Name: cochlear implantation in the guinea pig
Uploaded: 2018-06-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 56 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Cochlear Implantation in the Guinea Pig at JoVE.com

Die Autoren wollen Sandra Peiritsch für die Pflege der Tiere und Noelani Peet für medizinische schreiben danken. Die finanzielle Unterstützung vom österreichischen Wissenschaftsfonds (FWF Grant P 24260-B19) und MED-EL Österreich ist dankbar anerkannt.

Alle Tierversuche stimmten mit der lokalen Tierschutz-Ausschuss und dem österreichischen Bundesministerium für Wissenschaft, Forschung und Wirtschaft.
1. Vorbereiten der Ausrüstung und Einrichtung für eine Operation erforderlich
<ol><li>Positionieren Sie das Operationsmikroskop, Bohrer, Heizplatte und Puls Oximeter ermöglicht einfache und effiziente Handhabung während der Operation. Überprüfen Sie die Funktion der Geräte anhand der Bedienungsanleitung des Herstellers. Stellen Sie sicher, dass die Heizplatte bei 38 ° C eingestellt ist, um das Tier während der Operation vor Unterkühlung zu schützen.</li>
	<li>Setzen Sie auf eine Motorhaube und eine Maske.</li>
	<li>Durchführen Sie chirurgische Händedesinfektion. Waschen Sie Hände sorgfältig mit Seife. Trockene Hände und dann mit einem alkoholischen Händedesinfektionsmittel Hände zu desinfizieren. Handschuhe ziehen Sie an, nachdem die Hände trocken sind.</li>
	<li>Bereiten Sie die sterilisierten chirurgischen Instrumente und die notwendige Ausstattung für Cochlea-Implantation. Sehen Sie die Tabelle der Materialien für den chirurgischen Instrumenten und Geräten für Meerschweinchen CI Implantation in diesem Protokoll verwendet.</li>
	<li>Bei zusammengesetzten Aktionspotentials (CAP) Messungen bestimmt sind, bereiten Sie eine ca. 3,5 cm langes Stück Teflon-isolierte Golddraht durch sorgfältig entfernen von Teilen der Isolierung von beiden Enden mit einem Mikro Zangen (ca. 3 mm von einem Ende und 5 mm aus das andere Ende). Bereiten Sie einem zweiten Stück Golddraht (ca. 2,5 cm) mit abisolierten enden von ca. 5 mm. Ort der vorbereiteten Drähte in Alkohol oder Desinfektionsmittel.</li>
</ol>(2) Anästhesie, Medikamente und tierische Vorbereitung
<ol><li>Wiegen Sie das Tier. Hinweis: Tiere sind weibliche Dunkin Hartley Albino-Meerschweinchen. Das Gewicht der Tiere verwendet, die ca. 4-6 Wochen alt sind, reicht von 300 bis 400 g.</li>
	<li>Bereiten Sie die Narkosemittel und Medikamente für die Chirurgie, die bezogen auf das Gewicht des Tieres erforderlich. Bereiten Sie 0,72 mL der Narkose Mischung, bestehend aus 0,06 mL Ketamin (100 mg/mL), 0,18 mL Medetomidine (1 mg/mL), 0,12 mL Midazolam (5 mg/mL) und 0,36 mL von Fentanyl (50 µg/mL) für eine Operation auf einem 400 g Meerschweinchen. Siehe Tabelle 1 für gewichtsbezogenen Dosen von der Anästhesie.</li>
	<li>Die Mischung von Ketamin, Medetomidine, Midazolam und Fentanyl subkutan, die Fettpolster am Hals des Tieres mit einer 27 G Nadel zu injizieren. Siehe Tabelle 1 für Gewicht Dosen von der Anästhetika basiert. Decken Sie den Käfig und lassen Sie das Tier in einen ruhigen Ort für 10 Minuten, bevor Sie fortfahren.</li>
	<li>Schmieren Sie die Augen des Tieres zu, und halten sie während des gesamten Verfahrens geschmiert. Rasieren Sie den Kopf des Tieres, mit Schwerpunkt auf der retroaurikulären Region, um einen ausreichenden chirurgischen Zugang zu der Bulla zu ermöglichen.</li>
	<li>Positionieren Sie das Tier auf der Heizplatte in Bauchlage und stellen Sie sicher, dass das Tier nicht in direktem Kontakt mit der Heizplatte, um Verbrennungen zu vermeiden. Platzieren Sie die Pulsoximeter Sonde auf einem Fuß des Tieres. Dann öffnen Sie vorsichtig das Maul des Tieres mit einem kleinen Laryngoskop und sauber die gesamte Mundhöhle aus der Nahrung ruht mit einem Saugnapf.</li>
	<li>Halten Sie den Mund des Tieres mit dem Laryngoskop eröffnet. Legen Sie eine Magensonde in die Speiseröhre des Tieres, und drücken Sie es langsam in Richtung des Magens, bis ein Widerstand spürbar ist.<ol>
<li>Überwachen der O2-Sättigung des Tieres um sicherzustellen, dass die Magensonde nicht in der Luftröhre ist. Die Magensonde zu entfernen, ist eine Abnahme der O2 Sättigung und versuchen Sie es erneut, nachdem das Tier völlig Sauerstoff ist.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injizieren Sie eine Mischung aus physiologischer Kochsalzlösung, 5 % Traubenzucker und Enrofloxacin in die Fettpolster am Hals des Tieres mit einer 23 G Nadel.</li>
	<li>Verwenden Sie alkoholischen Händedesinfektionsmittel Hände erneut zu desinfizieren. Neue saubere Handschuhe anziehen.</li>
	<li>Bereiten Sie das OP-Feld mit abwechselnden Peelings von Povidon-Jod und 70 % Ethanol und decken Sie das Tier zu. Verwendung selbstklebende drapiert oder Handtuch Klemmen um sicherzustellen, dass nur das OP-Feld während des Verfahrens unbedeckt bleibt.</li>
	<li>Subkutan injizieren Sie 0,1 mL 2 % Lidocain-Lösung in den Bereich der die geplante Schnittführung für ausreichende Lokalanästhesie und positionieren Sie das Tier seitlich zu.</li>
	<li>Neu Dosieren Sie das Tier mit ¼ der ursprünglichen Dosis der Narkose Mischung alle 30 Minuten nach der ersten Injektion weiterhin ausreichende Anästhesie.</li>
</ol>(3) Cochlea-Implantation
<ol><li>Führen Sie eine etwa 2-3 cm Hautschnitt ca. 3-5 mm hinten auf die Ohrmuschel mit einem Skalpell. Verwenden Sie bipolar Cautery wenn notwendig, um Blutungen zu minimieren. Hinweis: Durch das Fehlen von Pedal Rückzug vor der erste Schnitt sollte Narkose Tiefe bestätigt werden. Dieser Test sollte alle 15-20 Minuten wiederholt werden, um die Narkose Tiefe während des Verfahrens zu überwachen.</li>
	<li>Schneiden Sie vorsichtig die Muskeln im Bereich retroaurikulärer nach dem Abtasten der auditiven Bulla mit einem 15 Skalpell oder chirurgische Scheren. Hinweis: Palpate der auditiven Bulla als eine Prominenz unter den Muskeln.</li>
	<li>Zerlegen Sie die Muskeln von der Bulla durch Drücken sie sanft zur Seite mit einem raspatoriums oder einem Wattestäbchen. Verwenden Sie einen Retraktor zu entlarven die volle Länge des Schnittes und haben Zugriff auf die Bulla ungehindert.</li>
	<li>Verwenden Sie die Spitze des 15 Skalpell, Bohren Sie ein Loch in der Bulla. Drehen Sie vorsichtig das Skalpell, bis die Knochen perforiert ist, um eine Inspektion der Mittelohr Strukturen ermöglichen.</li>
