著者の謝辞があります。

すべての動物実験と動物愛護委員会 (低いザクセン州オフィス プロトコル食の安全と消費者保護のための承認されたドイツ動物保護法 (TierSchG) に準拠して行ったTSA 14/1556)。このモデルに適したマウスの最小限の重量が 25 g.
 1 術前準備 注: すべての手続は、きれいな、非無菌条件下でオートクレーブ楽器。。
<ol><li>場所 50 60 8 cm 長いプロピレン中空管の並行ファイバー両側 T-アダプターを接続してください。接着剤と中空繊維と T-アダプターの外部のブランチの間のスペースを埋める。
	<ol><li>許可少なくとも 24 h 硬化する接着剤。標準ミクロトームを使用して T-アダプターから広がっている中空繊維をカットし、シリコン チューブを接続サイトにプルします</li>。
	</ol></li> <li>(26 G branule) から 27 G の金属針を 2 Fr ポリウレタン カニューレに挿入します。外科ブレードを使用し、マイクロ剪刀、約 0.15 cm 各確保するためカニューレの遠位 3 分の 1 以内の 3 ~ 4 ピンホール最適な静脈を顕微鏡 (8-12 倍の倍率) で元に戻る流量。
	<ol><li>削除完了時のワイヤ。鈍的切離と構造の撤回に綿棒を使用します。組織の脱水を防ぐために余分な水分を吸収するガーゼ綿棒 (5 × 5 cm 2) を使用します</li>。
	</ol></li> <li>プライミング ボリュームを準備します。完了すると、30 mL ソリューション 2.5% v v/バッファリング NaHCO 3 の 8.4% 溶液をプライミングあたりヘパリン IU を追加します。4 ° C まで使用でこのソリューションを保存します</li>。
	<li>を埋める CPB 回路 (すなわち、ポンプ、空気のわな猟師、チューブ、両方カニューレ) 静脈カニューレを介して 850 μ L プライミング溶液で。一度いっぱい、動物穿刺の準備が整うまで、体外循環の循環を維持します</li>。
</ol> 2。動物の麻酔、麻酔を管理する誘導商工会議所 2.5% 未満に動物を配置する <ol><li>v/イソフルラン/酸素混合物。ペダル逃避反射、尾ピンチ反射、目の瞬目反射を評価することによって、適切な麻酔を確認します。目の乾燥を避けるために獣医の目軟膏を適用します</li>。
	<li>は、温度調節機能を持つ地球温暖化パッドに動物を配置します。プローブを直腸に挿入し、データ集録システムに接続されている体温を測定します</li>。
	<li>による麻酔が達成された後は、動物 orotracheally 20 G プラスチック製 braunule を使用して、口頭でそれを挿入してビジュアル制御の下で気管にプッシュを挿管します。マウスの人工呼吸器に接続されているイソフルラン気化器を使用して換気を開始します。動物の重量に応じて 250 350 μ L の一回換気量を達成、換気を調整する。</li>。
	完全無痛を保証するために <li>5 mg/kg の動物体重カルプロフェンを皮下注入します。イソフルラン麻酔濃度を酸素では 1.3 2.5% の間維持することをお勧めします。イソフルラン濃度は、手続の段階に応じて手動で調整すること</li>。
</ol> 3。手術 <ol><li>における麻酔・気管挿管が達成された後シャープ罰金ハサミ首に正中皮膚切開を実行、ぶっきらぼうな方法で筋肉を分離、右の内頚静脈と左頚動脈を公開します。準備中、最小限の失血を確保するためバイポーラ鉗子に接続されている獣医凝固装置を用いた血管を凝固します</li>。
	<li>頚静脈血管の準備の後 8-0 絹糸を使用してその分岐する左総頚動脈の遠位のセグメントを縛る頭側</li>。
	<li>シリコン コネクタ (ID 0.5 mm、1 mm 外径)、場所 8-0 絹糸スリップを使用して動脈流入管に 27 G カニューレの先端節動脈と内頚動脈にカニューレの先端を挿入の近位のセグメントに接続します</li>。
	<li>カニューレ先端部の適切な配置後、カニューレ先端が事前に、それは 3-4 mm 近位大動脈弓を産みます。8-0 絹の結び目を確保することでカニューレ先端を修正します</li>。
	<li>による顕微鏡下鉗子、はさみ、鈍とシャープな郭清を実行、胸鎖乳突筋の鎖骨の近くに、横に組織の鈍的準備によって右の内頚静脈を公開、遠位端で 8 0 8-0 絹結び目を配置近位端でループします</li>。
