Name: engineered vascularized muscle flap
Uploaded: 2016-01-11T09:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 18 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Engineered Vascularized Muscle Flap at JoVE.com

This research was supported by the FP7 European Research Council Grant 281501, ENGVASC.

Tüm hayvan çalışmaları Technion Hayvan Deneyleri Etik Kurulu tarafından kabul edildi. Bu işlem için, atimik çıplak farelere bağışıklık sistemince reddini önlemek için kullanılmıştır. Fare başka tür kullanıyorsanız, fareler cerrahi işlem ve siklosporin idaresi (ya da başka bir anti-ret yerine) öncesinde tavsiye edilir traş edilmelidir. 1. İskele Hazırlama ve Hücre katıştırma <ol><li> Aşağıdaki şekilde poli-L-laktik-asit (PLLA) ve polilaktik-ko-glikolik asit (PLGA) ve 1 karışımı: 1 oluşan iskeleleri hazırlayın: <ol><li> PLLA 500 mg ve 10 ml kloroform içinde PLGA 500 mg çözülür. </li><li> Bir Teflon kalıp toplandı, sodyum klorür parçacıkları 0.4 g polimer çözeltisi, 0.24 ml ilave edilir. 212-600 um&#39;lik bir tuzunun çapı kullanın. Kloroform O / N buharlaşmasına izin verin. </li><li> Birbirine bağlı gözenekli 3D iskeleleri giden damıtılmış su kullanarak tuz hemen çözün. </li><li> Polimer parçalar KesBir makas kullanılarak, daha sonra, 30 dakika süre ile,% 70 etanol (h / h) ile ıslatın ve kullanımdan önce 2 dakika boyunca PBS içinde 3 kez yıkayın. </li></ol></li><li> (1 endotelial hücre ortamında (EGM-2,% 10 fetal sığır serumu ile takviye edilmiş olan madde malzemesi ve kas hücresi ortamı (Dulbecco minimal esas ortamı (DMEM), bileşenleri ile takviye edilmiş FBS: 1, aşağıdaki hücreler bir tri-kültür hazırlama ),% 2.5 HEPES tamponu, 100 U / ml penisilin, ve 0.1 mg / ml streptomisin (Pen-Strep çözeltisi). <ol><li> 0.5 x 10 6 C2C12 miyoblastlar, 0.9 x 10 6 İnsan göbeğine yakın damar endotelial hücreler (HUVECs) ve 0.2 x 10 6 normal insan dermal fibroblastları (NHDF) kullanın. </li></ol></li><li> , 4 dakika boyunca 200 x g&#39;de bir mikrosantrifüj tüpü ve santrifüj hücreleri birlikte karıştırın orta aspire ve hücre ortamı ul 4 ul buz gibi soğuk hücre dışı matris çözeltisi karışımı ve 4 pelet yeniden askıya. </li><li> X 7 mm x 1 mm (uzunluk x genişlik x kalınlık) PLLA / PLG 10 mm&#39;lik bir parça kesinBir skafold ve 4 ml hücre orta eklemeden önce (30 dak, 37 ° C,% 5 CO2), bir 6-yuvalı plaka içinde bir hücre süspansiyonu tohum hücre dışı matris çözeltisi katılaşmaya sağlar. </li><li> Implantasyon öncesi on gün iskeleleri inkübe ve orta her gün değiştirin. </li></ol> 2. Cerrahi Prosedür Başlamadan Önce <ol><li> (Otoklav) aşağıdaki cerrahi aletler hazırlayın ve sterilize: küçük, ince, düz makas, bir yay makas, düz, ince uçlu forseps, taraklı forseps ve bir iğne tutucu. </li><li> 425 ul ketamin ve 1 ml şırınga içinde 75 ul ksilazin karıştırılarak, bir mikrosantrifüj tüpü içinde ksilazin çözelti: a ketamin karışım hazırlayın. </li><li> Steril tuzlu su (01:20) &#39;de 0,3 mg / ml buprenorfin seyreltilir. </li></ol> 3. Flap İnşaatı (Graft implantasyon) <ol><li> Bir insülin şırıngası kullanılarak, ketamin intraperitoneal bir enjeksiyonu yoluyla anestezi fare: ksilazin (35 ul başınaVücut ağırlığı 20 g) eklenmiştir. </li><li> Deri altına buprenorfin opperation önce (0.05-0.1 mg / kg nihai konsantrasyon) enjekte edilir. </li><li> Normal vücut sıcaklığını sağlamak için, 37 ° C ısıtılmış bir sahnede fare koyun ve daha sonra bir yapışkan bandaj kullanarak fare sabitleyin. </li><li> Pamuk ipuçlarını kullanarak, farenin gözlerinin (dehidratasyonu önlemek için) göz merhemi yağlama yönetmek. </li><li> Bir aseptik çalışma alanı oluşturmak için, pamuk ipuçları, iyot temiz kesi ve daha sonra% 70 etanol kullanılması. </li><li> Küçük bir makas ve forseps kullanarak, femoral arter ve ven (AV) damarlar açığa kadar, femoral damarların paralel inguinal ligaman diz seviyesinden, deri yoluyla bir kesi yapmak. </li><li> Dokuya daha rahat erişmek için, bir kafes kullanarak cilt basılı tutun. </li><li> Yaylı makas ve forseps kullanarak, dikkatli çevreleyen dokudan femoral arter ve ven damarları izole. Kasık lig seviyesinden başlayınÜstün epigastrik damarların çatallanma Ament. Bacağa kan akışını korumak ve daha sonra iskemi önlemek amacıyla, el değmemiş profunda bırakın. </li><li> Profunda&#39;da altında ve tibial ve proneal AV bifurkasyonunun yukarıda maruz femoral AV etrafında (Bölüm 1) greft katlayın ve 8-0 ipek sütür kullanarak uçları katılın. </li><li> Sadece femoral AV damarlarının çimlenme kılcal damarlar yoluyla implant kanlanmalı sağlamak için, 6-0 dikiş ile greft etrafında steril lateks parçası ve dikiş sarın. </li><li> 4-0 ipek sütür kullanarak üstteki deriyi kapatın. </li><li> Greft bir flep olarak aktarılır kadar anestezi ve bundan sonra her gün kurtarma kadar yakından fare izleyin. Deri altına buprenorfin 2-3 gün boyunca günde iki kez (0.05-0.1 mg / kg nihai konsantrasyon) enjekte edilir. NOT: maruz kalan doku dehidratasyonu önlemek için, herhangi bir aşamada tuz kullanın. </li></ol> 4. Flap Transferi <ol><li> Birinde ya daİki hafta İmplantasyon, ketamin intraperitoneal bir enjeksiyonu yoluyla anestezi fare: ksilazin (35 ul / 20 g), bir insülin şırıngası kullanılarak. </li><li> Deri altına buprenorfin opperation önce (0.05-0.1 mg / kg nihai konsantrasyon) enjekte edilir. </li><li> Normal vücut sıcaklığını sağlamak için, 37 ° C ısıtılmış bir sahnede fare koyun ve daha sonra bir yapışkan bandaj kullanarak fare sabitleyin. </li><li> Pamuk ipuçlarını kullanarak, farenin gözlerinin (dehidratasyonu önlemek için) göz merhemi yağlama uygulanır. </li><li> Pamuk ipuçları kullanılarak, mikropsuz bir çalışma alanı oluşturmak için, iyot ile ve daha sonra% 70 etanol ile (karın, diz alanı) kesi temizleyin. </li><li> Dikkatlice makas kullanılarak, deride sütürler açıp, bir makas ve forseps kullanarak, ventral deri yoluyla devam inguinal ligament cilt üzerinden paralel bir kesi yapmak. </li><li> Dikkatle forseps ile lateks parçası kaldırmak ve vaskülarize flep maruz kalmaktadır. </li><li> Bir SCISS kullanmaors ve forseps, çevredeki doku doku kapağı teşrih. </li><li> Bir forseps ve bir iğne tutucu kullanarak, AV kanamayı önlemek için 8-0 ipek dikişlerle femoral AV distal ucunu Arter. Ardından, distale katlanmış implante doku ve 8-0 sütür ile, diz hizasında AV dağlamak. </li><li> Yavaşça tam kat defekt yapılmalıdır hangi mesafeden belirlemek için, arter zarar gelmesin, ventral karın duvarına doğru, greft ile sarılmış femur AV aktarın. DİKKAT: çok arter çekilmesi arteri zarar verecektir. </li><li> Ince bir makas kullanarak, ventral karın duvarında bir kesi yapmak. </li><li> Bir bahar makas kullanarak, rektus abdominus kasında bir kesi yapmak. Üstteki deri ile rektus abdominus kas yaklaşık 1 cm x 0,8 cm segmenti çıkartın. </li><li> Ventral abdom tam kalınlıkta defekte, eksenel flep olarak, vaskülarize greft ile zarflı femur AV, Transferinal duvar. </li><li> Fıtık önlemek için, 8-0 ipek sütürler kullanılarak, çevredeki kas dokusuna kanadı dikin. </li><li> Karın kas flep dikilmesi sırasında iç organları dikilmesi önlemek için, bir forseps ile kas yükseltmek. Tam karın duvarı defekti etkisini taklit maruz kalan ventral cilt bırakın. </li><li> İyotlu gazlı bez ve maruz alanının kirlenmesini önlemek için steril bir bandajla deride yara örtün. </li><li> 4-0 ipek sütür kullanarak bacak cilt dikin. </li><li> Flep alımı kadar, anestezi ve bundan sonra her gün kurtarma kadar yakından fare izleyin. Deri altına buprenorfin 2-3 gün boyunca günde iki kez (0.05-0.1 mg / kg nihai konsantrasyon) enjekte edilir. </li><li> NOT: maruz kalan doku dehidratasyonu önlemek için herhangi bir aşamada tuz kullanın. </li></ol> Graft Damar Perfüzyon 5. Ultrason Belirlenmesi NOT: transferi öncesinde vasküler perfüzyon of greft ultrasonografi ile, implantasyon sonrası bir ve iki hafta ölçülür. <ol><li> % 2 izofluran kullanarak fare anestezisi. </li><li> Normal vücut sıcaklığını sağlamak için, 38 ° C ısıtılmış bir hareketli sahnede fare yerleştirin ve daha sonra bir yapışkan bandaj kullanarak fare sabitleyin. </li><li> B-mod ayarlanmış doğrusal olmayan dönüştürücü ile femoral arter ve ven damarları bulun. </li><li> Renkli Doppler moduna ayarlamak transdüser kullanılarak greft femoral damarların açıklığını inceleyin. </li><li> Üreticinin talimatlarına göre hedefli olmayan kontrast ajanı hazırlanır. </li><li> Tuzlu su ile dolu bir 1 ml şırınga için kuyruk damarından sonda (27 G iğne ile 12 cm boru) takın. Isıtma sahnede fare yanında şırınga sabitleyin (şırınga hareketini önlemek için). </li><li> Fare kuyruğu ven kateteri bağlayın ve iğne sabitleyin. </li><li> Her iki enjeksiyonlar damara ve doldurmak için yapılıyor emin olmak için tuzlu su enjekte bazıtuzlu su ile boru (hava kabarcıklarını önlemek için). </li><li> Kontrast maddenin 70 ul 1 ml şırınga doldurun ve kontrast maddesi şırınga ile tuzlu su şırınga değiştirin. </li><li> Kontrast madde enjeksiyonu görüntü için ultrason ayarlayın. Non-lineer modda özelliklerinde 1,500 kare sayısını ve kare% 30 bozulma darbe kurdu. Not: bozulması puls sonrasında mikro-kabarcıklar kılcal kabarcık akış hızına bağlıdır ve mikro-kabarcıkların enjekte hızından bağımsız olan bir oranda damarları yeniden doldurun. Kare sayısı doldurma zamanında 19,20 göre değiştirilebilir. </li><li> Yavaş yavaş kuyruk damar içine kontrast madde enjekte edilir. </li><li> Yüksek çözünürlüklü ultrason sisteminin doğrusal olmayan kontrast modunda görüntüler yakalayın. </li><li> Daha önce 19,20 açıklandığı gibi, yazılımı kullanarak sonuçları analiz. <ol><li> Görüntüsü elde im faiz (ROI) bir bölge çizindolaylı olarak kontrast modunda bozulması darbe sonrası. ROI sadece kontrast madde ile doldurulmuş