	<li>Die Bullostomy zu vergrößern, wie notwendig, um sicherzustellen, dass die basalen Ende der Cochlea und der runden Fensternische angemessen visualisiert werden. Positionieren Sie den Kopf des Tieres in einer gebeugten Position, um diese Strukturen zu gelangen. Decken Sie den Bereich der Bullostomy mit einem kleinen Stück einer Kompresse zu verhindern, dass Blut und der extrazellulären Flüssigkeit zum mittleren Ohr einfahren. Hinweis: Die gebeugte Position des Kopfes kann die Atemwege des Tieres behindern. Die Sauerstoffsättigung des Tieres muss daher häufig überprüft werden.</li>
	<li>Positionieren Sie das Tier in Bauchlage. Setzen Sie den Scheitelpunkt des Tieres durch einen rechteckigen Einschnitt und die Haut entfernen. Das Periost zerlegen und Reinigen des Knochens von jeder anderen Art von Gewebe- oder Blutproben mit einem Skalpell.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, die Vorbereitung der 3,5 cm Teflon isoliert Golddraht abschließend bilden einen kleinen Haken mit einem Mikro Zangen am Ende des Drahtes, die für 3 mm unisoliert wurde.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, führen Sie zum Jahresende Golddraht, unisoliert für 5 mm, subkutan zum Scheitel durch eine 18 G peripheren Venenkatheter mit einem Mikro Pinzette wurde. Verwenden Sie ein anderes Mikro Zange mit der anderen Hand um das hakenförmige Ende des Drahtes sorgfältig in führen zum mittleren Ohr.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, beugen Sie den Kopf des Tieres, das Gebiet von der runden Fensternische durch die Bullostomy zu visualisieren. Verwenden Sie andererseits, Golddraht, der knöchernen Vorsprung von der runden Fensternische Haken mit einem Mikro Zangen.</li>
	<li>Sanfte Spannung an den Golddraht zu erhalten und an den kranialen Rand der Bullostomy mit 10-15 µL Gewebekleber mithilfe eine 1 mL Spritze mit einer 27 G Nadel befestigen. Vermeiden Sie Verschiebung des Leims ins Mittelohr. Siehe Abbildung 1 für eine intraoperative Bild des Bereichs Rundfenster mit in-situ Golddraht.</li>
	<li>CAP Messungen bestimmt sind, schließen Sie das ungedämmte Ende der Golddraht an den Geräten zur Messung akustisch Potentials und Baseline-CAP-Messungen durchführen. Siehe Honeder Et Al., 2016, für eine detaillierte Beschreibung der CAP-Messungen in unserem Labor routinemäßig durchgeführt. 12
</li>
	<li>Positionieren Sie das Tier in Bauchlage. Bohrungen Sie 2 1 mm anterior der Lambda-Naht mit einem 1-mm-Grat ohne dass Schäden an der Dura. Implantat-2 Edelstahl-Schrauben 2mm in den Schädel. Hinweis: Die Schrauben dienen als Befestigungspunkte für den Anschluss der Elektrode. Passen Sie den Abstand zwischen den Schrauben im Verhältnis zur Größe des Steckers.</li>
	<li>Verwenden Sie einen peripheren Venenkatheter 18 G, um die Elektrode aus dem Anschluss zu Bulla in einer Gewebeschicht möglichst nahe an den Schädel wie möglich zu führen.</li>
	<li>Das dental Zement-Pulver mit Flüssigkeit für dental Zementpulver mit einem Spatel laut Handbuch des Herstellers.</li>
	<li>Platz 0,5 - 0,7 mL zähflüssig dental Zement zwischen die Schrauben mit einem Spatel. Positionieren Sie den Stecker der Elektrode zwischen den Schrauben.</li>
	<li>Halten Sie den Connector in Position, bis der dental Zement ausgehärtet wird. Stellen Sie sicher, dass die Schrauben durch den Zement, um stabile Fixierung des Steckers ermöglichen ummantelt sind.</li>
	<li>Positionieren Sie das Tier zur Seite. Bohren Sie vorsichtig die cochleostomie 1 mm von der runden Fensternische mit diamantkugel ein 0,5 mm bei einer Drehzahl von 5000 Schuss pro Minute.</li>
	<li>Legen Sie die Elektrode in die Scala-Pauke bis zu einer Tiefe von 4 mm. Abziehen der elektrodendurchmessers und wiederholen Sie das Einfügen. Siehe Abbildung 2 die Elektrode für Meerschweinchen Cochlea-Implantation verwendet.</li>
	<li>Mit einer geraden Nadel, Versiegeln der cochleostomie Bereich mit einem kleinen Stück des Muskels. Befestigen Sie die Elektrode an den kranialen Rand der Bullostomy mit 10 µL Gewebekleber mithilfe eine 1 mL Spritze mit einer Nadel 27 G.</li>
	<li>Vorbereiten des dental Zements wie in 3.14 erwähnt. Schließen Sie Bullostomy mit ca. 0,3 mL dental Zement vorsichtig mit einem Spatel. In der Nähe des retroaurikulärer Schnittes mit 5: 0 resorbierbaren Fäden.</li>
	<li>Drehen Sie das Tier in der Bauchlage.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, greifen Sie hinteren Rand des rechteckigen Einschnitt auf den Scheitelpunkt des Tieres mit einem Gewebe-Zangen. Verwenden Sie eine Schere mit der anderen Hand einen subkutanen Tunnel von ca. 2 cm Länge in den Hals des Tieres zu machen.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, Implantat-2,5 cm gold Draht subkutan in den Hals des Tieres mit einer Pinzette. Löten Sie das kürzere unisolierte Ende an den dafür vorgesehenen Pin des Steckers auf den Scheitelpunkt des Tieres.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, Löten Sie die Rundfenster Nische Elektrode (Golddraht) der entsprechende Pin des Steckers auf den Scheitelpunkt des Tieres.</li>
	<li>Beantragen Sie einen zusätzlichen Betrag von dental Zement auf der Oberseite der Connector die isolierte Pins und der Elektrode vollständig abdecken.</li>
	<li>CAP-Messungen bestimmt sind, führen Sie postoperative Messungen nach der Forschungs-Protokoll.</li>
</ol>4. postoperative Pflege
<ol><li>Atipamezol und Flumazenil subkutan nach Auftragen der Chirurgie und Messungen um die Narkose zu antagonisieren.</li>
	<li>Wenden Sie physiologische Kochsalzlösung als Fluid Substitution auf die Erholung des Tieres aus der Chirurgie zu unterstützen.</li>
	<li>Legen Sie das Tier unter einer Wärmelampe, bis es vollständig aus der Narkose erholt hat und beginnt sich zu bewegen in den Käfig.<ol>
<li>Verhindern, dass Hyperthermie oder indem man die Heizung Lampe brennen ca. 50 cm zum Tier. Stellen Sie sicher, dass die Körpertemperatur des Tieres immer zwischen 37,5 ° C und 39 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Überprüfen Sie das Tier für Symptome der vestibulären Verletzungen wie Nystagmus, Kreisen oder überrollen. 13 , 14
</li>
	<li>Buprenorphin für Analgesie zweimal täglich für zwei weitere Tage nach der Operation anwenden. Hinweis: Vor der ersten Anwendung von Buprenorphin nach der Operation stellen Sie sicher, dass das Tier sich komplett erholt hat und stabile Atmung hat. Anwendung dieser Medikamente zwar das Tier noch in Narkose kann zu Atemdepression führen.</li>
