Bu çalışma Microsearch Avustralya Vakfı ve Myee Codrington Tıbbi Araştırma Vakfı tarafından tarafından, Avustralya Proje Grant 1029205 Ulusal Sağlık ve Tıbbi Araştırma Konseyi (NHMRC) tarafından desteklenmiştir.

Önceki deneyler başlamadan, planlanan deneyler için ilgili kurum Hayvan Bakım Etik Kurul onayı almak. Kurumunuzun gereklerine uygun olarak fareler koruyun. Aşağıdaki protokol Sydney Üniversitesi ve Kraliyet Prens Alfred Hastanesi komiteleri tarafından onaylandı. Önce ameliyat başlamadan, tüm araçlar iyice temizlenmeli ve% 80 etanol içinde iliklerine tarafından sterilize. Bazı kurumlar ancak bu uzun vadede ince mikrocerrahi aletleri zarar verebilir otoklavlanmayı şart. Mümkün kullanımlık steril tek kullanımlık ekipman. 1.. Anestezi <ol><li> Kapalı bir kapta izofluran ile fare anestezisi sonra hızlı anestezi burun konisi bağlayan bir işletim gemide onu sırtüstü yerleştirin. Hiçbir refleks olmadığından emin olmak için arka ayak kısma anestezi testi yeterliliği. </li><li> Bir cerrahi bıçak ile cilt ve tıraş% 80 etanol ile sterilize. Buna ek olarak,% 70 izopropil alkol içerisinde% 2 klorheksidin cilt sterilizasyon için kullanılabilir. Anestezi indüksiyonu sırasında izofluran konsantrasyonu% 3 olduğunu, ancak bakım için% 1-1,5 &#39;bu azaltabilir. Düzenli nefes alma ve kalp hızını korumak için bu konsantrasyon için küçük ayarlamalar yapın. Bir ısıtma pedi üzerinde hayvanın ısısını korumak. </li></ol> 2.. Donör Operasyonu <ol><li> Bir göğüs duvarı kanat oluşturması için xiphisternum seviyesinde enine bir kesik ile ve ardından koltuk altına nervür kenarından göğüs kafesinin her iki göğsü ile keserek ve kalp damarları ortaya çıkarmak için bir torakotomi yapın. Başın yanında bu kapağını kaldırın ve işletme kuruluna için pin. Kalp ve damarları maruz perikard yırttınız. </li><li> Bir elinde ve IVC&#39;da yoluyla kalbe diğer inject 1 ml soğuk heparinize tuzlu proksimal ile forseps ile inferior vena kava kaldırın, sonra önleme için IVC&#39;da küçük arter kelepçe koymakgeri iğne deliğinden perfüzyon çözümü t akışı. </li><li> Gazlı bez ve pamuk kullanarak, aorta ve pulmoner arter maruz aşağı kalp çekin. Aorta ve pulmoner arter demetine kanalı (enine sinüs) posterior aracılığıyla microscissors bir çiftin bir bıçak geçmek ve anastomoz için yeterli uzunluğa sağlayacak kadar distale mümkün olduğunca bir araya aorta ve pulmoner arter kesti. </li><li> Kravat ve IVC, sağ superior vena kava (SVK) bölün, 6-0 ipek iplik kullanılarak SVC ve pulmoner venlerin sol. Ayrı ayrı IVC ve sağ SVC kravat sonra pulmoner venler ile birlikte sol SVC kuşatmak ve onu bağlamak için kalbine bir tek iplik posterior yerleştirin. Transplantasyon kadar 4 ° C &#39;de soğuk bir steril tuzlu su içinde saklayın, sonra bağları uzak damarları keserek verici sitesinden kalp hasat. Bu kesilmesi ile donör ölümü ile sonuçlanır. </li></ol> 3.. Alıcı Operasyonu <ol><li> Uyutmak(Bölüm 1) yukarıdaki gibi alıcı. Dikkatle Ekartörleri şeklinde bükülmüş xiphisternum ve ataç kullanarak geri çekilmesi için pubis orta hat kesi ile laparotomi yapmak sonra, tahrişi önlemek için karın tıraş. Sıcak steril serum fizyolojik emdirilmiş gazlı bez bağırsak sarın ve karın sağ üst çekin. </li><li> Infra-renal aorta ve IVC göstermek için, koter cihazı kullanılarak lomber gemilerin onları bölerek iliak bifurkasyon sol renal arter ve ven aorta ve IVC birlikte kesimleri özgür. Koter doğru sıcaklıkta ve damar uçları bölmek ve mühür yeterli bir süre için kullanılan ilgilenir. </li><li> Aorta ve proksimalde VKİ bölümlerine küçük atravmatik