저자는 Linnea 탄 및 다이아나 Rydholm 축산에 대 한 감사합니다.

BALB/c 마우스 새끼 어느 섹스의 Ophthalmologic 및 비전 연구, 동물의 사용에 대 한 진술에 따라 사용 되었다 그리고 프로토콜 윤리적인 동물 연구에 대 한 스톡홀름의 위원회에 의해 승인 했다. 쥐 새끼, 12 h 주/야 주기, 음식 및 물, 간호 어머니 함께 되었고 매일 모니터링.
참고: 수술 절차에 대 한 마우스와 휘발성 isoflurane 마 취 유지 했다. 눈 연 고는 치료와 사용 되는 물질을 방해할 수도 눈 절차 동안 낙 심. 필요한 경우, 드라이 눈을 방지 하기 위해 살 균 정상적인 염 분 솔루션의 드롭 적용할 수 있습니다. 포도 구멍은 자가 치유, 치료 수술 도구와 무 균을 보장 하기 위해 포도 구멍 동안 찍은. 수술 후 치료는 피하, 정상적인 염 분 솔루션 수 분을 포함 그리고 tetracaine 염 산 염의 눈 국 소 관리와 진통. 새끼는 생리대에 sternal recumbency 간호 어머니의 깨끗 한 감 금 소에 게 반환 하기 전에 복구 허용 되었다. 새끼는 스트레스를 피하기 위해 같은 간호 어머니와 함께 유지 했다.
1입니다. 마 취
<ol><li>마 취 유도 챔버 하 isoflurane 마 취 관리도 결합 하는 작은 마우스 마스크를 준비 합니다. 참고: 모든 적용 가능한 윤리 허가와 모든 동물 실험을 수행 합니다.</li>
	<li>대기 공기에 3-4% 휘발성 isoflurane와 유도 챔버를 프리 필. 참고: 다른 마 취 물질 isoflurane 보다 다른 사용할 수 있습니다, 윤리 허가 따라. 휘발성 마 취 절차 통풍이 벤치 또는 연기 후드에서 수행 되어야 합니다.</li>
	<li>산 후 (P) 12.5-하루-옛 BALB/c 마우스 강아지 유도 챔버에 배치 합니다. 마 취 장치 isoflurane 유도 약 실에 제공할 준비가 되는지 확인 합니다. 참고: 마우스 강아지는 허약 하 고 최고의 아저씨에 의해 처리. 담가 또는 스트레스를 피하기 위해 간호 어머니와 새끼를 함께 유지.</li>
	<li>완벽 하 게 취 수를 강아지를 수 있습니다.</li>
	<li>부드럽게, 아저씨에 의해 마우스 강아지를 선택 합니다. 참고: 계속 유도 약 실 폐쇄에 항상 안전 하 고 안정적인 유도.</li>
	<li>설치류 마스크를 마우스를 전송 합니다. 마우스를 이동할 때 마스크 유도 실에서 마 취 흐름 전환 되었는지 확인 합니다.</li>
	<li>마 취를 확인 하는 발가락 핀치를 수행 합니다.</li>
</ol>2. 펑크 외과 Stereoscope 아래 절차
<ol><li>측면 recumbency 위치에 마우스를 놓습니다. 마스크는 물론 마우스 눈은는 stereoscope의 보기의 필드에 위치를 확인 합니다.</li>
	<li>그래서 눈은 stereoscope 쪽으로 향하도록 부드럽게 마우스 머리를 회전 합니다. 참고: 눈의 명확한 포커스는 stereoscope 아래 달성 되어야. 포지셔닝에 대 한 16 X의 확대는 권장, 40 X 수술 절차를 수행 하려면 사용 해야 합니다. 윤리적 허가 허용, 수염의 끝을 트리밍 눈의 시각화 용이 하 게 수 있습니다.</li>
	<li>등 쪽과 복 부 눈에 눈 꺼 풀에 하향 압력을 적용 하 여 강아지의 눈을 내 다 신중 하 게 작은 연결 집게를 사용 하 여.</li>
	<li>작은 집게로 강아지의 눈 뚜껑의 부드러운 하지만 회사 보류를 유지. 참고:이 좋습니다 눈 돌출을 수행 하 여 비 지배적인 손을 가진 잡고 뚜껑으로 지배적인 손에 빵 꾸 절차를 수행 해야 합니다.</li>
	<li>stereoscope를 사용 하 여 각 막 limbus를 찾습니다. 흰둥이 BALB/c limbus 원형 혈관 총 각 막에 후부에 의해 쉽게 식별할 수 있습니다.</li>