alanı belirtilmelidir. </li><li> Bozulması darbe sonrası karşı mikro-kabarcıkların enjekte edildikten sonra, doğrusal olmayan sinyal ortalama yoğunluğu oranıdır ve perfüzyon hacminin bir ölçüsüdür pik geliştirme (PE), hesaplayın. </li><li> Pik sinyali (P) kadar geçen süre (T) tespit edilir akış oranı hesaplanır. </li></ol></li></ol> Greft Vaskülarizasyon Kapsamında 6. Belirlenmesi Not: greft vaskülarizasyonu ölçüde bir veya iki hafta implantasyondan sonra belirlenir. <ol><li> Bir insülin şırıngası kullanılarak, ketamin intraperitoneal bir enjeksiyonu yoluyla anestezi fare: ksilazin (35 ul / 20 g) eklenmiştir. </li><li> 1 ml şırınga kullanılarak, damar içinden, kuyruk damarına 10 mg / ml floresin izotiyosiyanat-eşlenikli dekstran (FITC-Dextran, = 500,000 MW) 200 ul enjekte edilir. &lt;/ li&gt; <li> On sn enjeksiyonundan sonra servikal dislokasyon ile fare euthanize. </li><li> Fare bacak açın ve greft maruz kalmaktadır. </li><li> Fosfat tamponlu tuzlu su (PBS) ile greft yıkayın ve% 10 nötr tamponlu formalin uygulanır. </li><li> Görüntü konfokal mikroskop kullanılarak fare bacak greft. </li><li> Fonksiyonel damar yoğunluğu (FVD) ölçmek. <ol><li> Odaklı mikroskopik görüntülerin yeşil kanal (uyarma = 488 nm) izole edin. </li><li> Yüksek kontrastlı yapıları vurgulamak amacıyla, bir yüksek geçiren filtre ile sonuçlanan görüntüleri geçirin. </li><li> Yüksek geçiren filtre tarafından güçlendirilmiş olabileceğini gürültü çıkarmak için bir despeckling filtresi kullanın. </li><li> Elde edilen görüntü üzerinde eşik değerini ayarlayın; orijinal görüntüdeki özellikleri ve yapıları, ikili görüntüde görülebilir olacak şekilde eşik değeri ayarlanır. </li><li> Bir boyut eşiği uygulayın, böylece tanımlanan sIz daha büyük Bağlı piksel sadece gruplare eşiği ikili görüntüdeki kalır. </li><li> Zhang-Suen algoritması kullanarak 21 greft gemilerin iskelet özetleyin. </li><li> Her geminin orta hat uzunlukları toplanmasıyla ve ROI alanına göre sonucu bölerek FVD hesaplayın. </li></ol></li></ol> Graft 7. Immünohistolojik ve histolojik Boyama <ol><li> Immünohistolojik Boyama <ol><li> Konfokal görüntüleme sonra, küçük bir makas ve forseps bir kullanarak greft almak. Greft iki ucu AV damarları incelemek ve greft almak. </li><li> 30 dakika boyunca% 10 nötr tamponlu formalin içinde greft saptamak - 2 saat. </li><li> Parafine kadar% 70 etanol içinde histoloji kasetlerinde greft ve mağaza yerleştirin. </li><li> Parafin standart fiksasyon kullanarak ve protokol 22 gömme göm ve bir mikrotom kullanılarak 5 mikron dilimler halinde parafin doku dilim. AV dikey bütün doku dilimgemiler. </li><li> 10 dakika her biri, iki kez% 100 ksilen içine daldırma ile parafine gömülü bölümleri Deparaffinize. </li><li> 250 ml&#39;lik plastik Coplin kavanoza slaytlar düzenleyin. </li><li> 3 dakika her biri için etanol konsantrasyonunun (100,% 96,% 90,% 80,% 70,% 50,% 30,% ve çift damıtılmış su (DDW)) azaltılması seri batırma ile rehidrate. </li><li> DDW 250 mL antijeninin ortaya çıkartılması çözeltisi 2.35 ml sulandırarak antijeninin ortaya çıkartılması çözeltisi hazırlayın. 95 ° C&#39;ye ayarlanmış bir mikrodalga 2 dakika boyunca antijeninin ortaya çıkartılması çözeltisi ısıtın. </li><li> 95 ° C&#39;ye ayarlanmış bir mikrodalga fırın içinde 3 dakika boyunca daha önceden ısıtılmış antijeninin ortaya çıkartılması çözeltisi ve ısı içine slaytlar yerleştirin. 50 ° C&#39;ye kadar slaytlar soğutun. </li><li> 2 dakika boyunca daha ısıtılır ve oda sıcaklığına soğutulur. </li><li> Endojen peroksidaz aktivitesi söndürmek ve daha sonra PBS içinde iki kere yıkayın, oda sıcaklığında, 10 dakika boyunca% 3.3 H, metanol içinde 2 O 2 çözeltisi slaytlar inkübe edin. </li><li> Bir kuluçka odasına hazırlayın: Yer ıslak absoBir histoloji kutu içinde rbent çarşaf ve hassas bir görev silecekleri kullanarak slaytları kurulayın. </li><li> Yuvarlak dilim başına (PBS içinde hazırlanan% 2) çözeltisi bloke keçi serumu yaklaşık 50 ul bir hidrofobik kalem kullanılarak ve oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edilir slayt üzerinde kesit alanı. </li><li> Çözümü engelleme tavşan anti-CD31 antikoru 1:50 seyreltin, dilim başına yaklaşık 50 ul antikor uygulayın ve 4 ° C &#39;de O / N, inkübe edilir. PBS ile 3 kez, her biri 5 dakika durulayın. </li><li> Slaytlarının yer, PBS içinde dilim başına antikorun yaklaşık 50 ul 400 ve oda sıcaklığında 30 dakika inkübe edilir: biyotinlenmiş keçi anti-tavşan ikincil antikoru 1 seyreltin. </li><li> PBS ile 3 kez, her biri 5 dakika durulayın. </li><li> PBS içinde 400, oda sıcaklığında, 30 dakika süre ile slaytlar ile dilim başına yaklaşık 50 ul uygulamak ve inkübe: streptavidin-peroksidaz 1 seyreltin. PBS ile 3 kez, her biri 5 dakika durulayın. </li><li> Üreticinin # göre dilim başına yaklaşık aminoethylcarbazole 50 ul (AEC) alt-tabakanın uygulama8217; ın talimatları. Reaksiyonu durdurmak için DDW slaytlar batırın. </li><li> 2 dakika süreyle Mayer&#39;in hematoksilen çözeltisi yaklaşık 50 ul bölümleri daldırarak mavi çekirdekleri Leke. Yavaşça su ile durulayın ve ardından orta montaj bölümleri kapsamaktadır. </li><li> Bir çift-kör bir yaklaşım kullanarak CD31-pozitif boyanma niceliğini. CD31 boyama kahverengi leke olarak belirir. Binoküler mikroskop altında 40X büyütme görüş alanında 4-5 farklı alanları seçin. CD31-pozitif lümen sayısını. <ol><li> Alanların sayısı ve (binoküler verilerine göre) fieldarea ile sayılan lümen sayısı bölerek iskele başına CD31-pozitif lümen ortalama sayısını hesaplayın. NOT: uygulanan reaktif hacmi, tüm hatlarıyla dilim karşılamak için yeterli olmalıdır. </li></ol></li></ol></li><li> Histolojik Boyama <ol><li> % 10 nötral tamponlu formalin greft sabitleyin. </li><li> Parafin kullanılarak standart göm greftlertespit ve gömme işlemleri. </li><li> 10 dakika boyunca iki kez,% 100 ksilen içine daldırma ile parafin kesitlerinden parafin çıkarın. </li><li> % 100 izopropanol içinde rehidrasyon için iki kez hızlı yıkama. </li><li> Iki kez hızlı yıkama% 95 Etanol. </li><li> Musluk suyu ile üç kez yıkayın. </li><li> 10 dakika boyunca Hematoksilen daldırın. </li><li> Musluk suyu ile üç kez yıkayın. </li><li> 2 dakika boyunca Eosin bölgesindeki Immere. </li><li> Hızlı yıkama iki kez% 95 Etanol içinde kurutmak. </li><li> Iki kez hızlı yıkama% 100 izopropanol. </li><li> Iki kez hızlı yıkama% 100 ksilen. </li><li> 1.5 mm kalınlığında cam kapak ile DPX yapıştırıcı ile kaplayın. </li><li> 40X büyütmede mikroskop kullanılarak görüntü. </li></ol></li></ol> 8. Mekanik Özellikler Değerlendirme <ol><li> Küçük makas ve forseps bir kullanarak greft almak. </li><li> PBS greft durulayın. </li><li> Greft genişlik ve kalınlık ölçülür ve kalınlığı ile çarpılan genişliği çapraz kesit alanı hesaplanır. </li><li> Bizehidratlı greft bir gerilme-deformasyon eğrisi oluşturmak için test cihazı e. <ol><li> Sistem çekme kulpları arasındaki greft monte edin ve iki kulpları (yani, ilk uzunluk) arasındaki son uzunluğunu ölçmek. </li><li> Başarısızlık kadar, 0.01 mm / sn gerilme hızını uygulayın. </li><li> Üreticinin protokolünü kullanarak geliştirilen kuvvet ve deplasman kaydedin. </li><li> Matlab bir gerilme-uzama eğrisi oluşturun. <ol><li> Bölü ilk uzunluk değiştirmesine göre, bu tür hesaplayın. Stres kesit alanına bölünmesi ile elde ölçülen kuvvet olarak hesaplanır. </li><li> Gerilme-uzama eğrisindeki doğrusal bölgesi eğimi ve eğrinin maksimum noktası olarak sertliği belirlemek nihai gerilme mukavemetidir. </li></ol></li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Engelsman, A. F., van der Mei, H. C., Ploeg, R. J., Busscher, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+phenomenon+of+infection+with+abdominal+wall+reconstruction.">The phenomenon of infection with abdominal wall reconstruction.</a> Biomaterials. 28 (14), 2314-2327 (2007).</li><li>De Coppi, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Myoblast-acellular+skeletal+muscle+matrix+constructs+guarantee+a+long-term+repair+of+experimental+full-thickness+abdominal+wall+defects.">Myoblast-acellular skeletal muscle matrix constructs guarantee a long-term repair of experimental full-thickness abdominal wall defects.</a> Tissue Eng. 12 (7), 1929-1936 (2006).</li><li>Shi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+full-thickness+abdominal+wall+defects+in+rats+using+collagen+scaffolds+loaded+with+collagen-binding+basic+fibroblast+growth+factor.">Regeneration of full-thickness abdominal wall defects in rats using collagen scaffolds loaded with collagen-binding basic fibroblast growth factor.</a> Biomaterials. 32 (3), 753-759 (2011).</li><li>Yezhelyev, M. V., Deigni, O., Losken, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Management+of+full-thickness+abdominal+wall+defects+following+tumor+resection.">Management of full-thickness abdominal wall defects following tumor resection.</a> Ann Plast Surg. 69 (2), 186-191 (2012).</li><li>Macchiarini, P., Walles, T., Biancosino, C., Mertsching, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=First+human+transplantation+of+a+bioengineered+airway+tissue.">First human transplantation of a bioengineered airway tissue.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 128 (4), 638-641 (2004).</li><li>Macchiarini, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+transplantation+of+a+tissue-engineered+airway.">Clinical transplantation of a tissue-engineered airway.</a> Lancet. 372 (9665), 2023-2030 (2008).</li><li>Atala, A., Bauer, S. B., Soker, S., Yoo, J. J., Retik, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+autologous+bladders+for+patients+needing+cystoplasty.">Tissue-engineered autologous bladders for patients needing cystoplasty.