damar kelepçeleri uygulayın. Önce bir 30 G iğne ile bir delik delinmesi ile aort ön duvarında bir insizyon yapın; sonra donör aort boyutuna uyacak microscissors dikey bir kesi kesti. Herhangi bir bl kaldırmak için heparinli serum fizyolojik ile aorta lümen yıkayınood pıhtıları. </li><li> Soğuk tuzlu su ile ıslatılmış gazlı bez ile kaplı alıcı siteye donör kalbi getirin ve karnın sağ tarafına yerleştirin. Donör aort alıcı aort ve sonraki alıcıya IVC konumlandırılmış donör pulmoner arter üzerinde yanındaki kesi yerleştirildiğinden emin olun. </li><li> Hayvan 180 ° döndürülür sahne hangi uzak köşesine ulaşarak kadar önce sol tarafında yakın köşe ve sütür başlayarak 10-0 naylon sütürlerinin kullanarak alıcı aorta donör aorta uç-yan anastomoz. Yavaşça aort sağ tarafını ortaya çıkarmak ve yakın ucuna en uzak ucundan itibaren aort çeperinin sağ tarafı boyunca dikilmesi devam karnın sol tarafına donör kalbi hareket ettirin. Aort anastomoz kapatmadan önce, yavaşça herhangi bir pıhtı ve havayı çıkarmak için heparinli serum fizyolojik ile lümen yıkayın. </li><li> Alıcı IVC ile donör pulmoner arter (PA) uç-yan anastomoz. Bir kesi ver olunolarak yanmalıdır arter anastomoz uygun bir yerinde IVC ön duvarında microscissors. IVC lümeni içinde sol duvarının uzak ucundan başlayarak 10-0 naylon dikiş çalışan alıcı IVC için donör PA anastomoz. Proksimal ucu ulaştıktan sonra, anastomoz tamamlamak için uzak ucuna kadar ön sağ yan duvar boyunca dikiş devam etmektedir. Anastomoz kapatmadan önce, yavaşça pıhtılar ve havayı çıkarmak için lümen yıkayın. </li><li> Hemostaz elde edilene kadar bir pamuk aplikatör ile gemi kelepçeler, anastomoz siteleri etrafında Gelfoam yeri parçaları ve uygulamak hafif bir baskı bırakmadan önce. Revaskülarizasyon zamanda, yakın kelepçe ardından, ilk olarak uzak kelepçe bırakın. </li><li> Revaskülarizasyon sonra da iyileşme yardımcı olmak için harici olarak greft 37 ° C&#39;de sıcak bir tuzlu su uygulanır. Greft genellikle hemen fibrilasyon başlar ve birkaç dakika içinde sinüs ritmine kendiliğinden döner. Sıcak 0.6 ml enjektealıcının hidrasyon korumak için tuzlu su deri altından. Ameliyat öncesinde tamamlanması için analjezi için buprenorfin deri altına enjekte </li><li> Her iki tabaka için, bir 5-0 emilebilen sütür ile çalışan karın yara kapatın. Iç tabaka tamamlayarak başlatın ve cilt boyunca devam eder. </li></ol> 4.. Kurtarma ve Greft İzleme <ol><li> Enfeksiyonun önlenmesi için ampisilin enjekte edilir ve geri kazanılması için 37 ° C &#39;de bir ısıtma pedi üzerine alıcı yerleştirin. Çoğu hayvanlar hızla kurtarmak ve genellikle içme ve genellikle 3 saat içinde yiyorsun. Fare sıkıntı belirtileri gösteriyorsa, nedenini belirlemek için yakından inceleyin. Hiçbir belirgin nedeni ise, buprenorfin ile tedavi ve yakından izlenmesi. Belirtiler şiddetli ya da 8 saatten fazla devam ederse bir veteriner hekimin ve ötenazi düşünün. Gerekirse, belirtileri gidermek kadar Buprenorfinin 12 saatlik enjeksiyonları devam verir. Fare sıkıntı belirtileri gösteriyorsa 8 saat sonra, devam eden 12 verBuprenorfinin saatlik enjeksiyonları onlar çözene kadar. Belirtiler fazla 48 saat boyunca devam eder ve gerekirse euthanize eğer veteriner danışın. </li><li> Direkt batın palpasyonla greft kalp atışlarını izlemek ve + + + + gibi sağlıklı nedeniyle ileri reddedilmesine zayıf dövmek için + &#39;ya greft ve için beat gücünü kaydetmek - greft reddini tamamlanması nedeniyle sigara dayak gibi. Deneyin süresi boyunca haftada 3x daha sonra ilk 10 gün için, günde fareler izleyin. </li></ol>