	<li>0.25 m m 직경 (30 G) 경사진된 바늘으로는 uvea의 후부 limbal 제한 근처 작은 포도 펑크를 수행 합니다. 만, 바늘의 팁을 사용 하 고 더 이상 절반 경사 (0.5 m m에 해당), 펑크는 uvea. 제대로 실행 하는 경우 포도 구멍 자체 씰링, 아직 연구 물질의 안 구내 주사 같은 찔린 상처를 통해 관리 될 수 있습니다. 참고: 마우스 안구 해부학과 경험, 포도 빵 꾸 ciliary 바디와 ora 참나무 사이의 실행 됩니다. 해야 합니다 주의 포도 빵 꾸를 수행 하는 동안 렌즈 파열을 피하기 위해.</li>
	<li>첫 번째 펑크 사이트에서 눈의 반대 사이트에 두 번째 포도 빵 꾸를 수행 합니다. 거리와 자국;의 위치를 최적화 가능한 지 되 고 12 시와 6 시 자국, 12 고려 합니다.</li>
	<li>포도 빵 꾸 절차 P24.5까지 4 일 마다 반복 합니다. 모든 연속 포도 펑크 전에 포도 빵 꾸, 또는 명백한 저하 눈 압력 동안 렌즈의 손상으로 인해 외상 성 백 내장의 존재에 특히 주의 지불 하는 동물 상태를 모니터링 합니다. 최적의 효과 대 한 이전 구멍으로 동일한 위치에서 반복 구멍을 실행에 대 한 목표.</li>
</ol>3. 비 침 투 적인 Vivo에서 모니터링
<ol><li>펑크 또는 각 실험 날 주사 전에 위에서 수행 마우스를 anesthetize.</li>
	<li>측면 recumbency 위치에 마우스와 함께 부드럽게 눈을 내 다.</li>
	<li>수술 stereoscope 아이리스 맥 관 구조에 초점.</li>
	<li>수술 stereoscope 장착 카메라와 함께 아이리스 맥 관 구조의 사진을 찍을. 참고: 필요 하지 않은 감수 분열을 유도 수 있지만 동물 당 홍 채 영역을 정상화 하는 데 도움이. 감수 분열 유도 에이전트를 선택할 때 윤리적인 허가 고려 하십시오. 아이리스 맥 관 구조의 주의 집중은 더 정량 분석을 촉진 한다. 40 X의 것이 좋습니다.</li>
</ol>4. 수술 치료
<ol><li>설치류 마스크에서 BALB/c 강아지를 제거 하 고 부드럽게 외과 매트와 겹쳐 난방 패드에 전송.</li>
	<li>구멍이 눈에 1 %tetracaine 솔루션의 한 방울을 적용 합니다. 참고: 다른 진통 솔루션 사용할 수 있습니다, 윤리 허가 따라.</li>
	<li>메 마른 정상적인 염 분 해결책의 200 µ L의 피하 주입으로 동물을 하이드 레이트.</li>
	<li>깨끗 한 마우스에 간호 어머니에 게 강아지를 반환 합니다.</li>
	<li>복구 프로세스를 모니터링 합니다. 강아지를 deambulate 담가 하 수 있어야 합니다.</li>
</ol>5. 눈 Enucleation
<ol><li>자 궁 경부 전위에 의해 동물을 안락사. 절차의 더 나은 시각화를 위한 enucleation 및 해 부 한 stereoscope 아래를 수행 합니다. 참고: 다른 안락사 절차는 사용할 수 있습니다. 윤리적 허가 엄격 하 게 준수 하는 것이 좋습니다.</li>
	<li>당겨 떨어져 눈에 노출을 개선 하기 위해 눈 꺼 풀.</li>
	<li>곡선 본 눈이 위 눈 뚜껑의 법 근처 작은 컷 (약 0.5 c m)를 확인 합니다.</li>
	<li>노출된 periocular 공간을 사용 하 여 궤도에서 (아래) 세계 뒤에 마이크로 연결 집게를 삽입.</li>
	<li>조직을 둘러싼 눈을 살짝 위로 당겨. 주변 조직 가까이 눈 소켓을 사용 하 여, 안구에 보관 하지 마십시오.</li>
	<li>궤도 있는 곡선된 본 눈이 위 눈 지구에 뒤에 삽입 합니다.</li>
	<li>잘라 주위 조직을 통해 눈 소켓에서 뺍니다. 참고:이 해 부 기술은 눈 해부학을 유지 하 고 후속 분석을 혜택.</li>
	<li>눈에서 외부 조직의 제거를 진행 합니다. 선호 하는 경우, 수정 후 외부 조직의 제거를 수행할 수 있습니다. 참고: BALB/c 마우스는 멜 라 닌 결핍, 따라서 증가 대비, 어두운 배경에 권장 해 부 절차를 촉진 하기 위하여.</li>
	<li>짧게 페 트리 접시에 전체 눈 씻어 멸 균 인산 염 버퍼 식 염 수 (PBS)으로 가득합니다.</li>
