Name: assessing whole-body lipid-handling capacity in mice
Uploaded: 2020-11-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 57 s
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Questo lavoro è supportato dal National Institutes of Health (NIH), grant R00-DK114498, e dal Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti (USDA), grant CRIS: 3092-51000-062 a Y. Z.

Gli animali sono alloggiati in condizioni standardizzate seguendo la cura degli animali e protocolli sperimentali approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee del Baylor College of Medicine (BCM). Gli animali sono nutriti con una dieta standard o speciale, acqua ad libitum, e tenuti con un ciclo giorno / notte di 12 ore.
1. Misurazione dei lipidi sierici a digiuno
<ol><li>Trasferisci i topi in una nuova gabbia dopo le 17:00 e velocemente con libero accesso all'acqua, durante la notte (con circa 16 ore di digiuno prima dell'esperimento). Il digiuno notturno assicura il completo svuotamento dei tratti gastrointestinali dei topi. NOTA: I topi mangiano le loro feci durante il digiuno, quindi l'astinenza da cibo non può garantire che siano adeguatamente a digiuno.</li>
	<li>La mattina dopo, afferra il topo per la coda e posizionalo su una superficie. Tirare indietro delicatamente la coda del mouse per posizionare il mouse nel freno. Posizionare il sistema di ritenuta del naso per riqualificare il movimento del mouse pur consentendo al mouse di respirare. Stringere la manopola del sistema di ritenuta del naso. Monitora i movimenti del torace per assicurarti che l'animale stia respirando normalmente e ridurre al minimo il tempo che un topo trascorre nei freni.</li>
	<li>Fare un'incisione superficiale (nick) nella vena della coda del topo che si muove liberamente e prelevare 25 μL di sangue dall'incisione in un capillare di vetro (riempiendo circa 1/3 del capillare) senza trattenere il topo. Soffiare rapidamente il sangue in un tubo di microcentrifuga.</li>
	<li>Fermare l'emorragia usando polveri stiptiche, riempire il mangime nella gabbia e assicurarsi che i topi non mostrino segni di stress.</li>
	<li>Completa il prelievo di sangue per tutti i topi.</li>
	<li>Lasciare coagulare il sangue lasciandolo indisturbato a temperatura ambiente per 1 ora. Ruotare i campioni di sangue coagulato a 2.000 x g a 4 °C per 10 minuti in una microcentrifuga refrigerata da banco e trasferire il surnatante (siero) per l'analisi. NOTA: Il siero può essere conservato a -20 °C per diverse settimane fino all'analisi. Per la conservazione a lungo termine, mantenere il siero a -70 °C.</li>
	<li>Analizzare ogni metabolita lipidico utilizzando il protocollo fornito dal produttore.</li>
</ol>2. Test di tolleranza intralipide orale
<ol><li>Dopo le 17:00, pesare i topi per il calcolo del volume intralipidico da dare loro il giorno successivo. Quindi, trasferire i topi in una nuova gabbia e velocitarli durante la notte (16 ore).</li>
	<li>La mattina dopo, segna le code dei topi alloggiati in una gabbia per aiutarli a identificarli nelle successive fasi di sanguinamento.</li>
	<li>Fai un nick nella vena della coda e prendi 15 μL di sangue dall'incisione in un capillare di vetro (riempiendo circa 1/5 del capillare) e soffia rapidamente il sangue in un tubo microcentrifuga per T = 0 siero. NOTA: Non è necessario interrompere l'emorragia durante il test a meno che i topi non mostrino sanguinamento in eccesso.</li>
	<li>Topi Gavage 20% intralipidi utilizzando un ago gavage 18G ad un rapporto di 15 μl per grammo di peso corporeo, utilizzando il peso corporeo pre-digiuno. Impila ogni mouse di 1 minuto. NOTA: Pesare l'animale e determinare la dimensione appropriata dell'ago del gavage. Generalmente, un ago gavage calibro 18 è appropriato per topi >25 g, e un ago gavage calibro 20-22 sarebbe più appropriato per gli animali più piccoli. Scruff il topo, afferrando la pelle sopra le spalle per tenere la testa dell'animale in posizione. Posizionare l'ago gavage in bocca e poi avanzare delicatamente lungo il palato superiore, fino a raggiungere l'esofago. Il tubo dovrebbe passare senza resistenza. Una volta raggiunta la giusta profondità, l'Intralipid può essere somministrato lentamente. Rimuovere delicatamente l'ago seguendo lo stesso angolo durante l'inserimento dell'ago dopo aver somministrato l'intralipide. Riportare l'animale nella gabbia e monitorare i segni di respiro affannoso o altro disagio. NOTA: I ricercatori che non sono esperti con tecniche di gavage orale o sanguinamento della coda possono impilare ogni topo di 2 minuti o anche di più.</li>
