 하위 대뇌 피질의 뇌 구조 내에서 Juxtacellular 모니터링 및 현지화 단일의 뉴런

There are a variety of techniques to monitor extracellular activity of single neuronal units. However, monitoring this activity from deep brain structures ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Micro-injections of Inhibitory Agents in the Rodent Brain

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing system was developed that allows for the injection of a drug while recording electrophysiological signals from the affected neuronal population. This method provides a simple and economical alternative to commercial solutions. A glass pipette was modified by combining it with a hypodermic needle and a silver filament. The injectrode is attached to commercial microsyringe pump for drug delivery. This results in a technique that provides real-time pharmacodynamics feedback through multi-unit extracellular signals originating from the site of drug delivery. As a proof of concept, we recorded neuronal activity from the superior colliculus elicited by flashes of light in rats, concomitantly with delivery of drugs through the injectrode. The injectrode recording capacity permits the functional characterization of the injection site favoring precise control over the localization of drug delivery. Application of this method also extends far beyond what is demonstrated here, as the choice of chemical substance loaded into the injectrode is vast, including tracing markers for anatomic experiments.

Here, we craft a glass pipette with dual functions: inhibition of deep brain structures by microinjections of drugs and real-time monitoring of their effects through simultaneous electrophysiological recordings.

동시 전기 생리 녹화 및 설치류의 뇌에서 억제 에이전트의 마이크로 주사

Here we describe a method for the construction of a single-use &#8220;injectrode&#8221; using commercially accessible and affordable parts. A probing ...

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In particular, endogenously-generated network activity, which strongly varies as a function of the state of vigilance, significantly modulates neuronal computation. To investigate how different spontaneous cerebral dynamics impact single neurons&#39; integrative properties, we developed a new experimental strategy in the rat consisting in suppressing in vivo all cerebral activity by means of a systemic injection of a high dose of sodium pentobarbital. Cortical activities, continuously monitored by combined electrocorticogram (ECoG) and intracellular recordings are progressively slowed down, leading to a steady isoelectric profile. This extreme brain state, putting the rat into a deep comatose, was carefully monitored by measuring the physiological constants of the animal throughout the experiments. Intracellular recordings allowed us to characterize and compare the integrative properties of the same neuron embedded into physiologically relevant cortical dynamics, such as those encountered in the sleep-wake cycle, and when the brain was fully silent.

Induction of an Isoelectric Brain State to Investigate the Impact of Endogenous Synaptic Activity on Neuronal Excitability In Vivo

This procedure performs long-lasting in vivo intracellular recordings from single neurons during physiologically relevant cerebral states and after complete abolition of ongoing electrical activities, resulting in an isoelectric brain state. The physiological constants of the animal are carefully monitored during the transition to the artificial comatose condition.

등전위 뇌 상태의 유도는 신경 흥분에 내생 시냅스 활동의 영향을 조사하기<em&gt; 생체</em

The way neurons process information depends both on their intrinsic membrane properties and on the dynamics of the afferent synaptic network. In ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

단일 단위 기록을 사용 하 여 원숭이 등 Visual 스트림에 개체 표현을 조사

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Convection Enhanced Delivery of Optogenetic Adeno-associated Viral Vector to the Cortex of Rhesus Macaque Under Guidance of Online MRI Images

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we demonstrate the use of magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of optogenetic viral vectors into primary somatosensory (S1) and motor (M1) cortices of macaques to obtain efficient, widespread cortical expression of light-sensitive ion channels. Adeno-associated viral (AAV) vectors encoding the red-shifted opsin C1V1 fused to yellow fluorescent protein (EYFP) were injected into the cortex of rhesus macaques under MR-guided CED. Three months post-infusion, epifluorescent imaging confirmed large regions of optogenetic expression (&#62;130 mm2) in M1 and S1 in two macaques. Furthermore, we were able to record reliable light-evoked electrophysiology responses from the expressing areas using micro-electrocorticographic arrays. Later histological analysis and immunostaining against the reporter revealed widespread and dense optogenetic expression in M1 and S1 corresponding to the distribution indicated by epifluorescent imaging. This technique enables us to obtain expression across large areas of the cortex within a shorter period of time with minimal damage compared to the traditional techniques and can be an optimal approach for optogenetic viral delivery in large animals such as NHPs. This approach demonstrates great potential for network-level manipulation of neural circuits with cell-type specificity in animal models evolutionarily close to humans.&#160;

Here, we demonstrate magnetic resonance (MR)-guided convection enhanced delivery (CED) of viral vectors into the cortex as an efficient and simplified approach for achieving optogenetic expression across large cortical areas in the macaque brain.

대류 온라인 MRI 이미지의 지도하에 Rhesus Macaque의 피질에 광유전학 아데노 관련 바이러스 벡터의 향상된 납품

In non-human primate (NHP) optogenetics, infecting large cortical areas with viral vectors is often a difficult and time-consuming task. Here, we ...