	<li>2 mL 튜브 4% 버퍼링 말린 솔루션의 1.5 mL를 포함 하는 눈을 전송 합니다.</li>
	<li>실 온에서 6 h에 대 한 눈을 수정. 참고: 조직의 강성 수 여 하 고 홍 채의 절 개를 용이 하 게 해결. 시간을 수정 해야 테스트 되며 다른 응용 프로그램에 대 한 조정.</li>
</ol>6. 아이리스 Stereoscope 아래 해 부 절차
<ol><li>1.5 mL 플라스틱 파스퇴르 피 펫 (또는 유사한), 튜브에서 통 솔루션을 제거 하 고 세 번 신선한 PBS로 눈을 씻어.</li>
	<li>위쪽으로 향하게 하는 앞쪽 챔버와 고정된 눈 부드러운 마른 표면 (해 부 대)에 배치 합니다.</li>
	<li>경사진 30g 바늘 후부는 limbus 진입점을 수행 합니다.</li>
	<li>작은 연결 집게와 이전 세그먼트를 잡고, 이전에 만든 오프닝으로 Clayman 욕실이 직선 위의 한 끝을 삽입 합니다. 참고: 그것은 비 지배적인 손 가진 집게와 지배적인 시저를 제어 하 고 좋습니다.</li>
	<li>회전 하는 동안 연결 집게와 눈 주위에 눈의 뒤 세그먼트를 제거 하려면 limbus 잘라. 참고: 조직에 크게 계속가 위 내 면 끝 과정을 용이 하 게 허용할 것 이다 부분 컷을 수행.</li>
	<li>아래쪽으로 직면 하 고, 노출은 렌즈 앞쪽 세그먼트를 놓습니다.</li>
	<li>신중 하 게 작은 집게로 잡아와 위쪽으로 당기는 렌즈를 제거 합니다. 참고: beveled 바늘 찔린 고 렌즈를 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>각 막 면이 아래로와 보기의 필드에 수직인 컷 앞쪽 세그먼트를 놓습니다.</li>
	<li>부드럽게 작은 연결 집게와 조직 ciliary 시체에 후부를 잡아.</li>
	<li>Clayman 욕실이 바로 위, 배수 채널을 제거 하 여 홍 채 격리 모양 몸 앞쪽 단지 트림을 진행 합니다. 확인 하는 배수 채널 제거 됩니다; 홍 채는 각 막 내에서 이동 해야 합니다.</li>
	<li>신중 하 게 각 막, PBS의 200 µ L을 포함 하는 96 잘 접시를 들고 작은 연결 집게와 앞쪽 아이피를 전송 합니다.</li>
	<li>각 막에 잘 들고 계속 하 고 홍 채는 피 펫으로 PBS를 가진 홍 조에 의해 해 부. 참고: 현재, 그리고 30 G 바늘의 경사 각 막, 일부 배수 채널에 아이리스 남아 점착 있을 경우 전치 홍 채 도움을 사용할 수 있습니다.</li>
	<li>작은 연결 집게와 96-우물에서 각 막 제거 하 고 추가 분석에 대 한 잘 격리 된 아이리스를 유지.</li>
	<li>4 ° c.에 부동성 아이리스 샘플 저장 참고: 고정 되 고에 불구 하 고 아이리스 부동성 샘플의 장기 보관 권장 하지 않습니다.</li>
</ol>7. 가능한 실험적인 지요
<ol><li>해 부의 홍 채에 혈관을 시각화 하려면 부동성 전체 마운트 immunohistochemistry 혈소판 내 피 성장 세포 접착 분자 (PECAM)-1 등 표식 방법 얼룩 또는 isolectin B4. 또는, 높은 분자량 형광 표시 된 dextrans 같은 혈관 얼룩과 전신 관류를 사용 합니다.</li>
	<li>비보에 비 침 투 적인 이미지를 사용 하 여 실리콘에 플랫-마운트를 수행 하 고 전체 아이리스 맥 관 구조 적절 한 이미징 소프트웨어 계량. 참고: 맥 관 구조를 측정할 수 있습니다, vivo에서 그리고 생체 외에서densitometry를 사용 하 여 또는 맥 관 구조 분석 소프트웨어9.</li>
	<li>핵 산 및 단백질 추출, PCR 또는 immunoblotting 방법, 구멍이 눈의 분자 분석을 수행 하 여 다음에 대 한 전체 안구를 처리 합니다. 참고: 조직의 분자 분석은 최고의 고정 되지 않은 조직으로 수행 하지만 고정 되지 않은 홍 채의 절 개는 매우 도전, 그리고 전체 눈의 사용 이전의 연구8에서 통계적으로 유의 한 결과 렌더링은.</li>
</ol>

<ol>
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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rabbit+Rubeosis+Iridis+Induced+by+Intravitreal+Latex-derived+Angiogenic+Fraction.">Rabbit Rubeosis Iridis Induced by Intravitreal Latex-derived Angiogenic Fraction.</a> Curr Eye Res. 36 (9), 857-859 (2011).</li><li>Takei, A., Ekstr&#246;m, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+Transfer+of+Prolyl+Hydroxylase+Domain+2+Inhibits+Hypoxia-inducible+Angiogenesis+in+a+Model+of+Choroidal+Neovascularization.">Gene Transfer of Prolyl Hydroxylase Domain 2 Inhibits Hypoxia-inducible Angiogenesis in a Model of Choroidal Neovascularization.</a> Sci Rep. 7, 42546 (2017).</li></ol>

저자는 공개 없다.

현재 프로토콜에서 포도 펑크에 의해 아이리스 혈관 반응의 유도 대 한 새로운 방법을 제공 됩니다. 찔린 상처 치유 메커니즘을 트리거합니다 하 고 아이리스10,11혈관 응답을 촉진 합니다. 이것은 PDR, NVG, 눈의 뒤 세그먼트에서 망막에서 악화 신생 응답 rubeosis iridis, 홍 채12의 증가 vascularization의 임상 상태에서 완결 등 눈 병 리와 ,<...

홍 채, 모양 체 및 맥락 막, 눈의 가장 vascularized 조직 uvea 구성 되어 있습니다. 홍 채 맥 관 구조는 눈의 앞쪽 챔버에 항상성 유지에 필수적 이다. 동맥과 정 맥 사이의 풍부한 anastomotic 연결, 결과로 아이리스 혈관 영양소 뿐만 아니라 자체, 아이리스 하지만1눈 앞쪽 전체 세그먼트에 산소의 공급을 제공합니다.
새로운 혈관, 또는 기존의 것 들에서 신생 혈관의 형성은 개발 및 상처 치유2등 생리 적 과정에 기본적 이다. 신생은 가늘게 정식 요인, 플라스 미노 겐 활성 제 억제 물 (파이), 혈관 내 피 성장 인자 (VEGF) 등 여러 염증 성 요인의 군중에 의해 통제 되 고 이러한 요소의 불균형에 pathologic 이어질 수 있습니다. 신생3.
눈, neovascularization 증식 당뇨 성 망막 증 (PDR) 등 신생 녹 내장 (NVG) 시력을 위협 하는 질병의 원인입니다. 이러한 눈 질환에 초점 neovascularization는 일반적으로 망막 조직에 염증 성 불균형에 있으며 모두 후부와 앞쪽 눈 실에서 눈의 신생 요인 rubeosis iridis와 연결 되어 있는 홍 채 병 적인 neoangiogenesis4임상 용어. 이러한 병 리 신생을 성인 아이리스의 기능을 나타냅니다. 마우스에서 눈 맥 관 구조 성숙 출생 후 이며 성숙 산 후 계속. 개발의이 특성은 산소에 유도 된 망막, 밀접 하 게 조산5의 망막 질환의 임상 상태를 모방 하는 모델의 마우스 모델에 악용 됩니다. 또한, 신생 염증과 재생 메커니즘6, 치유 하는 상처에 중추적인 역할 그리고 상처 자체 치유 신생 모델7과 연결 되었습니다.
이 연구에서 우리는 펑크 유발 아이리스 neovascularization의 모델을 설명합니다. 포도 자국 limbus의 외부 한계 근처는 상처 치유 시스템을 실행 하 여 홍 채 neovascularization를 유도 수행 됩니다. 때문에 각 막의 투명도, 아이리스 맥 관 구조 될 수 있습니다 쉽게 비보 비 침 투 적인 방법으로 분석. 구멍이 눈 플라스 미노 겐 활성화 및 염증 성 마커8의 증가와 관련 있다 홍 채, 혈관 침대의 증가 제시. 제시 모델 신생 신생 화합물, 상영을 공부 하 고 새로운 도구로 큰 잠재력을가지고 고 직접 vivo에서 신생 프로세스의 시각화를 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Bonn eye scissors</td><td>Bausch &amp;amp; Lomb</td><td>23060</td><td></td></tr><tr><td>Clayman-Vannas curved scissors</td><td>Bausch &amp;amp; Lomb</td><td>E3383 C</td><td></td></tr><tr><td>Clayman-Vannas straight scissors</td><td>Bausch &amp;amp; Lomb</td><td>E3383 S</td><td></td></tr><tr><td>Objective adapter for camera</td><td>Handcrafted</td><td>N/A</td><td>Or any system that allows adapting a camera to the microscope</td></tr><tr><td>Heating Pad 100-110 watts</td><td>Non Applicable</td><td>N/A</td><td>Available in pet/veterinarian stores</td></tr><tr><td>Hypodermic 30g beveled needle</td><td>KDM GmBH germany</td><td>911914</td><td></td></tr><tr><td>Iphone 4S</td><td>Apple</td><td>Non Applicable</td><td>Or other high resolution image acquistion device</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Baxter</td><td>KDG 9623</td><td></td></tr><tr><td>McPherson tying forceps</td><td>Bausch &amp;amp; Lomb</td><td>E1815 S</td><td></td></tr><tr><td>Micro tying forceps</td><td>Bausch &amp;amp; Lomb</td><td>63140</td><td></td></tr><tr><td>Minims tetracaine hydrochloride</td><td>Bausch &amp;amp; Lomb</td><td>N/A</td><td>1 % (w/v) Eye Drops</td></tr><tr><td>Neutral-buffered formalin</td><td>Bioreagens</td><td>0018-40</td><td></td></tr><tr><td>Normal saline solution</td><td>Fresenius Kabi</td><td>210352</td><td>0.9 % (w/v) NaCl in injectable water</td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>10010023</td><td>Balanced and buffered PBS pH 7.4</td></tr><tr><td>Petri dish 10 cm</td><td>Starstedt</td><td>83.3902</td><td></td></tr><tr><td>Petri dish 3 cm</td><td>Starstedt</td><td>83.3900</td><td></td></tr><tr><td>Safe Seal Tube 2.0 mL</td><td>Starstedt</td><td>72.685.200</td><td>Or any eppendorf style tubes</td></tr><tr><td>TC plate 96-well</td><td>Starstedt</td><td>83.3924</td><td></td></tr><tr><td>Transfer pipette 3.5 mL</td><td>Starstedt</td><td>86.1171</td><td>Or any other Pasteur pipette style</td></tr><tr><td>Univentor 400 anesthesia unit</td><td>Univentor Limited</td><td>N/A</td><td>Or equivalent flow regulator with induction chamber and mask for volatile anesthesia</td></tr><tr><td>Wild M650 surgical microscope</td><td>Wild Heerbrugg</td><td>N/A</td><td>Or other surgical or magnifying stereoscope</td></tr></tbody></table>

puncture-induced iris neovascularization as a mouse model of rubeosis iridis

우리 신생의 비 침범 성 평가 위한 일반적인 모델으로 찔린 유도 아이리스 neovascularization의 모델을 설명합니다. 이 모델은 또한 신생 녹 내장, 당뇨병 성 망막 증의 시력을 위협 하는 합병증을 타겟팅에 대 한 관련. 이 메서드와 BALB/c 마우스에 자체 봉인 포도 구멍의 시리즈에 의해 아이리스 혈관 반응의 유도에 따라 마우스 눈 맥 관 구조의 산 후 성숙의 활용. 마우스 강아지 포도 자국에서 출생 후 하루 12.5, 새끼 자연스럽 게 열 때 그들의 눈, 산 후 날 24.5까지 받을. 때문에 각 막의 투명도, 아이리스 맥 관 구조 분석할 수 있습니다 쉽게 시간을 통해 비 침 투 적인 비보에 방법으로. 또한, BALB/c 마우스의 반투명 아이리스 최소한의 일반적인 배경 얼룩과 자세한 immunohistologic 분석에 대 한 flatmounted 수 있습니다. 이 모델에서 신생 주로 염증에 의해 구동 됩니다 하 고 플라스 미노 겐 활성화 시스템. 펑크 유발 모델 작은 설치류에 아이리스 neovascularization를 유도 하기 위해 처음 이며 직접 비 침범 성 비보에 신생 과정의 분석을 허용의 이점이 있다. 또한, 모델 신생 vivo에서 관점의 연구의 가능성을 강조는 신생 변조 물질과 결합할 수 있습니다.

P12.5에서 흰둥이 BALB/c 마우스 새끼 4 매일 반복 하는 포도 자국을 복종 되었다 (실험적인 하루 0, 4, 8, 12), P24.5까지. P27.5, 마우스 했다 안락사 고 홍 신중 하 게 해 부 (실험 하루 15). 사진 마우스 눈의 홍 채 혈관 반응의 비 침범 성 평가 평가 모든 펑크 시리즈 각 실험 하루에서 전에 수술 stereoscope에 연결 된 카메라와 함께 촬영 했다. 포도 자국 상처 치유 시스템 (<strong class="xf...

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Puncture-Induced Iris Neovascularization as a Mouse Model of Rubeosis Iridis

아이리스 neovascularization, 허 혈 성 망막 질환의 일반적인 합병증은 신생 녹 내장 시력을 위협 하 될 수 있습니다. 여기, 우리는 신생 변조 물질의 비 침범 성 평가 위해 사용할 수 있는 실험 아이리스 neovascularization를 유도 하는 murine 프로토콜을 설명 합니다.

마우스 모델 Rubeosis Iridis의 아이리스 Neovascularization 펑크 유발

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant ...

puncture-induced-iris-neovascularization-as-mouse-model-rubeosis

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

8.8K 조회수.  Karolinska Institutet. 아이리스 neovascularization, 허 혈 성 망막 질환의 일반적인 합병증은 신생 녹 내장 시력을 위협 하 될 수 있습니다. 여기, 우리는 신생 변조 물질의 비 침범 성 평가 위해 사용할 수 있는 실험 아이리스 neovascularization를 유도 하는 murine 프로토콜을 설명 합니다.

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A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

레이저에 의한 맥락막 신생 혈관에 대한 마우스 모델

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

연구

의학

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this protocol, we aim to guide the reader not simply through the technical considerations of generating laser-induced lesions to trigger neovascular processes, but rather focus on the powerful information that can be obtained from multimodal longitudinal in vivo imaging throughout the follow-up period.
The laser-induced mouse CNV model was generated by a diode laser administration. Multimodal in vivo imaging techniques were used to monitor CNV induction, progression and regression. First, spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT) was performed immediately after the lasering to verify a break of Bruch&#39;s membrane. Subsequent in vivo imaging using fluorescein angiography (FA) confirmed successful damage of Bruch&#39;s membrane from serial images acquired at the choroidal level. Longitudinal follow-up of CNV proliferation and regression on days 5, 10, and 14 after the lasering was performed using both SD-OCT and FA. Simple and reliable grading of leaky CNV leasions from FA images is&#160;presented. Automated segmentation for measurement of total retinal thickness, combined with manual caliber application for measurement of retinal thickness at CNV sites, allow unbiased evaluation of the presence of edema. Finally, histological verification of CNV is performed using isolectin GS-IB4 staining on choroidal flatmounts. The staining is thresholded, and the isolectin-positive area is calculated with ImageJ.
This protocol is especially useful in therapeutics studies requiring high-throughput-like screening of CNV pathology as it allows fast, multimodal, and reliable classification of CNV pathology and retinal edema. In addition, high resolution SD-OCT enables the recording of other pathological hallmarks, such as the accumulation of subretinal or intraretinal fluid. However, this method does not provide a possibility to automate CNV volume analysis from SD-OCT images, which has to be performed manually.

In Vivo Multimodal Imaging and Analysis of Mouse Laser-Induced Choroidal Neovascularization Model

Here, we present the usefulness of longitudinal in vivo imaging in the follow-up of morphological changes of laser-induced choroidal neovascularization in mice.

Vivo에서 복합 이미징 및 마우스 레이저 유도 안 Neovascularization 모델의 분석

Laser-induced choroidal neovascularization (CNV) is a well-established model to mimic the wet form of age-related macular degeneration (AMD). In this ...

신경과학

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

쥐와 쥐에 Circumlimbal 봉합에 의해 유도 된 녹 내장의 모델

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

Optimization of the Retinal Vein Occlusion Mouse Model to Limit Variability

Mouse models of retinal vein occlusion (RVO) are often used in ophthalmology to study hypoxic-ischemic injury in the neural retina. In this report, a detailed method pointing out critical steps is provided with recommendations for optimization to achieve consistently successful occlusion rates across different genetically modified mouse strains. The RVO mouse model consists primarily of the intravenous administration of a photosensitizer dye followed by laser photocoagulation using a retinal imaging microscope attached to an ophthalmic guided laser. Three variables were identified as determinants of occlusion consistency. By adjusting the wait time after rose bengal administration and balancing the baseline and experimental laser output, the variability across experiments can be limited and a higher success rate of occlusions achieved. This method can be used to study retinal diseases that are characterized by retinal edema and hypoxic-ischemic injury. Additionally, as this model induces vascular injury, it can also be applied to study the neurovasculature, neuronal death, and inflammation.

Here, we describe an optimized protocol for retinal vein occlusion using rose bengal and a laser-guided retinal imaging microscope system with recommendations to maximize its reproducibility in genetically modified strains.

가변성을 제한하기 위한 망막 정맥 폐색 마우스 모델의 최적화

Mouse models of retinal vein occlusion (RVO) are often used in ophthalmology to study hypoxic-ischemic injury in the neural retina. In this report, a ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

설치류에 있는 허혈성 망막 질병을 위한 산소 유도한 망막병증 모형

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

Quantification of Vascular Parameters in Whole Mount Retinas of Mice with Non-Proliferative and Proliferative Retinopathies

Retinopathies are a heterogeneous group of diseases that affect the neurosensory tissue of the eye. They are characterized by neurodegeneration, gliosis&#160;and a progressive change in vascular function and structure. Although the onset of the retinopathies is characterized by subtle disturbances in visual perception, the modifications in the vascular plexus are the first signs detected by clinicians. The absence or presence of neovascularization determines whether the retinopathy is classified as either non-proliferative (NPDR) or proliferative (PDR). In this sense, several animal models tried to mimic specific vascular features of each stage to determine the underlying mechanisms involved in endothelium alterations, neuronal death and other events taking place in the retina. In this article, we will provide a complete description of the procedures required for the measurement of retinal vascular parameters in adults and early birth mice at postnatal day (P)17. We will detail the protocols to carry out retinal vascular staining with Isolectin GSA-IB4 in whole mounts for later microscopic visualization. Key steps for image processing with Image J Fiji software are also provided, therefore, the readers will be able to measure vessel density, diameter and tortuosity, vascular branching, as well as avascular and neovascular areas. These tools are highly helpful to evaluate and quantify vascular alterations in both non-proliferative and proliferative retinopathies.