	<li>Prelevare sangue a T = 1, 2, 3, 4, 5 e 6 ore: prelevare 15 μL di sangue (1/5 capillare) per topo attraverso il sanguinamento della coda e soffiare rapidamente il sangue in un tubo di microcentrifuga.</li>
	<li>Ruotare i campioni di sangue a 2.000 x g a temperatura ambiente per 10 minuti in una microcentrifuga. Trasferire il surnatante, incluso lo strato di grasso galleggiante, in un tubo PCR per la conservazione. Il surnatante può essere conservato a -20 °C per diverse settimane fino all'analisi. NOTA: Il surnatante deve essere plasma. Se alcuni campioni si sono già coagulati al momento della centrifugazione, ciò non influisce sulla misurazione dei trigliceridi.</li>
	<li>Dopo l'ultima raccolta di sangue, fermare l'emorragia usando polveri stiptiche, riempire il mangime nella gabbia e assicurarsi che i topi non mostrino segni di stress estremo.</li>
	<li>Caricare 2 μL di trigliceridi standard e raccogliere supernatanti in una piastra a 96 pozzetti.</li>
	<li>Aggiungere 200 μL di reagente trigliceridi e lasciare incubare la piastra per 5 minuti a 37 °C per lo sviluppo del colore.</li>
	<li>Misurare l'assorbanza a 500 nm con una lunghezza d'onda di riferimento di 660 nm in un lettore di piastre da laboratorio e calcolare la concentrazione del campione.</li>
</ol>3. β3 Agonista del recettore adrenergico CL 316,243 Test di lipolisi stimolata
<ol><li>Preparare CL 316.243 come soluzione stock da 5 mg/mL (50x) in soluzione salina sterile e conservare a -20°C fino all'uso.</li>
	<li>Al mattino, pesare i topi per calcolare la quantità di soluzione diluita di CL 316.243 necessaria per l'esperimento. Il topo riceverà 10 μL per grammo di peso corporeo di CL 316.243 diluito, per una dose finale di 1 mg/kg di peso corporeo.</li>
	<li>Trasferisci i topi in una nuova gabbia con libero accesso all'acqua e veloci per 4 ore.</li>
	<li>Produrre abbastanza 1x CL 316,243 soluzione da 50x stock usando soluzione salina. La concentrazione finale di 1 soluzione di CL 316.243 è di 0,1 mg/ml. Utilizzare soluzione salina per il gruppo di trattamento di controllo.</li>
	<li>Segna le code dei topi alloggiati nella stessa gabbia per una facile identificazione durante le fasi di sanguinamento.</li>
	<li>Fai un nick nella vena della coda e prendi 15 μL di sangue dall'incisione in un capillare di vetro (riempiendo circa 1/5 del capillare) e soffia rapidamente il sangue in un tubo di microcentrifuga per T = 0 campione. NOTA: Non è necessario interrompere l'emorragia durante il test a meno che i topi non mostrino sanguinamento in eccesso.</li>
	<li>Iniettare la soluzione diluita di CL 316,243 (o il controllo se incluso nell'esperimento) per via intraperitoneale ad un volume di 10 μL/g di peso corporeo. Impila ogni mouse di 1 minuto. Usa un massimo di 5 topi per ogni esperimento di 60 minuti o 10 topi per un team di due persone.</li>
	<li>Prelevare sangue a T = 5, 15, 30, 60 minuti: prelevare 15 μL di sangue (1/5 capillare) per topo attraverso il sanguinamento della coda.</li>
	<li>Dopo l'ultima raccolta di sangue, fermare l'emorragia usando polveri stiptiche, riempire il mangime nella gabbia e assicurarsi che i topi non mostrino segni di stress estremo.</li>
	<li>Far girare i campioni di sangue a 2.000 x g a 4 °C per 5 minuti in una microcentrifuga refrigerata. Trasferire il surnatante in un tubo PCR per la conservazione. Il surnatante può essere conservato a -20°C per diverse settimane fino all'analisi.</li>
	<li>Caricare 1 μL di 2x standard di glicerolo diluiti in serie (0,156, 0,312, 0,625, 1,25 e 2,5 mg / ml di concentrazioni equivalenti di trioleina) e sovranatanti raccolti in una piastra a 96 pozzetti. Aggiungere 100 μL di reagente di glicerolo libero e lasciare incubare la piastra per 5 minuti a 37 °C affinché il colore si sviluppi.</li>
	<li>Misurare l'assorbanza a 540 nm utilizzando un lettore di piastre da laboratorio e calcolare la concentrazione del campione.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Dixon, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+chylomicron+uptake+into+lacteals.">Mechanisms of chylomicron uptake into lacteals.</a> Annals of the New York Academy of Sciences. 1207, 52-57 (2010).</li><li>Nuno, J., de Oya, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipoprotein+lipase:+review.">Lipoprotein lipase: review.</a> Revista Cl&#237;nica Espa&#241;ola. 170 (3-4), 83-87 (1983).</li><li>Williams, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+processes+that+handle+--+and+mishandle+--+dietary+lipids.">Molecular processes that handle -- and mishandle -- dietary lipids.</a> Journal of Clinical Investigation. 118 (10), 3247-3259 (2008).