Microinjectrode System for Combined Drug Infusion and Electrophysiology

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes and nanosensors, optimized for repeated use in awake, behaving animals. The microinjectrode system can be configured for multiple purposes: (1) simple arrangement of the cannula for placement of an experimental probe that would otherwise be too fragile to penetrate the dura mater, (2) microfluidic infusion of a drug, either independently or coupled to a cannula containing an experimental probe (i.e., microelectrode, nanosensor). In this protocol we explain the step by step construction of the microinjectrode, its coupling to microfluidic components, and the protocol for use of the system in vivo. The microfluidic components of this system allow for delivery of volumes on the nanoliter scale, with minimal penetration damage. Drug infusion can be performed independently or simultaneously with experimental probes such as microelectrodes or nanosensors in an awake, behaving animal. Applications of this system range from measuring the effects of a drug on cortical electrical activity and behavior, to understanding the function of a specific region of cortex in the context of behavioral performance based on probe or nanosensor measurements. To demonstrate some of the capabilities of this system, we present an example of muscimol infusion for reversible inactivation of the frontal eye field (FEF) in rhesus macaque during a working memory task.

We present a microinjectrode system designed for electrophysiology and assisted delivery of experimental probes (i.e., nanosensors, microelectrodes), with optional drug infusion. Widely available microfluidic components are coupled to a cannula containing the probe. A step-by-step protocol for microinjectrode construction is included, with results during muscimol infusion in macaque cortex.

결합 된 약물 주입 및 전기 생리학을위한 마이크로 인젝트 로드 시스템

This microinjectrode system is designed for drug infusion, electrophysiology, and delivery and retrieval of experimental probes, such as microelectrodes ...

Injections of AAV Vectors for Optogenetics in Anesthetized and Awake Behaving Non-Human Primate Brain

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of optogenetics, however, requires that safety and efficacy be demonstrated in animal models, ideally in non-human primates (NHPs), because of their neurological similarity to humans. The number of candidate vectors that are potentially useful for neuroscience and medicine is vast, and no high-throughput means to test these vectors yet exists. Thus, there is a need for techniques to make multiple spatially and volumetrically accurate injections of viral vectors into NHP brain that can be identified unambiguously through postmortem histology. Described herein is such a method. Injection cannulas are constructed from coupled polytetrafluoroethylene and stainless-steel tubes. These cannulas are autoclavable, disposable, and have low minimal-loading volumes, making them ideal for the injection of expensive, highly concentrated viral vector solutions. An inert, red-dyed mineral oil fills the dead space and forms a visible meniscus with the vector solution, allowing instantaneous and accurate measurement of injection rates and volumes. The oil is loaded into the rear of the cannula, reducing the risk of co-injection with the vector. Cannulas can be loaded in 10 min, and injections can be made in 20 min. This procedure is well suited for injections into awake or anesthetized animals. When used to deliver high-quality viral vectors, this procedure can produce robust expression of optogenetic proteins, allowing optical control of neural activity and behavior in NHPs.

As currently implemented, optogenetics in non-human primates requires injection of viral vectors into the brain. An optimal injection method should be reliable and, for many applications, capable of targeting individual sites of arbitrary depth that are readily and unambiguously identified in postmortem histology. An injection method with these properties is presented.

마취 및 깨어 있는 행동하는 비인간 영장류 뇌에서 광유전학을 위한 AAV 벡터 주사

Optogenetic techniques have revolutionized neuroscience research and are poised to do the same for neurological gene therapy. The clinical use of ...

Head Implants for the Neuroimaging of Awake, Head-Fixed Rats

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular functions of the brain and can adversely influence neurophysiological results. The use of awake animals for research studies is advantageous but poses the major challenge of keeping the animals calm and stationary to minimize motion artifacts throughout data acquisition. Awake imaging in smaller-sized rodents (e.g., mice) is very common but remains scant in rats as rats are bigger, stronger, and have a greater tendency to oppose movement restraints and head fixation over the long durations required for imaging. A new model of neuroimaging of awake, head-fixed rats using customized hand-sewn slings, 3D-printed head implants, head caps, and a headframe is described. The results acquired following a single trial of single-whisker stimulation suggest an increase in the intensity of the evoked functional response. The acquisition of the evoked functional response from awake, head-fixed rats is faster than that from anesthetized rats, reliable, reproducible, and can be used for repeated longitudinal studies.

A detailed new procedure for functional imaging of awake, head-fixed rats is described.

깨어 있는 머리 고정 쥐의 신경 영상을 위한 머리 임플란트

Anesthetics, commonly used in preclinical and fundamental scientific research, have a depressive influence on the metabolic, neuronal, and vascular ...

깨어되는 행동 원숭이 원숭이 코어 텍스에서 정보 처리의 신경 약리학 조사에 대한 압력 분사 시스템

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다층 피질 칼슘