This article describes a well-established and reproducible lectin stain assay for the whole mount retinal preparations and the protocols required for the quantitative measurement of vascular parameters frequently altered in proliferative and non-proliferative retinopathies.

비증식 및 증식 망막증을 가진 마우스의 전체 산 망막에 있는 혈관 매개변수의 정량화

Retinopathies are a heterogeneous group of diseases that affect the neurosensory tissue of the eye. They are characterized by neurodegeneration, ...

Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Rodents

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic nerve and retinal ganglion cell (RGC) degeneration, resulting in visual dysfunction by interrupting the transmission of visual information from the eye to the brain. Elevated intraocular pressure is the most important risk factor; thus, several models of ocular hypertension have been developed in rodents by either genetic or experimental approaches to investigate the causes and effects of the disease. Among those, some limitations have been reported such as surgical invasiveness, inadequate functional assessment, requirement of extensive training, and highly variable extension of retinal damage. The present work characterizes a simple, low-cost, and efficient method to induce ocular hypertension in rodents, based on low-temperature, full-circle cauterization of the limbal vascular plexus, a major component of aqueous humor drainage. The new model provides a technically easy, noninvasive, and reproducible subacute ocular hypertension, associated with progressive RGC and optic nerve degeneration, and a unique post-operative clinical recovery rate that allows in vivo functional studies by both electrophysiological and behavioral methods.

The goal of this protocol is to characterize a novel model of glaucomatous neurodegeneration based on 360&#176; thermic cauterization of limbal vascular plexus, inducing subacute ocular hypertension.

설치류의 외과적으로 유도된 녹내장에 대한 Limbal Vascular Plexus의 전체 원형 소작

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic ...

<meta charset="utf8"></head><body>망막 병리학 연구를 위한 망막 허혈-재관류 손상에 대한 마우스 모델

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, and other vaso-occlusive conditions. This manuscript presents a method for inducing ischemia-reperfusion injury in a mouse model. The method utilized anterior chamber cannulation attached to a saline reservoir, generating hydrostatic pressure to raise the intraocular pressure to 90-100 mmHg. This method effectively caused constriction of retinal capillaries to induce retinal ischemia. At the end of the ischemic period (60 min), the intraocular pressure was normalized (&#8804;20 mmHg) before removing the cannula from the anterior chamber to initiate reperfusion. Days after the ischemia/reperfusion procedure, the eyes were collected and sectioned for histological staining. The histopathology of the retinal sections was scored by evaluating eight parameters of retinal injury: folds, hemorrhage, deformation, cell loss in the ganglion cell, inner nuclear, outer nuclear, and photoreceptor layers, and damage to retinal pigment epithelial cells. This method provided a reproducible model to study the mechanisms and pathology of retinal ischemia/reperfusion injury. In addition, this model can facilitate the discovery of potential therapeutic targets to treat retinal ischemia/reperfusion injury, advancing the study of retinal pathologies and improving patient outcomes.

<meta charset="utf8"></head><body>Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

This protocol models retinal ischemia-reperfusion injury in a mouse eye by inducing retinal ischemia via anterior chamber cannulation and intraocular pressure elevation, followed by intraocular pressure normalization to initiate the reperfusion.

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, ...

마우스 모델 Rubeosis Iridis의 아이리스 Neovascularization 펑크 유발

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레이저에 의한 맥락막 신생 혈관에 대한 마우스 모델

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Vivo에서 복합 이미징 및 마우스 레이저 유도 안 Neovascularization 모델의 분석

쥐와 쥐에 Circumlimbal 봉합에 의해 유도 된 녹 내장의 모델

가변성을 제한하기 위한 망막 정맥 폐색 마우스 모델의 최적화

설치류에 있는 허혈성 망막 질병을 위한 산소 유도한 망막병증 모형

비증식 및 증식 망막증을 가진 마우스의 전체 산 망막에 있는 혈관 매개변수의 정량화

설치류의 외과적으로 유도된 녹내장에 대한 Limbal Vascular Plexus의 전체 원형 소작

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model