</a> Lancet. 367 (9518), 1241-1246 (2006).</li><li>Nishida, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+reconstruction+with+tissue-engineered+cell+sheets+composed+of+autologous+oral+mucosal+epithelium.">Corneal reconstruction with tissue-engineered cell sheets composed of autologous oral mucosal epithelium.</a> N Engl J Med. 351 (12), 1187-1196 (2004).</li><li>Petite, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+bone+regeneration.">Tissue-engineered bone regeneration.</a> Nat Biotechnol. 18 (9), 959-963 (2000).</li><li>Banta, M. N., Kirsner, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulating+diseased+skin+with+tissue+engineering:+actinic+purpura+treated+with+Apligraf.">Modulating diseased skin with tissue engineering: actinic purpura treated with Apligraf.</a> Dermatol Surg. 28 (12), 1103-1106 (2002).</li><li>Vunjak-Novakovic, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Challenges+in+cardiac+tissue+engineering.">Challenges in cardiac tissue engineering.</a> Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (2), 169-187 (2010).</li><li>Novosel, E. C., Kleinhans, C., Kluger, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+is+the+key+challenge+in+tissue+engineering.">Vascularization is the key challenge in tissue engineering.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 63 (4-5), 300-311 (2011).</li><li>Lesman, A., Gepstein, L., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization+shaping+the+heart.">Vascularization shaping the heart.</a> Ann N Y Acad Sci. 1188, 46-51 (2010).</li><li>Patton Jr, H., Berry, S., Kralovich, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+human+acellular+dermal+matrix+in+complex+and+contaminated+abdominal+wall+reconstructions.">Use of human acellular dermal matrix in complex and contaminated abdominal wall reconstructions.</a> The Am J of Surg. 193 (3), 360-363 (2007).</li><li>Menon, N. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revascularization+of+human+acellular+dermis+in+full-thickness+abdominal+wall+reconstruction+in+the+rabbit+model.">Revascularization of human acellular dermis in full-thickness abdominal wall reconstruction in the rabbit model.</a> Ann Plast Surg. 50 (5), 523-527 (2003).</li><li>Buinewicz, B., Rosen, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acellular+cadaveric+dermis+(AlloDerm):+a+new+alternative+for+abdominal+hernia+repair.">Acellular cadaveric dermis (AlloDerm): a new alternative for abdominal hernia repair.</a> Ann Plast Surg. 52 (2), 188-194 (2004).</li><li>Bringman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hernia+repair:+the+search+for+ideal+meshes.">Hernia repair: the search for ideal meshes.</a> Hernia. 14 (1), 81-87 (2010).</li><li>Meintjes, J., Yan, S., Zhou, L., Zheng, S., Zheng, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synthetic+biological+and+composite+scaffolds+for+abdominal+wall+reconstruction.">Synthetic biological and composite scaffolds for abdominal wall reconstruction.</a> Exp rev of med dev. 8 (2), 275-288 (2011).</li><li>Cheng, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+blood+vessel+networks+connect+to+host+vasculature+via+wrapping-and-tapping+anastomosis.">Engineered blood vessel networks connect to host vasculature via wrapping-and-tapping anastomosis.</a> Blood. 118 (17), 4740-4749 (2011).</li><li>Shandalov, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+engineered+muscle+flap+for+reconstruction+of+large+soft+tissue+defects.">An engineered muscle flap for reconstruction of large soft tissue defects.</a> PNAS of the USA. 111 (16), 6010-6015 (2014).</li><li>Zhang, T. Y., Suen, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+fast+parallel+algorithm+for+thinning+digital+patterns.">A fast parallel algorithm for thinning digital patterns.</a> Commun. ACM. 27 (3), 236-239 (1984).</li><li>Luna, L. G., Luna, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manual of Histo Stain Meth ; of the Arm Forcs Inst of Path. , (1968).</li><li>Choi, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adipose+tissue+engineering+for+soft+tissue+regeneration.">Adipose tissue engineering for soft tissue regeneration.</a> Tissue engineering. Part B, Reviews. 16 (4), 413-426 (2010).</li><li>Bellows, C. F., Alder, A., Helton, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+wall+reconstruction+using+biological+tissue+grafts:+present+status+and+future+opportunities.">Abdominal wall reconstruction using biological tissue grafts: present status and future opportunities.</a> Exp rev of med dev. 3 (5), 657-675 (2006).</li><li>Caspi, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+engineering+of+vascularized+cardiac+muscle+from+human+embryonic+stem+cells.">Tissue engineering of vascularized cardiac muscle from human embryonic stem cells.</a> Circ Res. 100 (2), 263-272 (2007).</li><li>Kaufman-Francis, K., Koffler, J., Weinberg, N., Dor, Y., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineered+vascular+beds+provide+key+signals+to+pancreatic+hormone-producing+cells.">Engineered vascular beds provide key signals to pancreatic hormone-producing cells.</a> PloS one. 7 (7), e40741 (2012).</li><li>Kaully, T., Kaufman-Francis, K., Lesman, A., Levenberg, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vascularization--the+conduit+to+viable+engineered+tissues.">Vascularization--the conduit to viable engineered tissues.</a> Tiss eng. Part B, Reviews. 15 (2), 159-169 (2009).</li><li>Koffler, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+vascular+organization+enhances+functional+integration+of+engineered+skeletal+muscle+grafts.">Improved vascular organization enhances functional integration of engineered skeletal muscle grafts.</a> PNAS of the USA. 108 (36), 14789-14794 (2011).</li><li>Lesman, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+a+tissue-engineered+human+vascularized+cardiac+muscle.">Transplantation of a tissue-engineered human vascularized cardiac muscle.</a> Tisseng. Part A. 16 (1), 115-125 (2010).</li><li>Levenberg, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Engineering+vascularized+skeletal+muscle+tissue.">Engineering vascularized skeletal muscle tissue.</a> Nat Biotechnol. 23 (7), 879-884 (2005).</li><li>Bearzi, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PlGF-MMP9-engineered+iPS+cells+supported+on+a+PEG-fibrinogen+hydrogel+scaffold+possess+an+enhanced+capacity+to+repair+damaged+myocardium.">PlGF-MMP9-engineered iPS cells supported on a PEG-fibrinogen hydrogel scaffold possess an enhanced capacity to repair damaged myocardium.</a> Cell death &amp; disease. 5, e1053 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=SDF-1+expression+by+mesenchymal+stem+cells+results+in+trophic+support+of+cardiac+myocytes+after+myocardial+infarction.">SDF-1 expression by mesenchymal stem cells results in trophic support of cardiac myocytes after myocardial infarction.</a> FASEB J : official publication of the .Fed Am Soc Exp Biol. 21 (12), 3197-3207 (2007).</li><li>Dvir, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevascularization+of+cardiac+patch+on+the+omentum+improves+its+therapeutic+outcome.">Prevascularization of cardiac patch on the omentum improves its therapeutic outcome.</a> PNAS. 106 (35), 14990-14995 (2009).</li><li>Marsano, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+controlled+expression+of+VEGF+by+transduced+myoblasts+in+a+cardiac+patch+on+vascularization+in+a+mouse+model+of+myocardial+infarction.">The effect of controlled expression of VEGF by transduced myoblasts in a cardiac patch on vascularization in a mouse model of myocardial infarction.</a> Biomaterials. 34 (2), 393-401 (2013).</li><li>Rufaihah, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+infarct+stabilization+and+neovascularization+mediated+by+VEGF-loaded+PEGylated+fibrinogen+hydrogel+in+a+rodent+myocardial+infarction+model.">Enhanced infarct stabilization and neovascularization mediated by VEGF-loaded PEGylated fibrinogen hydrogel in a rodent myocardial infarction model.</a> Biomaterials. 34 (33), 8195-8202 (2013).</li><li>Nillesen, S. T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Increased+angiogenesis+in+acellular+scaffolds+by+combined+release+of+FGF2+and+VEGF.">Increased angiogenesis in acellular scaffolds by combined release of FGF2 and VEGF.</a> J of Contr Release. 116 (2), e88-e90 (2006).</li><li>Sekine, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+fabrication+of+functional+three-dimensional+tissues+with+perfusable+blood+vessels.">In vitro fabrication of functional three-dimensional tissues with perfusable blood vessels.</a> Nat Commun. 4, 1399 (2013).</li><li>Tee, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+engineered+cardiac+muscle+flaps+in+syngeneic+rats.">Transplantation of engineered cardiac muscle flaps in syngeneic rats.</a> Tiss eng. Part A. (19-20), 1992-1999 (2012).</li><li>Morritt, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+tissue+engineering+in+an+in+vivo+vascularized+chamber.">Cardiac tissue engineering in an in vivo vascularized chamber.</a> Circulation. 115 (3), 353-360 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Doku mühendisliği alanındaki ilerlemeler, çeşitli doku tiplerinin yeniden inşası için yedek dokular için büyüyen bir talep ile karşılandı. 1,17,18, sentetik ve biyolojik 14-16 malzeme olarak hem de üretim yöntemlerinin çeşitliliği, bu talepleri karşılamak için kapasiteleri açısından değerlendirilmiştir. Ancak, klinik bakım ve doku mühendisliği gelişmelere rağmen, tam kalınlıkta karın duvarı defektleri restorasyonu bir sorun olmaya devam etmektedir. Bu tür kitles...