	<li>頚静脈の遠位端の血管を結紮後右頚静脈と右心房方向への進行状況に静脈カニューレの先端を置き、絹の結び目を使用してセキュリティで保護します。最適な静脈還流には右心室に入る静脈のヒントを事前に必要がある場合があります</li>。
	<li>正しいカニューレの位置を達成すると後で 2.5 頚静脈に直接静脈注射を介して動物の体重の 1 グラムあたりヘパリン IU を追加することによって全身パリン投与群を実行します</li>。
	<li>リアルタイム侵襲的圧監視、左大腿動脈を cannulate。鼠径部を公開し、25 倍の倍率の下で大腿神経大腿静脈から総大腿動脈でそっと分ける。
	<ol><li>Ligate 大腿動脈の遠位部。一時的にスリップ ノットの近位部分を閉塞し、マイクロ鉗子を用いた前壁に小切開を作る</li>。
		<li>はその後、大腿動脈に 1 Fr ポリウレタン カニューレを挿入、シルク 10-0 縫合糸で固定します。このカニューレは血液ガス分析血液サンプルを抽出するために使用します</li>。
	</ol></li> <li>動脈と静脈カニューレの成功後、ポンプを回して人工心肺を開始。挿管から体外循環の開始までの時間は約 45 分ポンプの速度を増やすことによって全身の圧力測定とは完全に流れ (4-6 mL/分) 2 分以内の増加血流によって、0.5 mL/分の流量を使用して起動します</li>。
	<li>完全監視下胸骨から始まって、尾側方向に 5 mm の鋭いはさみを使用して上部胸骨を実行します。出血を避けるためにすぐに胸骨端を凝固します。右頚動脈を頭蓋の方向に引いて大動脈弓を公開します</li>。
	<li>最適制御のため無料胸腺とクランプを容易にする周囲の組織から大動脈弓の円周。上行大動脈の周りに 8-0 シルク ループを配置します。心術のクロスのクランプを配置するプルより良い公開する頭蓋方向にシルクのループ上行大動脈</li>。
</ol> 4。人工心肺や血液ガス分析 <ol><li>血液ガス分析 (BGA)、大腿動脈カテーテル経由で 60-90 μ L 動脈血を収集するガラス毛細管を使用します。
	<ol><li>は、シリコーン チューブに小さなクランプを使用して、カテーテルからチューブを切り離します。キャピラリー チューブの制御充填できるようにクランプのゆっくりと圧力を解放します</li>。
		<li>では、カテーテルにシリコン チューブを接続し直します。キャピラリー チューブを挿入次の時点で測定用血液ガス分析器: (BGA1) の換気と体外循環の開始後 10 分 体外循環と呼吸の阻止 (BGA2) 15 分 25 分後 40 分の体外循環、呼吸の阻止 (BGA3) の 30 分後 CPB の 55 分、呼吸器、45 分、心不全 (BGA4) の 20 分後</li></ol></li> <li>安定した消保院流、コスモスイニシアテ ・換気を停止することによって呼吸停止します</li>。
	<li>換気が終了した後地球温暖化パッドを 28 ° C に設定して、冷たい生理食塩水に浸したガーゼを使用して呼吸停止の最初の 20 分以内の 28 ° C の体温に動物を局所的に冷却を開始します</li>。
	<li>28 ° C の体温が達成されれば、呼吸停止の 30 分の合計後、心術を開始する体外循環回路に 7.45 %kcl 溶液 0.3 mL を管理します</li>。
	<li>の大動脈のクランプをクロスより露出するため頭蓋方向に引いて、以前に配置したシルク ループ (ステップ 3.10)、大動脈の上行する部分にマイクロ serrefine クランプを配置します</li>。
	<li>は、合計 60 分の呼吸停止と心停止の 30 分を実行します。心の再灌流を開始する上行大動脈からマイクロ serrefine クランプを削除します。同時に再換気温かく、動物を 37 ° C</li>
	<li>再灌流が完了し、動物に常温療法、達した後ポンプをオフにする体外循環を終了して 20 分における生理的な測定 (例えば 体温、心電図、観血的血圧) の監視を継続</li>
	<li>実験の終わりには、exsanguinate 完全麻酔 (5% イソフルラン) 動物と血と 14 のさらなる分析のための器官を収集します</li>。
</ol>