</li><li>Burla, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MS-based+lipidomics+of+human+blood+plasma:+a+community-initiated+position+paper+to+develop+accepted+guidelines.">MS-based lipidomics of human blood plasma: a community-initiated position paper to develop accepted guidelines.</a> Journal of Lipid Research. 59 (10), 2001-2017 (2018).</li><li>Umpleby, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormone+measurement+guidelines:+Tracing+lipid+metabolism:+the+value+of+stable+isotopes.">Hormone measurement guidelines: Tracing lipid metabolism: the value of stable isotopes.</a> Journal of Endocrinology. 226 (3), 1-10 (2015).</li><li>Mitchell, B. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+paired+sibling+analysis+of+the+beta-3+adrenergic+receptor+and+obesity+in+Mexican+Americans.">A paired sibling analysis of the beta-3 adrenergic receptor and obesity in Mexican Americans.</a> Journal of Clinical Investigation. 101 (3), 584-587 (1998).</li><li>Mahoney, L. B., Denny, C. A., Seyfried, T. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caloric+restriction+in+C57BL/6J+mice+mimics+therapeutic+fasting+in+humans.">Caloric restriction in C57BL/6J mice mimics therapeutic fasting in humans.</a> Lipids in Health and Disease. 5, 13 (2006).</li><li>Hayek, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dietary+fat+increases+high+density+lipoprotein+(HDL)+levels+both+by+increasing+the+transport+rates+and+decreasing+the+fractional+catabolic+rates+of+HDL+cholesterol+ester+and+apolipoprotein+(Apo)+A-I.+Presentation+of+a+new+animal+model+and+mechanistic+studies+in+human+Apo+A-I+transgenic+and+control+mice.">Dietary fat increases high density lipoprotein (HDL) levels both by increasing the transport rates and decreasing the fractional catabolic rates of HDL cholesterol ester and apolipoprotein (Apo) A-I. Presentation of a new animal model and mechanistic studies in human Apo A-I transgenic and control mice.</a> Journal of Clinical Investigation. 91 (4), 1665-1671 (1993).</li><li>Hogarth, C. A., Roy, A., Ebert, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+evidence+for+the+absence+of+a+functional+cholesteryl+ester+transfer+protein+gene+in+mice+and+rats.">Genomic evidence for the absence of a functional cholesteryl ester transfer protein gene in mice and rats.</a> Comparative Biochemistry and Physiology - Part B: Biochemistry &amp; Molecular Biology. 135 (2), 219-229 (2003).</li><li>Tall, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functions+of+cholesterol+ester+transfer+protein+and+relationship+to+coronary+artery+disease+risk.">Functions of cholesterol ester transfer protein and relationship to coronary artery disease risk.</a> Journal of Clinical Lipidology. 4 (5), 389-393 (2010).</li><li>Singh, A. K., Singh, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Triglyceride+and+cardiovascular+risk:+A+critical+appraisal.">Triglyceride and cardiovascular risk: A critical appraisal.</a> Indian Journal of Endocrinology and Metabolism. 20 (4), 418-428 (2016).</li><li>Miller, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Triglycerides+and+cardiovascular+disease:+a+scientific+statement+from+the+American+Heart+Association.">Triglycerides and cardiovascular disease: a scientific statement from the American Heart Association.</a> Circulation. 123 (20), 2292-2333 (2011).</li><li>Dron, J. S., Hegele, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+Hypertriglyceridemia.">Genetics of Hypertriglyceridemia.</a> Frontiers in Endocrinology (Lausanne). 11, 455 (2020).</li><li>Dole, V. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+relation+between+non-esterified+fatty+acids+in+plasma+and+the+metabolism+of+glucose.">A relation between non-esterified fatty acids in plasma and the metabolism of glucose.</a> Journal of Clinical Investigation. 35 (2), 150-154 (1956).</li><li>Bartelt, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Brown+adipose+tissue+activity+controls+triglyceride+clearance.">Brown adipose tissue activity controls triglyceride clearance.</a> Nature Medicine. 17 (2), 200-205 (2011).</li><li>de Souza, C. J., Burkey, B. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beta+3-adrenoceptor+agonists+as+anti-diabetic+and+anti-obesity+drugs+in+humans.">Beta 3-adrenoceptor agonists as anti-diabetic and anti-obesity drugs in humans.</a> Current Pharmaceutical Design. 7 (14), 1433-1449 (2001).</li><li>Braun, K., Oeckl, J., Westermeier, J., Li, Y., Klingenspor, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-adrenergic+control+of+lipolysis+and+thermogenesis+in+adipose+tissues.">Non-adrenergic control of lipolysis and thermogenesis in adipose tissues.</a> Journal of Experimental Biology. 221, (2018).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

