Ringraziamo il personale dalla ricerca medica Alfred e team formazione Precinct Animal Services (AS AMREP) per la loro assistenza e cura i topi utilizzati in questo studio e per il sostegno del regime di supporto dell'infrastruttura operativa dello stato vittoriano Governo.

Tutti gli esperimenti descritti sono stati approvati da Alfred medica ricerca formazione Precinct animale comitato etico (AMREP AEC) e topi sono stati forniti assistenza umana in linea con il National Health and Medical Research Consiglio (NHMRC) delle linee guida Australia su Sperimentazione animale. Gli animali sono stati somministrati loro prescritto dieta e acqua ad libitum e ospitato in un ambiente a temperatura controllata (~ 21-22 ° C) con una luce di 12 h e 12 h-scuro ciclo. Sette settimane vecchio topo maschio (su uno sfondo di C57Bl/6J) sono stati alimentati la dieta cibo normale regolare (energia contenuto 14,3 MJ/kg, che consiste del 76% di kJ da carboidrati, 5% di grassi, proteine 19%; Vedi tabella materiali) o per il gruppo di alimentazione grasso elevato, un alto contenuto di grassi dieta (HFD) ( energia contenuto 19 MJ/kg, composta da 36% di kJ da carboidrati, grasso 43%, 21% di proteine, specialità feed) per 3 settimane. Peso corporeo e misure della composizione corporea tramite una macchina di EchoMRI sono state fatte settimanalmente durante l'analisi di monitoraggio metabolico ha avuto luogo in un vongole dopo 3 settimane della dieta.
1. corpo composizione Analyzer procedura
Nota: Per funzionare in modo ottimale, il EchoMRI 4-in-1 utilizzato in questo protocollo devono essere contenuti all'interno di una stanza dove la temperatura dell'aria è stabile e non fluttua. Idealmente questo dovrebbe essere costantemente monitorato. Lo spostamento della macchina e interruzioni di alimentazione dovrebbe anche essere evitato se possibile. Se l'alimentazione è stata interrotta e deve essere riavviato il sistema, consentire almeno 2-3 h per la macchina per riscaldarsi prima di utilizzarlo nuovamente. Prima di iniziare, assicurarsi che si sono indossando corretti dispositivi di protezione individuale.
<ol><li>Prima di analizzare i topi, è possibile eseguire un test di sistema sul corpo macchina di analizzatore di composizione. Questo comporta l'uso di uno standard di calibrazione (denominato un campione di prova sistema olio canola (costi)) per testare la precisione dello strumento e garantire che c' non è stata nessuna deriva nella relativa esattezza.<ol>
<li>Aprire il software di sistema, quindi fare clic sul pulsante di barra degli strumenti di Test di sistema o premendo "Alt + Y" contemporaneamente.</li>
		<li>Prima di effettuata il test di sistema dal computer, attendere un promemoria verificare che i costi corretti (in questo caso i costi specifici del mouse) è stato inserito all'interno del portale del sistema ( Figura 1). Una volta confermato che questo è davvero il caso, accettare per procedere con la prova, che avrà pochi minuti per completare.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Una volta ha superato il test di sistema, proseguire con la scansione.<ol>
<li>Se il test di sistema fallisce, ripetere il test di sistema.</li>
		<li>Se la macchina continua a essere fuori portata (che indica che una deviazione si è verificato), calibrazione può essere necessario rettificare la situazione. Completare questo seguendo le istruzioni o come descritto nel manuale dell'utente fornito al momento dell'acquisto. Se il problema persiste, controllare il manuale3 o segnalare il problema al team di supporto del produttore e cercare ulteriori istruzioni.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Posizionare i topi in un piccolo animale portacampioni (lungo cilindro) per tenerli contenuti mentre si è in macchina. A tale scopo, posizionare orizzontalmente il titolare, sollevare il mouse e inserirlo in primo luogo l'apertura della testa del cilindro. Lentamente e con attenzione portare il titolare in posizione verticale in modo che il mouse si trova nella parte inferiore del cilindro e pronto per l'analisi.</li>
	<li>Una volta all'interno il titolare, è possibile inserire un delimitatore per limitare il movimento del mouse durante il periodo di misura. In alcune circostanze, con topi estremamente attivi, può essere necessario tenere il delimitatore in luogo con la punta delle dita. Nota: Acquisire i topi con posizionamento in portacampioni prima della loro analisi iniziale per ridurre lo stress. L'uso di un portacampioni animali colorati rosso può anche ridurre la potenziale risposta allo stress, come i topi si sentono che sono nel buio.</li>
	<li>All'interno del software, selezionare una cartella (cartella sulla barra degli strumenti) per salvare i dati e creare un nome di file.</li>
	<li>Se necessario, è possibile ridurre la quantità di rumore casuale nelle misurazioni grasse e magre aumentando il numero delle accumulazioni di primarie della scansione. Una volta avviato il software, le accumulazioni primarie è impostata su un valore predefinito consigliato per uso generale quotidiano; Se non c'è un motivo specifico per modificare questi parametri, le impostazioni predefinite verranno darà il necessario livello di precisione per gli utenti.</li>
	<li>Se non siete interessati nell'ottenere i dati per acqua libera e totale, spegnere la fase acqua selezionando la scheda per dire di no. In questo modo verrà ridurre significativamente la durata della scansione e migliorare la velocità effettiva.</li>
