Yazarlar hiçbir katkıda bulunanlar var.

tüm hayvan deneyleri Alman hayvan koruma kanunu (TierSchG) uygun olarak gerçekleştirilen ve yerel hayvan refahı Komitesi (alt Saksonya eyalet ofis için tüketicinin korunması ve gıda güvenliği, iletişim kuralı tarafından kabul edildi TSA 14/1556). Fare bu model için uygun en az kilo 25 yaşında g.
 1. Preoperatif hazırlıklar Not: tüm yordamları temiz, steril olmayan koşullar altında autoclaved araçlarıyla yapılmaktadır.
<ol><li>Yer 50-60 8 cm uzun propilen liflerin paralel bir tüp oyuk ve her iki tarafta bir T-adaptör ile bağlayın. Yapıştırıcı ile içi boş elyaf ve T-adaptör dış dalı arasındaki boşluğu doldurmak.
	<ol><li>İzin ver en az 24 tutkal sertleşmesine s. Dışarı uzanan T-standart bir microtome kullanarak bağdaştırıcısından boş lifler kesme ve bağlantı yerleri silikon tüp kenara.</li>
	</ol></li> <li>Bir 27 G metal iğneden (26 G branule) 2 Fr poliüretan kanül yerleştirin. Cerrahi bir bıçak kullanın ve mikro-makas (8-12 X büyütme) 3-4 fenestrations yaklaşık 0.15 cm her sağlamak için kanül distal üçüncü içinde en uygun Venöz yapmak için mikroskop altında geri akışı.
	<ol><li>Kaldır tamamlandığında tel. Pamuk temizleme bezi künt disseksiyon ve retraksiyon yapıları için kullanın. Doku su kaybı önlemek için aşırı sıvı emmek için gazlı bez temizleme bezi (5 x 5 cm 2) kullanın.</li>
	</ol></li> <li>Astar birim hazırlamak. Tamamlamak için heparin çözüm ve % 2.5 v/v % 8.4 çözümünün tamponlama için NaHCO 3 priming mL başına 30 IU ekleyin. Bu çözüm kullanana kadar 4 ° C'de depolayın.</li>
	<li>Doldurmak KPB devre (yani, pompa, hava avcı, boru ve her iki Kanüller) 850 µL astar eriyik yolu ile Venöz kanül ile. Hayvan cannulation için hazır olması ne kadar KPB dolaşan dolu bir kez tutmak.</li>
</ol> 2. Hayvan anestezi anestezi yönetmek, hayvan indüksiyon odasında altında %2.5 yer için <ol><li>v/v isoflurane/oksijen karışımı. Uygun anestezi tarafından değerlendirilmesi pedal çekilme refleks, kuyruk tutam refleks ve göz kırpma refleksi onaylayın. Göz kuruluğu önlemek için veteriner göz merhem uygulamak.</li>
	<li>Sıcaklık düzenleyen fonksiyonu ile ısınma bir yastık üzerinde hayvan yer. Rektal eklenen ve veri toplama sistemine bağlı bir sonda ile vücut ısısını ölçmek.</li>
	Tam anestezi elde sonra <li>bir 20 G plastik braunule kullanarak, sözlü olarak ekleme ve görsel kontrol altında nefes borusu içine iterek hayvan orotracheally Tüp takacağım. Mekanik havalandırma bir fare vantilatöre bağlı bir isoflurane Buharlaştırıcı kullanarak başlatın. 250-350 µL gelgit hacmi elde havalandırma hayvan ağırlık bağlı olarak ayarlayın.</li>
	Tam analjezi sağlamak için <li>5 mg/kg vücut ağırlığı hayvan carprofen subkutan enjekte et. Bu isoflurane konsantrasyonu % oksijen 1.3-2.5 arasında tutulması önerilir. Isoflurane konsantrasyon el ile ayarlanabilir prosedür Sahne bağlı olarak.</li>
</ol> 3. Cerrahi <ol><li>sonra tam anestezi ve entübasyon, Ensizyon deri boyun için keskin iyi makas ile gerçekleştirmek, ayrı bir künt moda kaslarda ve Sağ juguler ven ve sol Karotis arter açığa. Hazırlık sırasında küçük gemiler en az kan kaybı emin olmak için iki kutuplu forseps için bağlı bir veteriner coagulator kullanarak koagüle.</li>
	<li>Şah damarları hazırlanması sonra cranially sol ortak Karotid arter ile 8-0 ipek sütür kullanma, çatallanma distal segment ligate.</li>
	<li>Kullanarak bir silikon konektörü (0,5 mm kimliği, 1 mm OD), yer 8-0 ipek sütür kayma Arteryel girişi boru için 27 G kanül distal sonu knot, arter ve INSERT Karotid arter içine kanül ucu proksimal segmentin bağlan.</li>
	<li>3-4 mm proksimale aort bırakır böylece kanül ucu kanül ucu doğru yerleşimini sonra ilerlemek. 8-0 ipek deniz mili ile güvenli hale getirme kanül ucu düzeltmek.</li>
	<li>Kullanma mikrocerrahi forseps ve makas, künt ve keskin diseksiyon gerçekleştirmek, Sağ juguler ven yanal için köprücük, yakın boyun kas dokusunun künt hazırlık tarafından ortaya çıkarmak ve distal uç ve bir 8-0 8-0 ipek düğüm yerleştirin döngü proksimal ucunda.</li>
	<li>Sonra ligasyonu juguler ven distal ucunun Sağ juguler ven ve sağ Kulakçık doğru ilerleme Venöz kanül ucu yeri ve ipek düğüm kullanarak güvenli. En uygun Venöz dönüş için Venöz uç sağ ventrikül ilerlemek gerekli olabilir.</li>
	<li>Doğru kanül pozisyonu elde sonra sistemik heparinization heparin juguler ven içine direkt intravenöz enjeksiyon yolu ile hayvan vücut ağırlığı gram başına 2.5 IU ekleyerek devam.</li>
	<li>Gerçek zamanlı invaziv basınç kontrolü için sol femoral arter cannulate. Kasık bölgesinde ortaya çıkarmak ve yavaşça femoral ven ve 25 X büyütme altında femoral sinir ortak femoral arter ayırın.
	<ol><li>Ligate distal femoral arter parçası. Geçici olarak bir kayma-düğüm ile proksimal bölümü doldurmak ve mikro-forseps kullanarak anterior duvarda küçük bir insizyon attım olun.</li>
		<li>Daha sonra 1 Fr poliüretan kanül femoral arter yerleştirin ve 10-0 sütür ipek ile sabitleyin. Bu kanül kan gaz analiz için kan örnekleri ayıklamak için kullanılır.</li>
	</ol></li> <li>Sonra başarılı yerleşim Arteryel ve venöz Kanüller, Kardiyopulmoner bypass pompayı çevirerek başlatmak. KPB ile başlayan entübasyon üzerinden yaklaşık 45 dk. Pompa hızı artırarak bir akış hızı 0.5 mL/dk, sistemik basınç ölçümleri ve artış kan akımı tam akış (4-6 mL/dak) için 2 dk içinde bağlı olarak kullanarak başlangıç zamanıdır.</li>
	<li>Tam kontrolü altında gerçekleştirmek ağız sapı başlayan ve 5 mm Kaudal yönde gidiyor keskin makas kullanarak üst bir yöntemdir. Hemen kanama önlemek için göğüs kenarları koagüle. Aort kranial yönde şu Şah damarı çekerek ortaya çıkarmak.</li>