<ol>
	<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen.">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li><li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li><li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts.">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway.">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li><li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness.">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li><li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling.">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li><li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts.">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments.">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice.">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li><li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice.">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Fare kalp nakli master önemli cerrahi beceri gerektiren zorlu bir mikrocerrahi yöntemidir. En zor özelliği, kapların küçük çapıdır. Buna ek olarak, bu işlem zaman alıcı ve kanama sınırlamak için gereklidir. Fare kalp nakli için teknik ilk Corry ve diğerleri tarafından tarif edilmiştir. 1973 içinde ve daha sonra Mottram ve ark 12 ile. Bizim modifikasyonlar aşağıdaki noktaları içerir. Öncelikle, kısa bir süre sonra perfüzyon aort ve pulmoner arter demetinin torak...

Organ nakli hayvan modelleri klinik transplant hastalarının tedavisini geliştirmek için değerli bilgiler sağlayabilir. Fare Modelleri Genetik olarak modifiye edilmiş fareler ve diğer hayvan modelleri 1-3 için geçerli değildir fareler için özel reaktiflerin geniş organ nakli reddi veya kabul bağışıklık mekanizmasını çalışmak için özellikle yararlıdır. Transplantasyonu fare modelleri ile bir meydan okuma tatmin edici sonuçlara ulaşmak için önemli teknik beceri gerektirir donör ve alıcı küçük boyutudur. Bir teknik, ilk olarak daha sonra Corry ve arkadaşları tarafından 5 Fare kalp nakli için uyarlanmıştır sıçanlarda 4 kalplerin heterotopik nakli için tarif edilmiştir. Bu teknik, önce verici işlemi için alıcı ve transplante veya t hayatta tehlikeye sokabilecek her ikisi de donör kalbi, hiçbir perfüzyon hazırlanması dahilo alıcı. Ilk olarak transplant reddi ve tolerans 6-8 mekanizmalarını incelemek için anlatılan prosedür, yaygın olarak kullanılmaktadır. Diğerleri farelerde 9,10 kalp nakli için Ono ve Lindsey orijinal sıçan kalp nakli prosedürü adapte var. Daha yakın zamanlarda, bir teknik Corry et al 11&#39;in yöntemi ile ilişkili sorunların üstesinden bir fare kalp nakli için yayınlanmıştır. Protokol, burada tarif edilen dahil Mottram ve ark 12 yöntemine dayalı değişiklikler, içerir: in situ perfüzyon soğuk heparinize tuzlu su ile hemen torakotomi sonra alıcı işlem süresini en aza indirmek için, alıcı işlemi için önce verici işlemi yapılması. Buna ek olarak, biz küçük atravmatik damar kelepçeler yerine 6-0 ipek bağları kullanabilirsiniz. Damar kelepçeler daha fazla yer alma dezavantajı olmasına rağmen onlar çok sıkı veya gevşek olmamalı, hangi bağları daha kontrol etmek daha kolaydırve kelepçeler daha çıkarmak için daha az açıktır. İlk öğrenme alternatif bir sütür düzgünlüğü sağlamak ve böylece anastomoz açıklığı için yakın ve uzak köşelerinde kalmak sütür kullanmak için sahneliyor rağmen bizim yöntem, damar anastomoz için çalışan tek bir dikiş kullanır.