	<li>Avviare la scansione selezionando "start scan" o premendo F5 sulla tastiera. Inserire tutti i dati pertinenti circa l'animale (ad es., animal ID, massa corporea, ecc.) e premere "ok" o F5 per iniziare la scansione, che avrà circa 1 min.</li>
	<li>Dopo i dati sono stati ottenuti, rimuovere il supporto animale contenente il mouse dalla macchina e posto sul retro degli animali nella sua gabbia. Una volta che tutti gli animali sono stati analizzati, esportare i dati per ulteriori analisi e confronto.</li>
	<li>Prima e dopo l'uso, pulire accuratamente i possessori degli animali secondo le istruzioni del produttore. Come questi supporti sono costruiti da plastica acrilica, alcol isopropilico e alcool etilico dovrebbe essere evitati poichè possono causare screpolature dei titolari e/o rapido deterioramento del titolare, aumentando così la probabilità di rottura. Invece, utilizzare acqua calda per lavastoviglie soluzione oppure, se ulteriore disinfettante è necessario, utilizzare F10 (a una diluizione di 1: 125) o altri spray disinfettante o pulizia (Vedi Tabella materiali) e poi pulire.</li>
</ol>2. metabolico animale monitoraggio Procedure di sistema
Nota: Il sistema richiede ~ 2 h per riscaldare e stabilizzare. Se la macchina è stata spenta, esso deve essere acceso per consentire la cella di ossido di zirconio essere riscaldata a 725 ° C. Inoltre abbiamo posto generalmente topi nell'analizzatore di composizione corporea un giorno prima di entrare l'animale sistema di monitoraggio per evitare eventuali problemi con lo sforzo del fermo.
<ol><li>Verificare il computer collegato al sistema di monitoraggio degli animali è acceso e aprire il programma di controllo. Selezionare l'opzione "Oxymax Utility" dal menu dello strumento per avviare le pompe.</li>
	<li>Riempire bottiglie d'acqua con acqua appropriato, pesare e controllare la salute dei topi e organizzare il cibo. Se nel sistema di misura l'assunzione di cibo, considera spolverizzare il cibo. Riempire le tramogge di cibo premendo il cibo di piattaforma e punta a molla nella tramoggia. Assicurarsi che la tramoggia di cibo e una bottiglia d'acqua siano completamente pieno per garantire che non c'è abbastanza cibo e acqua per durare il tempo sperimentale assegnato.</li>
	<li>Controllare lo stato di drierite/essiccante; Se si utilizza un indicatore di colore, dovrebbe essere blu e quindi asciugare, ma se è rosa/viola, ha avuto la capacità di assorbimento dell'umidità significativo e dovrebbe essere sostituito o rabboccato.</li>
	<li>Controllare la condizione della trappola di ammoniaca e calce sodata e sostituire se necessario. Se la trappola di ammoniaca è collegata due alla volta, quando la seconda trappola Mostra segni di un cambiamento di colore, sostituire il primo. Un aumento nell'offset CO2 può anche significare la necessità di sostituire la calce sodata. Nota: Essiccante può essere asciugato in forno e riutilizzato, tuttavia noi seguire le raccomandazioni del produttore del sistema per utilizzare fresco ogni volta.</li>
	<li>Assemblare gli alloggiamenti. A tale scopo, posizionare la tramoggia di cibo sulla bilancia, quindi posizionare la camera in cima con la piattaforma perforata che diventa il pavimento della camera inserita. Attentamente posizionare il mouse nella camera e fissare il coperchio del sistema con la parte anteriore e clip di nuovo e fissare prima posizionando la bottiglia di acqua e di fissaggio. Come misura precauzionale, ricontrollare tutti i coperchi di camera, topi e acqua (Figura 2A-D). Nota: A seconda delle dimensioni dei topi in esame, può essere necessario regolare l'altezza degli spazi sopra la tramoggia di cibo in modo che i topi hanno accesso al cibo, ma non abbastanza spazio che dormono direttamente sopra l'alimentatore.</li>
	<li>Come è consigliabile che i sensori di gas essere calibrato prima di ogni esperimento, calibrare il sistema.<ol>
<li>Utilizzare un gas di composizione nota (0,5% CO2, 20,5% O2, equilibrio dell'azoto). Collegare il serbatoio del gas di calibrazione al sistema tramite un regolatore e tubo flessibile. Accendere e assicurare la pressione di uscita del serbatoio è la lettura di 5-10 psi. Nota: Alcuni sistemi avrà un secondo serbatoio, tubo e regolatore per l'uso di azoto puro come un gas "offset". Il sistema che operiamo invece utilizza la calce sodata per generare aria libera di CO2 .</li>
		<li>Seguire le procedure per calibrare sia O2 e sensori di CO2 . Selezionare "calibrazione" dal menu strumenti e calibrare in modo sequenziale CO2e O2 . Prima di calibrare garantire quel campione 1) e flussi di riferimento sono 0,400 LPM, 2) la temperatura del sensore2 O di Zirconia è 725 ° C (± 1 ° C), 3) il campione e riferimento più secca e pompe ad aria sono su, e 4) il gas di calibrazione è collegato e acceso.</li>
		<li>Se necessario, effettuare la calibrazione del sensore di O2 , regolare leggermente il controllo offset sulla parte anteriore del sensore ossigeno zirconio per ottenere un valore di rapporto di2 O di 1.0000 (± 0.0002). Questo è per assicurarsi che sia entro limiti accettabili (evidenziati in carattere verde sul display software sullo schermo del computer).</li>
