Los autores no tienen ninguna agradecimientos.

todos los experimentos con animales se realizaron en cumplimiento de la ley de protección Animal (TierSchG) y fueron aprobados por el Comité de bienestar de los animales locales (Baja Sajonia oficina del estado para la protección de los consumidores y seguridad alimentaria, protocolo TSA 14/1556). El peso mínimo del mouse adecuado para este modelo es de 25 g.
 1. preparación preoperatoria Nota: todos los procedimientos se llevan a cabo en condiciones limpias, no estériles, con instrumentos esterilizados.
<ol><li>Lugar 50-60 8 cm largo propileno hueco fibras en paralelo en un tubo y conecte con un adaptador en T en ambos lados. Llene el espacio entre las fibras huecas y la rama externa del adaptador en T con pegamento.
	<ol><li>Permitir al menos 24 horas para el pegamento se endurezca. Cortar las fibras huecas que se extiende hacia fuera desde el adaptador de T usando un micrótomo estándar y tirar el tubo de silicona los sitios de conexión.</li>
	</ol></li> <li>Inserte una aguja metálica de 27 G (de un branule de 26G) en una cánula de poliuretano Fr 2. Utilice una hoja quirúrgica y micro tijeras bajo el microscopio (aumento de X 8-12) para hacer tres o cuatro huecos de aproximadamente 0,15 cm en el tercio distal de la cánula para asegurar óptima venosa volver flujo.
	<ol><li>Quitar el alambre terminada. Usar bastoncillos de algodón para la disección Roma y retracción de las estructuras. Utilizar torundas de Gasa (5 x 5 cm 2) para absorber exceso de líquido para evitar deshidratación del tejido.</li>
	</ol></li> <li>Prepare el volumen de cebado. Para finalizar, Añadir 30 UI de heparina por mL de solución y 2,5% v/v de una solución de 8,4% de NaHCO 3 para el almacenamiento en búfer de cebado. Almacenar esta solución a 4 ° C hasta su uso.</li>
	<li>Llenar el circuito de CEC (es decir,, bomba, trampas de aire, tubería y ambas cánulas) con solución de cebado de 850 μl a través de la cánula venosa. Una vez rellenado, mantener el CPB de circulación hasta que el animal esté listo para la canulación.</li>
</ol> 2. Anestesia de animales <ol><li>para administrar anestesia, colocar al animal en una cámara de inducción debajo del 2.5% mezcla de oxígeno/isoflurano v/v. Confirmar adecuada anestesia evaluar el reflejo pedal retirada, cola pizca reflejo y reflejo de abrir y cerrar de ojos. Aplique ungüento veterinario ojo para evitar la sequedad del ojo.</li>
	<li>Colocar el animal en un cojín de calentamiento con la función de regulación de temperatura. Medir temperatura con una sonda insertada por vía rectal y conectarse al sistema de adquisición de datos.</li>
	<li>Después de anestesia completa, intubar al animal orotracheally usando un braunule de plástico 20G, insertar por vía oral y empujándolo en la tráquea bajo control visual. Iniciar la ventilación mecánica utilizando un vaporizador de isoflurano conectado a un ventilador de ratón. Según el peso de los animales, ajustar la ventilación para que se logre un volumen de 250-350 μl.</li>
	<li>Para asegurar la analgesia completa, inyectar en forma subcutánea 5 mg/kg peso animal carprofen. Se recomienda que la concentración de isoflurano mantenerse entre 1.3-2.5% de oxígeno. Concentración de isoflurano puede ajustarse manualmente dependiendo de la etapa del procedimiento de.</li>
</ol> 3. Procedimientos quirúrgicos <ol><li>después de intubación y anestesia completa, realizar una incisión en la piel de la línea media hasta el cuello con unas tijeras bien afiladas, separar músculos de una manera contundente y exponer la vena yugular derecha y arteria carótida izquierda. Durante la preparación, coagular pequeños vasos utilizando un coagulador veterinaria conectado a fórceps bipolares para la pérdida de sangre mínima.</li>
	<li>Después de la preparación de los vasos yugulares, cranially ligar el segmento distal de la arteria carótida común izquierda hasta su bifurcación con las suturas de seda 8-0.</li>
	<li>Conectar el extremo distal de una cánula de 27 G a la tubería de la entrada arterial usando un conector de silicona (identificación de 0,5 mm, 1 mm OD), lugar 8-0 sutura seda deslizamiento nudos en el segmento proximal de la arteria y coloque la punta de la cánula en la arteria carótida.</li>
	<li>Después de la colocación correcta de la punta de la cánula, haga avanzar la punta de la cánula para que pone 3-4 mm proximal al arco aórtico. Fijar la punta de la cánula por asegurar con nudos de seda 8-0.</li>
	<li>Usando fórceps microsurgical y tijeras, realizar disección Roma y aguda, exponer la vena yugular derecha por contundente preparación del tejido lateralmente al músculo esternocleidomastoideo, cerca de la clavícula y colocar un nudo de seda 8-0 en el extremo distal y un 8-0 lazo en el extremo proximal.</li>
	<li>Después de la ligadura del extremo distal de la vena yugular, coloque la punta de la cánula venosa en la vena yugular derecha y progresos en la aurícula derecha y segura utilizando el nudo de seda. Para el óptimo retorno venoso, puede ser necesario avanzar la punta venosa en el ventrículo derecho.</li>
	<li>Una vez lograda la posición correcta de la cánula, realizar heparinización sistémica mediante la adición de 2,5 UI de heparina por gramo del peso del cuerpo animal vía inyección intravenosa directa en la vena yugular.</li>
	<li>Para monitoreo de presión invasiva en tiempo real, canule la arteria femoral izquierda. Exponer la ingle y suavemente separar la arteria femoral común de la vena femoral y nervio femoral bajo 25 aumentos.
	<ol><li>Ligan la parte distal de la arteria femoral. Ocluir la parte proximal con un deslizar-nudo temporalmente y hacer una pequeña incisión en la pared anterior con micro pinzas.</li>
		<li>Luego, inserte una cánula poliuretano 1 de Fr en la arteria femoral y asegúrelo con una seda sutura de 10-0. Esta cánula se utiliza para extraer muestras de sangre para gasometría arterial.</li>
	</ol></li> <li>Tras la exitosa colocación de las cánulas arteriales y venosas, iniciar la derivación cardiopulmonar por encender la bomba. El tiempo de intubación a partir de CPB es aproximadamente 45 minutos comenzar a utilizar un flujo de 0,5 mL/min, dependiendo de las mediciones de la presión sistémica y aumentar el flujo sanguíneo dentro de 2 minutos (4-6 mL/min) caudal al aumentar la velocidad de la bomba.</li>
