Name: cochlear implantation in the guinea pig
Uploaded: 2018-06-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cochlear Implantation in the Guinea Pig at JoVE.com

Os autores querem agradecer a Sandra Peiritsch para o cuidado dos animais e Noelani Peet para exclusivamente médica. O apoio financeiro do fundo de ciência austríaco (FWF subvenção P 24260-B19) e Áustria MED-EL é reconhecido com gratidão.

Todos os experimentos com animais foram aprovados pelo comitê local de bem-estar animal e o Ministério Federal austríaco de ciência, pesquisa e economia.
1. preparar o equipamento e a configuração necessária para a cirurgia
<ol><li>Posicione o microscópio cirúrgico, broca, chapa de aquecimento e pulso oxímetro para permitir a fácil e eficiente manipulação durante a cirurgia. Verificar a função dos dispositivos com base no manual do fabricante. Certifique-se de que a placa de aquecimento é definida a 38 ° C, a fim de proteger o animal de hipotermia durante a cirurgia.</li>
	<li>Vestir um capuz e uma máscara.</li>
	<li>Realize a desinfecção cirúrgica da mão. Lave as mãos meticulosamente com sabão. Seque as mãos e usar um desinfetante alcoólico para desinfectar as mãos. Coloque luvas depois que as mãos estão secas.</li>
	<li>Prepare os instrumentos cirúrgicos esterilizados e os equipamentos necessários para um implante coclear. Consulte a Tabela de materiais para os instrumentos cirúrgicos e equipamentos utilizados para implantação de CI cobaia neste protocolo.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de potencial de ação composto (CAP), preparar um aproximadamente 3.5 cm de comprimento pedaço de fio de ouro Teflon-isolados, cuidadosamente, removendo partes do isolamento de ambos os lados usando um micro fórceps (aproximadamente de uma ponta de 3 mm e 5 mm de a outra extremidade). Prepare um segundo pedaço de fio de ouro (aproximadamente 2,5 cm) com extremidades não isoladas de aproximadamente 5 mm. lugar os fios preparados em álcool ou desinfetante.</li>
</ol>2. anestesia, medicação e preparação de animais
<ol><li>Pese o animal. Nota: Animais utilizados são femininos Dunkin-Hartley cobaias albinas. O peso dos animais utilizados, que são aproximadamente 4-6 semanas de idade, varia de 300 a 400 g.</li>
	<li>Prepare a anestésicos e medicamentos necessários para a cirurgia, com base no peso do animal. Prepare 0,72 mL da mistura anestésica, consistindo de cetamina 0,06 mL (100 mg/mL), 0,18 mL medetomidina (1 mg/mL), 0,12 mL de midazolam (5 mg/mL) e 0,36 mL de fentanil (50 µ g/mL) para a cirurgia em uma cobaia de 400g. Consulte a tabela 1 para doses baseadas no peso dos anestésicos.</li>
	<li>Injete a mistura de cetamina, medetomidina, midazolam e fentanil por via subcutânea para a almofada de gordura no pescoço do animal usando uma agulha 27G. Ver tabela 1 para peso baseado doses dos anestésicos. Cobrir a gaiola e deixe o animal em um lugar calmo para 10 min antes de prosseguir.</li>
	<li>Lubrificar os olhos do animal e mantê-los lubrificados durante todo o processo. Raspe a cabeça do animal, concentrando-se na região retroauricular para permitir um acesso cirúrgico suficiente para o bulla.</li>
	<li>Posição do animal na chapa de aquecimento na posição prona e certifique-se de que o animal não está em contato direto com a chapa de aquecimento para evitar queimaduras térmicas. Coloque a sonda de oxímetro de pulso com um pé do animal. Em seguida, abra cuidadosamente a boca do animal com um laringoscópio pequeno e limpar toda a cavidade oral de alimentos baseia-se usando uma trouxa.</li>
	<li>Mantenha a boca do animal aberto com o laringoscópio. Insira cuidadosamente um tubo de estômago para o esôfago do animal e lentamente empurre-os na direção do estômago até sentir uma resistência.<ol>
<li>Monitorar o O2-saturação do animal para certificar-se de que o tubo de estômago não é na traqueia. Retire o tubo de estômago, se houver uma diminuição na saturação de O2 e tente novamente depois que o animal é completamente oxigenado.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injete uma mistura de soro fisiológico, glicose 5% e enrofloxacina a almofada de gordura no pescoço do animal usando uma agulha 23G.</li>
	<li>Use desinfetante alcoólico para desinfectar as mãos novamente. Colocar novas luvas limpas.</li>
	<li>Preparar o campo cirúrgico com a alternância de esfoliantes de povidona iodo e 70% de etanol e cobrir o animal. Uso autoadesiva drapeja ou braçadeiras de toalha para certificar-se de que somente o campo cirúrgico fica descoberto durante o procedimento.</li>
	<li>Por via subcutânea injetar 0,1 mL de solução de lidocaína a 2% para a área da incisão planejada para a anestesia local suficiente e posicionar o animal para o lado.</li>
	<li>Re-dose o animal com ¼ da dose inicial da mistura anestésica cada 30 min após a primeira injeção para manter a anestesia suficiente.</li>
</ol>3. coclear implantação
<ol><li>Executar um aproximadamente 2-3 cm incisão da pele 3-5 mm posterior ao pavilhão auricular usando um bisturi. Use o cautério bipolar quando necessárias para minimizar o sangramento. Nota: A profundidade anestésica deve ser confirmada pela falta de pedal retirada antes da primeira incisão. Este teste deve ser repetido a cada 15-20 minutos para monitorar a profundidade anestésica durante o procedimento.</li>
	<li>Corte com cuidado os músculos na área retroauricular após palpar o auditório bulla usando um bisturi 15 ou tesoura cirúrgica. Nota: Palpe o auditório bulla como uma proeminência sob os músculos.</li>
	<li>Disse os músculos desde o bulla, empurrando-os delicadamente lado usando um raspatory ou um cotonete. Use um retrator para expor toda a extensão da incisão e ter desimpedido o acesso para o bulla.</li>
	<li>Use a ponta de um bisturi 15 para perfurar um buraco o bulla. Rode cuidadosamente o bisturi até o osso é perfurado para permitir a inspeção das estruturas do ouvido médio.</li>
	<li>Ampliar o bullostomy conforme necessário para garantir que a curva basal da cóclea e o nicho da janela redonda pode ser visualizado adequadamente. Posicione a cabeça do animal em posição flexionada para ter acesso a estas estruturas. Cobrir a área da bullostomy com um pequeno pedaço de uma compressa para evitar que sangue e fluido extracelular correndo para o ouvido médio. Nota: A posição flexionada da cabeça pode obstruir as vias aéreas do animal. Portanto, a saturação de oxigênio do animal deve ser verificado com frequência.</li>