	<li>İçin en uygun denetimi, çepeçevre aort timus ve çevresindeki doku sıkma kolaylaştırmak için ücretsiz. Artan aort çevresine bir 8-0 ipek daire yerleştirin. Minikardiyopleji yöntemi için çapraz klemp yerleştirmek için daha iyi maruz için kranial yönde ipek döngü artan aort çekin.</li>
</ol> 4. Kardiyopulmoner baypas gerektirmeyen ve kan gazı analizi <ol><li>kan gaz analizi (BGA) için cam kılcal tüpler femoral arter kateter yolu ile 60-90 µL arteryel kan toplamak için kullanın.
	<ol><li>Silikon tüp üzerinde küçük bir mengene kullanın ve sonda gelen boru ayır. Serbest yavaş yavaş kelepçe Kılcal Boru kontrollü dolum izin vermek için baskıyı.</li>
		<li>Kateter silikon tüp takın. Kan gazı analyzer aşağıdaki zaman noktalarda ölçümler için kılcal tüpler yerleştirin: 10 dakika sonra KPB inisiyasyon havalandırma (BGA1) ile 25 min CPB ve solunum durması (BGA2) 15 dk sonra 40 dk CPB ve solunum durması (BGA3) 30 dk sonra KPB 55 dk., 45 dk solunum ve kalp durması (BGA4) 20 dk sonra</li></ol></li> <li>istikrarlı KPB akışı, baş altında Havalandırma durdurma tarafından te solunum tutuklama.</li>
	<li>Havalandırma sona ermesi sonra ısınma yastık için 28 ºC ayarlayın ve topikal hayvan 28 ºC vücut ısısı solunum durması soğuk salin batırılmış gazlı bez kullanarak ilk 20 dk içinde için soğutma başlatın.</li>
	<li>Kez bir vücut sıcaklığı 28 ºC elde ve toplam solunum tutuklama 30 dak sonra 0.3 mL %7,45 KCl çözeltisi Minikardiyopleji yöntemi başlatmak için KPB devre yönetmek.</li>
	<li>İçin aort damarı sıkma çapraz, daha önce yerleştirilmiş ipek döngü (Adım 3.10) daha iyi maruz kranial yönde çekin ve bir mikro-serrefine kelepçe aort artan parçası yerleştirin.</li>
	<li>Toplam 60 dk solunum ve kalp durması 30 dk gerçekleştirin. Mikro-serrefine kelepçe reperfüzyon kalp başlatmak için artan aort kaldırın. Aynı anda, yeniden havalandırın ve hayvan 37 sıcak ° C.</li>
	<li>Reperfüzyon tamamladıktan ve hayvan normothermia, ulaştı sonra KPB pompası kapatarak sonlandırmak ve fizyolojik ölçümleri (örneğin vücut ısısı, EKG ve invaziv kan basıncı) 20 dakika süreyle izlemeye devam edin</li>
	<li>Deneme sonunda hayvan tam anestezi (%5 isoflurane) altında exsanguinate ve toplamak kan ve organları daha fazla analiz 14.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years.">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li><li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery.">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li><li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery.">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li><li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+literature+review+of+cardiopulmonary+bypass+models+for+rats.">A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats.</a> Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).</li><li>Jungwirth, B., de Lange, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cardiopulmonary+bypass:+development,+applications,+and+impact.">Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact.</a> Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).</li><li>G&#252;nzinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+cardioplegic+arrest+and+hemodynamic+assessment+by+conductance+catheter+technique.">A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique.</a> Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).</li><li>Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+for+deep+hypothermic+circulatory+arrest.">Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).</li><li>Schnoering, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+newly+developed+miniaturized+heart-lung+machine-expression+of+inflammation+in+a+small+animal+model.">A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model.</a> Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).</li><li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+responses+of+tissues+from+the+brain,+heart,+kidney,+and+liver+to+resuscitation+following+prolonged+cardiac+arrest+by+examining+mitochondrial+respiration+in+rats.">The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats.</a> Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).</li><li>Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+obstructive+uropathy+in+severe+combined+immunodeficient+(SCID)+mice:+lymphocyte+infiltration+is+not+required+for+progressive+tubulointerstitial+injury.">Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 9 (6), 1008-1017 (1998).</li><li>Majzoub, J. A., Muglia, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knockout+mice.">Knockout mice.</a> N. Engl. J. Med. , 904-907 (1996).</li><li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association.">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).</li><li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+cardiovascular+disease:+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome,+dyslipidemia,+and+atherosclerosis.">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).</li><li>Iurascu-Gagea, M., Craig, S., Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Euthanasia+and+necropsy.">Euthanasia and necropsy.</a> The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. , 117-141 (2012).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Bir tam işlev gören klinik olarak ilgili model KPB bir fare geliştirdik. Kalp-damar hastalıkları olan fareler otuzdan fazla suşları ile bizim model geliştirme için KPB ile ilgili yeni potansiyel iletişim kuralları için bir başlangıç noktası olabilir. Ayrıca, fare özgü reaktifler ve nakavt-out fareler bolluk, nedeniyle bu model sadece KPB geçerli fare modelinin yerini alamaz ama moleküler mekanizmaları KPB ile ilgili organ hasarı dahil diseksiyon kolaylaştıracaktır. Bugüne kadar KPB mikrocerrahi...