	<li>Bajo control completo, realizar una esternotomía superior utilizando unas tijeras afiladas desde el manubrio y va de 5 mm en la dirección caudal. Coagular los bordes esternales inmediatamente para evitar sangrado. Exponer el arco aórtico tirando en dirección craneal de la arteria carótida derecho.</li>
	<li>Para un control óptimo, libre circunferencial del arco aórtico por el timo y los tejidos circundantes para facilitar la sujeción. Colocar un lazo de seda 8-0 alrededor de la aorta ascendente. Para colocar la pinza cruzada para cardioplejía, tire del lazo de seda en la dirección craneal para mejor exponer la aorta ascendente.</li>
</ol> 4. Bypass cardiopulmonar y gasometría arterial <ol><li>para análisis de gases sanguíneos (BGA), utiliza tubos capilares de vidrio para recolectar 60-90 μl sangre arterial mediante el catéter de la arteria femoral.
	<ol><li>Utilice una pequeña pinza en el tubo de silicona y separe el tubo del catéter. Libere la presión lentamente en la pinza para permitir llenado controlado del tubo capilar.</li>
		<li>Vuelva a colocar el tubo de silicona para el catéter. Inserte los tubos capilares en el analizador del gas de sangre para la medición en los siguientes momentos: 10 minutos después de la iniciación de CPB con ventilación (BGA1) después de 40 min de CPB y 30 min de parada respiratoria (BGA3) después de 55 min de CPB, 45 min de respiratorio y 20 minutos del fallo cardiaco (BGA4)</li></ol></li> <li>bajo flujo estable de la CPB, inicia paro respiratorio te deteniendo ventilación.</li>
	<li>Después de la terminación de la ventilación, la cubierta térmica de colchón a 28 º c y empezar tópicamente refresca el animal a la temperatura corporal de 28 º c dentro de los primeros 20 minutos de paro respiratorio mediante una gasa empapada en solución salina fría.</li>
	<li>Una vez que se logra una temperatura corporal de 28 º c y después de un total de 30 min de parada respiratoria, administrar 0.3 mL de solución de KCl de 7.45% en el circuito de CEC para iniciar cardioplejía.</li>
	<li>Cruz de pinzamiento de la aorta, tire del lazo de seda previamente colocado (paso 3.10) en dirección craneal para la mejor exposición y poner una pinza de micro-serrefine en la parte ascendente de la aorta.</li>
	<li>Realizar un total de detención respiratoria de 60 min y 30 min de un paro cardíaco. Quite la abrazadera micro serrefine de la aorta ascendente para iniciar la reperfusión del corazón. Al mismo tiempo, volver a ventilar y calentar el animal a 37 ° C.</li>
	<li>Después de la reperfusión es terminada y el animal ha llegado a normotermia, terminar la CPB apagando la bomba y seguimiento medidas fisiológicas (e.g. temperatura, ECG y presión arterial invasiva) durante 20 min</li>
	<li>Al final del experimento, exsanguinate el animal bajo anestesia completa (5% isoflurano) y recoger la sangre y órganos para más análisis 14.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years.">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li><li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery.">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li><li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery.">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li><li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+literature+review+of+cardiopulmonary+bypass+models+for+rats.">A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats.</a> Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).</li><li>Jungwirth, B., de Lange, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cardiopulmonary+bypass:+development,+applications,+and+impact.">Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact.</a> Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).</li><li>G&#252;nzinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+cardioplegic+arrest+and+hemodynamic+assessment+by+conductance+catheter+technique.">A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique.</a> Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).</li><li>Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+for+deep+hypothermic+circulatory+arrest.">Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).</li><li>Schnoering, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+newly+developed+miniaturized+heart-lung+machine-expression+of+inflammation+in+a+small+animal+model.">A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model.</a> Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).</li><li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+responses+of+tissues+from+the+brain,+heart,+kidney,+and+liver+to+resuscitation+following+prolonged+cardiac+arrest+by+examining+mitochondrial+respiration+in+rats.">The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats.</a> Oxid. Med. Cell. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association.">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).</li><li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+cardiovascular+disease:+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome,+dyslipidemia,+and+atherosclerosis.">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).</li><li>Iurascu-Gagea, M., Craig, S., Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Euthanasia+and+necropsy.">Euthanasia and necropsy.</a> The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. , 117-141 (2012).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Hemos desarrollado un modelo clínico relevante totalmente funcional de CPC en un ratón. Con más de 30 cepas de ratones con enfermedades cardiovasculares, nuestro modelo podría ser un punto de partida para el desarrollo de nuevos protocolos prospectivos relacionados con el CPB. Por otra parte, debido a la gran cantidad de reactivos específicos de ratón y ratones knockout-hacia fuera, este modelo no sólo puede sustituir el actual modelo de rata de CPB pero facilitará la disección de los mecanismos moleculares impl...