<table><tbody><tr><td>Operating microscope&amp;nbsp;</td><td>Leica, Heerbrugg, Switzerland</td><td>M651</td><td>10-25X magnification</td></tr><tr><td>Anesthetic machine&amp;nbsp;</td><td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td><td>Vett3</td><td>Capable of delivering a mixture of isoflurane and oxygen in air&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Operating board&amp;nbsp;</td><td>Hardware store or office supplier</td><td></td><td>Dense cork or synthetic capable of taking pins</td></tr><tr><td>Heparinized saline (5 U/ml, 4 &amp;deg;C)</td><td>Pfizer, USA</td><td>FW25</td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Normal saline (37 &amp;deg;C)</td><td>AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td><td>4538</td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on warm pad</td></tr><tr><td>Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td><td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td><td>2870G/J421H</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine (0.05 mg/kg in 0.1 ml saline)</td><td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td><td></td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Ampcillin (5 mg/kg in 0.1 ml saline)</td><td>Aspen, Sydney, Australia</td><td></td><td>In 1 ml syringe with 23 G needle on ice</td></tr><tr><td>Gel Foam</td><td>Pharmacia &amp;amp; Upjohn Co. USA</td><td>801289304</td><td>Cut into small pieces</td></tr><tr><td>High temperature cautery device</td><td>Medtronic, USA</td><td>8444000</td><td></td></tr><tr><td>Heating Pad/Right Temp</td><td>Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microsurgery instruments:&lt;/strong&gt;</td><td>Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Microneedleholders</td><td>Shanghai, China</td><td>WT2020</td><td></td></tr><tr><td>Microscissors</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WT1020</td><td></td></tr><tr><td>Microforceps (straight tip)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WA3010</td><td></td></tr><tr><td>Microforceps (curved tip)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>WA3020</td><td></td></tr><tr><td>Micromosquito clamps (1 pair)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>W40350</td><td></td></tr><tr><td>Microvessel atraumatic clamps (1 pair)</td><td>&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; &quot;</td><td>W40130/W40150</td><td></td></tr></tbody></table>

a modified method for heterotopic mouse heart transplantion

Fareler nedeniyle sık sık mevcut transgenik fareler ve reaktiflerin geniş transplant immünoloji çalışmalarda kalp nakli verici ve alıcı olarak kullanılır. Bir zorluk nedeniyle hayvanın küçük boyutu ve kalp nakli dahil mikrocerrahi önemli teknik sorunlar sunulmaktadır. Özellikle, erken transplantasyon sonrası teknik başarısızlık oranının yüksek alıcı ve ölüm gibi arka ekstremite felci ya da olmayan bir kalpte post-operatif komplikasyonlar oluşabilir. Burada, heterotopik fare kalp nakli için tam teknik bir alıcı fare içine donör kalp ve sonraki implantasyonu hasat içeren gösterilmiştir. Donör kalp derhal çıkan aort ve pulmoner arter soğuk heparinli serum fizyolojik ve kesisi ile in situ perfüzyon takip hasat edilir. Alıcı işlemi takiben, abdominal aorta ve vena kava (IVC) hazırlanmasını gerektirirçalışan tek 10-0 mikrodikiş ve alıcı VKİ ile donör pulmoner arter benzer bir anastomoz kullanarak alıcı aort ile aort donör uç-yan anastomoz. Ameliyattan sonra hayvanlar, 0.6 ml normal tuzlu su, deri altından enjekte edildi ve 37 ° C bir ısıtma pedi üzerine geri bırakılır. 227 fare kalp nakli gelen sonuçlar% 86.8 48 saatte bir başarı oranı ile özetlenmiştir. 15 (% 6.6) 48 saat içinde ölürken, 48 saat içinde% 13.2 arızaları, 5 (% 2.2), iskemik yaralanma ve / veya trombozu greft nedeniyle olmayan bir dayak kalbi vardı arka bacak felci, 10 (% 4.4) deneyimli .

