المؤلفين قد لا شكر وتقدير.

جميع التجارب على الحيوانات وأجريت امتثالا "قانون حماية الحيوانات الألمانية" (تييرشج) ووافقت عليها اللجنة المحلية الرفق بالحيوان (انخفاض ساكسونيا مكتب الدولة لحماية المستهلك وسلامة الأغذية، وبروتوكول حساب السياحة الفرعي 14/1556). أدنى وزن الماوس مناسبة لهذا النموذج هو 25 غ.
 1-"الأعمال التحضيرية قبل الجراحة" ملاحظة: تنفذ جميع الإجراءات تحت ظروف نظيفة وغير معقمة، مع الصكوك يعقم.
<ol><li>مكان 50-60 8-سم البروبيلين طويلة جوفاء الألياف بالتوازي في أنبوب والاتصال مع محول تي على كلا الجانبين. ملء الفراغ بين ألياف جوفاء وفرع خارجي من T-المحول مع الغراء.
	<ol><li>السماح على الأقل 24 ح للغراء تتصلب. قص ألياف جوفاء تمتد خارجاً من T-المحول باستخدام مبضع معيار وسحب أنبوب سيليكون أكثر لمواقع الاتصال.</li>
	</ol></li> <li>إدخال إبرة معدنية ز 27 (من برانولي ز 26) قنية البولي يوريثان الأب 2. استخدام شفرة جراحية ومقص الدقيقة تحت مجهر (8-12 X التكبير) لجعل فينيستريشنز ثلاثة أو أربعة من حوالي 0.15 سم كل داخل ثلث قنية ﻹعطاء القاصي الأمثل وريدي عودة تدفق.
	<ol><li>إزالة الأسلاك عند الانتهاء. استخدام مسحات القطن لتشريح كليلة وتراجع للهياكل. استخدام مسحات شاش (5 × 5 سم 2) لامتصاص السوائل الزائدة لمنع جفاف الأنسجة.</li>
	</ol></li> <li>إعداد حجم فتيلة. للانتهاء، إضافة 30 وحدة دولية من الهيبارين كل مل فتيلة الحل و 2.5% v/v حل 8.4 في المائة من NaHCO 3 للتخزين المؤقت. تخزين هذا الحل في 4 درجات مئوية حتى استخدامها.</li>
	<li>ملء الدائرة CPB (أي، مضخة وأنابيب والصياد الجوية كلا cannulas) مع ميليلتر 850 فتيلة الحل عن طريق القنية الوريدية. مجرد تعبئة، الحفاظ على تعميم CPB حتى الحيوان على استعداد كانوليشن.</li>
</ol> 2. تخدير الحيوان <ol><li>لإدارة التخدير، ضع الحيوان في دائرة التعريفي لأقل من 2.5% v/v isoflurane/الأكسجين المخلوط. تأكيد التخدير المناسب بتقييم منعكس سحب دواسة وذيل قرصه العاكسة ومنعكس طرفه العين. تطبيق مرهم العين البيطرية لتجنب جفاف العين-</li>
	<li>مكان الحيوان على لوح الاحترار مع وظيفة تنظيم درجة الحرارة. قياس درجة حرارة الجسم مع تحقيق إدراج مستقيمي ومتصلة بنظام حيازة البيانات.</li>
	<li>بعد تحقيق التخدير الكامل، التنبيب أوروتراتشيلي الحيوان استخدام براونولي ز 20 بلاستيكية وإدراج ذلك شفويا ودفعها إلى القصبة الهوائية تحت المراقبة البصرية. ابدأ المبخر isoflurane متصلاً بجهاز التنفس الصناعي ماوس باستخدام التهوية الميكانيكية. تبعاً لوزن الحيوان، ضبط التهوية بحيث يتحقق حجم المد 250-350 ميليلتر.</li>
	حقن <li>لتأمين التسكين الكامل، 5 مغ/كغ وزن الجسم الحيوان والايبوبروفين تحت الجلد. من المستحسن الاحتفاظ بتركيز isoflurane بين 1.3 2.5 في المائة في الأوكسجين. يمكن تعديل تركيز Isoflurane يدوياً حسب المرحلة التي بلغتها الإجراءات.</li>
</ol> 3. الإجراءات الجراحية <ol><li>بعد تحقيق التخدير الكامل والتنبيب، تنفيذ شق جلد خط الوسط في الرقبة مع مقص حاد غرامة وفصل العضلات بطريقة فظة، وفضح على اليمين حبل الوريد والشريان السباتي الأيسر. أثناء الإعداد، يتجمد السفن الصغيرة باستخدام كواجولاتور بيطرية متصلاً بالملقط القطبين لضمان فقدان الحد الأدنى من الدم.</li>
	<li>بعد إعداد السفن جوجولار، سد cranially في الجزء الأعلى الأيسر الشريان السباتي المشترك إلى التشعب استخدام خيوط الحرير 8-0-</li>
	<li>الاتصال بعقدة نهاية القاصي قنية ز 27 لأنابيب التدفق الشرياني استخدام موصل سيليكون (معرف 0.5 مم، 1 ملم OD)، وكشف خياطة الحرير مكان 8-0 في الجزء الدانية الشريان، وإدراج تلميح القنية في الشريان السباتي.</li>
	<li>بعد الموضع الصحيح من طرف قنية، تقدم نصيحة قنية ذلك لأنه يضع 3-4 مم بروكسيمالي إلى القوس الاورطي. إصلاح نصيحة القنية بتأمين مع عقده الحرير 8-0-</li>
	<li>Microsurgical استخدام الملقط، والمقص، أداء تشريح فظة وحادة وفضح حبل الوريد الحق بإعداد كليلة من الأنسجة جانبياً للعضلات الترقوية، قرب الترقوة، ومكان عقده حرير 8-0 في النهاية البعيدة و 8-0 حلقة في نهاية الدانية.</li>