Karın duvarı defektleri sıklıkla şiddetli travma, kanser tedavisi, yanık ve enfekte mesh çıkarılmasını takiben ortaya çıkar. Bu kusurlar genellikle komplike cerrahi girişimler gerektiren ve plastik rekonstrüksiyon cerrahlar 1-4 için büyük bir meydan okuma sunan, önemli doku kaybı içerir. Yapay dokular için yeni kaynaklar arayan Doku mühendisliği araştırmacılar farklı malzemeler, hücre kaynakları ve büyüme faktörleri incelemiş bulunuyoruz. Bu tür işlenmiş dokular implantasyonu ile trakea 5,6, mesane 7, kornea 8, kemik 9 ve cilt 10, çeşitli dokuların başarılı restorasyonu daha önce rapor edilmiştir. Ancak, kalın damarlı mühendislik dokusunun fabrikasyon özellikle büyük defektlerinin rekonstrüksiyonu için, doku mühendisliğinde önemli bir sorun olmaya devam etmektedir. Bir canlı doku yapısının kalınlığını sınırlayan en önemli faktörlerden biri de eksilerini oksijen kaynağı kontrolünü olantituent hücreleri. Difüzyon dayanarak zaman, kalınlığı çok ince bir tabaka bu sınırlıdır oluştururlar. , Oksijen ve in vivo besin tedarik kılcal damarların arasındaki maksimum mesafe oksijen 11,12 difüzyon sınırı ile bağlantılı olan, yaklaşık 200 mm. Yetersiz vaskülarizasyon doku iskemisi neden ve doku rezorpsiyonu veya nekroz 13 kadar varabilmektedir. Buna ek olarak, doku onarımı için kullanılan ideal malzeme, biyolojik uyumlu ve immünojenik olmayan olmalıdır. Ayrıca, biyo ev sahibi hücrelerin daha da entegrasronu ve yapısal bütünlüğünü muhafaza kapasitesine sahip olmalıdır. Çeşitli biyolojik 14-16 ve sentetik 1,17,18 matrisler önce ancak bunların kullanımı etkili kan temini, enfeksiyonlara veya yetersiz doku gücü eksikliği nedeniyle sınırlı kalmaktadır, doku rekonstrüksiyonu için araştırılmıştır. Bu çalışmada, biyolojik olarak uyumlu, hücre embGıda ve İlaç İdaresi (FDA) onaylı poli-L-laktik asit (PLLA) / laktik-ko-glikolik asit (PLGA), poli, oluşan gömülmüştür skafold çıplak farenin femoral arter ve ven (AV) damarların etrafında yerleştirildi ve Sadece AV Gemilerden damarlanmayı sağlanması, çevre dokuya ayrılmış. Bir hafta implantasyon sonrası, greft, canlı, kalın ve iyi vaskülarize oldu. AV damarları ile bu kalın vaskülarize doku, daha sonra aynı fare bir karın tam kat defekt pediküllü flep olarak aktarıldı. Bir hafta sonrası transferi, flep, canlı damarlı ve iyi karın iç organları desteklemek için yeterli gücü taşıyan, çevre doku ile entegre oldu. Böylece, otolog pedikül taşıyan mühendislik kalın, damarlı doku flep, tam kat karın duvarı defektleri onarmak için yeni bir yöntem sunuyor.