<ol>
	<li>Edmunds, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiopulmonary+Bypass+after+50+Years.">Cardiopulmonary Bypass after 50 Years.</a> N. Engl. J. Med. 351 (16), 1601-1603 (2004).</li><li>Goto, T., Maekawa, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cerebral+dysfunction+after+coronary+artery+bypass+surgery.">Cerebral dysfunction after coronary artery bypass surgery.</a> J. Anesth. 28 (2), 242-248 (2014).</li><li>Uysal, S., Reich, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neurocognitive+outcomes+of+cardiac+surgery.">Neurocognitive outcomes of cardiac surgery.</a> J. Cardiothorac. Vasc. Anesth. 27 (5), 958-971 (2013).</li><li>Ballaux, P. K., Gourlay, T., Ratnatunga, C. P., Taylor, K. 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R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+of+Heart+Failure+A+Scientific+Statement+From+the+American+Heart+Association.">Animal Models of Heart Failure A Scientific Statement From the American Heart Association.</a> Circ. Res. 111 (1), 131-150 (2012).</li><li>Russell, J. C., Proctor, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+models+of+cardiovascular+disease:+tools+for+the+study+of+the+roles+of+metabolic+syndrome,+dyslipidemia,+and+atherosclerosis.">Small animal models of cardiovascular disease: tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis.</a> Cardiovasc. Pathol. 15 (6), 318-330 (2006).</li><li>Iurascu-Gagea, M., Craig, S., Suckow, M. A., Stevens, K. A., Wilson, R. 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著者が明らかに何もありません。

完全に機能している臨床的に関連するモデル CPB のマウスを開発しました。心血管疾患を持つマウスの以上 30 系統は、私たちモデルは CPB に関連する新しい将来のプロトコルの開発の開始点を使用できます。また、マウス固有試薬およびノックアウト マウスの茄多、ためこのモデルは CPB の現在のラットのモデルを置き換えることはできません、体外循環関連臓器の損傷に関与する分子メカ?...

心肺のバイパス (CPB) のクリニックへの導入、以来それは心臓手術1で重要な役割を果たしてきました。現代の心臓外科で長時間の体外循環時間豊富な大動脈再建と結合された手順を実行することが欠かせません。技術の進歩は、途方もないされていますが、体外循環の使用が関連付けられている術中と術後全身と地方機関損傷2,3。
大動物モデルは生理的過程4,5CPB の役割を調査するために開発されています。ただし、これらのモデルは、合併症、CPB のいくつかの洞察を提供している、彼らは非常に高価と分子ツール (抗体など) は非常に限られます。小動物でコスト効率的な代替物を開発しました。その開発以来複数の研究はラットおよびウサギ5,6,7,8,9で体外循環モデルを最適化するために行われています。これらのモデルは、疾患の病態生理学的プロセスの測定の良い基盤を提供します。しかし、彼らは関連抗体・試薬の不足のため携帯電話や体液の免疫学を調査するためにまだ十分ではありません。これは、研究のこの分野での役割を損ないます。
最近 CPB のマウス ・ モデルを開発しました。さまざまなマウス固有試薬、遺伝子組み換えマウスによるマウス モデルは一般的には生理学的、分子、および免疫学的研究10,11の選択のモデル.したがって、我々 のモデルは臨床的に関連する疾患12,13で利用できる多くのマウス系統があるので、さまざまな合併症に関連して体外循環の研究を促進します。したがって、本稿で、具体的には、マウスで体外循環を実行する方法。酸素と血行動態的パラメーターは、深い呼吸・循環の逮捕後密接に監視されます。