	<li>Wiegen Sie das Tier während der ersten 3 Tage nach der Operation möglich Gewichtsverlust als Surrogat-Marker für die Not in dieser Zeit zu erkennen. Hinweis: Gewichtsverlust von etwa 10 % während der ersten 3 Tage nach der Operation zu erwarten und gemeinsame betrachtet werden. Dieser Gewichtsverlust ist temporär und wird innerhalb weniger Tage erholen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Stevens, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Global+and+regional+hearing+impairment+prevalence:+an+analysis+of+42+studies+in+29+countries.">Global and regional hearing impairment prevalence: an analysis of 42 studies in 29 countries.</a> Eur J Public Health. 23 (1), 146-152 (2013).</li><li>Ciorba, A., Bianchini, C., Pelucchi, S., Pastore, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+impact+of+hearing+loss+on+the+quality+of+life+of+elderly+adults.">The impact of hearing loss on the quality of life of elderly adults.</a> Clin Interv Aging. 7, 159-163 (2012).</li><li>Arnoldner, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electric+acoustic+stimulation+in+patients+with+postlingual+severe+high-frequency+hearing+loss:+clinical+experience.">Electric acoustic stimulation in patients with postlingual severe high-frequency hearing loss: clinical experience.</a> Adv Otorhinolaryngol. 67, 116-124 (2010).</li><li>Kral, A., O'Donoghue, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Profound+deafness+in+childhood.">Profound deafness in childhood.</a> N Engl J Med. 363 (15), 1438-1450 (2010).</li><li>DeMason, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+properties+of+cochlear+implantation+in+the+gerbil+using+a+flexible+array.">Electrophysiological properties of cochlear implantation in the gerbil using a flexible array.</a> Ear Hear. 33 (4), 534-542 (2012).</li><li>Eshraghi, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+hearing+loss+in+a+rat+model+of+cochlear+implantation+trauma.">Pattern of hearing loss in a rat model of cochlear implantation trauma.</a> Otol Neurotol. 26 (3), 442-447 (2005).</li><li>Mistry, N., Nolan, L. S., Saeed, S. R., Forge, A., Taylor, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implantation+in+the+mouse+via+the+round+window:+effects+of+array+insertion.">Cochlear implantation in the mouse via the round window: effects of array insertion.</a> Hear Res. 312, 81-90 (2014).</li><li>Wysocki, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topographical+anatomy+of+the+guinea+pig+temporal+bone.">Topographical anatomy of the guinea pig temporal bone.</a> Hear Res. 199 (1-2), 103-110 (2005).</li><li>Heffner, H. E., Heffner, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hearing+ranges+of+laboratory+animals.">Hearing ranges of laboratory animals.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 46 (1), 20-22 (2007).</li><li>Van Beek-King, J. M., Bhatti, P. T., Blake, D., Crawford, J., McKinnon, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Silicone-coated+thin+film+array+cochlear+implantation+in+a+feline+model.">Silicone-coated thin film array cochlear implantation in a feline model.</a> Otol Neurotol. 35 (1), 45-49 (2014).</li><li>Marx, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cochlear+implantation+feasibility+in+rhesus+macaque+monkey:+anatomic+and+radiologic+results.">Cochlear implantation feasibility in rhesus macaque monkey: anatomic and radiologic results.</a> Otol Neurotol. 34 (7), 76-81 (2013).</li><li>Honeder, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+sustained+release+dexamethasone+hydrogels+in+hearing+preservation+cochlear+implantation.">Effects of sustained release dexamethasone hydrogels in hearing preservation cochlear implantation.</a> Hear Res. , (2016).</li><li>Ris, L., Capron, B., de Waele, C., Vidal, P. P., Godaux, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissociations+between+behavioural+recovery+and+restoration+of+vestibular+activity+in+the+unilabyrinthectomized+guinea-pig.">Dissociations between behavioural recovery and restoration of vestibular activity in the unilabyrinthectomized guinea-pig.</a> J Physiol. 500, 509-522 (1997).</li><li>Jin, Z., Mannstrom, P., Skjonsberg, A., Jarlebark, L., Ulfendahl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+function+and+cochlear+morphology+in+the+German+waltzing+guinea+pig.">Auditory function and cochlear morphology in the German waltzing guinea pig.</a> Hear Res. 219 (1-2), 74-84 (2006).</li><li>Honeder, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+intraoperatively+applied+glucocorticoid+hydrogels+on+residual+hearing+and+foreign+body+reaction+in+a+guinea+pig+model+of+cochlear+implantation.">Effects of intraoperatively applied glucocorticoid hydrogels on residual hearing and foreign body reaction in a guinea pig model of cochlear implantation.</a> Acta Otolaryngol. 135 (4), 313-319 (2015).</li><li>Moteki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+results+of+hearing+preservation+cochlear+implant+surgery+in+patients+with+residual+low+frequency+hearing.">Long-term results of hearing preservation cochlear implant surgery in patients with residual low frequency hearing.</a> Acta Otolaryngol. 137 (5), 516-521 (2017).</li><li>Eshraghi, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical,+surgical,+and+electrical+factors+impacting+residual+hearing+in+cochlear+implant+surgery.">Clinical, surgical, and electrical factors impacting residual hearing in cochlear implant surgery.</a> Acta Otolaryngol. 137 (4), 384-388 (2017).</li><li>Reiss, L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphological+correlates+of+hearing+loss+after+cochlear+implantation+and+electro-acoustic+stimulation+in+a+hearing-impaired+Guinea+pig+model.">Morphological correlates of hearing loss after cochlear implantation and electro-acoustic stimulation in a hearing-impaired Guinea pig model.</a> Hear Res. 327, 163-174 (2015).</li><li>Chang, M. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Effect+of+Systemic+Steroid+on+Hearing+Preservation+After+Cochlear+Implantation+via+Round+Window+Approach:+A+Guinea+Pig+Model.">The Effect of Systemic Steroid on Hearing Preservation After Cochlear Implantation via Round Window Approach: A Guinea Pig Model.</a> Otol Neurotol. 38 (7), 962-969 (2017).</li><li>Eshraghi, A. A., Yang, N. W., Balkany, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparative+study+of+cochlear+damage+with+three+perimodiolar+electrode+designs.">Comparative study of cochlear damage with three perimodiolar electrode designs.</a> Laryngoscope. 113 (3), 415-419 (2003).</li></ol>