		<li>Dopo il successo di O2 e calibrazione del sensore di CO2 , disattivare la bombola del gas di calibrazione e staccare il tubo dal regolatore. Dopo la calibrazione, O2 per aria di riferimento (atmosferica) dovrebbe leggere 20,92 (± 00.02). Se la calibrazione è fuori tolleranza, ripetere e fare riferimento alla risoluzione dei problemi guide dal produttore. In caso contrario, contattare il produttore per ulteriori istruzioni.</li>
	</ol></li>
	<li>Procedere con set-up sperimentale. Selezionare "Apri file sperimentale" nel menu di esperimento. Selezionare il modello appropriato (ad esempio, il mouse). Sotto "setup" nel menu di esperimento definire i parametri dell'esperimento che deve essere registrato (per esempio, mouse ID, peso, gruppo, ecc.) de-selezionare qualsiasi chambers non è in uso e selezionare il percorso per l'esperimento deve essere salvato.</li>
	<li>Assicurare le scale hanno state tarate se misurando l'ingestione di cibo e avviare l'acquisizione dei dati selezionando l'opzione "Esegui" nel menu di esperimento. Dati vengono acquisiti per le durate differenti a seconda del fenotipo, le linee guida istituzionali su isolamento degli animali e l'utilizzo del sistema. Nota: Nelle nostre mani, l'esperimento viene ordinariamente eseguito per 48 h, con le prime 24 ore utilizzata come acclimatazione per il nuovo ambiente e la seconda 24h utilizzato per l'analisi dei dati. Il periodo di raccolta di dati si basa su quanto tempo lo sperimentatore vuole mantenere loro topi singolarmente ospitato e dipende l'approvazione etica animale. In alternativa, qualora esistano disposizioni, topi possono essere acclimatati nelle camere prima di essere messi nel sistema e collegati. Ogni camera è misurato circa una volta ogni 13 min quando è in uso un sistema di 12 camera.</li>
	<li>Controllare regolarmente e monitorare i risultati ottenuti mentre i topi sono nel sistema per garantire il benessere degli animali e che vengono raccolti dati appropriato. Qualsiasi problema può essere in grado di essere identificati in questa fase e rettificato. Verifica su ogni mouse ogni mattina e la sera quando sono nel sistema.</li>
	<li>Controllare la scheda metabolica nella parte superiore della pagina del file di dati per i dati raccolti in tempo reale per ogni mouse per quanto riguarda le spese di consumo, RER e l'energia di ossigeno. Nel frattempo, le interruzioni del fascio e dati sui consumi alimentari può essere individuati nelle schede attività e alimentazione, rispettivamente. Verificare che il "O2 In" sta leggendo intorno 20.90-20,94, la "CO2 In" è intorno a 0,040 - 0,050, la RER è compreso tra 0,7 e 1, e la portata è costante a 0,5 - 0,6 L/min.</li>
	<li>A intervalli regolari, verifica che i topi hanno accesso a cibo e acqua e che stanno consumando ciascuno. Assicurarsi che essi non stanno dimostrando tutti i segni di afflizione come scavare la pavimentazione forata. Inoltre, monitorare i risultati che vengono visualizzati.</li>
	<li>Al completamento del tempo allocato sperimentale, selezionare "stop" dal menu di esperimento ed esportare i risultati (come file CSV, File > Esporta > generare soggetto CSV) per l'analisi.</li>
	<li>Controllare la salute dei topi, pesare e quindi tornare alla loro casa gabbie.<ol>
<li>Topi può essere ostile verso a vicenda dopo la separazione, quindi monitorare una volta che essi sono alloggiati insieme nuovamente.</li>
		<li>Smontare le gabbie, togliere gli alimenti in eccesso dalle tramogge e suggerimento qualsiasi feci, urina e cibo dalle gabbie. Immergere le bottiglie e sippers in soluzione diluita di T-bac, immergere e pulire gli altri componenti nella soluzione di candeggina diluita. Risciacquare con acqua pulita e lasciare all'aria secca.</li>
	</ol></li>
	<li>Calcolare i parametri metabolici con il software. Il software utilizza un numero di equazioni per fornire i dati finali di uscita4. Per il calcolo della produzione di consumo e l'anidride carbonica dell'ossigeno: consumo di ossigeno: VO2 (LPM)= VioO2i - VoO2o; Produzione di anidride carbonica: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VhoCO2i Dove: Vi = il tasso di ventilazione ingresso (LPM), Vo = il tasso di ventilazione di uscita (LPM), O2i = la concentrazione di2 O all'ingresso, O2o = la concentrazione di2 O uscita, CO2i = CO2 concentrazione in ingresso, CO2o = la concentrazione di CO2 all'uscita. Per il calcolo della RER: RER = VCO2 / VO2. Si noti che non è stato misurato l'ossidazione della proteina e quindi la RER non era adeguato per questo. Per il calcolo del dispendio energetico: dispendio energetico: CV = 3.815 + 1.232* RER Calore (Kcal/h)) = CV * VO2. Dove: CV è il potere calorifico (il rapporto tra il calore e il volume del consumo di ossigeno). Questo è derivato da "The elementi della scienza della nutrizione" definita la tabella di Lusk, composta da Graham Lusk.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice.">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li><li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. 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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Fasi critiche
I protocolli descritti nel presente documento forniscono un esempio di modi in cui composizione corporea misura e vari parametri metabolici nei topi utilizzando un analizzatore di composizione corporea e un animale metabolico, sistema di monitoraggio. Per entrambe le tecniche, è criticamente importante garantire che le macchine stanno lavorando in modo ottimale, e per fare questo, è imperativo che il ricercatore esegue un test di sistema per l'analizzatore di c...