Desde la introducción en la clínica de puente cardiopulmonar (CPB), jugó un papel esencial en la cirugía cardíaca1. En la cirugía cardiaca moderna, tiempo de CEC prolongado es esencial para llevar a cabo reconstrucciones aórticas extensa y procedimientos combinados. Aunque los avances tecnológicos han sido tremendos, el uso de circulación extracorpórea se asocia con intra y postoperatorias sistémicas y daño de órgano local2,3.
Grandes modelos animales se han desarrollado para investigar el papel de la CPB en procesos fisiológicos4,5. Aunque estos modelos han proporcionado una visión de la CPB complicaciones asociadas, son extremadamente costosos y herramientas moleculares (p. ej., anticuerpos) son muy limitadas. Una alternativa más costo-eficiente se ha desarrollado en pequeños animales. Desde su desarrollo, se han realizado múltiples estudios para optimizar un modelo CPB en ratas y conejos5,6,7,8,9. Estos modelos proporcionan una buena base para la medición de los procesos fisiopatológicos de la enfermedad; sin embargo, son todavía insuficientes para investigar Inmunología celular y humoral debido a la falta de los correspondientes anticuerpos y reactivos. Esto deteriora su papel en este campo de investigación.
Recientemente hemos desarrollado un modelo de ratón de CPB. Debido a una gran variedad de reactivos específicos de ratón y ratones genéticamente modificados, modelos de ratón son en general el modelo de elección para la investigación fisiológica, molecular e inmunológica10,11. Por lo tanto, nuestro modelo facilitará el estudio de la CPB en relación con diversas comorbilidades ya que hay muchas cepas de ratones con enfermedades clínicamente relevantes12,13. Por consiguiente, este artículo describe, en detalle, cómo realizar CPB en ratones. Oxígeno y parámetros hemodinámicos son vigilados de cerca después de la detención de la profundidad respiratoria y circulatoria.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

Como bypass cardiopulmonar prolongada se vuelve más esencial durante intervenciones cardiológicas, se presenta una demanda creciente de la clínica para la optimización del procedimiento y para reducir al mínimo daño a los órganos resultantes de la circulación extracorpórea prolongada. El objetivo de este trabajo fue demostrar un modelo completamente funcional y clínicamente relevante de puente cardiopulmonar en un ratón. Divulgamos sobre el diseño del dispositivo de optimización de circuito de perfusión y técnicas microquirúrgicas. Este modelo es un modelo agudo, que no es compatible con la supervivencia debido a la necesidad de múltiples dibujos de sangre. Debido a la gama de herramientas disponibles para los ratones (p. ej., marcadores, agujeros ciegos, etc.), este modelo facilitará la investigación sobre los mecanismos moleculares de daño del órgano y el efecto de puente cardiopulmonar en relación con otros comorbilidades.

Este protocolo describe el circuito de perfusión, procedimientos quirúrgicos y el seguimiento de los parámetros fisiológicos durante la CEC de un ratón. Cuando es realizada por un microsurgeon adecuadamente capacitado, los resultados son consistente y reproducible obtenidos.
Para mantener la perfusión adecuada del tejido, la presión arterial media se mantiene siempre entre 40 y 60 mmHg ajustando el flujo de sangre CPB y a...

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Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Este artículo describe cómo realizar la derivación cardiopulmonar en ratones. Este nuevo modelo facilitará la investigación de los mecanismos moleculares implicados en el daño del órgano.

Puente cardiopulmonar en un modelo de ratón: un nuevo enfoque

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

cardiopulmonary-bypass-in-a-mouse-model-a-novel-approach

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K vistas.  Hannover Medical School. Este artículo describe cómo realizar la derivación cardiopulmonar en ratones. Este nuevo modelo facilitará la investigación de los mecanismos moleculares implicados en el daño del órgano.

Video: Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Investigación

Medicina

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Un modelo murino de isquemia-reperfusión miocárdica lesión a través de la ligadura de la arteria descendente anterior

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Un microquirúrgica Modelo Novela de heterotópico, en bloque, pared torácica, el timo y el trasplante cardiaco en ratones

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

Un modelo de derivación cardiopulmonar de recuperación sin transfusión o agentes inotrópicos en ratas

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

Inmunología e Infección

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

Optimización de la Técnica del Manguito para el Trasplante cardíaco murino

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

Oxigenación por membrana extracorpórea veno-venosa en un ratón

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

Trasplante cardíaco cervical heterotópico de ratón utilizando manguitos vasculares

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

Reconstrucción Del Circuito Sanguíneo En Un Modelo De Trasplante De Corazón De Ratón Abdominal

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...