	<li>بعد عملية ربط النهاية البعيدة من حبل الوريد، ضع غيض القنية الوريدية في الوريد الأيمن والتقدم نحو الاذين الأيمن وتأمين استخدام عقده الحرير. للعودة الوريدية الأمثل، قد يكون من الضروري للنهوض نصيحة وريدي في البطين الأيمن.</li>
	<li>حالما يتحقق ذلك الموقف الصحيح قنية الاضطلاع هيبارينيزاتيون الجهازية بإضافة وحدة دولية 2.5 الهيبارين جرام من وزن الجسم الحيوان عن طريق الحقن الوريدي المباشر إلى حبل الوريد.</li>
	<li>كانولاتي للرصد في الوقت الحقيقي الضغط الغازية وشريان فخذي الأيسر. تعرض منطقة الفخذ وفصل شريان فخذي المشتركة بلطف من فخذي الوريد والعصب الفخذي تحت 25 X التكبير-
	<ol><li>ليجاتي الجزء القاصي من شريان فخذي. أوككلودي الجزء الدانية مع كشف عقده مؤقتاً وجعل شق صغير على الجدار الأمامي باستخدام الملقط الصغير-</li>
		<li>بعد ذلك، إدراج قنية البولي يوريثان الأب 1 في شريان فخذي وآمنة مع حرير خياطة 10-0. يستخدم هذا القنية لاستخراج عينات الدم لتحليل غاز الدم.</li>
	</ol></li> <li>بعد نجاح وضع cannulas الشرياني والوريدي، الشروع في تجاوز القلبي الرئوي عن طريق تشغيل المضخة. الوقت من تنبيب بدءاً من CPB حوالي 45 دقيقة ابدأ استخدام معدل تدفق من 0.5 مل/دقيقة، اعتماداً على قياسات الضغط المنهجي، وزيادة تدفق الدم داخل 2 دقيقة للتدفق الكامل (4-6 مل/دقيقة) عن طريق زيادة سرعة المضخة.</li>
	<li>تحت المراقبة الكاملة، تنفيذ ستيرنوتومي العليا استخدام مقص حاد بدءاً قبضة والذهاب 5 ملم باتجاه والذيلية. يتجمد حواف القصية فورا لتجنب النزيف. كشف القوس الاورطي عن طريق سحب الشريان السباتي الحق في اتجاه الجمجمة.</li>
	<li>للتحكم الأمثل، circumferentially مجاناً القوس الاورطي من الغدة الصعترية والأنسجة المحيطة بها تيسيرا لقط. ضع حلقة 8-0 حرير حول الشريان الاورطي تصاعدي. وضع المشبك عبر عن كارديوبليجيا، سحب الحلقة الحرير في اتجاه الجمجمة إلى فضح أفضل الشريان الاورطي تصاعدي.</li>
</ol> 4. تجاوز القلبي وتحليل غاز الدم <ol><li>لتحليل غاز الدم (بغا)، استخدام أنابيب شعرية زجاجية لجمع الدم الشرياني ميليلتر 60-90 عبر قسطرة شريان فخذي.
	استخدام المشبك صغيرة على أنابيب سيليكون <ol><li>وفصل الأنبوب من القسطرة. الإفراج عن الضغط ببطء على المشبك للسماح للمراقب بملء الأنبوب الشعرية.</li>
		أعد <li>أنبوب السيليكون بالقسطرة. إدراج الأنابيب الشعرية إلى محلل الغاز الدم للقياسات في النقاط الزمنية التالية: 10 دقيقة بعد بدء CPB مع التهوية (BGA1) بعد 25 دقيقة من CPB و 15 دقيقة لاعتقال الجهاز التنفسي (BGA2) بعد 40 دقيقة من CPB و 30 دقيقة من اعتقال الجهاز التنفسي (BGA3) بعد 55 دقيقة من CPB، 45 دقيقة للجهاز التنفسي و 20 دقيقة من توقف القلب (BGA4)</li></ol></li> <li>تحت CPB تدفق مستقر، إينيتيا اعتقال الجهاز التنفسي الشركة المصرية للاتصالات بوقف التهوية.</li>
	<li>بعد انتهاء التهوية، تعيين لوحة المفاتيح الاحترار إلى 28 درجة مئوية ويبدأ موضعياً تبريد الحيوان إلى 28 درجة حرارة الجسم درجة مئوية خلال 20 دقيقة الأولى من الجهاز التنفسي القبض استخدام الشاش غارقة في المياه المالحة الباردة.</li>
	<li>متى تحقق درجة حرارة جسم من 28 درجة مئوية، وبعد ما مجموعة 30 دقيقة للقبض على الجهاز التنفسي، إدارة 0.3 مل محلول بوكل 7.45% في دائرة CPB الشروع في كارديوبليجيا-</li>
	<li>لعبور لقط الابهر وسحب الحلقة الحرير الموضوعة سابقا (الخطوة 3، 10) في اتجاه الجمجمة للتعرض أفضل ووضع المشبك الصغير-سيريفيني على الجزء تصاعدي من الشريان الاورطي.</li>
	<li>تنفيذ ما مجموعة 60 دقيقة اعتقال الجهاز التنفسي و 30 دقيقة من توقف القلب. إزالة المشبك الصغير-سيريفيني من الشريان الاورطي تصاعدي لبدء ضخه القلب. وفي الوقت نفسه إعادة تهوية والحارة الحيوان إلى 37 درجة مئوية.</li>
	<li>بعد اكتمال ضخه وقد بلغ هذا الحيوان نورموثيرميا، إنهاء CPB بإيقاف تشغيل المضخة ومواصلة رصد القياسات الفسيولوجية (مثل درجة حرارة الجسم وتخطيط القلب، وضغط الدم الغازية) عن 20 دقيقة</li>
	<li>في نهاية التجربة، اكسسانجويناتي الحيوان تحت التخدير الكامل (إيسوفلوراني 5%) وجمع الدم وأجهزة لمواصلة تحليل 14-</li>
</ol>