Metabolismo è alla base di molti aspetti della normale cellulare, organo e fisiologia del corpo intero. Di conseguenza, nella cornice di varie patologie, alterazioni al metabolismo possono contribuire direttamente allo stato di fondo o potrebbero essere negativamente influenzate come un effetto collaterale della patologia. Tradizionalmente, studi in equilibrio energetico e metabolico sono stati concentrati sul campo dell'obesità e patologie correlate come l'insulino-resistenza, pre-diabete, intolleranza al glucosio, malattia cardiovascolare ed il diabete. Questa ricerca è autorizzata data la crescente prevalenza di tali condizioni in tutto il mondo e dell'individuo, della società, e costi economici queste condizioni infliggono. Come tale, lo sviluppo di strategie di prevenzione e nuove terapie per l'obesità di destinazione è un obiettivo nei laboratori di ricerca del mondo e modelli preclinici del topo sono fortemente invocati per questi studi.
Mentre la pesatura topi fornisce una valutazione affidabile di aumento di peso o perdita, non fornisce una ripartizione delle diverse componenti che compongono la pagina di composizione del corpo intero (massa grassa, massa magra, acqua gratuita così come altri componenti quali pelliccia e artigli). La pesatura delle adiposità al completamento degli studi, una volta che il mouse è deceduto fornisca una misura precisa dei diversi depositi di grasso, ma può solo fornire dati per un unico punto di tempo. Di conseguenza, spesso è necessario iscriversi più coorti per studiare lo sviluppo dell'obesità nel tempo, significativamente crescente numero di animali, tempo e costi. L'uso del dual-energy x-ray absorptiometry (DEXA) fornisce un approccio per valutare il contenuto del corpo del tessuto grasso e magro e consente al ricercatore di ottenere dati in modo longitudinale. Tuttavia, la procedura richiede topi anestetizzati1e ripetuti attacchi di anestesia possono influenzare l'accumulo di tessuto adiposo o impatto altri aspetti della regolazione metabolica. EchoMRI utilizza la risonanza magnetica nucleare rilassometria per misurare la massa grassa e magra, acqua gratuita e contenuto d'acqua totale. Ciò è ottenibile grazie alla creazione di contrasto tra i componenti differenti del tessuto, con differenze nella durata, ampiezza e distribuzione spaziale delle radiofrequenze generati permettendo la delineazione e la quantificazione di ogni tipo di tessuto. Questa tecnica è vantaggiosa in quanto è semplice, rapido e non invasivo, non richiede alcuna anestesia o la radiazione e, soprattutto, è stato convalidato positivamente contro analisi chimica2.
Una considerazione chiave di ricerca correlata e l'obesità è l'equazione di equilibrio di energia. Accumulo di grasso è più complicato che puramente energetica (assunzione di cibo) contro energia fuori (dispendio energetico), ma sono fattori vitali per essere in grado di misurare. Dispendio energetico quotidiano è il totale di quattro diversi componenti: (1) dispendio energetico basale (tasso metabolico a riposo); (2) il dispendio energetico a causa dell'effetto termico del consumo alimentare; (3) l'energia necessaria per la termoregolazione; e (4) l'energia spesa sull'attività fisica. Come dispendio energetico genera calore, misurare la produzione di calore da un animale (conosciuto come calorimetria diretta) può essere utilizzato per valutare il dispendio energetico. In alternativa, misurazione di ispirato e scaduto concentrazioni di O2 e CO2, permettendo per la determinazione del corpo intero O2 consumo e produzione di CO2 , può essere utilizzata come un modo per misurare indirettamente (indiretta Calorimetria a) produzione di calore e di conseguenza calcolare il dispendio energetico. Un aumento nell'assunzione di cibo o una diminuzione nel dispendio energetico possa predisporre tali topi ad aumento di peso e osservazioni dei cambiamenti in questi parametri possono fornire utili informazioni di probabili meccanismi d'azione su particolari modelli di obesità. Un parametro metabolico correlato di interesse è il rapporto di cambio delle vie respiratorie (RER), un indicatore della percentuale di substrato/carburante (cioè, carboidrati o grassi) che è in fase di metabolismo e viene utilizzata per produrre energia. Misurazione dell'ingestione di cibo (energia consumata) combinato con livelli di attività fisica, consumo2 O, RER e dispendio energetico è pertanto in grado di garantire un'ampia comprensione del profilo metabolico dell'organismo. Un metodo per raccogliere tali dati consiste nell'utilizzare un animale di laboratorio completa sistema di monitoraggio (vongole), che si basa sul metodo calorimetria indiretta per misurare il dispendio energetico e ha la capacità aggiunte di determinazione dei livelli di attività fisica (fascio pause) e l'assunzione di cibo tramite scale incorporato nella camera di misura.
In questo protocollo forniamo una descrizione semplice dell'uso di un analizzatore di composizione corporea per valutare la composizione corporea nei topi e un sistema di monitoraggio metabolico animale per misurare aspetti del metabolismo. Considerazioni e limitazioni per queste tecniche saranno discusse così come suggeriti metodi di analisi, interpretazione e rappresentazione dei dati.