	<li>Posicione o animal em posição de bruços. Expor o vértice do animal, realizando uma incisão rectangular e removendo a pele. Dissecar o periósteo e limpar o osso de qualquer outro tipo de tecido ou sangue usando um bisturi.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, termine a preparação do fio de ouro teflon isolados de 3,5 cm, formando um pequeno gancho com um micro pinça na extremidade do fio, que tem sido não isolada de 3 mm.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, guia o fim do fio de ouro, que tem sido não isolado para 5 mm, por via subcutânea para o vértice através de um cateter venoso periférico 18g usando um micro fórceps. Use outra pinça micro com a outra mão para guiar o gancho final do fio cuidadosamente em para o ouvido médio.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, flexionar a cabeça do animal para visualizar a área de nicho de janela redonda através da bullostomy. Use a outra mão para ligar o fio de ouro para a proeminência óssea do nicho janela redonda, usando um micro fórceps.</li>
	<li>Manter uma tensão suave e o fio de ouro e fixá-la à beira cranial da bullostomy com 10-15 µ l de cola de tecido, usando uma seringa de 1 mL com agulha 27G. Evite o deslocamento de cola na orelha média. Veja a Figura 1 para uma imagem intraoperatória da área de janela redonda com o fio de ouro no local.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, conecte a extremidade não isolada do fio de ouro para o equipamento utilizado para medir o potencial auditivo e executar medidas de CAP de linha de base. Ver Honeder et al, 2016, para obter uma descrição detalhada das medidas do CAP rotineiramente realizada em nosso laboratório. 12
</li>
	<li>Posicione o animal em posição prona. 2 furos 1 mm anterior a sutura de lambda usando uma rebarba de 1 mm sem causar danos para a dura-máter. 2 parafusos de aço inoxidável 2mm do implante no crânio. Nota: Os parafusos servem como pontos de fixação para o conector do eléctrodo. Adaptar-se a distância entre os parafusos em relação ao tamanho do conector.</li>
	<li>Use um cateter venoso periférico de 18 G para guiar o eletrodo do conector para o bulla em uma camada de tecido mais próximo do crânio quanto possível.</li>
	<li>Misture o pó de cimento dental com o fluido para o pó de cimento dental, usando uma espátula de acordo com o manual do fabricante.</li>
	<li>Coloque 0,5 - 0,7 mL de cimento dental semilíquida adquirir consistência entre os parafusos, usando uma espátula. Posição do conector do eletrodo entre os parafusos.</li>
	<li>Mantenha o conector em posição até o cimento dental é endurecido. Certifique-se que os parafusos são encerrados pelo cimento para permitir a fixação estável do conector.</li>
	<li>Posição do animal para o lado. Fure cuidadosamente o cochleostomy 1 mm desde o nicho da janela redonda usando uma rebarba de diamantes de 0,5 mm a uma taxa de rotação de 5000 tiros por minuto.</li>
	<li>Insira cuidadosamente o eletrodo em que o scala tympani até uma profundidade de 4 mm. Retirar o eletrodo e repetir a inserção. Consulte a Figura 2 para o eletrodo utilizado para cobaia de implante coclear.</li>
	<li>Usando uma agulha reta, sele a área de cochleostomy com um pequeno pedaço de músculo. Corrigi o eléctrodo de craniana prestes a bullostomy com 10 µ l de cola de tecido, usando uma seringa de 1 mL com agulha 27G.</li>
	<li>Prepare o cimento dental como mencionado em 3,14. Feche com cuidado o bullostomy com cerca de 0,3 mL de cimento dental, usando uma espátula. Feche a incisão retroauricular usando 5-0 reabsorvível.</li>
	<li>Vire o animal para a posição prona.</li>
	<li>Quando as medições CAP destinam-se, pegue a borda posterior da incisão rectangular no vértice do animal usando uma pinça de tecido. Use uma tesoura com a outra mão para fazer um túnel subcutâneo de aproximadamente 2 cm de comprimento no pescoço do animal.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, implante fio ouro 2,5 cm por via subcutânea no pescoço do animal usando uma pinça. Solde a extremidade mais curta não isolada para o designado pino do conector no vértice do animal.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, solda eletrodo de nicho a janela redonda (fio de ouro) para o apropriado pino do conector no vértice do animal.</li>
	<li>Aplica uma quantidade adicional de cimento dental na parte superior do conector para cobrir totalmente os pinos isolados e o eletrodo.</li>
	<li>Quando destinam-se a medições de CAP, realiza medições no pós-operatório, de acordo com o protocolo de pesquisa.</li>
</ol>4. pós-operatório cuidados
<ol><li>Aplica atipamezole e flumazenil por via subcutânea após a cirurgia e medições para antagonizar a anestesia.</li>
	<li>Aplica solução salina fisiológica como substituição de fluido para apoiar a recuperação do animal da cirurgia.</li>
	<li>Coloca o animal sob uma lâmpada de aquecimento até que se recuperou totalmente de anestesia e começa a se mover dentro da gaiola.<ol>
<li>Evitar a hipertermia ou queimar, colocando a lâmpada de aquecimento aproximadamente 50 cm para o animal. Certifique-se que a temperatura do corpo do animal é sempre entre 37,5 ° e 39 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Verifique se o animal para sintomas de lesão vestibular como nistagmo, circulando ou capotamento. 13 , 14
</li>
	<li>Aplica a buprenorfina para analgesia duas vezes por dia para dois mais dias depois da cirurgia. Nota: Antes da primeira aplicação de buprenorfina pós-cirurgia certifique-se que o animal se recuperou completamente e tem respiração estável. Aplicação da medicação enquanto o animal ainda está sob anestesia pode conduzir a depressão respiratória.</li>
	<li>Pese o animal durante o primeiro 3 dias depois da cirurgia para detectar a perda de peso possível como marcador substituto da aflição durante este tempo. Nota: Perda de peso de cerca de 10% durante os primeiros 3 dias depois da cirurgia pode ser esperada e deve ser considerada comum. Esta perda de peso é temporária e vai se recuperar em poucos dias.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Stevens, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+and+regional+hearing+impairment+prevalence:+an+analysis+of+42+studies+in+29+countries.">Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries.</a> Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).</li><li>Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+impact+of+hearing+loss+on+the+quality+of+life+of+elderly+adults.">The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults.</a> Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).</li><li>Arnoldner, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electric+acoustic+stimulation+in+patients+with+postlingual+severe+high-frequency+hearing+loss:+clinical+experience.">Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience.</a> Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).</li><li>Kral, A., O'Donoghue, G. 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Christoph Arnoldner e Clemens Honeder são os detentores de uma bolsa de pesquisa da Áustria MED-EL. Os eletrodos utilizados nesta publicação foram fornecidos pela Áustria MED-EL. Os restantes autores não têm nada para divulgar.

