러시아어 과학 재단의 지원이 작품은, 아니 부여합니다. 14-50-00060 및 LLC RUSCHEMBIO. 이 작품은 또한 (CJ에) 294083 (AVT에), 그리고 NIH 부여 RO1 DK47700에 의해 부여 미국의 크론과 대장염 재단에 의해 지원되었다.

동물 연구는 건강 지침의 국립 연구소에 따라 수행하고, 기관 동물 관리의 승인을하고, 트뤼도 학회의위원회를 사용합니다. 8~12주 오래 C57BL / 6 마​​우스를이 연구에 사용 하였다. 수술 1. 준비 <ol><li> 준비 및 수술 도구를 소독. </li><li> 코 콘, 가열 패드 이소 플루 란 기반 마취 시스템을 준비합니다. 확인 가열 패드가 과열되지 않는다 (&lt;39 ° C). </li><li> 이소 플루 란 가스 소기 용기가 차단되거나 어떤 식 으로든 폐색되지 않은 용기의 하단에 배기구를 보장하기 위해 올바르게 배치되어 있는지 확인합니다. 캐니스터 절차 및 문서의 무게에 앞서 가스 소기 용기의 무게를. 캐니스터 중량 누적 중량 (~ 12 시간) 50 g을 초과하면 캐니스터 버린다. </li></ol> 2. 마취 <ol><li> 유도 챔버에 3 % 이소 플루 란 마취 마우스 (1 L / 분O 2). <ol><li> 똑바로 유지하기 위해 무능력에 의해 마취 깊이를 평가, 목적이 자발적인 움직임, 깜박임 반사 손실, 근육 이완 및 응답의 손실의 손실 (회사의 압력과 발가락 또는 꼬리 핀치) 자극을 리플렉스합니다. </li><li> 가슴 벽과 복부의 움직임을 관찰하여 호흡 패턴을 평가합니다. 최적의 마취에서 호흡 속도는 분당 ~ 55-65 호흡해야한다. </li><li> 유도 챔버에서 마우스를 제거하고 빠르게 마우스의 복부 영역을 면도. </li></ol></li><li> 각막 탈수를 방지하기 위해 눈에 개성 안과 연고를 배치합니다. </li><li> 가열 패드에 마우스를 놓고 마취 시스템에 코 콘을 통해 연결합니다. 확인 라텍스 코 콘 막 단단히 마우스의 머리에 맞는 이소 플루 란의 아무 누수가 없다. </li><li> 피하 고통 폭포의 바람을 방지하기 위해 1.5 %로 이소 플루 란 속도를 줄이고, 부 프레 노르 핀 (0.1 ㎎ / ㎏)과 케타민 (10 ㎎ / ㎏)을 주입. </li><li> 일을 닦아70 % 에탄올 다음 Betadine 수술 용액으로 적신 멸균 면봉으로 작업 영역의 전자 피부. </li></ol> 3. 수술 <ol><li> 운영 가위로 중간 선 3-5cm의 개복술을 확인합니다. 식염수에 적신 멸균 비 접착 패드 커버 작업 영역입니다. 맹장과​​ 회장을 분리하고 식염수에 적신 면봉을 사용하여 장간막 동맥을 노출. </li><li> , 적용 클립을 용이하게이 작업을 수행 scissors.To 미세 조리개를 사용하여 장간막 동맥 주위의 장간막에 작은 흠을하려면 부드럽게 드레싱 집게로 장을 마련하고 (원하는 클립 위치에 그림을 장간막 동맥의 양쪽에 장간막을 잘라 1A). 그런 다음 클립을 적용하기 전에 원하는 클립 위치의 영역에 멸균 생리 식염수를 몇 방울을 추가합니다. 참고 : 가짜 수술을 3.2 단계로 수술을 따르십시오. 클립을 적용하지 마십시오. 대신, 추가 따뜻한들에 의해 습기가 조직을 유지알린 같이 1 시간 동안 3.6에 기재. 그 후, 4.1 단계로 진행, </li><li> 맹장 (도 1B)에 인접하는 허혈성 회장의 5-7 센티미터 영역을 생성하기 위해 클립 부착기를 이용하여 미세 혈관 클립 (70g 력)과 장간막 동맥 1 차 분기 폐색. 선박의 위치가 보수적이지만, 마우스 사이에 약간의 차이 (그림 1의 예 참조)가있을 수 있습니다. 따라서, 2 또는 3 클립은 일반적으로 (도 1A, D, E, 검은 색 화살표에있는 클립의 위치 참조)를 요구한다. 참고 : 높은 품질의 선박 클립을 사용합니다. 고압 클립 혈관 손상을 완전히 혈액 흐름을 차단할 수 저압 클립 (&lt;30g) 반면 재생을 방지 할 수있다. </li><li> 허혈성 부위의 영역 (도 1) demarking 선박간에 개의 미세 혈관 클립을 사용하여 창자 (40g 포스)을 통해 측부 혈류 차단. 측부 혈관의 폐색에 필요인접한 혈관으로부터 혈액 공급이되지 않도록 (도 1a, D, E, 녹색 화살표의 클립의 위치 참조). </li><li> 옵션 : 혈액 응고를 방지하기 위해 헤파린 용액 (6 USP 단위 / ㎖)을 추가합니다. 단리 된 부위에 헤파린 용액 0.5ml를 추가 적가 하였다. </li><li> 식염수 젖은 멸균 비 접착 패드 섬세한 와이프는 37 ° C로 미리 예열 및 수술 영역에 적용됩니다. 와이프는 전체 절차를 수행하는 동안 젖은 남아 있는지 확인합니다. </li><li> 전체에서 1.5 % 이소 플루 란 마취를 사용하여 60 분 동안 허혈을 유지한다. 허혈 절차가 제대로 수행되면, 허혈성 지역은 약 30 분에서 색상 와인 레드로 변경됩니다. 성공적인 폐쇄를 나타내는 허혈 (그림 1, 오른쪽 패널) 동안 확대 된 클립의 위치로 말초 혈액 혈관을합니다. </li><li> 밀접하게 허혈 단계에서 마우스를 모니터링 할 수 있습니다. 수술 부위를 덮는 비 접착 패드에 식염수를 계속 적용. </li><li> 표조직에 Gill`s 3 헤 마톡 실린 20 μl를 피펫 팅에 의한 허혈 영역의 가장자리 (그림 1E, 오른쪽 패널) 비교를 위해 동일한 마우스에서 허혈성 조직과 인접한 건강한 조직을 수확 용이합니다. </li></ol> 4. 재관류 단계 <ol><li> 허혈 끝에 클립 영역에 식염수를 몇 방울을 가하여 부드럽게 클립 적용자와 미세 혈관 클립을 제거한다. 그런 다음, 부드럽게 식염수를 적신 코튼 팁을 사용하여 다시 복강에 소장을 밀어 넣습니다. 비 접착 패드를 분리 9mm 스테인레스 스틸 상처 클립을 사용하여 복벽 및 피부를 닫는다. 재관류 3 시간보다 오래 수행되면, 피부 창상 클립을 적용하기 전에 복벽을 닫 vicryl 흡수성 봉합사를 사용한다. </li><li> 재관류 단계에 대한 시간의 원하는 금액 (30 분, 60 분, 120 분, 180 분)에 대한 가열 깨끗한 케이지에 마우스를 유지한다. </li><li> 매 30 분 안정성을 보장하기 위해 적어도 동물을 확인합니다. </li></ol><p클래스 = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. 부검 및 소장의 수확 <ol><li> CO에 의해 재관류 다음 원하는 시간에 자궁 경부 전위 다음이 과다 복용을 쥐를 안락사. </li><li> 복강을 열고 추가 분석을 위해 허혈성 장 조직을 수집합니다. 부상에 대한 전신 반응 계정에 대한 내부 통제로 손상된 조직에 인접 수확 건강한 정상 조직. 참고 :이 컨트롤은 가짜 운영 마우스 IR-유도 부상에 대한 전신 반응을받지 않기 때문에 가짜 제어 마우스를 운영하는 것보다 더 적합하다. </li><li> 길이 방향으로 다음 생리 식염수로 채워진 및 장착 된 위관 바늘로 장을 30 ML의 주사기를 잘라 사용하여 장 내용을 세척 할 것. 소장의 샘플의 유전자 발현 분석을 위해 필요한 경우, 종 방향으로 1.5 mm 절편을 절단하고, 조직 학적 분석을 위해 나머지 부분을 사용한다. </li><li> 조직 학적 분석을 위해, intest 롤 쌍의 집게를 이용하여 스위스 롤을 제조오프라인. </li><li> , 롤 형태를 유지 조직 카세트에서 조직 검사 폼 패드 (그림 2) 사이에 대장의 조각을 배치합니다. 10 % 포르말린에 카세트를 놓습니다. </li><li> 최소 24 시간 동안 포르말린에 조직을 수정합니다. 추가로 24 시간 동안 70 %의 에탄올과 포르말린을 교체합니다. 실온에서 무기한 70 % 에탄올에 보관 조직. </li><li> 파라핀에 포함, 5 μm의 섹션을 절단하고 헤 마톡 실린 및 에오신 표준 프로토콜 (그림 3)를 사용하여와 얼룩. </li></ol> 6. 점수 <ol><li> 표 2에 요약되어있다. 쥐의 허혈 - 재관류 손상 점수 적절한 채점 방법을 선택합니다. </li><li> 선택 사항 : 부상의 심각성이 섹션에 걸쳐 변화 때문에 네 개의 섹션으로 시야를 나눈다. </li><li> 맹목적으로 얻은 점수에서 각 섹션의 평균 등급을 계산합니다. </li><li> 케이스 및 컨트롤 사이의 손상된 조직의 성적을 비교뿐만 아니라 토륨하기전자는 던의 다중 비교 테스트에 이어 크루스 칼 - 월리스 테스트를 사용하여 조직을 손상되지 않은. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