Ilk eğitim döneminden sonra, bizim grup fare heterotopik kalp nakli 227 olgu incelendi. Ilk 24 saat içinde başarı oranı% 90.3 idi ve 48 saat sonra% 86.8 idi. 48 saat içinde 30 (% 13.2) arızaları, 5 (% 2.2) arka bacak felci deneyimli ve ötenazi gerekiyordu, 10 (% 4.4) ise 15, nedeniyle greft iskemi yaralanma ve / veya tromboz olmayan bir dayak kalbi vardı (% 6.6) 48 saat içinde ölmüştür. Bazı deneysel greft sağkalım gerginlik kombinasyonlar çeşitli Tablo 1&#39;de gösterilmiştir. Ö...

Watch this Scientific Journal Video about A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion at JoVE.com

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Heterotopik Fare Kalp NAKLİ için Modifiye Yöntem

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

a-modified-method-for-heterotopic-mouse-heart-transplantion

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

12.0K Görüntüleme.  University of Sydney. A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Video: A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Farelerde Heterotopik Kalp Nakli

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Biyoloji

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Mürin Heterotopik Kalp Nakli Tekniği

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Tıp

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Farelerde Heterotopik Servikal Kalp Nakli

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Farelerde A Novel Mikrocerrahi Heterotopik Modeli, En Bloku Göğüs Duvarı, Thymus ve Kalp Nakli

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

An Immunological Model for Heterotopic Heart and Cardiac Muscle Cell Transplantation in Rats

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications have been reported since the first description in 1964. After 30 years of performing heterotopic heart transplantation in rats, we have developed a simplified surgical approach, which can be easily taught and performed without further surgical training or background.
After dissection of the ascending aorta and the pulmonary artery and ligation of superior and inferior caval and pulmonary veins, the donor heart is harvested and subsequently perfused with ice-cold saline solution supplemented with heparin. After clamping and incising the recipient abdominal vessels, the donor ascending aorta and pulmonary artery are anastomosed to the recipient abdominal aorta and inferior vena cava, respectively, using continuous running sutures.
Depending on different donor-recipient combinations, this model allows analyses of either acute or chronic rejection of allografts. The immunological significance of this model is further enhanced by a novel approach of in-ear injection of vital cardiac muscle cells and subsequent analysis of draining cervical lymphatic tissue.

We describe a model of heterotopic abdominal heart transplantation in rats, implying modifications of current strategies, which lead to a simplified surgical approach. Additionally, we describe a novel rejection model by in-ear injection of vital cardiac muscle cells, allowing further transplant immunological analyses in rats.

Sıçanlarda Heterotopik Kalp ve Kardiyak Kas Hücre Nakli için İmmünolojik Model

Heterotopic heart transplantation in rats has been a commonly used model for diverse immunological studies for more than 50 years. Several modifications ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Murin Kalp Nakli için Manşet Tekniğinin Optimizasyonu

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Vasküler Manşetler Kullanılarak Fare Heterotopik Servikal Kardiyak Transplantasyonu

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

A Modified Murine Heterotopic Heart Transplant Protocol Matching Contemporary Standards of Aseptic Technique, Anesthesia, and Analgesia

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ transplantation. While the heterotopic vascularized murine cardiac transplantation model was initially utilized in studies of graft rejection using combinations of mismatched inbred mouse strains, access to genetically modified strains and therapeutic modalities can provide powerful new preclinical insights. Fundamentally, the surgical methodology for this technique has not changed since its development, especially with respect to important factors such as aseptic technique, anesthesia, and analgesia, which make material impacts on postsurgical morbidity and mortality. Additionally, improvements in perioperative management are expected to provide improvements in both animal welfare and experimental outcomes. This paper reports upon a protocol developed in collaboration with a subject matter expert in veterinary anesthesia and describes the surgical technique with an emphasis on perioperative management. Additionally, we discuss the implications of these refinements and provide details on troubleshooting critical surgical steps for this procedure.

The present paper describes a modified technique for heterotopic vascularized cardiac transplantation with updated aseptic technique, analgesia, and anesthesia.

Çağdaş Aseptik Teknik, Anestezi ve Analjezi Standartlarına Uygun Modifiye Murin Heterotopik Kalp Nakli Protokolü

The development of experimental models of cardiac transplantation in animals has contributed to many advances in the fields of immunology and solid organ ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Abdominal Fare Kalp Nakli Modelinde Kan Devresi Rekonstrüksiyonu

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Fare Servikal Heterotopik Kalp Transplantasyon Modeli için Modifiye Manşet Tekniği

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...