O protocolo apresentado descreve como realizar implante coclear no modelo de cobaia. Este protocolo pode ser usado para avaliar diferentes intervenções por seus efeitos na audição residual e reação de corpo estranho ao eléctrodo de CI. Para obter uma alta reprodutibilidade e precisão dos experimentos, devem ser tomadas precauções diversas.
Limiares auditivos de linha de base de todas as cobaias devem ser medidos no pré-operatório, usando , por exemplo, respostas de tronco cerebral auditivo. Alguns dos porquinhos da Índia disponíveis comercialmente apresentam uma perda auditiva relevantes e, portanto, não devem ser incluídos na coorte experimental. Dependendo da duração da cirurgia e protocolo que esta avaliação pode ser realizada quer imediatamente antes da cirurgia ou alguns dias antes do implante coclear, dar o animal tempo suficiente para se recuperar da anestesia.
Ao realizar a cirurgia sob anestesia geral em um respirando espontaneamente animal, a velocidade é importante. Portanto, a meticulosa preparação antes da cirurgia é essencial, como é a escolha do protocolo anestésico. O uso de cetamina, medetomidina, midazolam e fentanil em combinação com resultados de anestesia local em uma suficiente anestesia e analgesia, enquanto ao mesmo tempo, o animal continua a respirar espontaneamente. Em comparação com o uso descrito frequentemente de ketamina e xilazina, esse regime resulta em melhor analgesia e perioperatório reduzida morbidade e mortalidade. É importante ter todos os instrumentos e medicamentos (incluindo um impulsionador dos anestésicos) prontamente disponível antes de colocar o animal para dormir.
Devido às mudanças de posição dos animais durante a cirurgia (mudando de posição prona para trás e lateralmente posição), há um risco de aspiração do estômago conteúdo em para os pulmões. Por esse motivo, o protocolo também inclui a aplicação de um tubo de estômago, que é uma maneira rápida e fácil para proteger o animal de aspiração e reduzir a mortalidade perioperatória.
Para manter a esterilidade durante o re-posicionamento, as áreas onde o animal é tocada precisa ser coberto por cortinas estéril, luvas precisam ser alteradas posteriormente ou re-posicionamento precisa ser feito por outra pessoa que não é estéril.
Ó2-monitorização de saturação é também de extrema importância durante a cirurgia. O posicionamento da cabeça necessário para visualização do promontório e nicho da janela redonda pode causar uma obstrução das vias aéreas, que podem ser facilmente tratadas quando identificado cedo o suficiente.
Normalmente, os animais perdem uma grande quantidade de fluidos corporais (por exemplo, sangue, fluido extracelular, urina) durante a cirurgia. Portanto, o protocolo de substituição de fluido introduzido neste manuscrito representa um método bem tolerado para estabilizar a hemodinâmica dos animais e apoia a sua rápida recuperação da anestesia.
Para evitar erros ao realizar medições audiometrical, recomenda-se conectar o mesmo pino do conector para um eletrodo específico durante cada cirurgia.
Uma limitação deste método é a relativamente alta variabilidade em turnos de limiar de audição pós-operatória, que muitas vezes não se correlacionam bem com a percepção do cirurgião. Mesmo que esta variabilidade nos resultados assemelha-se a situação em destinatários de CI humanas com audição residual, isso não é totalmente compreendido quais são as causas dos resultados variáveis. 16 , 17 , 18 em geral, a variabilidade diminui com o tempo e a experiência do cirurgião. É importante evitar forças excessivas ao inserir o eletrodo, que pode ser alcançado por uma velocidade lenta de inserção. Porque a inserção cuidadosa de um eletrodo de CI pode resultar em apenas perda de audição muito limitado, o protocolo apresentado descreve uma inserção repetida do eléctrodo, que faz com que um maior e mais previsível perda de audição. Esta perda de audição é mais pronunciada na área de alta frequência, entre 16 e 32 kHz. Como o trauma intracocleares depende da profundidade de inserção, a morfologia da cóclea e a abordagem (cochleostomy contra inserção de janela redonda) precisa ser levado em conta. Inserção do eléctrodo CI através da membrana da janela redonda, geralmente realizado em implante coclear da preservação audição humana, também tem sido usada no modelo de cobaia. 19 porque a membrana da janela redonda está oculto na cobaia e inserção de eletrodo através dos resultados de membrana janela redonda em um ângulo de inserção desfavorável, perfurar um cochleostomy leva a turnos de limiar de audição mais previsíveis. Este protocolo propõe o uso de um bisturi em vez de uma broca para a abertura da timpânica, porque isso resulta em uma exposição de redução de ruído da orelha a ser implantado. Uma avaliação histológica das orelhas interna abordando a reação de corpo estranho para o eletrodo, a quantidade de células ciliadas e células do gânglio espiral, bem como o trauma de estruturas como a lâmina espiral óssea e taxas de translocação de eletrodo devem ser executadas todos implantaram orelhas, como estes resultados facilitam melhor compreensão dos resultados funcionais medidos. 12 , 20