<table><tbody><tr><td>4 in 1 system</td><td>EchoMRI</td><td>4 in 1 system</td><td>Whole body composition analyser</td></tr><tr><td>Canola oil test sample (COSTS)</td><td>EchoMRI</td><td>Mouse-specific (contact company for cat number)</td><td></td></tr><tr><td>Animal specimen holder&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>103-E56100R</td><td></td></tr><tr><td>Delimiter&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>600-E56100D</td><td></td></tr><tr><td>12 chamber system</td><td>Columbus Instruments</td><td>Custom built</td><td>Metabolic Caging System; includes control program</td></tr><tr><td>Drierite</td><td>Fisher Scientific</td><td>238988</td><td>CLAMS consumable</td></tr><tr><td>Calibration gas tank</td><td>Air Liquide</td><td>Mixed to order</td><td>Gas calibration (0.5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 20.5% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, balance nitrogen).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Normal chow diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>Irradiated mouse and rat diet</td><td></td></tr><tr><td>High fat diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>SF04-001</td><td></td></tr><tr><td>Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>PL202-S</td><td>Balance for weighing mice</td></tr><tr><td>TexQ Disinfectant spray</td><td>TexWipe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen Peroxide cleaning solution</td><td>TexWipe</td><td>TX684</td><td></td></tr></tbody></table>

body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice

Alterazioni di composizione corporea (massa grassa o magra), parametri metabolici quali consumo di ossigeno del corpo intero, dispendio energetico e utilizzazione del substrato e comportamenti come l'ingestione di cibo e attività fisica in grado di fornire informazioni importanti per quanto riguarda i meccanismi di fondo di malattia. Data l'importanza della composizione corporea e il metabolismo allo sviluppo di obesità e le sue conseguenze successive, è necessario effettuare misure accurate di questi parametri in ambito di ricerca pre-clinica. I progressi della tecnologia nel corso degli ultimi decenni hanno reso possibile derivare queste misure nei modelli del roditore in modo non invasivo e longitudinale. Di conseguenza, queste misure metaboliche hanno dimostrato utile nel valutare la risposta di manipolazioni genetiche (ad esempio transgenici o knockout mice, virale knock-down o sovraespressione di geni), lo screening droga sperimentale/mescola e dietetici, interventi di attività fisiche o comportamentali. Qui, descriviamo i protocolli utilizzati per misurare la composizione corporea e parametri metabolici utilizzando un animale monitoraggio sistema nei topi di dieta-federazione grassi cibo-federazione e alti.

Visto nella Figura 3 vengono visualizzati una tipica variazione parametri di composizione corporea all'alta alimentazione grassa, come misurato tramite EchoMRI. Al basale non c'era alcuna differenza in qualsiasi parametro misurato (Figura 3A-F). Tuttavia, dopo appena 1 settimana di alimentazione alto di grassi, c'era un aumento significativo del peso corporeo, massa grassa e massa grassa nel gruppo HFD (<strong c...

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Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea

Questo protocollo descrive l'uso di un analizzatore di composizione corporea e sistema di monitoraggio degli animali metabolica per caratterizzare la composizione corporea e parametri metabolici nei topi. Un modello di obesità indotta alimentando grassi viene utilizzato come esempio per l'applicazione di queste tecniche.

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

15.3K Views.  Baker Heart and Diabetes Institute. Questo protocollo descrive l'uso di un analizzatore di composizione corporea e sistema di monitoraggio degli animali metabolica per caratterizzare la composizione corporea e parametri metabolici nei topi. Un modello di obesità indotta alimentando grassi viene utilizzato come esempio per l'applicazione di queste tecniche.

Video: Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

A Protocol for Housing Mice in an Enriched Environment

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent studies demonstrate that environmental enrichment decreases adiposity, increases energy expenditure, resists diet induced obesity, and causes cancer remission and inhibition in mice. EE typically consists of larger living space, a variety of &#8216;toys&#8217; to interact with, running wheels, and can include a number of other novel environmental changes. All of this fosters a more complex social engagement, cognitive and physical stimulations. Importantly, the toy location and type of toy is changed regularly, which encourages the mice to adapt to a frequently changing and novel environment. Many variables can be manipulated in EE to promote health effects in mice. Thus these approaches are difficult to control and must be properly managed to successfully replicate the associated phenotypes. Therefore, the goal of this video is to demonstrate how EE is properly set up and maintained to assure a complex, challenging, and controlled environment so that other researchers can easily reproduce the protective effects of EE against obesity and cancer.

Environmental enrichment for mice requires a complex and challenging setup, as well as comprehensive husbandry and handling techniques to assure robust metabolic and anti-cancer effects in the mice. This protocol provides detailed procedures to reproduce the above mentioned effects in mice.

Un protocollo per Mice Housing in un ambiente arricchito

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent ...

Ricerca

Comportamento

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Iperinsulinemico-euglicemico Morsetti in Cosciente, Mouse sfrenato

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Medicina

Segmentation and Measurement of Fat Volumes in Murine Obesity Models Using X-ray Computed Tomography

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are associated with obesity, though the precise underlying mechanisms that contribute to the disease are currently being delineated.2,3 Several small animal models of obesity have been developed and are employed in a variety of studies.4 A critical component to these experiments involves the collection of regional and/or total animal fat content data under varied conditions.
Traditional experimental methods available for measuring fat content in small animal models of obesity include invasive (e.g. ex vivo measurement of fat deposits) and non-invasive (e.g. Dual Energy X-ray Absorptiometry (DEXA), or Magnetic Resonance (MR)) protocols, each of which presents relative trade-offs. Current invasive methods for measuring fat content may provide details for organ and region specific fat distribution, but sacrificing the subjects will preclude longitudinal assessments. Conversely, current non-invasive strategies provide limited details for organ and region specific fat distribution, but enable valuable longitudinal assessment. With the advent of dedicated small animal X-ray computed tomography (CT) systems and customized analytical procedures, both organ and region specific analysis of fat distribution and longitudinal profiling may be possible. Recent reports have validated the use of CT for in vivo longitudinal imaging of adiposity in living mice.5,6 Here we provide a modified method that allows for fat/total volume measurement, analysis and visualization utilizing the Carestream Molecular Imaging Albira CT system in conjunction with PMOD and Volview software packages.

Fat content analysis is routinely conducted in studies utilizing murine obesity models. Emerging methods in small animal CT imaging and analysis are providing for longitudinal detail rich fat content analysis. Here we detail step by step procedures for performing small animal CT imaging, analysis, and visualization.

Segmentazione e misurazione dei volumi FAT nei modelli murini di obesità Utilizzo di X-ray Tomografia Computerizzata

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are ...

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

Analisi ottimizzata delle<em&gt; In Vivo</em&gt; e<em&gt; In Vitro</em&gt; Epatica steatosi

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

Studio In Vivo del metabolismo del glucosio nei topi di dieta-federazione di grassi utilizzando Test di tolleranza al glucosio orale (OGTT) e Test di tolleranza dell'insulina (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

The nematode C. elegans has emerged as an important model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as it relates to human obesity and its associated pathologies. Several previous methodologies developed for the visualization of C. elegans triglyceride-rich fat stores have proven to be erroneous, highlighting cellular compartments other than lipid droplets. Other methods require specialized equipment, are time-consuming, or yield inconsistent results. We introduce a rapid, reproducible, fixative-based Nile red staining method for the accurate and rapid detection of neutral lipid droplets in C. elegans. A short fixation step in 40% isopropanol makes animals completely permeable to Nile red, which is then used to stain animals. Spectral properties of this lipophilic dye allow it to strongly and selectively fluoresce in the yellow-green spectrum only when in a lipid-rich environment, but not in more polar environments. Thus, lipid droplets can be visualized on a fluorescent microscope equipped with simple GFP imaging capability after only a brief Nile red staining step in isopropanol. The speed, affordability, and reproducibility of this protocol make it ideally suited for high throughput screens. We also demonstrate a paired method for the biochemical determination of triglycerides and phospholipids using gas chromatography mass-spectrometry. This more rigorous protocol should be used as confirmation of results obtained from the Nile red microscopic lipid determination. We anticipate that these techniques will become new standards in the field of C. elegans metabolic research.

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

We present robust biochemical and microscopic methods for studying Caenorhabditis elegans lipid stores. A rapid, simple, fixing-staining procedure for fluorescent lipid droplet imaging leverages the spectral properties of the lipophilic dye Nile red. We then present biochemical measurement of triglycerides and phospholipids using solid phase extraction and gas chromatography-mass spectrometry.