Christoph Arnoldner und Clemens Honeder sind die Inhaber der ein Forschungsstipendium von MED-EL Österreich. Die in dieser Publikation verwendeten Elektroden wurden von MED-EL Österreich bereitgestellt. Die übrigen Autoren haben nichts preisgeben.

Die vorgestellte Protokoll beschreibt die Cochlea-Implantation im Meerschweinchen-Modell durchführen. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um verschiedene Interventionen auf ihre Auswirkungen auf Resthörigkeit und Fremdkörperreaktion mit der CI-Elektrode zu bewerten. Mehrere Vorkehrungen sollten getroffen werden, um eine hohe Reproduzierbarkeit und Genauigkeit der Experimente zu erreichen.
Grundlinie Anhörung Schwellenwerte für alle Meerschweinchen sollte präoperativ mit z.B. auditory Brainstem Reaktionen gemessen werden. Einige der im Handel erhältlichen Meerschweinchen weisen einen entsprechenden Hörverlust und sollte daher nicht in der experimentellen Kohorte aufgenommen werden. Abhängig von der Länge der Chirurgie und Protokoll, das diese Bewertung entweder unmittelbar vor der Operation oder ein paar Tage vor der Cochlea-Implantation durchgeführt werden kann, geben den Tieren ausreichenden Zeit wieder aus der Narkose.
Bei der Durchführung der Operation unter Vollnarkose in einem spontan atmenden Tier, Geschwindigkeit ist wichtig. Daher ist akribische Vorbereitung vor der Operation wichtig, da die Wahl des Narkose-Protokolls ist. Die Verwendung von Ketamin, Medetomidine, Midazolam und Fentanyl in Kombination mit örtlicher Betäubung führt eine ausreichende Anästhesie und Analgesie, während zur gleichen Zeit das Tier weiterhin spontan atmen. Im Vergleich zu den oft beschriebenen Einsatz von Ketamin und Xylazin, führt diese Therapie besser Analgesie und geringere Perioperative Morbidität und Mortalität. Es ist wichtig, alle Instrumente und Medikamente (einschließlich eine Booster der Anästhetika) sind leicht zugänglich, bevor man das Tier zu schlafen.
Durch Positionswechsel der Tiere während der Operation (Wechsel von Bauchlage in seitliche Position und zurück) besteht die Gefahr der Aspiration des Magens Inhalte in der Lunge. Aus diesem Grund enthält das Protokoll auch die Anwendung eine Magensonde, die ist eine schnelle und einfache Möglichkeit zum Schutz des Tieres vom streben und reduzieren die Perioperative Mortalität.
Aufrechterhaltung der Sterilität während Re-Positionierung, die Bereiche wo befindet sich das Tier berührt werden müssen von sterilen Tüchern, Handschuhe abgedeckt werden danach geändert werden müssen oder Re-Positionierung muss durch eine andere Person erfolgen, die nicht steril ist.
O2-Sättigung Überwachung ist auch von größter Wichtigkeit während der Operation. Die Positionierung des Kopfes für Visualisierung des Vorgebirges und Runde Fensternische kann dazu führen, dass eine Obstruktion der Atemwege, die leicht bearbeitet werden können, wenn früh genug erkannt.
In der Regel verlieren die Tiere eine große Menge von Körperflüssigkeiten (z.B. Blut, extra Zellflüssigkeit, Urin) während der Operation. Daher das Fluid Ersatz-Protokoll eingeführt in dieser Handschrift stellt eine gut verträgliche Methode zur Stabilisierung der Hämodynamik der Tiere dar und unterstützt ihre schnelle Genesung von Anästhesie.
Zur Vermeidung von Fehlern beim audiometrischen Messungen durchführen, empfiehlt es sich, die gleiche Pin des Steckers mit einer bestimmten Elektrode während jeder Operation verbinden.
Eine Einschränkung dieser Methode ist der relativ hohe Variabilität in der postoperativen Hörfähigkeit Schwelle Verlagerungen, die oft nicht gut mit der Chirurg Wahrnehmung korrelieren. Obwohl diese Variabilität bei den Ergebnissen die Situation im menschlichen CI-Empfänger mit Resthörigkeit ähnelt, ist es nicht vollständig verstanden was sind die Ursachen für die Variable Ergebnisse. 16 , 17 , 18 im Allgemeinen nimmt die Variabilität mit Zeit und der Erfahrung des Operateurs ab. Es ist wichtig, übermäßige Kräfte zu vermeiden, beim Einsetzen der Elektrode, die durch eine langsame Aufnahme Geschwindigkeit erreicht werden kann. Da die sorgfältige Einfügung einer CI-Elektrode nur sehr begrenzt Hörverlust, die vorgestellten Protokoll beschreibt eine wiederholte Einfügung der Elektrode, wodurch eine höhere und zuverlässigere Hörverlust führen kann. Dieser Hörverlust ist am ausgeprägtesten in der Hochfrequenz-Bereich zwischen 16 und 32 kHz. Da das Intracochlear Trauma die Einschubtiefe abhängt, müssen die Morphologie der Cochlea und dem Ansatz (cochleostomie versus Runde Fenster einfügen) berücksichtigt werden. Einfügung der CI-Elektrode durch die Rundfenster Membran, in der Regel durchgeführt in menschlichen Gehörs Erhaltung Cochlea-Implantation, hat auch im Meerschweinchen-Modell verwendet. 19 da die Membran des Runden Fensters in den Meerschweinchen und Elektrode Einfügung durch Rundfenster Membran Ergebnisse in einem ungünstigen Einfügung Winkel ausgeblendet ist, führt ein cochleostomie Bohren zu vorhersehbarer Hörfähigkeit Schwelle Verschiebungen. Dieses Protokoll schlägt die Verwendung von einem Skalpell anstelle eines Bohrers zur Eröffnung des Trommelfells Bulla, denn dadurch ergibt sich eine geringere Lärmbelastung des Ohres implantiert werden. Eine histologische Bewertung der inneren Ohren Adressierung Fremdkörperreaktion mit der Elektrode, die Höhe der Haarzellen und Spirale Ganglienzellen sowie Trauma Strukturen wie der knöchernen Spirale Lamina und Elektrode Translokation Preise sollten durchgeführt werden in allen implantiert Ohren, wie diese Ergebnisse erleichtern, besseres Verständnis für die funktionellen Ergebnisse gemessen. 12 , 20

Mehr als 500 Millionen Menschen weltweit leiden an Hörverlust. 1 beeinträchtigt Anhörung ist verbunden worden, um eine höhere Rate von Depressionen, niedriger Selbstachtung und niedriger Selbstwert, die alle zu einer verminderten Lebensqualität führen. 2 Hörgeräte eine angemessene Möglichkeit, sensorische Funktion bei moderaten Hörverlust wiederherzustellen sind, ist die wirksamste Behandlungsmethode für Patienten mit hochgradigem Hörverlust das Cochlea-Implantat (CI). Durch die hervorragende Ergebnisse in Bezug auf die Sprachwahrnehmung Kandidatur Kriterien für Cochlea-Implantation jetzt auch<s>s</s> patienen mit erheblichen Rückständen im niederfrequenten Bereich hören unter anderem profitieren nicht von Hörgeräten. 3 da diese Patienten können Verwendung kombiniert elektrische und akustische Stimulation im implantierten Ohr Restgehör hat sich ein großes Problem für CI-Chirurgen. Während der Cochlea-Implantation ist die Scala-Pauke der Cochlea, ein Elektroden-Array eingefügt wo es elektrisch den Hörnerv stimuliert. 4 die Elektrode Einfügung Trauma stellt ein Risiko für Resthörigkeit und induziert Fibrose, die Elektrode Impedanzen und Batterieverbrauch des Implantats erhöht. Modelle, pharmazeutische Interventionen zu studieren, die den Verlust der Hörfähigkeit und Fibrose verursacht durch die Einfügung der Elektrode reduzieren können sind daher unerlässlich.
Das Meerschweinchen ist eine passende und bequeme Tiermodell für GUS, wegen der einfacher und mehr reproduzierbare chirurgische Zugang zum Innenohr im Vergleich zu Gerbils, Ratten oder Mäusen. 5 , 6 , 7 , 8 im übrigen ist der Hörweite dieser Art relativ vergleichbar mit menschlichen Gehörs. 9 größere Arten wie Katzen oder Affen, die spezifische Forschungsfragen in GUS-Staaten im Zusammenhang mit Adresse verwendet wurden, repräsentieren keine vernünftige Wahl für die meisten CI-Studien aus ethischen und finanziellen Gründen. 10 , 11
Zusammenfassend lässt sich sagen ist das Meerschweinchen ein zuverlässig und relativ kostengünstige Modell zur Bewertung der Auswirkungen von pharmakologischen Interventionen im Rahmen der Cochlea-Implantation.

<table><tbody><tr><td>Scale</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oxygen insufflator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Shaver</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sucker</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Povidone Iodine Solution</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alcohol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laryngoscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stomach tube&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>Fr 06, Lg 80 cm</td></tr><tr><td>Surgical binocular microscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0.5 mm diamond burr</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 mm diamond burr</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heating plate</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pulse oximeter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tissue glue</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement powder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fluid for dental cement powder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bipolar cautery</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Gauze compress</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cotton bud</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cement mixing bowl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Teflon insulated gold wire</td><td></td><td></td><td>99.99 % gold, diameter: 0.125 mm, isolation: 0,016 mm, PTFE (Polytetrafluoroethylen)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Scalpel with blade No. 10</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel with blade No. 15</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mosquito forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tissue forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Delicate dressing forceps 2X</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micro forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Screw driver</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel screws</td><td></td><td></td><td>diameter: 1 mm</td></tr><tr><td>Retractor</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle probe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Spatula</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle holder</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5-0 absorbable sutures&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle 23G</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Needle 27G</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medetomidine 1 mg/mL</td><td></td><td></td><td>0.36 mg/kg</td></tr><tr><td>Midazolam g mg/mL</td><td></td><td></td><td>1.2 mg/kg</td></tr><tr><td>Fentanyl 50 &amp;micro;g/mL</td><td></td><td></td><td>0.036 mg/kg</td></tr><tr><td>Ketamine 100 mg/mL</td><td></td><td></td><td>12 mg/kg</td></tr><tr><td>Lidocaine (local anesthesia)</td><td></td><td></td><td>4 mg/kg</td></tr><tr><td>Atipamezole 5 mg/mL</td><td></td><td></td><td>1 mg/kg</td></tr><tr><td>Flumazenil 0.1 mg/mL</td><td></td><td></td><td>0.1 mg/kg</td></tr><tr><td>Enrofloxacin 100 mg/mL</td><td></td><td></td><td>7 mg/kg</td></tr><tr><td>Buprenorphin&amp;nbsp; 0.3 mg/mL</td><td></td><td></td><td>0.05 mg/kg&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Physiological Saline (at body temperature)</td><td></td><td></td><td>12.5 mL/Kg (pre-surgery)</td></tr><tr><td>Glucose 5 % (preoperative, at body temperature)</td><td></td><td></td><td>12.5 mL/Kg</td></tr><tr><td>Physiological Saline (at body temperature)</td><td></td><td></td><td>25 mL/kg (post-surgery)</td></tr></tbody></table>

cochlear implantation in the guinea pig

Cochlea-Implantate sind hocheffiziente, das Gehör bei Patienten mit hochgradigen Hörverlust wiederherstellen können. Aufgrund verbesserter Rede Wahrnehmung Ergebnisse wurden in den letzten Jahrzehnten Kandidatur Kriterien erweitert. Dazu gehören Patienten mit erheblichen Resthörigkeit, die von elektrischen und akustischen Stimulation des selben Ohr profitieren wodurch Restgehör während der Cochlea-Implantation ein wichtiges Thema. Elektrode Impedanzen und das damit verbundene Thema des Energieverbrauchs ist ein weiteres wichtige Forschungsgebiet, wie Fortschritte in diesem Bereich den Weg vollständig implantierbare auditorische Prothesen ebnen könnte. Um diese Probleme in einer systematischen Weise anzugehen, sind angemessene Tiermodellen unerlässlich. Ziel dieses Protokolls ist es daher, an einem Tiermodell der Cochlea-Implantation zur Verfügung zu stellen, die verwendet werden können, zu verschiedenen Forschungsfragen zu beschäftigen. Aufgrund seiner großen Trommelfells Bulla, wodurch chirurgische Anbindung an das Innenohr sowie seiner Hörweite relativ ähnlich den Hörbereich des Menschen ist das Meerschweinchen eine häufig verwendete Spezies in der auditiven Forschung. Cochlea-Implantation in das Meerschweinchen erfolgt über einen retroaurikulären Ansatz. Durch die Bullostomy wird ein cochleostomie gebohrt und die Cochlea-Implantat Elektrode wird in die Scala-Pauke eingefügt. Diese Elektrode kann dann für elektrische Stimulation, Bestimmung der Elektrode Impedanzen und die Messung der zusammengesetzten Aktionspotentiale des Hörnervs verwendet werden. Neben diesen Anwendungen können Cochlea-Implantat-Elektroden auch als Droge applikationshilfen, verwendet werden, wenn eine aktuelle Lieferung pharmazeutischer Wirkstoffe auf die Zellen oder Flüssigkeiten im Innenohr bestimmt ist.

In der Regel chirurgische Wunden heilen schnell und ohne Komplikationen in den Meerschweinchen-Modell und die Kontakte für postoperative elektrophysiologische Messungen bleiben leicht zugänglich auf dem Scheitelpunkt des Tieres (Abbildung 3). Abbildung 4 zeigt die Prä- und postoperativen Klick-CAP-Messung eines repräsentativen Tieres. Elektrode Einfügung ergab eine Verschiebung der Schwelle von 16 Dezibel (dB) (Abbildungen 4A und 4 b). Abbildung 4 C zeigt die Prä- und postoperativen frequenzspezifische CAP Schwellen des gleichen Tieres. CAP Schwellen sind nahezu unverändert bei den niedrigen Frequenzen, während eine Verschiebung der Schwelle von etwa 25 bis 30 dB ab 8 kHz im Bereich hoher Frequenz erreicht wird.
Elektrode einfügen kann dazu führen, dass Trauma an das Innenohr. Neben der akuten chirurgische Trauma wirkt Fremdkörperreaktion mit der Elektrode sich negativ auf Cochlea-Implantat-Leistung. Abbildung 5 zeigt die Cochleae von Meerschweinchen nach CI einsetzen und verschiedenen histologischen Verfahren. In Abbildung 5A der Elektrode, die in der Scala Pauke korrekt positioniert ist, wurde in Situ, gelassen, während Abbildung 5B vor der histologischen Aufarbeitung die Elektrode entfernt wurde. In Abbildung 5A ist fast keine Fremdkörperreaktion sichtbar, während in Abbildung 5B einen großen Bereich des Scala-Pauke mit fibrotische Gewebe gefüllt ist. Abbildung 5 C zeigt den Bruch der knöchernen Spirale Lamina durch CI Elektrode Einfügung, die auch einen Verlust der Spirale Ganglienzellen in diesem Tier verursacht. Solche Brüche können höher als erwarteten Schwelle Verschiebungen bei einigen Tieren erklären.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig1.jpg"> Abbildung 1 : Runde Fensterfläche mit Golddraht in-situ. Ein Sternchen markiert das runde Fenster, ein x die basale Drehen der Cochlea. Die Golddraht ist durch einen Pfeil gekennzeichnet. Skala bar-2 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig2.jpg"> Abbildung 2 : Meerschweinchen Cochlea-Implantat Elektrode. Für 4 mm wird die Elektrode mit zwei Kontakten eingefügt. Der Durchmesser der Elektrode ist konisch von 0,3 mm an der Spitze bis zu 0,5 mm. Linien zeigen die 0,5 mm. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig3.jpg"> Abbildung 3 : Meerschweinchen ca. zwei Wochen nach Cochlea-Implantation. Die CI-Elektrode ist in Situ und die Kontakte für elektrophysiologische Messungen sind leicht zugänglich auf dem Scheitelpunkt des Tieres. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig4.jpg"> Abbildung 4 : Repräsentative CAP Schwellenwerte (A) Präoperative Klick CAP Schwelle eines repräsentativen Tieres. (B) klicken Sie postoperativer CAP Schwelle des gleichen Tieres, eine Schwelle Verschiebung von 16 dB ausstellen. Linien zeigen 10 dB. (C) Prä- und postoperativen frequenzspezifische CAP Schwellen. Während niedrige Frequenzen nahezu unverändert sind, kann eine Verschiebung der Schwelle von 25-30 dB im Frequenzbereich von 8 bis 32 kHz beobachtet werden. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56829/56829fig5.jpg"> Abbildung 5 : Lokale Auswirkungen CI Elektrode einführen. (A) Schliffbild einer basalen Umdrehung ein Meerschweinchen Cochlea mit CI Elektrode in-situ (#) und nur minimale Fremdkörperreaktion. Histologische Analyse erfolgte mit Hilfe einer Schleifen und Polieren Technik nach Harz einbetten und Giemsa Färbung. 15 Maßstabsleiste 100 µm (B) Schliffbild des Trommelfells Kanals der basalen oberen Drehen der Cochlea mit sichtbaren Gewebe Reaktion verlassen einen Kanal nach Entfernung der CI-Elektrode (#). Maßstabsleiste 100 µm (C) niedrigere basale Wende der Cochlea mit gebrochenen Knochen Spirale Lamina (Fett Pfeil) und der angrenzenden Gewebe Reaktion: (i) Verlust der Spirale Ganglienzellen (Pfeil) in Rosenthals Kanal (Ii) Fibrose und Osteoneogenesis im vestibulären Kanal (●) und () (III) Verlust von Organ von Corti (*). Bohr-Loch zum Einsetzen von CI (○) mit angrenzenden Osteoneogenesis. Maßstabsleiste 500 µm. Zahlen 5 b und 5C waren mit Hämatoxylin (blau) & Eosin (rot) gefärbt. <a href="/files/ftp_upload/56829/56829fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Cochlear Implantation in the Guinea Pig at JoVE.com

Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Das Ziel dieses Protokolls ist es, einem Tiermodell der Cochlea-Implantation zur Verfügung zu stellen, die verwendet werden können, um eine Vielzahl von Fragestellungen anzugehen. Mögliche Anwendungen sind die Auswertung der pharmazeutischen Interventionen oder elektrische Stimulation für wohltuende Wirkung auf Hörfähigkeit Schwellen oder Elektrode Impedanzen.

Cochlea-Implantation in das Meerschweinchen

Cochlear implants are highly efficient devices that can restore hearing in subjects with profound hearing loss. Due to improved speech perception ...

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

11.1K Aufrufe.  Medical University of Vienna. Das Ziel dieses Protokolls ist es, einem Tiermodell der Cochlea-Implantation zur Verfügung zu stellen, die verwendet werden können, um eine Vielzahl von Fragestellungen anzugehen. Mögliche Anwendungen sind die Auswertung der pharmazeutischen Interventionen oder elektrische Stimulation für wohltuende Wirkung auf Hörfähigkeit Schwellen oder Elektrode Impedanzen.

Serie: Cochlear Implantation in the Guinea Pig

Surgical Induction of Endolymphatic Hydrops by Obliteration of the Endolymphatic Duct

Surgical induction of endolymphatic hydrops (ELH) in the guinea pig by obliteration and obstruction of the endolymphatic duct is a well-accepted animal model of the condition and an important correlate for human Meniere's disease. In 1965, Robert Kimura and Harold Schuknecht first described an intradural approach for obstruction of the endolymphatic duct (Kimura 1965). Although effective, this technique, which requires penetration of the brain's protective covering, incurred an undesirable level of morbidity and mortality in the animal subjects. Consequently, Andrews and Bohmer developed an extradural approach, which predictably produces fewer of the complications associated with central nervous system (CNS) penetration.(Andrews and Bohmer 1989) 
The extradural approach described here first requires a midline incision in the region of the occiput to expose the underlying muscular layer. We operate only on the right side. After appropriate retraction of the overlying tissue, a horizontal incision is made into the musculature of the right occiput to expose the right temporo-occipital suture line. The bone immediately inferio-lateral the suture line (Fig 1) is then drilled with an otologic drill until the sigmoid sinus becomes visible. Medial retraction of the sigmoid sinus reveals the operculum of the endolymphatic duct, which houses the endolymphatic sac. Drilling medial to the operculum into the area of the endolymphatic sac reveals the endolymphatic duct, which is then packed with bone wax to produce obstruction and ultimately ELH. 
In the following weeks, the animal will demonstrate the progressive, fluctuating hearing loss and histologic evidence of ELH.

This video shows how to surgically obstruct the guinea pig's endolymphatic duct to produce endolymphatic hydrops.

Chirurgische Induktion von Endolymphatischer Hydrops durch Obliteration des Ductus endolymphaticus

Surgical induction of endolymphatic hydrops (ELH) in the guinea pig by obliteration and obstruction of the endolymphatic duct is a well-accepted animal ...

Forschung

Biologie

Cochlear Implant Surgery and Electrically-evoked Auditory Brainstem Response Recordings in C57BL/6 Mice

Cochlear implants (CIs) are neuroprosthetic devices that can provide a sense of hearing to deaf people. However, a CI cannot restore all aspects of hearing. Improvement of the implant technology is needed if CI users are to perceive music and perform in more natural environments, such as hearing out a voice with competing talkers, reflections, and other sounds. Such improvement requires experimental animals to better understand the mechanisms of electric stimulation in the cochlea and its responses in the whole auditory system. The mouse is an increasingly attractive model due to the many genetic models available. However, the limited use of this species as a CI model is mainly due to the difficulty of implanting small electrode arrays. More details about the surgical procedure are therefore of great interest to expand the use of mice in CI research.
In this report, we describe in detail the protocol for acute deafening and cochlear implantation of an electrode array in the C57BL/6 mouse strain. We demonstrate the functional efficacy of this procedure with electrically-evoked auditory brainstem response (eABR) and show examples of facial nerve stimulation. Finally, we also discuss the importance of including a deafening procedure when using a normally hearing animal. This mouse model provides a powerful opportunity to study genetic and neurobiological mechanisms that would be of relevance for CI users.

Animal models of cochlear implants can advance knowledge of the technological bases of treating permanent sensorineural hearing loss with electrical stimulation. This study presents a surgical protocol for acute deafening and cochlear implantation of an electrode array in mice as well as the functional assessment with auditory brainstem response.

Cochlea-Implantat-Chirurgie und elektrisch evozierten Auditory Brainstem Response Aufnahmen bei C57BL/6 Mäusen

Cochlear implants (CIs) are neuroprosthetic devices that can provide a sense of hearing to deaf people. However, a CI cannot restore all aspects of ...