Mais de 500 milhões de pessoas no mundo sofrem de perda auditiva. 1 audição prejudicada tem sido associada a uma taxa mais elevada de depressão, baixa auto-estima e sentimentos de baixos de auto-estima, que todos levam a redução da qualidade de vida. 2 enquanto aparelhos auditivos são uma forma adequada para restaurar a função sensorial em casos de perda auditiva moderada, a modalidade de tratamento mais eficaz para pacientes que sofrem de perda auditiva profunda é o implante coclear (IC). Devido os resultados excelentes no que diz respeito a percepção de fala, critérios de candidatura para um implante coclear agora também incluem<s>s</s> pacientes que têm substancial residual audiência na região de baixa frequência, mas não beneficiam de aparelhos auditivos. 3 uma vez que estes pacientes podem uso combinado de estimulação elétrica e acústica no ouvido implantado, preservação de audição tornou-se um grande problema para os cirurgiões de CI. Durante o implante coclear, uma matriz de eletrodo é inserida a scala tympani da cóclea, onde estimula eletricamente o nervo auditivo. 4 o trauma de inserção do eléctrodo representa um risco para a audição residual e induz fibrose, o que aumenta a impedância do eléctrodo e consumo de bateria do implante. Assim, os modelos para estudar as intervenções farmacêuticas que podem reduzir a perda de audição e fibrose causada pela inserção do eléctrodo são essenciais.
A cobaia é um conveniente e apropriado modelo animal para CIs, por causa do mais fácil e mais reprodutível acesso cirúrgico à orelha interna em comparação com hamsters, ratos ou camundongos. 5 , 6 , 7 , 8 além disso, a gama de audição desta espécie é relativamente comparável ao ouvido humano. 9 espécies maiores, como gatos ou macacos, que têm sido usados para endereços específicos de investigação questões relacionadas com CIs, não representam uma escolha razoável para a maioria dos estudos de CI devido a considerações éticas e financeiras. 10 , 11
Em resumo, a cobaia é um modelo confiável e relativamente eficiente para avaliar os efeitos de intervenções farmacológicas no cenário do implante coclear.

<table><tbody><tr><td>Scale</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygen insufflator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Shaver</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sucker</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine Solution</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcohol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stomach tube&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Fr 06, Lg 80 cm</td></tr><tr><td>Surgical binocular microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.5 mm diamond burr</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mm diamond burr</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating plate</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pulse oximeter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tissue glue</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement powder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluid for dental cement powder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bipolar cautery</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze compress</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton bud</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cement mixing bowl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Teflon insulated gold wire</td><td></td><td></td><td>99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scalpel with blade No. 10</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel with blade No. 15</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mosquito forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Delicate dressing forceps 2X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Screw driver</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel screws</td><td></td><td></td><td>diameter: 1 mm</td></tr><tr><td>Retractor</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle probe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spatula</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 absorbable sutures&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle 23G</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle 27G</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medetomidine 1 mg/mL</td><td></td><td></td><td>0.36 mg/kg</td></tr><tr><td>Midazolam g mg/mL</td><td></td><td></td><td>1.2 mg/kg</td></tr><tr><td>Fentanyl 50 &amp;micro;g/mL</td><td></td><td></td><td>0.036 mg/kg</td></tr><tr><td>Ketamine 100 mg/mL</td><td></td><td></td><td>12 mg/kg</td></tr><tr><td>Lidocaine (local anesthesia)</td><td></td><td></td><td>4 mg/kg</td></tr><tr><td>Atipamezole 5 mg/mL</td><td></td><td></td><td>1 mg/kg</td></tr><tr><td>Flumazenil 0.1 mg/mL</td><td></td><td></td><td>0.1 mg/kg</td></tr><tr><td>Enrofloxacin 100 mg/mL</td><td></td><td></td><td>7 mg/kg</td></tr><tr><td>Buprenorphin&amp;nbsp; 0.3 mg/mL</td><td></td><td></td><td>0.05 mg/kg&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Physiological Saline (at body temperature)</td><td></td><td></td><td>12.5 mL/Kg (pre-surgery)</td></tr><tr><td>Glucose 5 % (preoperative, at body temperature)</td><td></td><td></td><td>12.5 mL/Kg</td></tr><tr><td>Physiological Saline (at body temperature)</td><td></td><td></td><td>25 mL/kg (post-surgery)</td></tr></tbody></table>

cochlear implantation in the guinea pig

Implantes cocleares são dispositivos altamente eficientes que podem restaurar a audição em indivíduos com perda auditiva profunda. Devido a resultados de percepção de discurso melhorado, expandiram-se critérios de candidatura ao longo das últimas décadas. Isso inclui pacientes com audição residual substancial que beneficiam da estimulação elétrica e acústica do ouvido mesmo, que faz uma questão importante de preservação de audição durante o implante coclear. Impedâncias de eletrodo e o problema relacionado do consumo de energia é outro campo de pesquisa principais, como o progresso nesta área poderia pavimentar o caminho para próteses auditivas totalmente implantáveis. Para solucionar esses problemas de uma forma sistemática, modelos animais adequados são essenciais. Portanto, o objetivo do presente protocolo é fornecer um modelo animal de implante coclear, que pode ser usado para resolver diversas questões de investigação. Devido à sua grande timpânica, que permite fácil acesso cirúrgico para o ouvido interno, bem como a sua gama de audiência que é relativamente semelhante à faixa auditiva dos humanos, a cobaia é uma espécie de comumente usada na pesquisa auditiva. Implante coclear no guinea pig é realizada através de uma abordagem retroauricular. Através do bullostomy um cochleostomy é perfurado e o eléctrodo de implante coclear é inserido a scala tympani. Então, este eletrodo pode ser usado para estimulação elétrica, determinação de impedâncias de eletrodo e a medição dos potenciais de ação compostos do nervo auditivo. Além destas aplicações, eletrodos do implante coclear podem também ser usados como dispositivos de entrega de drogas, se destina uma entrega tópica de agentes farmacêuticos para as células ou fluidos do ouvido interno.

Geralmente, feridas cirúrgicas curarem rápido e sem complicações no modelo de cobaia e os contatos para pós-operatório medidas eletrofisiológicas permanecem facilmente acessíveis no vértice do animal (Figura 3). A Figura 4 mostra a medição de pré e pós-operatório clique-CAP de um animal representativo. Inserção de eletrodo resultou em uma mudança do limite de 16 decibéis (dB) (figuras 4A e 4B). Figura 4 C ilustra os limiares de CAP frequência específica pré e pós-operatório do mesmo animal. CAP limiares são quase inalterados nas frequências baixas, Considerando que uma mudança de limiar de aproximadamente 25 a 30 dB é alcançada na área de alta frequência, começando em 8kHz.
Inserção do eléctrodo pode causar trauma no ouvido interno. Além do trauma cirúrgico agudo, a reação de corpo estranho para o eletrodo negativamente afeta o desempenho de implante coclear. A Figura 5 demonstra a cochleae de cobaias após a inserção de CI e diferentes procedimentos histológicos. Na Figura 5ao eletrodo, que é posicionado corretamente na scala tympani, foi deixado em situ, Considerando que na Figura 5B o eletrodo foi removido antes de exames histológicos. Na Figura 5A quase nenhuma reação de corpo estranho é visível, Considerando que na Figura 5B uma grande área do tímpano a scala é preenchido com tecido fibrótico. Figura 5 C retrata a fratura da lâmina espiral óssea devido à inserção de eletrodo de CI, que também causou uma perda de células do gânglio espiral neste animal. Tais fraturas podem explicar mais alto do que o esperado limiar turnos em alguns animais.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig1.jpg"> Figura 1 : Ronda a área de janela com fio de ouro no local. O asterisco marca a janela redonda, um x virar a basal da cóclea. O fio de ouro é marcado por uma flecha. Escala da barra 2 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig1large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig2.jpg"> Figura 2 : Eletrodo de implante coclear cobaia. O eletrodo com dois contatos é inserido para 4 mm. O diâmetro do eletrodo é afilado de 0,3 mm na ponta de 0,5 mm. linhas indicam 0,5 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig2large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig3.jpg"> Figura 3 : Cobaia aproximadamente duas semanas após o implante coclear. O elétrodo de CI é em situ ... e os contatos para medições eletrofisiológicos são facilmente acessíveis no vértice do animal. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig4.jpg"> Figura 4 : Limiares CAP representativo (A) Limiar de CAP clique no pré-operatório de um animal representativo. (B) Postoperative clique em limite de CAP do mesmo animal, exibindo uma mudança do limite de 16 dB. Linhas indicam 10 dB. (C) pré e pós-cirúrgico frequência específica CAP limiares. Enquanto baixas frequências são quase inalteradas, uma mudança do limiar de 25-30 dB pode ser observada na faixa de frequência de 8 a 32 kHz. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig4large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig5.jpg"> Figura 5 : Potenciais consequências locais de inserção do eléctrodo de CI. (A) Micrografia de uma curva basal de uma cóclea cobaia com o CI eletrodo in situ (#) e reação de corpo estranho mínimo apenas. A análise histológica foi realizada usando uma moagem e técnica de polimento após a incorporação de resina e coloração Giemsa. 15 Scalebar 100 µm (B) micrografia do ducto timpânicas do basal superior volta da cóclea com resposta visível do tecido, deixando um canal após a remoção do eletrodo CI (#). Scalebar 100 µm (C) menor curva basal da cóclea com lâmina espiral óssea fraturada (seta em negrito) e a resposta do tecido adjacente: (i) a perda de células do gânglio de espiral (seta) em canal (ii) fibrose do Rosenthal e osteoneogenesis no duto vestibular (●) e ( III) perda do órgão de Corti (*). Perfuração-buraco para inserção de CI (○) com osteoneogenesis adjacentes. Scalebar 500 µm. figuras 5B e 5C foram corados com hematoxilina (azul) & eosina (vermelhos). <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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Cochlear Implantation in the Guinea Pig

O objetivo do presente protocolo é fornecer um modelo animal de implante coclear, que pode ser usado para resolver uma infinidade de perguntas de pesquisa. As aplicações potenciais incluem a avaliação de intervenções farmacêuticas ou estimulação elétrica para efeitos benéficos sobre limiares auditivos ou impedâncias de eletrodo.

Implante coclear na cobaia

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception ...

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K visualizações.  Medical University of Vienna. O objetivo do presente protocolo é fornecer um modelo animal de implante coclear, que pode ser usado para resolver uma infinidade de perguntas de pesquisa. As aplicações potenciais incluem a avaliação de intervenções farmacêuticas ou estimulação elétrica para efeitos benéficos sobre limiares auditivos ou impedâncias de eletrodo.

Vídeo: Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Surgical Induction of Endolymphatic Hydrops by Obliteration of the Endolymphatic Duct

Surgical induction of endolymphatic hydrops (ELH) in the guinea pig by obliteration and obstruction of the endolymphatic duct is a well-accepted animal model of the condition and an important correlate for human Meniere's disease. In 1965, Robert Kimura and Harold Schuknecht first described an intradural approach for obstruction of the endolymphatic duct (Kimura 1965). Although effective, this technique, which requires penetration of the brain's protective covering, incurred an undesirable level of morbidity and mortality in the animal subjects. Consequently, Andrews and Bohmer developed an extradural approach, which predictably produces fewer of the complications associated with central nervous system (CNS) penetration.(Andrews and Bohmer 1989) 
The extradural approach described here first requires a midline incision in the region of the occiput to expose the underlying muscular layer. We operate only on the right side. After appropriate retraction of the overlying tissue, a horizontal incision is made into the musculature of the right occiput to expose the right temporo-occipital suture line. The bone immediately inferio-lateral the suture line (Fig 1) is then drilled with an otologic drill until the sigmoid sinus becomes visible. Medial retraction of the sigmoid sinus reveals the operculum of the endolymphatic duct, which houses the endolymphatic sac. Drilling medial to the operculum into the area of the endolymphatic sac reveals the endolymphatic duct, which is then packed with bone wax to produce obstruction and ultimately ELH. 
In the following weeks, the animal will demonstrate the progressive, fluctuating hearing loss and histologic evidence of ELH.

This video shows how to surgically obstruct the guinea pig's endolymphatic duct to produce endolymphatic hydrops.

Indução cirúrgica da hidropisia endolinfática por obliteração do ducto endolinfático

Surgical induction of endolymphatic hydrops (ELH) in the guinea pig by obliteration and obstruction of the endolymphatic duct is a well-accepted animal ...

Biologia

Cochlear Implant Surgery and Electrically-evoked Auditory Brainstem Response Recordings in C57BL/6 Mice

Cochlear implants (CIs) are neuroprosthetic devices that can provide a sense of hearing to deaf people. However, a CI cannot restore all aspects of hearing. Improvement of the implant technology is needed if CI users are to perceive music and perform in more natural environments, such as hearing out a voice with competing talkers, reflections, and other sounds. Such improvement requires experimental animals to better understand the mechanisms of electric stimulation in the cochlea and its responses in the whole auditory system. The mouse is an increasingly attractive model due to the many genetic models available. However, the limited use of this species as a CI model is mainly due to the difficulty of implanting small electrode arrays. More details about the surgical procedure are therefore of great interest to expand the use of mice in CI research.
In this report, we describe in detail the protocol for acute deafening and cochlear implantation of an electrode array in the C57BL/6 mouse strain. We demonstrate the functional efficacy of this procedure with electrically-evoked auditory brainstem response (eABR) and show examples of facial nerve stimulation. Finally, we also discuss the importance of including a deafening procedure when using a normally hearing animal. This mouse model provides a powerful opportunity to study genetic and neurobiological mechanisms that would be of relevance for CI users.

Animal models of cochlear implants can advance knowledge of the technological bases of treating permanent sensorineural hearing loss with electrical stimulation. This study presents a surgical protocol for acute deafening and cochlear implantation of an electrode array in mice as well as the functional assessment with auditory brainstem response.

Cirurgia de implante coclear e gravações de resposta eletricamente evocado auditivo do tronco encefálico em camundongos C57BL/6

Cochlear implants (CIs) are neuroprosthetic devices that can provide a sense of hearing to deaf people. However, a CI cannot restore all aspects of ...

Neurociência

Subretinal Implantation of RPE on a Carrier in Minipigs: Guidelines for Preoperative Preparations, Surgical Techniques, and Postoperative Care

Degenerative disorders of the retina (including age-related macular degeneration), which originate primarily at or within the retinal pigmented epithelial (RPE) layer, lead to a progressive disorganization of the retinal anatomy and the deterioration of visual function. The substitution of damaged RPE cells (RPEs) with in vitro cultured RPE cells using a subretinal cell carrier has shown potential for re-establishing the anatomical structure of the outer retinal layers and is, therefore, being further studied. Here, we present the principles of a surgical technique that allows for the effective subretinal transplantation of a cell carrier with cultivated RPEs into minipigs. The surgeries were performed under general anesthesia and included a standard lens-sparing three-port pars plana vitrectomy (PPV), subretinal application of a balanced salt solution (BSS), a 2.7 mm retinotomy, implantation of a nanofibrous cell carrier into the subretinal space through an additional 3.0 mm sclerotomy, fluid-air exchange (FAX), silicone oil tamponade, and closure of all the sclerotomies. This surgical approach was used in 29 surgeries (18 animals) over the past 8 years with a success rate of 93.1%. Anatomic verification of the surgical placement was carried out using in vivo fundus imaging (fundus photography and optical coherence tomography). The recommended surgical steps for the subretinal implantation of RPEs on a carrier in minipig eyes can be used in future preclinical studies using large-eye animal models.

The subretinal implantation of retinal pigmented epithelium (RPE) is one of the most promising approaches for the treatment of degenerative retinal diseases. However, the performance of preclinical studies on large-eye animal models remains challenging. This report presents guidelines for the subretinal transplantation of RPE on a cell carrier into minipigs.

Implante sub-retiniano de EPR em portador de miniporcos: diretrizes para preparos pré-operatórios, técnicas cirúrgicas e cuidados pós-operatórios

Degenerative disorders of the retina (including age-related macular degeneration), which originate primarily at or within the retinal pigmented epithelial ...

Bioengenharia

Subdural Soft Electrocorticography (ECoG) Array Implantation and Long-Term Cortical Recording in Minipigs

Neurological impairments and diseases can be diagnosed or treated using electrocorticography (ECoG) arrays. In drug-resistant epilepsy, these help delineate the epileptic region to resect. In long-term applications such as brain-computer interfaces, these epicortical electrodes are used to record the movement intention of the brain, to control the robotic limbs of paralyzed patients. However, current stiff electrode grids do not answer the need for high-resolution brain recordings and long-term biointegration. Recently, conformable electrode arrays have been proposed to achieve long-term implant stability with high performance. However, preclinical studies for these new implant technologies are needed to validate their long-term functionality and safety profile for their translation to human patients. In this context, porcine models are routinely employed in developing medical devices due to their large organ sizes and easy animal handling. However, only a few brain applications are described in the literature, mostly due to surgery limitations and integration of the implant system on a living animal.
Here, we report the method for long-term implantation (6 months) and evaluation of soft ECoG arrays in the minipig model. The study first presents the implant system, consisting of a soft microfabricated electrode array integrated with a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible polymeric transdermal port that houses instrumentation connectors for electrophysiology recordings. Then, the study describes the surgical procedure, from subdural implantation to animal recovery. We focus on the auditory cortex as an example target area where evoked potentials are induced by acoustic stimulation. We finally describe a data acquisition sequence that includes MRI of the whole brain, implant electrochemical characterization, intraoperative and freely moving electrophysiology, and immunohistochemistry staining of the extracted brains.
This model can be used to investigate the safety and function of novel design of cortical prostheses; mandatory preclinical study to envision translation to human patients.

Subdural Soft Electrocorticography ECoG Array Implantation and Long-Term Cortical Recording in Minipigs

Here, we present a method for the long-term performance and safety assessment of soft subdural electrode arrays in a minipig model, describing surgical method and tools, postoperative magnetic resonance imaging, electrophysiology of the auditory cortex, electrochemical properties of the implant, and postmortem immunochemistry.

Implante de arranjo de eletrocorticografia mole subdural (ECoG) e registro cortical de longa duração em miniporcos

Neurological impairments and diseases can be diagnosed or treated using electrocorticography (ECoG) arrays. In drug-resistant epilepsy, these help ...

A Revised Surgical Approach to Induce Endolymphatic Hydrops in the Guinea Pig

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) remain unclear. In order to adequately study the attributes of endolymphatic hydrops, such as the origins of low-frequency hearing loss, a reliable model is needed. The guinea pig is a&#160;good model because it hears in the low-frequency regions that are putatively affected by endolymphatic hydrops. Previous research has demonstrated that endolymphatic hydrops can be induced surgically via intradural or extradural approaches that involve drilling on the endolymphatic duct and sac. However, whether it was possible to create an endolymphatic hydrops model using an extradural approach that avoided dangerous drilling on the endolymphatic duct and sac was unknown. The objective of this study was to demonstrate a revised extradural approach to induce experimental endolymphatic hydrops at 30 days post-operatively by obliterating the endolymphatic sac and injuring the endolymphatic duct with a fine pick. The sample size consisted of seven guinea pigs. Functional measurements of hearing were made and temporal bones were subsequently harvested for histologic analysis. The approach had a success rate of 86% in achieving endolymphatic hydrops. The risk of cerebrospinal fluid leak was minimal. No perioperative deaths or injuries to the posterior semicircular canal occurred in the sample. The presented method demonstrates a safe and reliable way to induce endolymphatic hydrops at a relatively quick time point of 30 days. The clinical implications are that the presented method provides a reliable model to further explore the origins of low-frequency hearing loss that can be associated endolymphatic hydrops.

This article demonstrates an extradural approach to obliterate the guinea pig endolymphatic sac and injure the endolymphatic duct with a fine pick in order to induce experimental endolymphatic hydrops.

Uma abordagem cirúrgica revisada para induzir hidrops endoglicêsticos na Cobaia

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) ...

Implantation of hiPSC-derived Cardiac-muscle Patches after Myocardial Injury in a Guinea Pig Model

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss of relevant amounts of heart muscle mass can lead to the heart failure. Besides heart transplantation, there is no curative treatment option for the end-stage heart failure. In times of organ donor shortage, organ independent treatment modalities are needed. Left-ventricular assist devices are a promising therapy option, however, especially as destination therapy, limited by its side-effects like stroke, infections and bleedings. In recent years, several cardiac repair strategies including stem cell injection, cardiac progenitors or myocardial tissue engineering have been investigated. Recent improvements in cell biology allow for the differentiation of large amounts of cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells (iPSC). One of the cardiac repair strategies currently under evaluation is to transplant artificial heart tissue. Engineered heart tissue (EHT) is a three-dimensional in vitro created cardiomyocyte network, with functional properties of native heart tissue. We have created EHT-patches from hiPSC derived cardiomyocytes. Here we present a protocol for the induction of left ventricular myocardial cryoinjury in a guinea pig, followed by implantation of hiPSC derived EHT on the left ventricular wall.

Here we present a protocol for the induction of left ventricular cryoinjury followed by the implantation of a cardiac muscle patch, derived from human iPS-cell cardiomyocytes in a guinea pig model.

Implantação de Patches hiPSC-derivado do músculo cardíaco após lesão miocárdica em um modelo de cobaia

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss ...