<table><tbody><tr><td>small fine straight scissors</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>spring scissors</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>15003-08</td><td></td></tr><tr><td>straight forceps with fine tip</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>serrated forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>11050-10</td><td></td></tr><tr><td>needle holder</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>12500-12</td><td></td></tr><tr><td>Small vessel cauterizer&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools (FST)</td><td>18000-00</td><td></td></tr><tr><td>Duratears</td><td>Alcon</td><td>5686</td><td></td></tr><tr><td>Sedaxylan</td><td>Euravet</td><td>DJ03</td><td></td></tr><tr><td>Clorketam 1000</td><td>Vetoquinol</td><td>4A0726B</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>vetmarket</td><td>B15100</td><td></td></tr><tr><td>4-0 silk sutures</td><td>Assut sutures</td><td>647</td><td></td></tr><tr><td>6-0 polypropylene sutures</td><td>Assut sutures</td><td>9351F</td><td></td></tr><tr><td>8-0 silk sutures</td><td>Assut sutures</td><td>684568</td><td></td></tr><tr><td>Insulin syringe (6 mm needle)</td><td>BD</td><td>324911</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 high-resolution ultrasound system</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>MS250 non-linear transducer</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromarker non-targeted contrast agent</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11694</td><td></td></tr><tr><td>tail vein catheter</td><td>VisualSonics inc.</td><td>VS-11912</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 2100 software</td><td>VisualSonics inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fluorescein isothiocyanate-conjugated dextran</td><td>Sigma</td><td>FD500S</td><td></td></tr><tr><td>Matlab</td><td>Mathworks, MA, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes</td><td>Kimtech</td><td>34120</td><td></td></tr><tr><td>antigen unmasking solution</td><td>Vector laboratories</td><td>H-3300</td><td></td></tr><tr><td>anti-CD31 antibody</td><td>Abcam&amp;nbsp;</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>biotinylated goat anti-rabbit (secondary) antibody</td><td>Vector laboratories</td><td>BA-1000</td><td></td></tr><tr><td>streptavidin-peroxidase</td><td>Jackson&amp;nbsp;</td><td>016-030-084</td><td></td></tr><tr><td>Mayer&#039;s hamatoxylin solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MHS-16</td><td></td></tr><tr><td>aminoethylcarbazole (AEC) substrate kit</td><td>Life technologies, Invitrogen&amp;nbsp;</td><td>00-2007</td><td></td></tr><tr><td>Vectamount</td><td>Vector laboratories</td><td>H-5501</td><td></td></tr></tbody></table>