<ol>
	<li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years.">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li><li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery.">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li><li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery.">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li><li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+literature+review+of+cardiopulmonary+bypass+models+for+rats.">A literature review of cardiopulmonary bypass models for rats.</a> Perfusion. 14 (6), 411-417 (1999).</li><li>Jungwirth, B., de Lange, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+cardiopulmonary+bypass:+development,+applications,+and+impact.">Animal models of cardiopulmonary bypass: development, applications, and impact.</a> Semin. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 14 (2), 136-140 (2010).</li><li>G&#252;nzinger, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+with+cardioplegic+arrest+and+hemodynamic+assessment+by+conductance+catheter+technique.">A rat model of cardiopulmonary bypass with cardioplegic arrest and hemodynamic assessment by conductance catheter technique.</a> Basic Res Cardiol. 102 (6), 508-517 (2007).</li><li>Waterbury, T., Clark, T. J., Niles, S., Farivar, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+of+cardiopulmonary+bypass+for+deep+hypothermic+circulatory+arrest.">Rat model of cardiopulmonary bypass for deep hypothermic circulatory arrest.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (6), 1549-1551 (2011).</li><li>Schnoering, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+newly+developed+miniaturized+heart-lung+machine-expression+of+inflammation+in+a+small+animal+model.">A newly developed miniaturized heart-lung machine-expression of inflammation in a small animal model.</a> Artif. Organs. 34 (11), 911-917 (2010).</li><li>Kim, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+responses+of+tissues+from+the+brain,+heart,+kidney,+and+liver+to+resuscitation+following+prolonged+cardiac+arrest+by+examining+mitochondrial+respiration+in+rats.">The responses of tissues from the brain, heart, kidney, and liver to resuscitation following prolonged cardiac arrest by examining mitochondrial respiration in rats.</a> Oxid. Med. Cell. Longev. 2016, (2016).</li><li>Shappell, S. B., Gurpinar, T., Lechago, J., Suki, W. N., Truong, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+obstructive+uropathy+in+severe+combined+immunodeficient+(SCID)+mice:+lymphocyte+infiltration+is+not+required+for+progressive+tubulointerstitial+injury.">Chronic obstructive uropathy in severe combined immunodeficient (SCID) mice: lymphocyte infiltration is not required for progressive tubulointerstitial injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 9 (6), 1008-1017 (1998).</li><li>Majzoub, J. A., Muglia, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knockout+mice.">Knockout mice.</a> N. Engl. J. Med. , 904-907 (1996).</li><li>Houser, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association.">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).</li><li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+cardiovascular+disease:+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome,+dyslipidemia,+and+atherosclerosis.">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).</li><li>Iurascu-Gagea, M., Craig, S., Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Euthanasia+and+necropsy.">Euthanasia and necropsy.</a> The laboratory rabbit, guinea pig, hamster, and other rodents. , 117-141 (2012).</li></ol>