<table><tbody><tr><td>Sterofundin</td><td>B.Braun Petzold GmbH</td><td>PZN:8609189</td><td>priming volume, 1:1 with Tetraspan</td></tr><tr><td>Tetraspan 6% HES Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 05565416</td><td>priming volume, 1:1 with Sterofundin</td></tr><tr><td>Heparin Natrium 25.000</td><td>Ratiopharm GmbH</td><td>PZN: 3029843</td><td>2.5 IU per ml of priming solution</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt; 8,4% Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 1579775</td><td>3% in priming solution</td></tr><tr><td>KCL 7.45 % Solution</td><td>B. Braun Melsungen AG</td><td>PZN: 2418577</td><td>0.1 mL for cardioplegia</td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis Inc., USA</td><td>PZN:00289615 08859153</td><td>5 mg/kg/BW</td></tr><tr><td>1 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C10PU-MCA1301</td><td>carotid artery</td></tr><tr><td>2 Fr PU Catheter</td><td>Instechlabs INC., USA</td><td>C20PU-MJV1302</td><td>jugular vein</td></tr><tr><td>Vasofix Safety catheter 20G</td><td>B.Braun Medical</td><td>4268113S-01</td><td>orotracheal intubation</td></tr><tr><td>8-0 Silk suture braided</td><td>Ashaway Line &amp;amp; Twine Mfg. Co., USA</td><td>75290</td><td>ligature</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Critical Care Deutschland GmbH</td><td>PZN:9714675</td><td>narcosis</td></tr><tr><td>CLINITUBES blood capillaries</td><td>Radiomed GmbH</td><td>51750132</td><td>blood sampling 60 - 95 microliter</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 6mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15020-15</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Spring Scissors - 2mm Blades</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>15000-03</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostat</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>13009-12</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Dumont #55 Forceps</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>11295-51</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Castroviejo Micro Needle Holder - 9cm</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>12060-02</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18555-01</td><td>instruments</td></tr><tr><td>Bulldog Serrefine</td><td>Fine Science Tools GmbH</td><td>18050-28</td><td>instruments</td></tr><tr><td>MiniVent Ventilator for Mice (Model 845)</td><td>Harvard Apparatus</td><td>73-0044</td><td>mechanical ventilation</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer Drager 19.1</td><td>Dr&amp;auml;gerwerk AG &amp;amp; Co. KGaA</td><td></td><td>anesthesia 1.3 - 2.5%</td></tr><tr><td>PowerLab data acquisition device 4/35</td><td>ADInstruments Ltd, New Zealand</td><td>PL3504</td><td>invasive pressure, ECG, temperature</td></tr><tr><td>ABL 800 Flex</td><td>Radiometer GmbH</td><td></td><td>blood gas analysis</td></tr><tr><td>NMRI mice</td><td>Charles River Laboratories</td><td>Crl:NMRI(Han)</td><td>male, 30 - 35 g, 12 weeks old, housed at least 1 week before the experiment</td></tr></tbody></table>

cardiopulmonary bypass in a mouse model: a novel approach

心臓介入中に長時間心肺がますます不可欠になると手順の最適化のため、長時間体外循環に起因する臓器障害を最小限に抑えるため臨床需要の増加が発生します。このホワイト ペーパーの目的は、マウスで人工心肺の完全に機能と臨床的に関連するモデルを実証することでした。デバイス設計、灌流回路の最適化、および顕微鏡技術について報告する.このモデルは、複数の血の図面の必要性のための生存と互換性がない急性モデルです。マウス (例えばマーカー、ノックアウトのなど) に利用できるツールの範囲のための器官の損傷との関係において人工心肺の影響の分子機構に調査容易になりますこのモデル併存疾患。

このプロトコルを記述する灌流回路、外科的処置、およびマウスの CPB 中の生理的パラメーターの監視します。十分に熟練した微小血管によって実行されるとき、一貫性と再現性をもって結果が。
適切な組織灌流を維持するために平均動脈圧は常に体外循環血流を調整し、余分なボリュームを追加することによって 40 と 6...