장내 IR 부상의 마우스 모델의 개발이 크게 조직 손상의 메카니즘에 대한 이해를 향상 7,9,11,34 조직 손상을 최소화하기 위해 잠재적 인 치료 전략의 개발에 도움을했다. 이 프로토콜의 중요한 단계는 미세 혈관 클립의 적절한 위치, IR 부상의 허혈 및 적절한 조직 학적 평가의 정확한 타이밍이다. 허혈 시간은 후속 상피 손상에 대해 매우 중요하다. 이환율과 실...

소장은 허혈 및 상피 손상의 원인 혈액 흐름의 중단에 매우 민감하다. 허혈 후 재관류는 조직의 재 산소를 제공하고, 더 병리학을 홍보 할 수 있습니다. 따라서, 장 허혈 재관류 손상은 괴사 성 장염, 소장 이식의 이식 거부, 복부 대 동맥류 수술, 심폐 바이 패스, 및 염증성 장 질환의 1,2- 합병증 포함 병리의 넓은 범위와 관련된다. 장 IR 부상, 특히 급성 장간막 허혈는 이환율과 사망률 3의 결과로 생명을 위협하는 상태이다. 잘 이해되지 않지만, 장 허혈 재관류 (IR) 상처는 장내 미생물의 변화뿐만 아니라, 반응성 산소 종 및 염증성 사이토 카인 및 케모카인 1,4-6의 생산과 관련된 것으로 생각된다. 이 둘의 활성화에 리드네이트 및 염증과 조직 손상 -1,7,8,8-을 촉진 적응 면역 메커니즘. 그들은 쉽게 이득 - 및 기능 상실 유전자 실험을 허용하는 동물 모델은 IR 손상의 메카니즘을 이해하는 데 중요하다. IR의 여러 동물 모델은 전체 혈관 폐색, 저 유량 허혈을 포함하는 개발 및 (최근의 종합적인 검토 9에 요약) 혈관 폐색을 분할하고있다. 장간막 동맥 (SMA)의 완전한 혈관 폐색에 의한 장 허혈 큰 동물과 설치류 9-11에서 IR의 쉽고 일반적으로 사용되는 모델입니다. 그러나, 창자의 다른 영역은 부상에 서로 다른 감수성이있다. 또한, 부상의 변수도에서 허혈 손상 및 복구 결과의 기간에 다양한 마취제, 진통제, 동맥 폐쇄 기술의 범위뿐만 아니라 불일치 여러 STUDIE에서 IR의 생물학에 대한 우리의 이해를 교란의. 표 1은 쥐의 IR 연구에서 이러한 불일치를 보여줍니다. 짧은 허혈 시간 (30-45 분)을 사용하는 가장 큰 단점은 케이스 및 컨트롤 간의 뚜렷한 차이가 관찰 될 수있는 복구 창을 대상으로한다. 상피에 가벼운 부상 따라서, 재관류 후 시간을 해결 병리학 적 지표가 상피 손해 배상의 차이를 발견해야 할 수 있습니다 전문 될 수있다. 반대로, 과도한 손상, 허혈성 손상을 100 분으로 본 사망률의 속도 및 복구 시간을 증가 반발이 더 이상 가능하지 않다 상피의 완전한 denudement 초래할 수있다. 따라서, 우리가 우리의 분야에서이 기술의 표준화를 장려하기 위해 사망률없이 재현 부상 결과 생쥐의 장내 IR의 상세 절차를 설명합니다. 장내 IR 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

<table><tbody><tr><td>Heated Pad</td><td>Sunbeam</td><td>E12107-819</td><td>Alternative: Braintree Scientific heated pad</td></tr><tr><td>Table top research anesthesia Machine</td><td>Vasco</td><td>UCAP 0001-0000171</td><td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td></tr><tr><td>Nose Cone</td><td>Parkland Scientific</td><td>ARES500</td><td></td></tr><tr><td>Scavenger canister and replacement cartridge</td><td>Parkland Scientific</td><td>80000, 80120</td><td></td></tr><tr><td>Induction Chamber</td><td>Surgivet</td><td>V711802</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-10</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Animal clipper&amp;nbsp;</td><td>Oster&amp;nbsp;</td><td>Oster Golden A5 078005-050-003</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>Webster</td><td>8804604</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>McKesson</td><td>562766</td><td>Controlled substance,contact IACUC</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamine HCl)</td><td>Pfizer</td><td>NADA 45-290</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Cotton tips</td><td>Puritan medical products</td><td>806-WC</td><td>Autoclave before use</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-17</td><td>10% Povidone-Iodine</td></tr><tr><td>Sterile saline solution</td><td>Aspen</td><td>46066-807-60</td><td>Adjust to room temperature before use</td></tr><tr><td>IR rodent thermometer</td><td>BIOSEB</td><td>BIO-IRB153</td><td></td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 70 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS5424, RS5435</td><td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 40 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS6472</td><td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td></tr><tr><td>Clip applying forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14189</td><td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&amp;nbsp; #RS-5440</td></tr><tr><td>Gill&#039;s 3 hematoxylin</td><td>Thermo Scientific</td><td>14-390-17</td><td></td></tr><tr><td>Surgical staples, Reflex 9 mm</td><td>Cell Point Scientific</td><td>201-1000</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip applier</td><td>Beckton Dickinson</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Byopsy foam pad</td><td>Simport</td><td>M476-1</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassette</td><td>Fisher Healthcare</td><td>15182701A</td><td>Histosette II combination lid and base</td></tr><tr><td>10% buffered formalin</td><td>Fisher Scientific</td><td>245-684</td><td></td></tr><tr><td>Surgical iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263-G SC</td><td>Alternative: Roboz RS6816</td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501219-G</td><td>Alternative: Roboz RS6814</td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-5228, RS-8122</td><td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td></tr><tr><td>Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50 mg</td><td>Sigma</td><td>2106</td><td></td></tr><tr><td>Reflex wound clip removing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-9263</td><td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td></tr><tr><td>Mice C57BL/6J mice&amp;nbsp;</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Stock No 0664</td><td></td></tr><tr><td>Telfa non-adherent dressings, 3 x 4, sterile</td><td>Coviden</td><td>1050</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand transfer pipets</td><td>Fischer Scientific</td><td>13-711-5AM</td><td>Use pipets to dropwise add saline</td></tr></tbody></table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

장 허혈은 동맥 경화증, 혈전증, 저혈압, 괴사 성 장염, 장 이식, 외상 및 만성 염증을 포함하여 임상 조건의 넓은 범위와 관련된 생명을 위협하는 상태이다. 창자 허혈 재관류 (IR) 부상 장내 손상 얻어진 장간막 혈관 통해 불충분 한 혈류로 인한 급성 장간막 허혈 결과적이다. 재관류 다음 허혈은 또한 소장의 손상을 악화시킬 수 있습니다. IR 손상 메커니즘은 복잡하고 잘못 이해된다. 따라서, 작은 동물 실험 모델 IR 손상의 병태 생리학 및 신규 한 치료제의 개발을 이해하는데 중요하다. 여기에서 우리는 사망하지 않고 소장의 재현성 부상을 제공 급성 장 IR 부상의 마우스 모델에 대해 설명합니다. 이것은 시간적으로 occludin은 원위 회장의 영역 허혈 유도함으로써 달성된다g 미세 혈관 클립을 사용하여 60 분 동안 상 장간막 동맥 및 주변 단자 담보 가지. 1 시간, 또는 조직 학적 분석에 의해 조사 된 소장의 재현 상해에서 상해 결과 후 2 시간 동안 재관류. 미세 혈관 클립의 적절한 위치는 프로 시저에 대한 중요하다. 따라서, 동화상이 기술의 상세한 시각 단계별 설명을 제공한다. 장내 IR 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

우리는 쥐의 회장의 재현 IR 유도 부상을 얻기 위해 IR 수술의 실험 프로토콜을 최적화. 대표 결과이 절에서 설명한다. 도 1은 회장의 허혈을 유도하는 미세 혈관 클립 위치의 예를 도시한다. 검은 색 화살표는 장간막 동맥의 첫 번째 순서 가지를 폐색 메인 클립의 위치를​​ 보여줍니다. 녹색 화살표 담보 혈관으?...

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

창자 허혈 - 재관류 손상의 쥐 모델

여기에서 우리는 들판을 가로 질러이 기술의 표준화를 장려하기 위해 사망률없이 재현 부상 결과 생쥐의 장 허혈 - 재관류의 상세 절차를 설명합니다. 창자 허혈 재관류 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K 조회수.  Trudeau Institute.  여기에서 우리는 들판을 가로 질러이 기술의 표준화를 장려하기 위해 사망률없이 재현 부상 결과 생쥐의 장 허혈 - 재관류의 상세 절차를 설명합니다. 창자 허혈 재관류 손상이 모델은 부상 및 재생의 세포 및 분자 기전을 연구하기 위해 이용 될 수있다. 

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A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

심근 국소 빈혈 및 Reperfusion의 Murine 폐쇄 가슴 모델

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

연구

의학

Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce multiple tissue and organ damage. Despite recent advances and therapeutic approaches, the overall morbidity has remained unsatisfactory especially in patients with underlying parenchymal abnormalities. In the context of aggressive cancer growth and metastasis, surgical I/R is suspected to be the promoter regulating tumor recurrence. This article aims to describe a clinically relevant murine model of liver I/R and colorectal liver metastasis. In doing so, we aim to assist other investigators in establishing and perfecting this model for their routine research practice to better understand the effects of liver I/R on promoting liver metastases.

We describe in detail a clinically relevant colorectal cancer liver metastases (CRLM) tumor model and the influence of liver ischemia reperfusion (I/R) in tumor growth and metastasis. This model can help to better understand the mechanisms underlying surgery-induced promotion of liver metastatic growth.

허혈 재관류 손상의 설정에서 전이성 간 종양의 뮤린 모델

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce ...

암 연구학

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

왼쪽 앞쪽에 내림차순 동맥의 결찰을 통해 심근 허혈 - 재관류 손상의 생쥐 모델

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Intestinal Stem Cell Isolation and Culture in a Porcine Model of Segmental Small Intestinal Ischemia

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ischemia, when the blood supply and therefore oxygen is decreased to the intestine. This leads to intestinal barrier loss and damage to the underlying tissue. Intestinal stem cells reside at the base of the crypts of Lieberk&#252;hn and are responsible for intestinal renewal during homeostasis and following injury. Ex vivo cell culture techniques have allowed for the successful study of epithelial stem cell interactions by establishing culture conditions that support the growth of three-dimensional epithelial organ-like systems (termed "enteroids" and "colonoids" from the small and large intestine, respectively). These enteroids are composed of crypt and villus-like domains and mature to contain all of the cell types found within the epithelium. Historically, murine models have been utilized to study intestinal injury. However, a porcine model offers several advantages including similarity of size as well as gastrointestinal anatomy and physiology to that of humans. By utilizing a porcine model, we establish a protocol in which segmental loops of intestinal ischemia can be created within a single animal, enabling the study of differing time points of ischemic injury and repair in vivo. Additionally, we describe a method to isolate and culture the intestinal stem cells from the ischemic loops of intestine, allowing for the continued study of epithelial repair, modulated by stem cells, ex vivo.

This protocol will enable readers to successfully establish a porcine model of segmental intestinal ischemia and subsequently isolate and culture intestinal stem cells for the study of epithelial repair following injury.

단편 작은 장 허 혈의 돼지 모델에서 문화와 장 줄기 세포 격리

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

대뇌 국 소 빈 혈 reperfusion의 2 배 폐색 마우스 모델

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

왼쪽 전방 내림차순 관상 동맥의 영구 결찰을 사용하는 뮤린 심근 경색 모델

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

일방적 인 신장 허혈 - 재관류 손상의 효과적인 마우스 모델

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

마우스의 심근경색 및 심근 허혈-재관류 손상 유도

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, such as gastric dilatation volvulus (GDV), mesenteric torsion, and colic, are observed in animals such as dogs and horses. An initial interruption of blood flow causes tissues to become ischemic. Although necessary to salvage viable tissue, subsequent reperfusion can induce further injury. The main mechanism responsible for IRI is free radical formation upon reperfusion and reintroduction of oxygen into damaged tissue, but there are many other components involved. The resulting local and systemic effects often impart a poor prognosis. 
Intestinal IRI has been the subject of extensive research over the past 50 years. An in vivo rodent model in which the base of the superior mesenteric artery (SMA) is temporarily ligated is currently the most common method used to study intestinal IRI. Here, we describe a model of intestinal IRI utilizing isoflurane anesthesia in 21% O2 medical air that yields reproducible injury, as demonstrated by consistent histopathology of the small intestines. Tissue injury was also assessed in the colon, liver, and kidneys.

We describe how to generate a widely used surgical model of intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) in rodents. The procedure involves occlusion of the superior mesenteric artery followed by the restoration of blood flow. This model is useful for studies investigating occlusive causes of intestinal IRI in both veterinary and human medicine.

상장간막 동맥의 폐색을 통한 장 허혈-재관류 손상의 설치류 모델

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, ...

폐 허혈-재관류 손상을 연구하기 위한 마우스 모델

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

저자 스포트라이트: 폐 이식에 대한 허혈 재관류의 효과에 대한 통찰력

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.