Klinik içine Kardiyopulmoner bypass (KPB) giriş beri kalp cerrahisi1' de önemli bir rol oynamıştır. Modern kardiyak cerrahi, uzamış CPB süresi geniş aort rekonstrüksiyonu ve kombine yordamları gerçekleştirmek için önemlidir. Teknolojik gelişmeler çok büyük olmasına rağmen extracorporal kan dolaşımı ile içi - ve ameliyat sonrası sistemik ilişkili ve yerel organ zarar2,3.
Büyük hayvan modeller fizyolojik süreçleri4,5KPB rolünü araştırmak için geliştirilmiştir. Her ne kadar bu modeller KPB bazıları içgörü komplikasyonlar ilgili sağlamış, onlar son derece pahalı ve moleküler araçları (örneğin, antikorlar) çok sınırlıdır. Daha maliyet etkin bir alternatif küçük hayvanlarda geliştirmiştir. Gelişimleri beri fare ve tavşan5,6,7,8,9KPB modelinde en iyi duruma getirmek için birden fazla çalışmalar yapılmıştır. Bu modeller patofizyolojik hastalığı süreçleri ölçümleri için iyi bir temel sağlamak; Ancak, onlar hala hücresel ve humoral İmmünoloji ilgili antikorlar ve Kimyasalları eksikliği nedeniyle araştırmak yetersizdir. Bu araştırma Bu alan içindeki rollerine bozar.
Biz son zamanlarda KPB bir fare modeli geliştirdik. Genetik olarak değiştirilmiş fare ve fare özgü reaktifler çok çeşitli nedeniyle, fare modelleri genel olarak tercih ettiği fizyolojik, moleküler ve immünolojik araştırma10,11modeli vardır. Bu nedenle, birçok fare suşların klinik olarak ilgili hastalıklar12,13ile kullanılabilir olduğundan modelimiz KPB çalışma ile ilgili olarak çeşitli comorbidities kolaylaştıracaktır. Buna göre bu kağıt, ayrıntılı olarak KPB fareler nasıl gerçekleştirileceği açıklanır. Oksijen ve hemodinamik parametreler derin solunum ve dolaşım tutuklandıktan sonra yakından izlenir.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