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Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

本稿では、マウスで人工心肺を実行する方法について説明します。この小説のモデルは臓器の損傷に関与する分子メカニズムの調査を促進します。

マウス モデルにおける心肺バイパス: 新しいアプローチ

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

cardiopulmonary-bypass-in-a-mouse-model-a-novel-approach

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

10.8K ビュー.  Hannover Medical School. 本稿では、マウスで人工心肺を実行する方法について説明します。この小説のモデルは臓器の損傷に関与する分子メカニズムの調査を促進します。

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Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

変更されたカフ法を用いたマウス子宮頸心臓移植モデル

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

医学

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

異マウスハートTransplantion用に変更する方法

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

マウスにおける異所のための新しい顕微モデル、エン圏胸壁、胸腺、および心臓移植

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Recovery Cardiopulmonary Bypass Model Without Transfusion or Inotropic Agents in Rats

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ complications related to prolonged CPB still compromise the outcome of cardiovascular surgeries, and may worsen postoperative morbidity and mortality. Animal models recapitulating the clinical usage of CPB enable the clarification of the pathophysiological processes that occur during CPB, and facilitate pre-clinical studies to develop strategies protecting against these complications. Rat CPB models are advantageous because of their greater cost-effectiveness, convenient experimental processes, abundant testing methods at the genetic or protein levels, and genetic consistency. They can be used for investigating the immune system activation and synthesis of proinflammatory cytokines, compliment activation, and production of oxygen free radicals. The rat models have been refined and have gradually taken the place of large-animal models. Here, we describe a simple CPB model without transfusion and/or inotropic agents in a rat. This recovery model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of CPB.

Here, we present a protocol to describe a simple recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in a rat. This model allows the study of the long-term multiple organ sequelae of cardiopulmonary bypass.

輸血やラットの変力作用エージェントなし回復心肺モデル

Cardiopulmonary bypass (CPB) is indispensable in cardiovascular surgery. Despite the dramatic refinement of CPB technique and devices, multi-organ ...

免疫・感染学

Transplantation of a 3D Bioprinted Patch in a Murine Model of Myocardial Infarction

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ligation is a challenging procedure and has a high mortality rate due to its nature. We developed a method to consistently transplant bioprinted patches of cells and hydrogels onto the epicardium of an infarcted mouse heart to test their regenerative properties in a robust and feasible way. First, a deeply anesthetized mouse is carefully intubated and ventilated. Following left lateral thoracotomy (surgical opening of the chest), the exposed LAD is permanently ligated and the bioprinted patch transplanted onto the epicardium. The mouse quickly recovers from the procedure after chest closure. The advantages of this robust and quick approach include a predicted 28-day mortality rate of up to 30% (lower than the 44% reported by other studies using a similar model of permanent LAD ligation in mice). Moreover, the approach described in this protocol is versatile and could be adapted to test bioprinted patches using different cell types or hydrogels where high numbers of animals are needed to optimally power studies. Overall, we present this as an advantageous approach which may change preclinical testing in future studies for the field of cardiac regeneration and tissue engineering.

This protocol aims to transplant a 3D bioprinted patch onto the epicardium of infarcted mice modeling heart failure. It includes details regarding anesthesia, the surgical chest opening, permanent ligation of the left anterior descending (LAD) coronary artery and application of a bioprinted patch onto the infarcted area of the heart.

心筋梗塞のマウスモデルにおける3次元バイオプリントパッチの移植

Testing regenerative properties of 3D bioprinted cardiac patches in vivo using murine models of heart failure via permanent left anterior descending (LAD) ...

生物工学

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to improve surgical efficiency. In our lab, we have optimized the cuff technique with two major steps. First, we used the inner tube technique to insert a temporary inner tube into the external jugular vein and carotid artery blood vessel to facilitate eversion of the vessel over the cuff. Second, we performed complete heterotopic cardiac transplantation through the collaboration of two experienced surgeons. These modifications effectively reduced the operation time to 25 minutes, with a success rate of 95%. In this report, we describe these procedures in detail and provide a supplemental video. We believe that this report on the improved cuff technique will offer practical guidance for murine heterotopic heart transplantation and will enhance the utility of this mouse model for basic research.