engineered vascularized muscle flap

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen supply to the cell microenvironment, as passive diffusion is limited to a very thin layer. Although various materials have been described to restore the integrity of full-thickness defects of the abdominal wall, no material has yet proved to be optimal, due to low graft vascularization, tissue rejection, infection, or inadequate mechanical properties. This protocol describes a means of engineering a fully vascularized flap, with a thickness relevant for muscle tissue reconstruction. Cell-embedded poly L-lactic acid/poly lactic-co-glycolic acid constructs are implanted around the mouse femoral artery and vein and maintained in vivo for a period of one or two weeks. The vascularized graft is then transferred as a flap towards a full thickness defect made in the abdomen. This technique replaces the need for autologous tissue sacrifications and may enable the use of in vitro engineered vascularized flaps in many surgical applications.

In vivo Greft damarlanma ve perfüzyon Greftler önce eksenel flep olarak transfer bir ya da iki hafta implante edildi. Bir ve iki hafta sonrası implantasyon anda, greft alanının brüt gözlem canlı ve vaskülarize doku greft saptandı. Pozitif CD31 immün (Şekil 1A) ile tespit ve son derece perfüze FITC-dekstran kuyruk damarından enjeksiyon ve ultrason ölçümleri ile kanıtlandığı gibi, bu greftler, oldukça yüksek oranda damarlanmış kanıtladı. Bir...

Watch this Scientific Journal Video about Engineered Vascularized Muscle Flap at JoVE.com

Engineered Vascularized Muscle Flap

To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps.

Engineered Vaskülarize Muscle Flap

One of the main factors limiting the thickness of a tissue construct and its consequential viability and applicability in vivo, is the control of oxygen ...

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.2K Görüntüleme.  Kaplan Medical Center. To date, thick tissue defects are typically reconstructed by applying autologous tissue flaps or engineered tissues. In this protocol, we present a new method for engineering vascularized tissue flap bearing an autologous pedicle, to serve as a substitute to autologous flaps. 