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

قمنا بتطوير نموذج ذات صلة سريرياً تؤدي وظائفها كاملة من CPB في ماوس. مع أكثر من ثلاثين من سلالات من الفئران بعد أمراض القلب والأوعية الدموية، يمكن أن يكون لدينا نموذج نقطة انطلاق لوضع بروتوكولات المحتملة الجديدة المتصلة بالبروتوكول. وعلاوة على ذلك، نظراً لعدد كبير من الكواشف الخاصة بالماو?...

ومنذ إدخال تجاوز القلبي الرئوي (CPB) في العيادة، لعبت دوراً أساسيا في جراحة القلب1. في جراحة القلب الحديثة، طويلة CPB الوقت ضروري لتنفيذ عمليات إعادة البناء الابهري واسعة النطاق والإجراءات المشتركة. ورغم التقدم التكنولوجي الهائل، استخدام التداول اكستراكوربورال يرتبط بداخلها وبعد العملية الجراحية النظامية وتلف الجهاز المحلي2،3.
-تم تطوير نماذج حيوانية كبيرة التحقيق في دور CPB في العمليات الفيزيولوجية4،5. على الرغم من أن هذه النماذج قدمت ثاقبة بعض CPB المرتبطة المضاعفات، فمكلفة للغاية والأدوات الجزيئية (مثل الأجسام المضادة) محدودة جداً. وقد وضعت بديلاً أكثر فعالية من حيث تكلفة في الحيوانات الصغيرة. منذ تنميتها، أجريت دراسات متعددة لتحسين نموذج CPB في الفئران والأرانب5،،من67،،من89. هذه النماذج توفر أساسا جيدا لإجراء قياسات للعمليات الفيزيولوجية المرضية المرض؛ ومع ذلك، فلا تزال غير كافية للتحقيق في علم المناعة الخلوية وخلطيه بسبب عدم وجود الأجسام المضادة ذات الصلة والمواد الكاشفة. وهذا يضعف دورها في هذا المجال من البحث.
مؤخرا قمنا بتطوير نموذج ماوس للبروتوكول. بسبب طائفة واسعة من الكواشف الخاصة بالماوس والفئران المعدلة وراثيا، هي نماذج الماوس بشكل عام النموذج المفضل للأبحاث الفسيولوجية والجزيئية والمناعية10،11. ولذلك، سيسهل نموذجنا دراسة البروتوكول فيما يتعلق بمختلف comorbidities كما أن هناك العديد من سلالات الفئران المتاحة مع الأمراض ذات الصلة سريرياً12،13. وبناء على ذلك، تصف هذه الورقة، بالتفصيل، كيفية تنفيذ CPB في الفئران. الأوكسجين والمعلمات الفسيولوجية تراقب عن كثب بعد اعتقال الجهاز التنفسي والدورة الدموية العميقة.