We introduce an inner tube approach to the cuff technique for mouse cervical heterotopic heart transplantation to help evert the vessel over the cuff. We found that cooperation between two experienced surgeons markedly shortens the operation time.

マウスの心臓移植のためのカフ技術の最適化

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Veno-Venous Extracorporeal Membrane Oxygenation in a Mouse

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for acute as well as end-stage lung diseases. With the increase in clinical demand and prolonged use of ECMO, procedural optimization and prevention of multi-organ damage are of critical importance. The aim of this protocol is to present a detailed technique of veno-venous ECMO in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This protocol demonstrates the technical design of the ECMO and surgical steps. This murine ECMO model will facilitate the study of pathophysiology related to ECMO (e.g., inflammation,bleeding and thromboembolic events). Due to the abundance of genetically modified mice, the molecular mechanisms involved in ECMO-related complications can also be dissected.

Here we present a protocol describing the technique of veno-venous extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) in a non-intubated, spontaneously breathing mouse. This murine model of ECMO can be effectively implemented in experimental studies of acute and end-stage lung diseases.

マウスで静脈-静脈体外膜型人工肺

The use of extracorporeal membrane oxygenation (ECMO) has increased substantially in recent years. ECMO has become a reliable and effective therapy for ...

Mouse Heterotopic Cervical Cardiac Transplantation Utilizing Vascular Cuffs

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after transplantation, and the impact of immunomodulatory therapies on graft rejection. Heterotopic cervical heart transplantation in mice was first described in 1991 using sutured anastomoses and subsequently modified to include cuff techniques. This modification allowed for improved success rates, and since then, there have been multiple reports that have proposed further technical improvements. However, translation into more widespread utilization remains limited due to the technical difficulty associated with graft anastomoses, which requires precision to achieve adequate length and caliber of the cuffs to avoid vascular anastomotic twisting or excessive tension, which can result in damage to the graft. The present protocol describes a modified technique for performing heterotopic cervical cardiac transplantation in mice which involves cuff placement on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery in alignment with the direction of the blood flow.

Mouse cardiac transplantation models represent valuable research tools for studying transplantation immunology. The present protocol details mouse heterotopic cervical cardiac transplantation that involves the placement of cuffs on the recipient's common carotid artery and the donor's pulmonary artery trunk to allow for laminar blood flow.

血管カフを用いたマウスヘテロトピック頸部心臓移植

Murine models of cardiac transplantation are frequently utilized to study ischemia-reperfusion injury, innate and adaptive immune responses after ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

腹部マウス心臓移植モデルにおける血液回路再建

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

マウス頸部異所性心臓移植モデルのための修正カフ法

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...

マウスモデルにおける心肺バイパス: 新しいアプローチ

要約

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この動画の章

変更されたカフ法を用いたマウス子宮頸心臓移植モデル

異マウスハートTransplantion用に変更する方法

マウスにおける異所のための新しい顕微モデル、エン圏胸壁、胸腺、および心臓移植

輸血やラットの変力作用エージェントなし回復心肺モデル

心筋梗塞のマウスモデルにおける3次元バイオプリントパッチの移植

マウスの心臓移植のためのカフ技術の最適化

マウスで静脈-静脈体外膜型人工肺

血管カフを用いたマウスヘテロトピック頸部心臓移植

腹部マウス心臓移植モデルにおける血液回路再建

マウス頸部異所性心臓移植モデルのための修正カフ法

マウス モデルにおける心肺バイパス: 新しいアプローチ

要約

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変更されたカフ法を用いたマウス子宮頸心臓移植モデル

異マウスハートTransplantion用に変更する方法

マウスにおける異所のための新しい顕微モデル、エン圏胸壁、胸腺、および心臓移植

輸血やラットの変力作用エージェントなし回復心肺モデル

心筋梗塞のマウスモデルにおける3次元バイオプリントパッチの移植

マウスの心臓移植のためのカフ技術の最適化

マウスで静脈-静脈体外膜型人工肺

血管カフを用いたマウスヘテロトピック頸部心臓移植

腹部マウス心臓移植モデルにおける血液回路再建

マウス頸部異所性心臓移植モデルのための修正カフ法

マウスモデルにおける心肺バイパス: 新しいアプローチ