Neurowissenschaften

Subretinal Implantation of RPE on a Carrier in Minipigs: Guidelines for Preoperative Preparations, Surgical Techniques, and Postoperative Care

Degenerative disorders of the retina (including age-related macular degeneration), which originate primarily at or within the retinal pigmented epithelial (RPE) layer, lead to a progressive disorganization of the retinal anatomy and the deterioration of visual function. The substitution of damaged RPE cells (RPEs) with in vitro cultured RPE cells using a subretinal cell carrier has shown potential for re-establishing the anatomical structure of the outer retinal layers and is, therefore, being further studied. Here, we present the principles of a surgical technique that allows for the effective subretinal transplantation of a cell carrier with cultivated RPEs into minipigs. The surgeries were performed under general anesthesia and included a standard lens-sparing three-port pars plana vitrectomy (PPV), subretinal application of a balanced salt solution (BSS), a 2.7 mm retinotomy, implantation of a nanofibrous cell carrier into the subretinal space through an additional 3.0 mm sclerotomy, fluid-air exchange (FAX), silicone oil tamponade, and closure of all the sclerotomies. This surgical approach was used in 29 surgeries (18 animals) over the past 8 years with a success rate of 93.1%. Anatomic verification of the surgical placement was carried out using in vivo fundus imaging (fundus photography and optical coherence tomography). The recommended surgical steps for the subretinal implantation of RPEs on a carrier in minipig eyes can be used in future preclinical studies using large-eye animal models.

The subretinal implantation of retinal pigmented epithelium (RPE) is one of the most promising approaches for the treatment of degenerative retinal diseases. However, the performance of preclinical studies on large-eye animal models remains challenging. This report presents guidelines for the subretinal transplantation of RPE on a cell carrier into minipigs.

Subretinale Implantation von RPE auf einem Träger bei Minipigs: Leitlinien für präoperative Vorbereitungen, Operationstechniken und postoperative Versorgung

Degenerative disorders of the retina (including age-related macular degeneration), which originate primarily at or within the retinal pigmented epithelial ...

Biotechnik

Subdural Soft Electrocorticography (ECoG) Array Implantation and Long-Term Cortical Recording in Minipigs

Neurological impairments and diseases can be diagnosed or treated using electrocorticography (ECoG) arrays. In drug-resistant epilepsy, these help delineate the epileptic region to resect. In long-term applications such as brain-computer interfaces, these epicortical electrodes are used to record the movement intention of the brain, to control the robotic limbs of paralyzed patients. However, current stiff electrode grids do not answer the need for high-resolution brain recordings and long-term biointegration. Recently, conformable electrode arrays have been proposed to achieve long-term implant stability with high performance. However, preclinical studies for these new implant technologies are needed to validate their long-term functionality and safety profile for their translation to human patients. In this context, porcine models are routinely employed in developing medical devices due to their large organ sizes and easy animal handling. However, only a few brain applications are described in the literature, mostly due to surgery limitations and integration of the implant system on a living animal.
Here, we report the method for long-term implantation (6 months) and evaluation of soft ECoG arrays in the minipig model. The study first presents the implant system, consisting of a soft microfabricated electrode array integrated with a magnetic resonance imaging (MRI)-compatible polymeric transdermal port that houses instrumentation connectors for electrophysiology recordings. Then, the study describes the surgical procedure, from subdural implantation to animal recovery. We focus on the auditory cortex as an example target area where evoked potentials are induced by acoustic stimulation. We finally describe a data acquisition sequence that includes MRI of the whole brain, implant electrochemical characterization, intraoperative and freely moving electrophysiology, and immunohistochemistry staining of the extracted brains.
This model can be used to investigate the safety and function of novel design of cortical prostheses; mandatory preclinical study to envision translation to human patients.

Subdural Soft Electrocorticography ECoG Array Implantation and Long-Term Cortical Recording in Minipigs

Here, we present a method for the long-term performance and safety assessment of soft subdural electrode arrays in a minipig model, describing surgical method and tools, postoperative magnetic resonance imaging, electrophysiology of the auditory cortex, electrochemical properties of the implant, and postmortem immunochemistry.

Subdurale weiche Elektrokortikographie (ECoG) Array-Implantation und Langzeit-Kortikalableitung bei Minischweinen

Neurological impairments and diseases can be diagnosed or treated using electrocorticography (ECoG) arrays. In drug-resistant epilepsy, these help ...

A Revised Surgical Approach to Induce Endolymphatic Hydrops in the Guinea Pig

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) remain unclear. In order to adequately study the attributes of endolymphatic hydrops, such as the origins of low-frequency hearing loss, a reliable model is needed. The guinea pig is a&#160;good model because it hears in the low-frequency regions that are putatively affected by endolymphatic hydrops. Previous research has demonstrated that endolymphatic hydrops can be induced surgically via intradural or extradural approaches that involve drilling on the endolymphatic duct and sac. However, whether it was possible to create an endolymphatic hydrops model using an extradural approach that avoided dangerous drilling on the endolymphatic duct and sac was unknown. The objective of this study was to demonstrate a revised extradural approach to induce experimental endolymphatic hydrops at 30 days post-operatively by obliterating the endolymphatic sac and injuring the endolymphatic duct with a fine pick. The sample size consisted of seven guinea pigs. Functional measurements of hearing were made and temporal bones were subsequently harvested for histologic analysis. The approach had a success rate of 86% in achieving endolymphatic hydrops. The risk of cerebrospinal fluid leak was minimal. No perioperative deaths or injuries to the posterior semicircular canal occurred in the sample. The presented method demonstrates a safe and reliable way to induce endolymphatic hydrops at a relatively quick time point of 30 days. The clinical implications are that the presented method provides a reliable model to further explore the origins of low-frequency hearing loss that can be associated endolymphatic hydrops.

This article demonstrates an extradural approach to obliterate the guinea pig endolymphatic sac and injure the endolymphatic duct with a fine pick in order to induce experimental endolymphatic hydrops.

Ein überarbeiteter chirurgischer Ansatz zur Induzieren von endolymphatischen Hydrops im Meerschweinchen

Endolymphatic hydrops is an enlargement of scala media that is most often associated with Meniere&#39;s disease, though the pathophysiologic mechanism(s) ...

Implantation of hiPSC-derived Cardiac-muscle Patches after Myocardial Injury in a Guinea Pig Model

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss of relevant amounts of heart muscle mass can lead to the heart failure. Besides heart transplantation, there is no curative treatment option for the end-stage heart failure. In times of organ donor shortage, organ independent treatment modalities are needed. Left-ventricular assist devices are a promising therapy option, however, especially as destination therapy, limited by its side-effects like stroke, infections and bleedings. In recent years, several cardiac repair strategies including stem cell injection, cardiac progenitors or myocardial tissue engineering have been investigated. Recent improvements in cell biology allow for the differentiation of large amounts of cardiomyocytes derived from human induced pluripotent stem cells (iPSC). One of the cardiac repair strategies currently under evaluation is to transplant artificial heart tissue. Engineered heart tissue (EHT) is a three-dimensional in vitro created cardiomyocyte network, with functional properties of native heart tissue. We have created EHT-patches from hiPSC derived cardiomyocytes. Here we present a protocol for the induction of left ventricular myocardial cryoinjury in a guinea pig, followed by implantation of hiPSC derived EHT on the left ventricular wall.

Here we present a protocol for the induction of left ventricular cryoinjury followed by the implantation of a cardiac muscle patch, derived from human iPS-cell cardiomyocytes in a guinea pig model.

Implantation von HiPSC abgeleitete Herzmuskel Patches nach Myokard-Schädigung in einem Meerschweinchen-Modell

Due to the limited regeneration capacity of the heart in adult mammals, myocardial infarction results in an irreversible loss of cardiomyocytes. This loss ...

Medizin

Pupillometry to Assess Auditory Sensation in Guinea Pigs

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the underlying anatomical and physiological pathologies of hearing loss. However, relating behavioral deficits observed in humans with hearing loss to behavioral deficits in animal models remains challenging. Here, pupillometry is proposed as a method that will enable the direct comparison of animal and human behavioral data. The method is based on a modified oddball paradigm - habituating the subject to the repeated presentation of a stimulus and intermittently presenting a deviant stimulus that varies in some parametric fashion from the repeated stimulus. The fundamental premise is that if the change between the repeated and deviant stimulus is detected by the subject, it will trigger a pupil dilation response that is larger than that elicited by the repeated stimulus. This approach is demonstrated using a vocalization categorization task in guinea pigs, an animal model widely used in auditory research, including in hearing loss studies. By presenting vocalizations from one vocalization category as standard stimuli and a second category as oddball stimuli embedded in noise at various signal-to-noise ratios, it is demonstrated that the magnitude of pupil dilation in response to the oddball category varies monotonically with the signal-to-noise ratio. Growth curve analyses can then be used to characterize the time course and statistical significance of these pupil dilation responses. In this protocol, detailed procedures for acclimating guinea pigs to the setup, conducting pupillometry, and evaluating/analyzing data are described. Although this technique is demonstrated in normal-hearing guinea pigs in this protocol, the method may be used to assess the sensory effects of various forms of hearing loss within each subject. These effects may then be correlated with concurrent electrophysiological measures and post-hoc anatomical observations.

Pupillometry, a simple and non-invasive technique, is proposed as a method to determine hearing-in-noise thresholds in normal hearing animals and animal models of various auditory pathologies.

Pupillometrie zur Beurteilung des Hörempfindens bei Meerschweinchen

Noise exposure is a leading cause of sensorineural hearing loss. Animal models of noise-induced hearing loss have generated mechanistic insight into the ...

The Miniature Pig: A Large Animal Model for Cochlear Implant Research

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, no standard model exists for investigating the electrophysiology and histopathology in patients or animal models with a CI or for evaluating new models of electrode arrays. A large animal model with cochlea characteristics similar to those of humans may provide a research and evaluation platform for advanced and modified arrays before their use in humans. 
To this end, we established standard CI methods with Bama mini-pigs, whose inner ear anatomy is highly similar to that of humans. Arrays designed for human use were implanted into the mini pig cochlea through a round window membrane, and a surgical approach followed that was similar to that used for human CI recipients. Array insertion was followed by evoked compound action potential (ECAP) measurements to evaluate the function of the auditory nerve. This study describes the preparation of the animal, surgical steps, array insertion, and intraoperative electrophysiological measurements. 
The results indicated that the same CI used for humans could be easily implanted in mini-pigs via a standardized surgical approach and yielded similar electrophysiological outcomes as measured in human CI recipients. Mini-pigs could be a valuable animal model to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches before applying them to human beings.

Miniature pigs (mini-pigs) are an ideal large animal model for research into cochlear implants. Cochlear implantation surgery in mini-pigs can be utilized to provide initial evidence of the safety and potential performance of novel electrode arrays and surgical approaches in a living system similar to human beings.

Das Miniaturschwein: Ein Großtiermodell für die Cochlea-Implantat-Forschung

Cochlear implants (CI) are the most effective method to treat people with severe-to-profound sensorineural hearing loss. Although CIs are used worldwide, ...

Endoscopic Balloon Dilatation of the Eustachian Tube via the Soft Palate Approach in Miniature Pigs

The eustachian tube (ET) is one of the most complex organs in the human body, and its dysfunction may lead to a variety of diseases. In recent years, an increasing number of scholars have opted to conduct ET-related studies using large experimental animals such as miniature pigs or sheep, yielding promising results. Typically, conventional endoscopic procedures are performed through the nasal approach for large experimental animals. However, due to the elongated and narrow nasal cavity in these animals, transnasal surgeries are challenging. 
To address this issue, we explored an ET surgery approach via the soft palate. The animal was placed in a supine position. After endotracheal intubation under general anesthesia, a mouth opener was used to fully expose the upper palate. Local infiltration with diluted adrenal fluid was performed for anesthesia of the area. A sickle knife was then used to make a longitudinal soft palate incision at the junction of the soft and hard palates. After hemostasis, an endoscope was inserted into the nasopharynx cavity, allowing the visualization of the pharyngeal opening of the ET on the posterior lateral wall of the nasal cavity. 
Subsequently, a specialized pusher was used to insert a balloon into ET. The balloon was inflated, maintained at 10 bar for 2 min, and then removed. The incision in the soft palate was then sutured to ensure proper alignment. The soft palate healed well after the operation. This surgical approach is suitable for ET-related procedures in large experimental animals (e.g., miniature pigs, sheep, and dogs). The surgical procedure is simple, with a short surgical time, and wound healing is rapid. Under endoscopy, the pharyngeal opening of the ET is visible, and it is thus a good choice for procedures such as balloon dilation of the ET.

In this study, we present a protocol to explore an eustachian tube surgery approach via the soft palate in miniature pigs. The surgical procedure is simple, with short surgical time, and wound healing is rapid; it is thus a good choice for procedures such as balloon dilation of the eustachian tube.

The eustachian tube (ET) is one of the most complex organs in the human body, and its dysfunction may lead to a variety of diseases. In recent years, an ...

Meerschweinchen-Membran-Explantation mit rundem Fenster

Guinea Pig Round Window Membrane Explantation for Ex Vivo Studies

Efficient and minimally invasive drug delivery to the inner ear is a significant challenge. The round window membrane (RWM), being one of the few entry points to the inner ear, has become a vital focus of investigation. However, due to the complexities of isolating the RWM, our understanding of its pharmacokinetics remains limited. The RWM comprises three distinct layers: the outer epithelium, the middle connective tissue layer, and the inner epithelial layer, each potentially possessing unique delivery properties.
Current models for investigating transport across the RWM utilize in vivo animal models or ex vivo RWM models which rely on cell cultures or membrane fragments. Guinea pigs serve as a validated preclinical model for the investigation of drug pharmacokinetics within the inner ear and are an important animal model for the translational development of delivery vehicles to the cochlea. In this study, we describe an approach for explantation of a guinea pig RWM with surrounding cochlear bone for benchtop drug delivery experiments. This method allows for preservation of native RWM architecture and may provide a more realistic representation of barriers to transport than current benchtop models.

Autor im Rampenlicht: Extraktion einer Meerschweinchen-Rundfenstermembran zur Erleichterung der Forschung zur Verabreichung von Medikamenten im Innenohr

This protocol outlines a method for the explantation of the round window membrane from guinea pig temporal bones, providing a valuable resource for ex vivo studies.

Meerschweinchen-Rundfenstermembran-Explantation für Ex-vivo-Studien

Efficient and minimally invasive drug delivery to the inner ear is a significant challenge. The round window membrane (RWM), being one of the few entry ...