Uzun süreli Kardiyopulmoner bypass sırasında kalp müdahaleler daha gerekli hale geldikçe, artan bir klinik talep yordam en iyi duruma getirme ve uzun süreli extracorporal dolaşımdan kaynaklanan organ hasarı en aza indirmek için ortaya çıkar. Bu kağıt amacı tamamen fonksiyonel ve klinik manken Kardiyopulmoner baypas gerektirmeyen bir Mouse göstermekti. Biz cihaz tasarımı, perfüzyon devre optimizasyonu ve mikrocerrahi teknikleri raporu. Bu model birden çok kan çizimi için ihtiyaç nedeniyle hayatta kalma ile uyumlu değildir akut bir modeldir. Fareler için (örneğin, işaretçileri, altını gizleme vb.)araçları yelpazesi nedeniyle, bu modeli moleküler mekanizmaları üzerindeki araştırmasını organ hasarı ve Kardiyopulmoner bypass ile ilgili olarak diğer etkisini kolaylaştıracak comorbidities.

Bu iletişim kuralı perfüzyon devre, cerrahi işlemler açıklanır ve fizyolojik parametrelerinin bir fare CPB sırasında izleme. Yeterince yetenekli bir microsurgeon tarafından gerçekleştirilen, sonuçları sürekli ve tekrarlanarak alınır.
Ortalama arter basıncı yeterli doku perfüzyon korumak için her zaman KPB kan akışını ayarlama ve ilave hacmi ekleyerek 40 ve 60 mmHg arasında tutulur. Hayvan, birim durumu ...

Watch this Scientific Journal Video about Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach at JoVE.com

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Bu kağıt, Kardiyopulmoner bypass farelerde gerçekleştirmek açıklar. Bu yeni modeli moleküler mekanizmaları organ hasarı dahil incelenmesi kolaylaştıracaktır.

Kardiyopulmoner baypas gerektirmeyen bir fare modeli: yeni bir yaklaşım

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

cardiopulmonary-bypass-in-a-mouse-model-a-novel-approach

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K Görüntüleme.  Hannover Medical School. Bu kağıt, Kardiyopulmoner bypass farelerde gerçekleştirmek açıklar. Bu yeni modeli moleküler mekanizmaları organ hasarı dahil incelenmesi kolaylaştıracaktır.

Video: Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Modifiye Manşet Tekniği Sıçangiller Servikal Kalp Nakli Modeli

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Tıp

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Sol ön inen arter ligasyonu ile Miyokard İskemi-reperfüzyon Hasarı bir fare modeli

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Heterotopik Fare Kalp NAKLİ için Modifiye Yöntem

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Farelerde Heterotopik Servikal Kalp Nakli

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Farelerde A Novel Mikrocerrahi Heterotopik Modeli, En Bloku Göğüs Duvarı, Thymus ve Kalp Nakli

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

Kan nakli veya Sıçanlarda Inotropic ajanlar olmadan kurtarma Kardiyopulmoner Bypass modeli

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Murin Kalp Nakli için Manşet Tekniğinin Optimizasyonu

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Veno-venöz ekstrakorporeal membran oksijenasyonu bir mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Vasküler Manşetler Kullanılarak Fare Heterotopik Servikal Kardiyak Transplantasyonu

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Abdominal Fare Kalp Nakli Modelinde Kan Devresi Rekonstrüksiyonu

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...