Medicina

Pupillometry to Assess Auditory Sensation in Guinea Pigs

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the underlying anatomical and physiological pathologies of hearing loss. However, relating behavioral deficits observed in humans with hearing loss to behavioral deficits in animal models remains challenging. Here, pupillometry is proposed as a method that will enable the direct comparison of animal and human behavioral data. The method is based on a modified oddball paradigm - habituating the subject to the repeated presentation of a stimulus and intermittently presenting a deviant stimulus that varies in some parametric fashion from the repeated stimulus. The fundamental premise is that if the change between the repeated and deviant stimulus is detected by the subject, it will trigger a pupil dilation response that is larger than that elicited by the repeated stimulus. This approach is demonstrated using a vocalization categorization task in guinea pigs, an animal model widely used in auditory research, including in hearing loss studies. By presenting vocalizations from one vocalization category as standard stimuli and a second category as oddball stimuli embedded in noise at various signal-to-noise ratios, it is demonstrated that the magnitude of pupil dilation in response to the oddball category varies monotonically with the signal-to-noise ratio. Growth curve analyses can then be used to characterize the time course and statistical significance of these pupil dilation responses. In this protocol, detailed procedures for acclimating guinea pigs to the setup, conducting pupillometry, and evaluating/analyzing data are described. Although this technique is demonstrated in normal-hearing guinea pigs in this protocol, the method may be used to assess the sensory effects of various forms of hearing loss within each subject. These effects may then be correlated with concurrent electrophysiological measures and post-hoc anatomical observations.

Pupillometry, a simple and non-invasive technique, is proposed as a method to determine hearing-in-noise thresholds in normal hearing animals and animal models of various auditory pathologies.

Pupilometria para Avaliar a Sensação Auditiva em Cobaias

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the ...

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, no standard model exists for investigating the electrophysiology and histopathology in patients or animal models with a CI or for evaluating new models of electrode arrays. A large animal model with cochlea characteristics similar to those of humans may provide a research and evaluation platform for advanced and modified arrays before their use in humans. 
To this end, we established standard CI methods with Bama mini-pigs, whose inner ear anatomy is highly similar to that of humans. Arrays designed for human use were implanted into the mini pig cochlea through a round window membrane, and a surgical approach followed that was similar to that used for human CI recipients. Array insertion was followed by evoked compound action potential (ECAP) measurements to evaluate the function of the auditory nerve. This study describes the preparation of the animal, surgical steps, array insertion, and intraoperative electrophysiological measurements. 
The results indicated that the same CI used for humans could be easily implanted in mini-pigs via a standardized surgical approach and yielded similar electrophysiological outcomes as measured in human CI recipients. Mini-pigs could be a valuable animal model to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches before applying them to human beings.

Miniature pigs (mini-pigs) are an ideal large animal model for research into cochlear implants. Cochlear implantation surgery in mini-pigs can be utilized to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches in a living system similar to human beings.

O Porco em Miniatura: Um Modelo Animal de Grande Porte para Pesquisa de Implante Coclear

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...

Endoscopic Balloon Dilatation of the Eustachian Tube via the Soft Palate Approach in Miniature Pigs

The eustachian tube (ET) is one of the most complex organs in the human body, and its dysfunction may lead to a variety of diseases. In recent years, an increasing number of scholars have opted to conduct ET-related studies using large experimental animals such as miniature pigs or sheep, yielding promising results. Typically, conventional endoscopic procedures are performed through the nasal approach for large experimental animals. However, due to the elongated and narrow nasal cavity in these animals, transnasal surgeries are challenging. 
To address this issue, we explored an ET surgery approach via the soft palate. The animal was placed in a supine position. After endotracheal intubation under general anesthesia, a mouth opener was used to fully expose the upper palate. Local infiltration with diluted adrenal fluid was performed for anesthesia of the area. A sickle knife was then used to make a longitudinal soft palate incision at the junction of the soft and hard palates. After hemostasis, an endoscope was inserted into the nasopharynx cavity, allowing the visualization of the pharyngeal opening of the ET on the posterior lateral wall of the nasal cavity. 
Subsequently, a specialized pusher was used to insert a balloon into ET. The balloon was inflated, maintained at 10 bar for 2 min, and then removed. The incision in the soft palate was then sutured to ensure proper alignment. The soft palate healed well after the operation. This surgical approach is suitable for ET-related procedures in large experimental animals (e.g., miniature pigs, sheep, and dogs). The surgical procedure is simple, with a short surgical time, and wound healing is rapid. Under endoscopy, the pharyngeal opening of the ET is visible, and it is thus a good choice for procedures such as balloon dilation of the ET.

In this study, we present a protocol to explore an eustachian tube surgery approach via the soft palate in miniature pigs. The surgical procedure is simple, with short surgical time, and wound healing is rapid; it is thus a good choice for procedures such as balloon dilation of the eustachian tube.

The eustachian tube (ET) is one of the most complex organs in the human body, and its dysfunction may lead to a variety of diseases. In recent years, an ...

Explantação de membrana de janela redonda de porquinho-da-índia

Guinea Pig Round Window Membrane Explantation for Ex Vivo Studies

Efficient and minimally invasive drug delivery to the inner ear is a significant challenge. The round window membrane (RWM), being one of the few entry points to the inner ear, has become a vital focus of investigation. However, due to the complexities of isolating the RWM, our understanding of its pharmacokinetics remains limited. The RWM comprises three distinct layers: the outer epithelium, the middle connective tissue layer, and the inner epithelial layer, each potentially possessing unique delivery properties.
Current models for investigating transport across the RWM utilize in vivo animal models or ex vivo RWM models which rely on cell cultures or membrane fragments. Guinea pigs serve as a validated preclinical model for the investigation of drug pharmacokinetics within the inner ear and are an important animal model for the translational development of delivery vehicles to the cochlea. In this study, we describe an approach for explantation of a guinea pig RWM with surrounding cochlear bone for benchtop drug delivery experiments. This method allows for preservation of native RWM architecture and may provide a more realistic representation of barriers to transport than current benchtop models.

Autor em destaque: Extração da membrana da janela redonda de cobaia para facilitar a pesquisa de entrega de medicamentos no ouvido interno

This protocol outlines a method for the explantation of the round window membrane from guinea pig temporal bones, providing a valuable resource for ex vivo studies.

Explante de membrana de janela redonda de cobaia para estudos ex vivo

Efficient and minimally invasive drug delivery to the inner ear is a significant challenge. The round window membrane (RWM), being one of the few entry ...