Biochimica e High Throughput valutazione microscopica di massa grassa in<em&gt; Caenorhabditis Elegans</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

Biologia

Palatable Western-style Cafeteria Diet as a Reliable Method for Modeling Diet-induced Obesity in Rodents

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health burden of obesity and its comorbid conditions highlight the need for better understanding of its pathogenesis, yet ethical constraints limit studies in humans. To this end externally valid models of obesity in laboratory animals are essential for the understanding of being overweight and obesity.&#160;While many species have been used to model the range of changes that accompany obesity in humans, rodents are most commonly used. Our laboratory has developed a western-style cafeteria diet that consistently leads to considerable weight gain and markers of metabolic disease in rodents. The diet exposes rodents to a variety of highly palatable foods to induce hyperphagia, modeling the modern western food environment. This diet rapidly induces weight gain and body fat accumulation in rats allowing for the study of effects of overeating and obesity. While the cafeteria diet may not provide the same control over macronutrient and micronutrient profile as purified high-fat or high-fat, high-sugar diets, the cafeteria diet typically induces a more severe metabolic phenotype than that observed with purified diets and is more in line with metabolic disturbances observed in the overweight and obese human population.

This protocol describes the use of a highly palatable, western-style cafeteria diet to model overeating and obesity in rodents. Here, we provide a detailed outline of food selection, preparation and measurement, and explain methodological factors that assist in generating a robust and reproducible phenotype.

Palatable Western-stile caffetteria dieta come un metodo affidabile per la modellazione dell'obesità indotta da dieta nei roditori

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health ...

Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a class of many different molecules with many pathways involved in their synthesis and metabolism. A starting point for evaluating lipid hemostasis for nutrition and obesity research is needed. This paper describes three easy and accessible methods that require little expertise or practice to master, and that can be adapted by most labs to screen for lipid-metabolism abnormalities in mice. These methods are (1) measuring several fasting serum lipid molecules using commercial kits (2) assaying for dietary lipid-handling capability through an oral intralipid tolerance test, and (3) evaluating the response to a pharmaceutical compound, CL 316,243, in mice. Together, these methods will provide a high-level overview of lipid handling capability in mice.

This paper provides three easy and accessible assays for assessing lipid metabolism in mice.

Valutazione della capacità di manipolazione dei lipidi di tutto il corpo nei topi

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

Identification and Dissection of Diverse Mouse Adipose Depots

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, uncoupling of metabolism to generate heat, and secretion of adipokines to regulate whole-body homeostasis and immune responses. Emerging research is identifying important regional differences in the developmental, molecular, and functional profiles of adipocytes located in discrete depots throughout the body. Different properties of the depots are medically relevant since metabolic diseases often demonstrate depot-specific effects. This protocol will provide investigators with a detailed anatomic atlas and dissection guide for the reproducible and accurate identification and excision of diverse mouse adipose tissues. Standardized dissection of discrete adipose depots will allow detailed comparisons of their molecular and metabolic characteristics and contributions to local and systemic pathologic states under various nutritional and environmental conditions.

Adipocytes exist in discrete depots and have diverse roles within their unique microenvironments. As regional differences in adipocyte character and function are uncovered, standardized identification and isolation of depots is crucial for advancement of the field. Herein, we present a detailed protocol for the excision of various mouse adipose depots.

Identificazione e dissezione dei diversi depositi di adiposi del mouse

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, ...

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract metabolic abnormalities. So far, different types of IF models with varying durations of fasting and feeding periods have been documented. However, interpreting the outcomes is challenging, as many of these models involve multifactorial contributions from both time- and calorie-restriction strategies. For example, the alternate day fasting model, often used as a rodent IF regimen, can result in underfeeding, suggesting that health benefits from this intervention are likely mediated via both caloric restriction and fasting-refeeding cycles. Recently, it has been successfully demonstrated that 2:1 IF, comprising 1 day of fasting followed by 2 days of feeding, can provide protection against diet-induced obesity and metabolic improvements without a reduction in overall caloric intake. Presented here is a protocol of this isocaloric 2:1 IF intervention in mice. Also described is a pair-feeding (PF) protocol required to examine a mouse model with altered eating behaviors, such as hyperphagia. Using the 2:1 IF regimen, it is demonstrated that isocaloric IF leads to reduced body weight gain, improved glucose homeostasis, and elevated energy expenditure. Thus, this regimen may be useful to investigate the health impacts of IF on various disease conditions.

The current article describes a detailed protocol for isocaloric 2:1 intermittent fasting to protect and treat against obesity and impaired glucose metabolism in wild-type and ob/ob mice.

Valutazione degli effetti metabolici del digiuno intermittente isocalorico 2:1 nei topi

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

Analisi metabolica ingabbiamento in topi alta Fed grasso e della composizione corporea

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