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

كما المطول القلبي الرئوي تجاوز يصبح من الضروري أكثر أثناء التدخلات القلب، ينشأ يتزايد طلب السريري للتحسين الداخلي والتقليل إلى أدنى حد من تلف الجهاز الناتجة عن دوران اكستراكوربورال طويلة. وكان الهدف من هذه الورقة لإظهار نموذج تعمل بكامل طاقتها وذات الصلة سريرياً لتجاوز القلبي في ماوس. نحن تقريرا عن تصميم الجهاز ونضح الدائرة الأمثل، وتقنيات ميكروسورجيكال. هذا النموذج هو نموذج حادة، التي ليست متوافقة مع البقاء على قيد الحياة بسبب الحاجة إلى رسومات الدم متعددة. بسبب مجموعة الأدوات المتاحة للفئران (مثلاً، علامات، الضربة القاضية، إلخ)، هذا النموذج سيتم تسهيل التحقيق في الآليات الجزيئية التي تلف الجهاز وأثر تجاوز القلبي بالنسبة إلى البعض كانوا.

ويصف هذا البروتوكول حلبة نضح، والعمليات الجراحية، ورصد البارامترات الفيزيولوجية أثناء CPB بالماوس. عندما يقوم بها ميكروسورجيون مهرة على نحو كاف، يتم باستمرار وتكاثر الحصول على النتائج.
للحفاظ على التروية الأنسجة مناسبة، يحتفظ الضغط الش?...

Watch this Scientific Journal Video about Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach at JoVE.com

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

وتصف هذه الورقة كيفية تجاوز القلبي الرئوي في الفئران. وسيسهل هذا النموذج رواية التحري عن الآليات الجزيئية التي تشارك في تلف الجهاز.

تجاوز القلبي في طراز ماوس: نهج جديد

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

cardiopulmonary-bypass-in-a-mouse-model-a-novel-approach

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.9K Views.  Hannover Medical School. وتصف هذه الورقة كيفية تجاوز القلبي الرئوي في الفئران. وسيسهل هذا النموذج رواية التحري عن الآليات الجزيئية التي تشارك في تلف الجهاز.

Video: Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

الفئران عنق الرحم القلب زرع نموذج باستخدام أزرار وتقنيات التعديل

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

A الفئران نموذج من عضلة القلب إصابة نقص التروية، ضخه من خلال ربط الشريان الأمامي اليسار تنازليا

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

وهناك طريقة معدلة لغيري مكاني ماوس القلب Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

منتبذ عنق الرحم القلب زرع في الفئران

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A المجهرية نموذج رواية لمنتبذ، جناح كتلة جدار الصدر، الغدة الصعترية، وزرع القلب في الفئران

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

نموذج استرداد تجاوز القلبي الرئوي دون نقل الدم أو وكلاء إينوتروبيك في الفئران

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

Immunology and Infection

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

تحسين تقنية الكفة لزراعة القلب مورين

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

مسد الوريدي الغشاء خارج الجسم الأوكسجين في الماوس

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

زرع قلب عنق الرحم غير المتجانس للفأر باستخدام الأصفاد الوعائية

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

إعادة بناء دائرة الدم في نموذج زرع قلب فأر البطن

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...