Video: Engineered Vascularized Muscle Flap

Generation and Grafting of Tissue-engineered Vessels in a Mouse Model

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. The current protocol presents an efficient and reproducible strategy in which functional tissue engineered vessel grafts can be generated using partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) from human fibroblasts. We designed a decellularized vessel scaffold bioreactor, which closely mimics the matrix protein structure and blood flow that exists within a native vessel, for seeding of PiPSC-endothelial cells or smooth muscle cells prior to grafting into mice. This approach was demonstrated to be advantageous because immune-deficient mice engrafted with the PiPSC-derived grafts presented with markedly increased survival rate 3 weeks after surgery. This protocol represents a valuable tool for regenerative medicine, tissue engineering and potentially patient-specific cell-therapy in the near future.

Here, we present a protocol to generate tissue engineered vessel grafts that are functional for grafting into mice by double seeding partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) - derived smooth muscle cells and PiPSC - derived endothelial cells on a decellularized vessel scaffold bioreactor.

Bir Fare Modeli Doku mühendisliği Kapların Üretimi ve Tırnak

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. ...

Biyomühendislik

Engineered 3D Silk-collagen-based Model of Polarized Neural Tissue

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a deeper comprehension of the neural system scientists aim to simplistically reconstruct the tissue by assembling it in vitro from basic building blocks using a tissue engineering approach. Our group developed a tissue-engineered silk and collagen-based 3D brain-like model resembling the white and gray matter of the cortex. The model consists of silk porous sponge, which is pre-seeded with rat brain-derived neurons, immersed in soft collagen matrix. Polarized neuronal outgrowth and network formation is observed with separate axonal and cell body localization. This compartmental architecture allows for the unique development of niches mimicking native neural tissue, thus enabling research on neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell and cell-matrix interactions and electrical functions.

Insight into the complex actions of the brain requires advanced research tools. Here we demonstrate a novel silk-collagen-based 3D engineered model of neural tissue resembling brain-like architecture. The model can be used to study neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell interactions and electrical activity.

Polarize Sinir Doku Engineered 3D İpek-kolajen bazlı Modeli

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

Bir ıntrinsic Vaskülarizasyon tarafından Doku Mühendisliği<em&gt; İn Vivo</em&gt; Doku Mühendisliği Odası

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from traumatic injury, disease and various congenital, genetic and acquired conditions are quite common. Tissue engineering and regenerative medicine technologies have enormous potential to provide a therapeutic solution. However, utilization of biologically relevant animal models in combination with longitudinal assessments of pertinent functional measures are critical to the development of improved regenerative therapeutics for treatment of VML-like injuries. In that regard, a commercial muscle lever system can be used to measure length, tension, force and velocity parameters in skeletal muscle. We used this system, in conjunction with a high power, bi-phase stimulator, to measure in vivo force production in response to activation of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. We have previously used this equipment to assess the functional impact of VML injury on the tibialis anterior (TA) muscle, as well as the extent of functional recovery following treatment of the injured TA muscle with our tissue engineered muscle repair (TEMR) technology. For such studies, the left foot of an anaesthetized rat is securely anchored to a footplate linked to a servomotor, and the common peroneal nerve is stimulated by two percutaneous needle electrodes to elicit muscle contraction and dorsiflexion of the foot. The peroneal nerve stimulation-induced muscle contraction is measured over a range of stimulation frequencies (1-200 Hz), to ensure an eventual plateau in force production that allows for an accurate determination of peak tetanic force. In addition to evaluation of the extent of VML injury as well as the degree of functional recovery following treatment, this methodology can be easily applied to study diverse aspects of muscle physiology and pathophysiology. Such an approach should assist with the more rational development of improved therapeutics for muscle repair and regeneration.

Applications of In Vivo Functional Testing of the Rat Tibialis Anterior for Evaluating Tissue Engineered Skeletal Muscle Repair

We describe an in vivo protocol to measure dorsiflexion of the foot following stimulation of the peroneal nerve and contraction of the anterior crural compartment of the rat hindlimb. Such measurements are an indispensable translational tool for evaluating skeletal muscle pathology and tissue engineering approaches to muscle repair and regeneration.

Uygulamaları<em&gt; İn Vivo</em&gt; Doku değerlendirilmesi için Rat Tibialis Anterior Fonksiyonel Test İskelet Kası Onarım Engineered

Despite the regenerative capacity of skeletal muscle, permanent functional and/or cosmetic deficits (e.g., volumetric muscle loss (VML) resulting from ...

A Model of Free Tissue Transfer: The Rat Epigastric Free Flap

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects resulting from tumor extirpation, trauma, infections, malformations or burns. Free flaps are particularly useful for reconstructing highly complex anatomical regions, like those of the head and neck, the hand, the foot and the perineum. Moreover, basic and translational research in the area of free tissue transfer is of great clinical potential. Notwithstanding, surgical trainees and researchers are frequently deterred from using microsurgical models of tissue transfer, due to lack of information regarding the technical aspects involved in the operative procedures. The aim of this paper is to present the steps required to transfer a fasciocutaneous epigastric free flap to the neck in the rat.
This flap is based on the superficial epigastric artery and vein, which originates from and drain into the femoral artery and vein, respectively. On average the caliber of the superficial epigastric vein is 0.6 to 0.8 mm, contrasting with the 0.3 to 0.5 mm of the superficial epigastric artery. Histologically, the flap is a composite block of tissues, containing skin (epidermis and dermis), a layer of fat tissue (panniculus adiposus), a layer of striated muscle (panniculus carnosus), and a layer of loose areolar tissue.
Succinctly, the epigastric flap is raised on its pedicle vessels that are then anastomosed to the external jugular vein and to the carotid artery on the ventral surface of the rat's neck. According to our experience, this model guarantees the complete survival of approximately 70 to 80% of epigastric flaps transferred to the neck region. The flap can be evaluated whenever needed by visual inspection. Hence, the authors believe this is a good experimental model for microsurgical research and training.

This paper describes the steps required to raise a fasciocutaneous epigastric free flap and transfer it to the neck in the rat.

Ücretsiz Doku Transferi Modeli: Sıçan Epigastrik Serbest Flep

Free tissue transfer has been increasingly used in clinical practice since the 1970s, allowing reconstruction of complex and otherwise untreatable defects ...

Tıp

A Reliable Porcine Fascio-Cutaneous Flap Model for Vascularized Composite Allografts Bioengineering Studies

Vascularized Composite Allografts (VCA) such as hand, face, or penile transplant represents the cutting-edge treatment for devastating skin defects, failed by the first steps of the reconstructive ladder. Despite promising aesthetic and functional outcomes, the main limiting factor remains the need for a drastically applied lifelong immunosuppression and its well-known medical risks, preventing broader indications. Therefore, lifting the immune barrier in VCA is essential to tip the ethical scale and improve patients&#39; quality of life using the most advanced surgical techniques. De novo creation of a patient-specific graft is the upcoming breakthrough in reconstructive transplantation. Using tissue engineering techniques, VCAs can be freed of donor cells and customized for the recipient through perfusion-decellularization-recellularization. To develop these new technologies, a large-scale animal VCA model is necessary. Hence, swine fascio-cutaneous flaps, composed of skin, fat, fascia, and vessels, represent an ideal model for preliminary studies in VCA. Nevertheless, most VCA models described in the literature include muscle and bone. This work reports&#160;a reliable and reproducible technique for saphenous fascio-cutaneous flap harvest in swine, a practical tool for various research fields, especially vascularized composite tissue engineering.