I tre saggi descritti funzionano in modo robusto in laboratorio, con alcune considerazioni critiche. Il digiuno notturno è necessario per determinare i livelli di lipidi sierici a digiuno e il test di tolleranza intralipidica orale. Per il test di tolleranza intralipide orale, è fondamentale far girare il sangue a temperatura ambiente per ridurre al minimo la formazione di uno strato di grasso, specialmente nei punti temporali di 1 e 2 ore; è importante non scartare questo strato di grasso se si forma. Assicurarsi di ...

Carboidrati e lipidi sono due substrati principali per il metabolismo energetico. Il metabolismo lipidico aberrante provoca molte malattie umane, tra cui il diabete di tipo II, le malattie cardiovascolari, le malattie del fegato grasso e i tumori. I lipidi alimentari, principalmente trigliceridi, vengono assorbiti attraverso l'intestino nel sistema linfatico ed entrano nella circolazione venosa nei chilomicroni vicino al cuore1. I lipidi sono trasportati da particelle di lipoproteine nel flusso sanguigno, dove le parti di acidi grassi sono liberate dall'azione della lipoproteina lipasi negli organi periferici come il muscolo e il tessuto adiposo2. Le restanti particelle residue ricche di colesterolo vengono eliminate dal fegato3. I topi sono stati ampiamente utilizzati nei laboratori come modello di ricerca per studiare il metabolismo dei lipidi. Con set di strumenti genetici completi disponibili e un ciclo riproduttivo relativamente breve, sono un modello potente per studiare come i lipidi vengono assorbiti, sintetizzati e metabolizzati.
A causa della complessità del metabolismo lipidico, sofisticati studi di lipidomica o studi di traccianti isotopici vengono solitamente utilizzati per quantificare collezioni di specie lipidiche o flussi metabolici e destini correlati ai lipidi4,5. Ciò crea una sfida enorme per i ricercatori senza attrezzature o competenze specializzate. In questo documento, presentiamo tre saggi che possono servire come test iniziali prima di utilizzare tecniche tecnicamente impegnative. Sono procedure non terminali per i topi e quindi molto utili per identificare potenziali differenze nella capacità di gestione dei lipidi e restringere i processi interessati.
In primo luogo, misurare le molecole lipidiche sieriche a digiuno può aiutare ad accertare il profilo lipidico complessivo di un topo. I topi dovrebbero essere a digiuno, perché molte specie lipidiche aumentano dopo i pasti e l'entità dell'aumento è fortemente influenzata dalla composizione della dieta. Molte molecole lipidiche, tra cui colesterolo totale, trigliceridi e acido grasso non esterificato (NEFA), possono essere misurate utilizzando un kit commerciale e un lettore di piastre in grado di leggere l'assorbanza.
In secondo luogo, un test di tolleranza intralipidica orale valuta la capacità di manipolazione dei lipidi come effetto netto dell'assorbimento e del metabolismo. Un intralipide somministrato per via orale provoca un picco nei livelli circolanti di trigliceridi (1-2 ore), dopo di che i livelli sierici di trigliceridi ritornano ai livelli basali (4-6 ore). Questo test offre informazioni su quanto bene un topo può gestire i lipidi esogeni. Cuore, fegato e tessuto adiposo bruno sono consumatori attivi di trigliceridi, mentre il tessuto adiposo bianco lo immagazzina come riserva di energia. I cambiamenti in queste funzioni porteranno a differenze nei risultati del test.
Infine, promuovere la lipolisi per mobilitare i lipidi immagazzinati è considerata una possibile strategia per la perdita di peso. La via di segnalazione del recettore β3-adrenergico nel tessuto adiposo svolge un ruolo importante nella lipolisi degli adipociti e la genetica umana ha identificato un polimorfismo di perdita di funzione Trp64Arg nel recettore β3-adrenergico correlato con l'obesità6. CL 316.243, uno specifico e potente agonista del recettore β3-adrenergico, stimola la lipolisi del tessuto adiposo e il rilascio di glicerolo. La valutazione della risposta di un topo a CL 316.243 può fornire preziose informazioni sullo sviluppo, il miglioramento e la comprensione dell'efficacia del composto.
Collettivamente, questi test possono essere utilizzati come schermo iniziale per i cambiamenti nello stato metabolico lipidico dei topi. Sono scelti per l'accessibilità degli strumenti e dei reagenti. Con i risultati derivati da questi test, i ricercatori possono formare un quadro generale dell'idoneità metabolica dei loro animali e decidere approcci più sofisticati e mirati.

<table><tbody><tr><td>20% Intralipid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>I141</td><td></td></tr><tr><td>BD Slip Tip Sterile Syringes 1ml</td><td>Shaotong</td><td>B07F1KRMYN</td><td></td></tr><tr><td>CL 316,243 Hydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C5976</td><td></td></tr><tr><td>Curved Feeding Needles (18 Gauge)</td><td>Kent Scientific</td><td>FNC-18-2-2</td><td></td></tr><tr><td>Free Glycerol Reagent</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F6428</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol Standard Solution</td><td>Sigma</td><td>G7793</td><td></td></tr><tr><td>HR SERIES NEFA-HR(2)COLOR REAGENT A</td><td>Fujifilm Wako Diagnostics</td><td>999-34691</td><td></td></tr><tr><td>HR SERIES NEFA-HR(2)COLOR REAGENT B</td><td>Fujifilm Wako Diagnostics</td><td>991-34891</td><td></td></tr><tr><td>HR SERIES NEFA-HR(2)SOLVENT A</td><td>Fujifilm Wako Diagnostics</td><td>995-34791</td><td></td></tr><tr><td>HR SERIES NEFA-HR(2)SOLVENT B</td><td>Fujifilm Wako Diagnostics</td><td>993-35191</td><td></td></tr><tr><td>Matrix Plus Chemistry Reference Kit</td><td>Verichem</td><td>9500</td><td></td></tr><tr><td>Micro Centrifuge Tubes</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-222-168</td><td></td></tr><tr><td>Microhematrocrit Capillary Tube, Not Heparanized</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-362-574</td><td></td></tr><tr><td>NEFA STANDARD SOLUTION</td><td>Fujifilm Wako Diagnostics</td><td>276-76491</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline</td><td>Boston Bioproducts</td><td>BM-220</td><td></td></tr><tr><td>Thermo Scientific Triglycerides Reagent</td><td>Fisher Scientific</td><td>TR22421</td><td></td></tr><tr><td>Total Cholesterol Reagents</td><td>Thermo Scientifi</td><td>TR13421</td><td></td></tr></tbody></table>

assessing whole-body lipid-handling capacity in mice

La valutazione del metabolismo lipidico è una pietra miliare della valutazione della funzione metabolica ed è considerata essenziale per gli studi sul metabolismo in vivo. I lipidi sono una classe di molte molecole diverse con molti percorsi coinvolti nella loro sintesi e metabolismo. È necessario un punto di partenza per valutare l'emostasi lipidica per la ricerca sulla nutrizione e l'obesità. Questo documento descrive tre metodi facili e accessibili che richiedono poca esperienza o pratica per padroneggiare e che possono essere adattati dalla maggior parte dei laboratori per lo screening delle anomalie del metabolismo lipidico nei topi. Questi metodi sono (1) la misurazione di diverse molecole lipidiche sieriche a digiuno utilizzando kit commerciali (2) l'analisi della capacità di manipolazione dei lipidi nella dieta attraverso un test di tolleranza intralipidica orale e (3) la valutazione della risposta a un composto farmaceutico, CL 316.243, nei topi. Insieme, questi metodi forniranno una panoramica di alto livello della capacità di gestione dei lipidi nei topi.

Mostriamo con tre estratti che ogni test offre preziose informazioni sul metabolismo lipidico dei topi. Per i topi maschi C57BL / 6J, sfidati da otto settimane di alimentazione con dieta ricca di grassi (HFD) a partire da otto settimane di età, i livelli di colesterolo totale erano significativamente elevati, mentre i trigliceridi sierici e neFA non lo erano (Tabella 1), suggerendo che trigliceridi e NEFA nel sangue non sono prevalentemente regolati da una sfida alimentare dei grassi. Nella seconda coor...

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Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Questo documento fornisce tre saggi facili e accessibili per valutare il metabolismo lipidico nei topi.

Valutazione della capacità di manipolazione dei lipidi di tutto il corpo nei topi

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

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Determining Bile Duct Density in the Mouse Liver

Mouse is broadly used as a model organism to study biliary diseases. To evaluate the development and function of the biliary system, various techniques are used, including serum chemistry, histological analysis, and immunostaining for specific markers. Although these techniques can provide important information about the biliary system, they often do not present a full picture of bile duct (BD) developmental defects across the whole liver. This is in part due to the robust ability of the mouse liver to drain the bile even in animals with significant impairment in biliary development. Here we present a simple method to calculate the average number of BDs associated with each portal vein (PV) in sections covering all lobes of mutant/transgenic mice. In this method, livers are mounted and sectioned in a stereotypic manner to facilitate comparison among various genotypes and experimental conditions. BDs are identified via light microscopy of cytokeratin-stained cholangiocytes, and then counted and divided by the total number of PVs present in liver section. As an example, we show how this method can clearly distinguish between wild-type mice and a mouse model of Alagille syndrome. The method presented here cannot substitute for techniques that visualize the three-dimensional structure of the biliary tree. However, it offers an easy and direct way to quantitatively assess BD development and the degree of ductular reaction formation in mice.

We present a rather simple and sensitive method for accurate quantification of bile duct density in the mouse liver. This method can aid in determining the effects of genetic and environmental modifiers and the effectiveness of potential therapies in mouse models of biliary diseases.

Determinazione della densità del dotto biliare nel fegato del topo

Mouse is broadly used as a model organism to study biliary diseases. To evaluate the development and function of the biliary system, various techniques ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Shotgun Lipidomics of Rodent Tissues

Lipids play a vital role as essential components of all prokaryotic and eukaryotic cells. Constant technological improvements in mass spectrometry have made lipidomics a powerful analytical tool for monitoring tissue lipidome compositions in homeostatic as well as disease states. This paper presents a step-by-step protocol for a shotgun lipid analysis method that supports the simultaneous detection and quantification of a few hundred molecular lipid species in different tissue and biofluid samples at high throughput. This method leverages automated nano-flow direct injection of a total lipid extract spiked with labeled internal standards without chromatographic separation into a high-resolution mass spectrometry instrument. Starting from sub-microgram amounts of rodent tissue, the MS analysis takes 10 min per sample and covers up to 400 lipids from 14 lipid classes in mouse lung tissue. The method presented here is well suited for studying disease mechanisms and identifying and quantifying biomarkers that indicate early toxicity or beneficial effects within rodent tissues.

Shotgun mass spectrometry-based lipidomics delivers a sensitive quantitative snapshot of a broad spectrum of lipid classes simultaneously in a single measurement from various rodent tissues.

Lipidomica shotgun di tessuti di roditori

Lipids play a vital role as essential components of all prokaryotic and eukaryotic cells. Constant technological improvements in mass spectrometry have ...

Biochimica

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

Analisi ottimizzata delle<em&gt; In Vivo</em&gt; e<em&gt; In Vitro</em&gt; Epatica steatosi

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

Medicina

Quantification of Atherosclerosis in Mice

Cardiovascular disease is the main cause of death in the world. The underlying cause in most cases is atherosclerosis, which is in part a chronic inflammatory disease. Experimental atherosclerosis studies have elucidated the role of cholesterol and inflammation in the disease process. This has led to successful clinical trials with pharmaceutical agents that reduce clinical manifestations of atherosclerosis. Careful and well-controlled experiments in mouse models of the disease could further elucidate the pathogenesis of the disease, which is not fully understood. Standardized lesion analysis is important to reduce experimental variability and increase reproducibility. Determining lesion size in aortic root, aortic arch, and brachiocephalic artery are common endpoints in experimental atherosclerosis. This protocol provides a technical description for evaluation of atherosclerosis at all these sites in a single mouse. The protocol is particularly useful when material is limited, as is frequently the case when genetically modified animals are being characterized.

Murine models of atherosclerosis are useful tools to investigate pathogenic pathways on a molecular level, but require standardized quantification of lesion development. This protocol describes an optimized method to determine lesion size in the major arterial vessels including the aortic root, aortic arch, and brachiocephalic artery.

Quantificazione dell'aterosclerosi nei topi

Cardiovascular disease is the main cause of death in the world. The underlying cause in most cases is atherosclerosis, which is in part a chronic ...

Immunologia e infezioni

Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate utilization, and behaviors such as food intake and physical activity can provide important information regarding the underlying mechanisms of disease. Given the importance of body composition and metabolism to the development of obesity and its subsequent sequelae, it is necessary to make accurate measures of these parameters in the pre-clinical research setting. Advances in technology over the past few decades have made it possible to derive these measures in rodent models in a non-invasive and longitudinal fashion. Consequently, these metabolic measures have proven useful when assessing the response of genetic manipulations (for example knockout or transgenic mice, viral knock-down or overexpression of genes), experimental drug/compound screening and dietary, behavioral or physical activity interventions. Herein, we describe the protocols used to measure body composition and metabolic parameters using an animal monitoring system in chow-fed and high fat diet-fed mice.

This protocol describes the use of a body composition analyzer and metabolic animal monitoring system to characterize body composition and metabolic parameters in mice. An obesity model induced by high-fat feeding is used as an example for the application of these techniques.

Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

The nematode C. elegans has emerged as an important model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as it relates to human obesity and its associated pathologies. Several previous methodologies developed for the visualization of C. elegans triglyceride-rich fat stores have proven to be erroneous, highlighting cellular compartments other than lipid droplets. Other methods require specialized equipment, are time-consuming, or yield inconsistent results. We introduce a rapid, reproducible, fixative-based Nile red staining method for the accurate and rapid detection of neutral lipid droplets in C. elegans. A short fixation step in 40% isopropanol makes animals completely permeable to Nile red, which is then used to stain animals. Spectral properties of this lipophilic dye allow it to strongly and selectively fluoresce in the yellow-green spectrum only when in a lipid-rich environment, but not in more polar environments. Thus, lipid droplets can be visualized on a fluorescent microscope equipped with simple GFP imaging capability after only a brief Nile red staining step in isopropanol. The speed, affordability, and reproducibility of this protocol make it ideally suited for high throughput screens. We also demonstrate a paired method for the biochemical determination of triglycerides and phospholipids using gas chromatography mass-spectrometry. This more rigorous protocol should be used as confirmation of results obtained from the Nile red microscopic lipid determination. We anticipate that these techniques will become new standards in the field of C. elegans metabolic research.

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

We present robust biochemical and microscopic methods for studying Caenorhabditis elegans lipid stores. A rapid, simple, fixing-staining procedure for fluorescent lipid droplet imaging leverages the spectral properties of the lipophilic dye Nile red. We then present biochemical measurement of triglycerides and phospholipids using solid phase extraction and gas chromatography-mass spectrometry.

Biochimica e High Throughput valutazione microscopica di massa grassa in<em&gt; Caenorhabditis Elegans</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

Biologia

Imaging and Analysis of Oil Red O-Stained Whole Aorta Lesions in an Aneurysm Hyperlipidemia Mouse Model

Apolipoprotein E (Apoe)- or low density lipoprotein receptor (Ldlr)-deficient hyperlipidemic mice are the two most commonly used models for atherosclerosis research. They are used to study the impact of a various genetic factors and different cell types on atherosclerotic lesion formation and as well as test the development of new therapies. Isolation, excision of the whole aorta, and quantification of Oil Red O-stained atherosclerotic lesions are basic morphometric methods used to evaluate atherosclerotic burden. The goal of this protocol is to describe an optimized, step-by-step surgical method to dissect, perfuse-fix, isolate, stain, image and analyze atherosclerotic lesions in mouse aortas with Oil Red O. Because atherosclerotic lesions can form anywhere in the entire aortic tree, this whole aorta Oil Red O staining method has the advantage of evaluating lipid-laden plaques in the entire aorta and all branches in a single mouse. In addition to Oil Red O staining, fresh isolated whole aortas can be used for variety of in vitro and in vivo experiments and cell isolations.

This protocol provides a step-by-step procedure to analyze atherosclerotic burden in mice. Investigators can use this protocol to compare the abundance, location, and size of atherosclerotic lesions in different animals.

Imaging e analisi delle lesioni dell'aorta intera O-macchiata di olio rosso in un modello murino di iperlipidemia da aneurisma

Apolipoprotein E (Apoe)- or low density lipoprotein receptor (Ldlr)-deficient hyperlipidemic mice are the two most commonly used models for ...

Determination of Fatty Acid Oxidation and Lipogenesis in Mouse Primary Hepatocytes

Lipid metabolism in liver is complex. In addition to importing and exporting lipid via lipoproteins, hepatocytes can oxidize lipid via fatty acid oxidation, or alternatively, synthesize new lipid via de novo lipogenesis. The net sum of these pathways is dictated by a number of factors, which in certain disease states leads to fatty liver disease. Excess hepatic lipid accumulation is associated with whole body insulin resistance and coronary heart disease. Tools to study lipid metabolism in hepatocytes are useful to understand the role of hepatic lipid metabolism in certain metabolic disorders.
In the liver, hepatocytes regulate the breakdown and synthesis of fatty acids via &#946;-fatty oxidation and de novo lipogenesis, respectively. Quantifying metabolism in these pathways provides insight into hepatic lipid handling. Unlike in vitro quantification, using primary hepatocytes, making measurements in vivo is technically challenging and resource intensive. Hence, quantifying &#946;-fatty acid oxidation and de novo lipogenesis in cultured mouse hepatocytes provides a straight forward method to assess hepatocyte lipid handling. 
Here we describe a method for the isolation of primary mouse hepatocytes, and we demonstrate quantification of &#946;-fatty acid oxidation and de novo lipogenesis, using radiolabeled substrates.

De novo lipogenesis and &#946;-fatty acid oxidation constitute key metabolic pathways in hepatocyte, pathways that are perturbed in several metabolic disorders, including fatty liver disease. Here we demonstrate isolation of mouse primary hepatocytes and describe quantification of &#946;-fatty acid oxidation and lipogenesis.

Determinazione della ossidazione degli acidi grassi e la lipogenesi nel topo primaria Epatociti

Lipid metabolism in liver is complex. In addition to importing and exporting lipid via lipoproteins, hepatocytes can oxidize lipid via fatty acid ...

Studio della fisiopatologia dell'HFpEF in un modello murino indotto da iperlipidemia

A Murine Model of Hyperlipidemia&#45;Induced Heart Failure with Preserved Ejection Fraction

The pathophysiology of heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) driven by lipotoxicity is incompletely understood. Given the urgent need for animal models that accurately mimic cardio-metabolic HFpEF, a hyperlipidemia-induced murine model was developed by reverse engineering phenotypes seen in HFpEF patients. This model aimed to investigate HFpEF, focusing on the interplay between lipotoxicity and metabolic syndrome. Hyperlipidemia was induced in wild-type (WT) mice on a 129J strain background through bi-weekly intraperitoneal injections of poloxamer-407 (P-407), a block co-polymer that blocks lipoprotein lipase, combined with a single intravenous injection of adeno-associated virus 9-cardiac troponin T-low-density lipoprotein receptor (AAV9-cTnT-LDLR). Extensive assessments were conducted between 4 and 8 weeks post-treatment, including echocardiography, blood pressure recording, whole-body plethysmography, echocardiography (ECG) telemetry, activity wheel monitoring (AWM), and biochemical and histological analyses. The LDLR/P-407 mice exhibited distinctive features at four weeks, including diastolic dysfunction, preserved ejection fraction, and increased left ventricular wall thickness. Notably, blood pressure and renal function remained within normal ranges. Additionally, ECG and AWM revealed heart blocks and reduced activity, respectively. Diastolic function deteriorated at eight weeks, accompanied by a significant decline in respiratory rates. Further investigation into the double treatment model revealed elevated fibrosis, wet/dry lung ratios, and heart weight/body weight ratios. The LDLR/P-407 mice exhibited xanthelasmas, ascites, and cardiac ischemia. Interestingly, sudden deaths occurred between 6 and 12 weeks post-treatment. The murine HFpEF model offers a valuable and promising experimental resource for elucidating the intricacies of metabolic syndrome contributing to diastolic dysfunction within the context of lipotoxicity-mediated HFpEF.

Autore in primo piano: Esplorare la relazione tra lipotossicità e HFpEF 

This protocol presents a detailed approach to replicating a murine model of hyperlipidemia-induced heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF). The design combines the administration of adeno-associated virus 9-cardiac troponin T-low-density lipoprotein receptor (AAV9-cTnT-LDLR) and poloxamer-407 (P-407).

Un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata

The pathophysiology of heart failure with preserved ejection fraction (HFpEF) driven by lipotoxicity is incompletely understood. Given the urgent need for ...

Valutazione della capacità di manipolazione dei lipidi di tutto il corpo nei topi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Determinazione della densità del dotto biliare nel fegato del topo

Lipidomica shotgun di tessuti di roditori

Analisi ottimizzata delle

Quantificazione dell'aterosclerosi nei topi

Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea

Biochimica e High Throughput valutazione microscopica di massa grassa in

Imaging e analisi delle lesioni dell'aorta intera O-macchiata di olio rosso in un modello murino di iperlipidemia da aneurisma

Determinazione della ossidazione degli acidi grassi e la lipogenesi nel topo primaria Epatociti

Un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata

Un modello murino di insufficienza cardiaca indotta da iperlipidemia con frazione di eiezione conservata