The present protocol describes the porcine fascio-cutaneous flap model and its potential use in vascularized composite tissue research.

Vaskülarize Kompozit Allogreftler Biyomühendislik Çalışmaları için Güvenilir Bir Domuz Fasyo-Kutanöz Flap Modeli

Vascularized Composite Allografts (VCA) such as hand, face, or penile transplant represents the cutting-edge treatment for devastating skin defects, ...

Fabrication of Engineered Vascular Flaps Using 3D Printing Technologies

Engineering implantable, functional, thick tissues requires designing a hierarchical vascular network. 3D bioprinting is a technology used to create tissues by adding layer upon layer of printable biomaterials, termed bioinks, and cells in an orderly and automatic manner, which allows for creating highly intricate structures that traditional tissue engineering techniques cannot achieve. Thus, 3D bioprinting is an appealing in vitro approach to mimic the native vasculature complex structure, ranging from millimetric vessels to microvascular networks. 
Advances in 3D bioprinting in granular hydrogels enabled the high-resolution extrusion of low-viscosity extracellular matrix-based bioinks. This work presents a combined 3D bioprinting and sacrificial mold-based 3D printing approach for fabricating engineered vascularized tissue flaps. 3D bioprinting of endothelial and support cells using recombinant collagen-methacrylate bioink within a gelatin support bath is utilized for the fabrication of a self-assembled capillary network. This printed microvasculature is assembled around a mesoscale vessel-like porous scaffold, fabricated using a sacrificial 3D printed mold, and is seeded with endothelial cells. 
This assembly induces the endothelium of the mesoscale vessel to anastomose with the surrounding capillary network, establishing a hierarchical vascular network within an engineered tissue flap. The engineered flap is then directly implanted by surgical anastomosis to a rat femoral artery using a cuff technique. The described methods can be expanded for the fabrication of various vascularized tissue flaps for use in reconstruction surgery and vascularization studies.

Engineered flaps require an incorporated functional vascular network. In this protocol, we present a method of fabricating a 3D printed tissue flap containing a hierarchical vascular network and its direct microsurgical anastomoses to rat femoral artery.

3D Baskı Teknolojileri Kullanılarak Mühendislik Vasküler Flaplarının İmalatı

Engineering implantable, functional, thick tissues requires designing a hierarchical vascular network. 3D bioprinting is a technology used to create ...

Procurement and Perfusion-Decellularization of Porcine Vascularized Flaps in a Customized Perfusion Bioreactor

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction can be performed using autologous free flap transfer or vascularized composite allotransplantation (VCA), such methods also have disadvantages. Issues such as donor site morbidity and tissue availability limit autologous free flap transfer, while immunosuppression is a significant limitation of VCA. Engineered tissues in reconstructive surgery using decellularization/recellularization methods represent a possible solution. Decellularized tissues are generated using methods that remove native cellular material while preserving the underlying extracellular matrix (ECM) microarchitecture. These acellular scaffolds can then be subsequently recellularized with recipient-specific cells.
This protocol details the procurement and decellularization methods used to achieve acellular scaffolds in a pig model. In addition, it also provides a description of the perfusion bioreactor design and setup. The flaps include the porcine omentum, tensor fascia lata, and the radial forearm. Decellularization is performed via ex vivo perfusion of low concentration sodium dodecyl sulfate (SDS) detergent followed by DNase enzyme treatment and peracetic acid sterilization in a customized perfusion bioreactor.
Successful tissue decellularization is characterized by a white-opaque appearance of flaps macroscopically. Acellular flaps show the absence of nuclei on histological staining and a significant reduction in DNA content. This protocol can be used efficiently to generate decellularized soft tissue scaffolds with preserved ECM and vascular microarchitecture. Such scaffolds can be used in subsequent recellularization studies and have the potential for clinical translation in reconstructive surgery.

The protocol describes the surgical procurement and subsequent decellularization of vascularized porcine flaps by the perfusion of sodium dodecyl sulfate detergent through the flap vasculature in a customized perfusion bioreactor.

Özelleştirilmiş Perfüzyon Biyoreaktöründe Domuz Vaskülarize Fleplerinin Tedariği ve Perfüzyon-Desellülarizasyonu

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction ...

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes have been available for years in many surgical fields. We used the female (because they are easy to handle for the procedure) Yorkshire pigs for the head and neck reconstruction by harvesting the deep inferior epigastric artery perforator or the superior epigastric artery perforator flap. The anastomosis site (neck skin defect or tracheal wall defect) was prepared via the dissection of the common carotid artery and the internal jugular vein, in which 3.5&#215; loupe magnification was used for anastomosis as we use on human cases in real life. This procedure demonstrates a new training method using a reliable learning model and provides a detailed anatomy in a live scenario. We focused on the ischemia time, harvesting, vessel anastomosis, and designing the flap to fit the defect site. This model improves tissue handling and with the use of proper instruments can be repeated many times so that the surgeon is fully confident before starting the surgery on humans.

Here we present a protocol for the use of the pig superior epigastric artery perforator flap as a learning module for head and neck microvascular reconstruction.

Baş ve boyun mikrovasküler rekonstrüksiyon için bir eğitim modülü olarak domuz

Live models that resemble surgical conditions of humans are needed for training free-flap harvesting and anastomosis. Animal models for training purposes ...

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand and face transplants and, more recently, abdominal wall, uterus, and urogenital transplants. Functional outcomes have exceeded initial expectations, and most recipients enjoy an improved quality of life. However, as clinical experience accumulates, chronic rejection and complications from the immunosuppression must be addressed. In many cases where grafts have failed, the causative pathology has been ischemic vasculopathy. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">The biological mechanisms of the acute and chronic rejection associated with VCA, especially ischemic vasculopathy, are important areas of research. However, due to the very small number of VCA patients, the evaluation of proposed mechanisms is better addressed in an experimental model. Multiple groups have used animal models to address some of the relevant unsolved questions in VCA rejection and vasculopathy. Several model designs involving a variety of species are described in the literature. Here we present a reproducible model of VCA heterotopic hindlimb osteomyocutaneous flap in the rat that can be utilized for translational VCA research. This model allows for the serial evaluation of the graft, including biopsies and different imaging modalities, while maintaining a low level of morbidity.

Vascularized composite allograft offers life-altering benefits to transplant recipients, but the biological causes of graft rejection and vasculopathy remain poorly understood. The rodent surgical model presented here offers a reproducible, clinically relevant model of transplantation, allowing researchers to evaluate rejection events and potential therapeutic strategies to prevent their occurrence.

Translasyonel vaskülarize kompozit allotransplantasyon araştırmaları için Rat 'ta değiştirilmiş heterotopik Hindekstremite Osteomokutanöz Flap modeli

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

Engineered Vaskülarize Muscle Flap

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler