Diese Arbeit wurde von russischen Science Foundation unterstützt wurde, gewähren keine. 14-50-00060 und LLC RUSCHEMBIO. Diese Arbeit wurde von der Morbus und Colitis Grundlage von Amerika gewähren 294.083 (AVT), und von NIH Zuschusses RO1 DK47700 (CJ) unterstützt.

Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit dem National Institute of Health Richtlinien durchgeführt und wurden von der Institutional Animal Care und Use Committee des Trudeau Institute genehmigt. 8-12 Wochen alte C57BL / 6-Mäuse wurden für die Studie verwendet. 1. Vorbereitung für Chirurgie <ol><li> Bereiten Sie und chirurgische Instrumente zu sterilisieren. </li><li> Bereiten Sie Isofluran-basierte Anästhesiesystem mit Nasenkegel und Heizkissen. Stellen Sie sicher, Heizkissen ist nicht überhitzt (&lt;39 ° C). </li><li> Stellen Sie sicher, dass das Isofluran Gasspül- Kanister richtig positioniert ist, um die Auslassöffnungen an der Unterseite des Behälters, um sicherzustellen, sind nicht in irgendeiner Weise blockiert oder verstopft. Wiegen Gasspül Kanister vor dem Verfahren und Dokumentengewicht auf Kanister. Entsorgen Kanister, wenn Kanister Gewicht 50 g akkumulierte Gewicht übersteigt (~ 12 h). </li></ol> 2. Anesthesia <ol><li> Anästhesieren Maus mit 3% Isofluran in einer Induktionskammer (1 L / minO 2). <ol><li> Beurteilen Sie Narkosetiefe durch die Unfähigkeit, aufrecht zu bleiben, Verlust der gezielte freiwillige Bewegung, Verlust des Lidschlussreflexes, Muskelentspannung, und der Verlust der Reaktion Stimulation (toe oder Schwanz Prise mit festem Druck) zu Reflex. </li><li> Beurteilen Sie die Atemfrequenz und Muster von Brustwand und Bauchbewegungen zu beobachten. Unter optimalen Anästhesie sollte die Atemfrequenz ~ 55-65 Atemzüge pro Minute sein. </li><li> Entfernen Sie die Maus aus der Induktionskammer und rasieren schnell den Bauchbereich der Maus. </li></ol></li><li> Hornhautaustrocknungs, legen fad Augensalbe in die Augen zu verhindern. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Heizkissen und verbinden Sie es über Bugspitze an Anästhesiesystem. Achten Sie darauf, Latex Bugnase Membran passt fest über den Kopf der Maus, und es gibt kein Leck von Isofluran. </li><li> Reduzieren Sie Isofluran Rate auf 1,5%, und injizieren Buprenorphin (0,1 mg / kg) und Ketamin (10 mg / kg) subkutan Wind-up der Schmerz-Kaskade zu verhindern. </li><li> Wischen Sie the Haut des Operationsgebietes mit einem sterilen mit Betadine von 70% Ethanol gefolgt chirurgische Lösung getränkten Wattestäbchen. </li></ol> 3. Chirurgie <ol><li> Machen Sie eine Mittellinie 3-5 cm Laparotomie mit Betriebs Schere. Abdeckung Betriebsbereich mit sterilem nicht-haftenden Unterlage mit Kochsalzlösung angefeuchtet ist. Isolieren Blinddarm und Ileum und setzen die A. mesenterica superior mit Wattestäbchen in Kochsalzlösung angefeuchtet ist. </li><li> Zur Erleichterung der Clip anwenden, machen kleine Scharten im Gekröse rund um die A. mesenterica superior mit feinen Iris scissors.To dies zu tun, vorsichtig den Darm mit Dressing Zange heben und Gekröse auf beiden Seiten der A. mesenterica superior an der gewünschten Clip Position geschnitten (Abbildung 1A). Dann fügen einige Tropfen steriler Kochsalzlösung auf den Bereich der gewünschten Clip Position vor Clips anwenden. Hinweis: Um die Scheinoperation durchzuführen, folgen Sie dem chirurgischen Eingriff bis 3.2 zu treten. Wenden Sie keine Clips. Stattdessen halten das Gewebe feucht durch hinzugefügt warme saline wie in 3.6 für 1 Stunde beschrieben. Danach gehen 4.1 zu Schritt, </li><li> Verschließen Sie die ersten Ordnung Zweige der A. mesenterica superior mit mikrovaskulären Clips (70 g Kraft) zur Anbringung von Klammern mit einem 5-7 cm Bereich des ischämischen Ileum zu schaffen neben Blinddarms (1B). Obwohl die Position der Schiffe konservativ ist, könnte es zwischen Mäusen (siehe Beispiele auf Abbildung 1) leichte Variationen. Deshalb, 2 oder 3 Clips sind in der Regel erforderlich (siehe die Position der Clips auf 1A, D, E, schwarze Pfeile). Hinweis: Verwenden Sie qualitativ hochwertige Behälter Clips. Hochdruck-Clips können Gefäße schädigen und zu verhindern, Regeneration während Niederdruck-Clips (&lt;30 g) nicht vollständig Blutfluss blockieren. </li><li> Blockieren Sicherheiten Blutfluss durch den Darm mit Hilfe von zwei mikrovaskulären Clips über Gefäße (40 g Kraft), Demarkieren den Bereich des ischämischen Darms (Abbildung 1). Occlusion von Kollateralen ist erforderlich, umBlutversorgung von benachbarten Blutgefäßen verhindern (siehe die Position der Clips auf 1A, D, E, grüne Pfeile). </li><li> Optional: Fügen Sie Heparin-Lösung (6 USP-Einheiten / ml), die Blutgerinnung zu verhindern. Tropfenweise 0,5 ml Heparin-Lösung auf den isolierten Darm hinzuzufügen. </li><li> Nasse sterile nicht-haft Pad zarte Tücher mit Kochsalzlösung vorgewärmt auf 37 ° C und OP-Bereich gelten. Stellen Sie sicher, dass bleibt Tücher während des gesamten Verfahrens nass. </li><li> Pflegen Ischämie für 60 min unter Verwendung von 1-1,5% Isofluran-Narkose im gesamten Gebäude. Wenn Ischämie Verfahren korrekt durchgeführt wird, wird der ischämischen Region Wein in der Farbe rot in etwa 30 Minuten ändern. Beachten Sie, dass die Blutgefäße distal der Clipposition während der Ischämie (Abbildung 1, rechts Platten) , die erfolgreiche Okklusion vergrößert. </li><li> genau überwachen die Maus während der Ischämie-Phase. Weiterhin Kochsalzlösung in die nicht-adhärenten pad anzuwenden Abdecken der Operationsstelle. </li><li> Kennzeichendie Ränder des ischämischen Bereich von 20 &amp; mgr; l auf dem Gewebe Gill`s 3 Hämatoxylin Pipettieren zum Vergleich (1E, rechte Tafel) Ernten der ischämischen Gewebe und benachbarte gesunde Gewebe aus der gleichen Maus zu erleichtern. </li></ol> 4. Reperfusion Bühne <ol><li> Am Ende der Ischämie fügen einige Tropfen Kochsalzlösung auf der Clip und sanft mikrovaskulären Clips mit Clip-Anbringvorrichtung entfernen. Dann drücken Sie vorsichtig den Darm wieder in die Bauchhöhle Salzlösung angefeuchtete Wattestäbchen verwenden. Nicht ausreichend tragfähige Unterlage und schließen Sie die Bauchdecke und die Haut mit 9 mm Edelstahl Wundklammern. Wenn Reperfusion durchgeführt wird, die länger als 3 Stunden, eine resorbierbare Vicryl Naht verwenden, um die Bauchdecke zu schließen, bevor Wundklammern auf die Haut aufgebracht wird. </li><li> Pflegen Mäuse in einem geheizten sauberen Käfig für die gewünschte Zeitdauer (30 min, 60 min, 120 min bzw. 180 min) für die Reperfusionsphase. </li><li> Überprüfen Tiere mindestens alle 30 min Stabilität zu gewährleisten. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Necropsy und Ernten des Dünndarms <ol><li> Euthanize Mäuse durch CO 2 Überdosis gefolgt durch zervikale Dislokation zu der gewünschten Zeit nach Reperfusion. </li><li> Öffnen Sie Bauchhöhle und sammeln das ischämische Darmgewebe zur weiteren Analyse. Ernte gesund normales Gewebe neben dem verletzten Gewebe als interne Kontrolle zu Konto für jede systemische Reaktion auf eine Verletzung. Hinweis: Diese Kontrolle ist besser geeignet als die Scheinkontrollmäuse betrieben, weil scheinoperierten Mäusen keine systemische Reaktion auf IR-induzierte Schädigung erleiden. </li><li> Waschen Sie den Darminhalt 30 ml Spritze mit aufgesetzter Sondennadel mit Kochsalzlösung gefüllt und anschließend schneiden Sie den Darm in Längsrichtung. Wenn eine Probe des Darmes für die Genexpressionsanalyse erforderlich ist, schneiden Sie ein 1,5 mm-Fragment in Längsrichtung, und verwenden Sie das restliche Stück für die histologische Analyse. </li><li> Für die histologische Analyse, bereiten eine Schweizer Rolle ein Paar Zangen mit dem intest rollenine. </li><li> Zur Aufrechterhaltung der gerollter Form, legen Sie die Stücke des Darms zwischen Biopsie Schaumstoffpolster in Gewebekassetten (Abbildung 2). Legen Sie die Kassetten in 10% gepuffertem Formalin. </li><li> Fix Gewebe in Formalin für mindestens 24 Stunden. Ersetzen Formalin mit 70% Ethanol für weitere 24 hr. Store Gewebe in 70% igem Ethanol bei Raumtemperatur unbegrenzt. </li><li> Einbetten von in Paraffin, schneiden 5 um - Schnitte und flecken mit Hämatoxylin und Eosin ein Standardprotokoll (Abbildung 3) verwendet wird . </li></ol> 6. Scoring <ol><li> Ergebnis der Maus - Ischämie-Reperfusionsschaden wie in Tabelle 2 zusammengefasst. Wählen Sie eine geeignete Scoring - Methode. </li><li> Optional: Teilen Sie das Sichtfeld in vier Abschnitte, da die Schwere der Verletzung im gesamten Abschnitt variiert. </li><li> Berechnen Sie den durchschnittlichen Grad von jedem Abschnitt von Partituren blind erhalten. </li><li> Vergleichen Sie die Klasse des verletzten Gewebes zwischen den Fällen und Kontrolle sowie zu the heil Gewebe einen Kruskal-Wallis-Test verwenden, gefolgt von einem mehrVergleichsTest Dunn. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

Die Entwicklung von Mausmodellen der intestinalen Verletzungen IR haben stark verbessert das Verständnis der Mechanismen der Gewebeverletzung und bei der Entwicklung von potentiellen therapeutischen Strategien Aided zu Gewebeschäden 7,9,11,34 minimieren. Die kritischen Schritte dieses Protokolls sind die richtige Positionierung der mikrovaskulären Clips, richtige Timing der Ischämie und korrekte histologische Untersuchung des IR-Verletzung. Die Dauer der Ischämie ist kritisch...

Der Darm ist sehr empfindlich auf Unterbrechung des Blutflusses, die Ischämie und epithelialen Schaden verursacht. Reperfusion nach Ischämie stellt Wiedersauerstoffversorgung des Gewebes und kann weiter Pathologie fördern. Daher wird intestinale Ischämie und Reperfusionsverletzung mit einer breiten Palette von Erkrankungen verbunden sind , einschließlich nekrotisierender Enterokolitis, Allograft Abstoßung in Dünndarmtransplantation, Komplikationen der Bauchaortenaneurysma Chirurgie, kardiopulmonalen Bypass und entzündlicher Darmerkrankung 1,2. Intestinale IR Verletzungen, vor allem akute Mesenterialischämie, ist ein lebensbedrohlicher Zustand , was zu Morbidität und Mortalität 3. Obwohl wenig verstanden wird intestinale Ischämie-Reperfusions (IR) Schädigung dachte mit Veränderungen in der Darmflora verbunden zu sein , sowie die Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies und inflammatorische Zytokine und Chemokine 1,4-6. Dies führt zur Aktivierung von sowohl innate und adaptive Immunmechanismen , die eine Entzündung und Gewebeschädigung 1,7,8 fördern. Tiermodelle sind von entscheidender Bedeutung für die Mechanismen der IR Verletzungs verstehen, da sie leicht Verstärkungs- und loss-of-function genetische Experimente ermöglichen. Mehrere Tiermodelle von IR wurden die komplette Gefäßverschluss, Low - Flow - Ischämie entwickelt und segmentierten Gefäßverschluss (kürzlich in einem umfassenden Überblick zusammengefasst 9). Intestinale Ischämie verursacht durch vollständige Gefäßverschluss der Arteria mesenterica superior (SMA) ist eine einfache und häufig verwendete Modell von IR bei großen Tieren und Nagetiere 11.09. Jedoch verschiedene Bereiche des Darmes haben unterschiedliche Verletzungsanfälligkeit. Darüber hinaus Verwechselung die breite Palette von Anästhetika, Analgetika, Arterienverschluss Techniken sowie Inkonsistenz in der Dauer von ischämischen Verletzungen und Erholung führen zu variablen Grad der Verletzung unser Verständnis der Biologie des IR über mehrere studies. Tabelle 1 zeigt diese Inkonsistenzen in murine IR - Studien. Der größte Nachteil von mit kürzeren Ischämiezeiten (30-45 min) zielt auf das Fenster der Erholung, auf die erkennbaren Unterschiede zwischen Fällen und Kontrollen beobachtet werden können. Mild Schädigung des Epithels kann eine Stunde nach der Reperfusion gelöst werden, deshalb spezialisierte pathologische Metriken erforderlich sein können Unterschiede in der epithelialen Restitution zu finden. Im Gegensatz dazu, wie übermäßigen Schaden durch 100 min von ischämischer Verletzung gesehen kann in der vollständigen denudement des Epithels führen, wenn eine Rückerstattung nicht mehr möglich ist, die Rate der Sterblichkeit erhöhen und Recovery-Zeit. Deshalb beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen IR bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik in unserem Bereich zu fördern. Dieses Modell der intestinalen IR Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

<table><tbody><tr><td>Heated Pad</td><td>Sunbeam</td><td>E12107-819</td><td>Alternative: Braintree Scientific heated pad</td></tr><tr><td>Table top research anesthesia Machine</td><td>Vasco</td><td>UCAP 0001-0000171</td><td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td></tr><tr><td>Nose Cone</td><td>Parkland Scientific</td><td>ARES500</td><td></td></tr><tr><td>Scavenger canister and replacement cartridge</td><td>Parkland Scientific</td><td>80000, 80120</td><td></td></tr><tr><td>Induction Chamber</td><td>Surgivet</td><td>V711802</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-10</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Animal clipper&amp;nbsp;</td><td>Oster&amp;nbsp;</td><td>Oster Golden A5 078005-050-003</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>Webster</td><td>8804604</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>McKesson</td><td>562766</td><td>Controlled substance,contact IACUC</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamine HCl)</td><td>Pfizer</td><td>NADA 45-290</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Cotton tips</td><td>Puritan medical products</td><td>806-WC</td><td>Autoclave before use</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-17</td><td>10% Povidone-Iodine</td></tr><tr><td>Sterile saline solution</td><td>Aspen</td><td>46066-807-60</td><td>Adjust to room temperature before use</td></tr><tr><td>IR rodent thermometer</td><td>BIOSEB</td><td>BIO-IRB153</td><td></td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 70 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS5424, RS5435</td><td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 40 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS6472</td><td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td></tr><tr><td>Clip applying forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14189</td><td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&amp;nbsp; #RS-5440</td></tr><tr><td>Gill&#039;s 3 hematoxylin</td><td>Thermo Scientific</td><td>14-390-17</td><td></td></tr><tr><td>Surgical staples, Reflex 9 mm</td><td>Cell Point Scientific</td><td>201-1000</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip applier</td><td>Beckton Dickinson</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Byopsy foam pad</td><td>Simport</td><td>M476-1</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassette</td><td>Fisher Healthcare</td><td>15182701A</td><td>Histosette II combination lid and base</td></tr><tr><td>10% buffered formalin</td><td>Fisher Scientific</td><td>245-684</td><td></td></tr><tr><td>Surgical iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263-G SC</td><td>Alternative: Roboz RS6816</td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501219-G</td><td>Alternative: Roboz RS6814</td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-5228, RS-8122</td><td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td></tr><tr><td>Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50 mg</td><td>Sigma</td><td>2106</td><td></td></tr><tr><td>Reflex wound clip removing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-9263</td><td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td></tr><tr><td>Mice C57BL/6J mice&amp;nbsp;</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Stock No 0664</td><td></td></tr><tr><td>Telfa non-adherent dressings, 3 x 4, sterile</td><td>Coviden</td><td>1050</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand transfer pipets</td><td>Fischer Scientific</td><td>13-711-5AM</td><td>Use pipets to dropwise add saline</td></tr></tbody></table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

Intestinale Ischämie ist ein lebensbedrohlicher Zustand in Verbindung mit einem breiten Spektrum von klinischen Zuständen, einschließlich Atherosklerose, Thrombose, Blutdruckabfall, nekrotisierende Enterokolitis, Darmtransplantation, Trauma und chronische Entzündungen. Intestinale Ischämie-Reperfusions (IR) Schädigung ist eine Folge der akuten mesenterialen Ischämie, hervorgerufen durch unzureichende Durchblutung der mesenterialen Gefäße, was zu Darmschäden. Reperfusion nach Ischämie können weitere Schäden des Darms verstärken. Die Mechanismen der IR-Verletzungen sind komplex und kaum verstanden. Daher sind kleine Versuchstiermodellen kritisch für das Verständnis der Pathophysiologie der IR Verletzung und die Entwicklung neuer Therapien. Hier beschreiben wir ein Mausmodell der akuten Darm IR Verletzung, die ohne Mortalität reproduzierbaren Verletzung des Dünndarms zur Verfügung stellt. Dies wird durch Induzieren von Ischämie in dem Bereich des distalen Ileums durch zeitliches Occludin erreichtg die peripheren und Terminalnebenzweige der A. mesenterica superior für 60 min mikrovaskulären Clips. Reperfusion für 1 Stunde oder 2 Stunden nach einer Verletzung führt zu reproduzierbaren Schädigung des Darms durch die histologische Analyse untersucht. Die richtige Position der mikrovaskulären Clips ist für das Verfahren kritisch. Daher bietet der Videoclip eine detaillierte visuelle Schritt-für-Schritt-Beschreibung dieser Technik. Dieses Modell der intestinalen IR Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

Wir optimieren das Versuchsprotokoll von IR-Operation reproduzierbare IR induzierte Schädigung des Ileum bei Mäusen zu erhalten. Repräsentative Ergebnisse sind in diesem Abschnitt dargestellt. Abbildung 1 zeigt Beispiele von mikrovaskulären Clips Position Ischämie des Ileum zu induzieren. Schwarze Pfeile zeigen Position der Haupt Clips erster Ordnung Zweige der A. mesenterica superior Okkludieren. Grüne ...

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Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Hier beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen Ischämie-Reperfusion bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik auf dem Gebiet zu fördern. Dieses Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusions-Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K Aufrufe.  Trudeau Institute.  Hier beschreiben wir die Einzelheiten des Verfahrens der intestinalen Ischämie-Reperfusion bei Mäusen, die ohne Mortalität in reproduzierbarer Verletzungen führt die Standardisierung dieser Technik auf dem Gebiet zu fördern. Dieses Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusions-Verletzung kann die zellulären und molekularen Mechanismen der Schädigung und Regeneration zu studieren verwendet werden. 

Serie: Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Ein Maus-Closed-Brust-Modell von Myokardischämie und Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Forschung

Medizin

Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce multiple tissue and organ damage. Despite recent advances and therapeutic approaches, the overall morbidity has remained unsatisfactory especially in patients with underlying parenchymal abnormalities. In the context of aggressive cancer growth and metastasis, surgical I/R is suspected to be the promoter regulating tumor recurrence. This article aims to describe a clinically relevant murine model of liver I/R and colorectal liver metastasis. In doing so, we aim to assist other investigators in establishing and perfecting this model for their routine research practice to better understand the effects of liver I/R on promoting liver metastases.

We describe in detail a clinically relevant colorectal cancer liver metastases (CRLM) tumor model and the influence of liver ischemia reperfusion (I/R) in tumor growth and metastasis. This model can help to better understand the mechanisms underlying surgery-induced promotion of liver metastatic growth.

Murine Modell der metastasierenden Lebertumoren in der Einstellung der Ischämie Reperfusionsverletzung

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce ...

Krebsforschung

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Einem Mausmodell der myokardialen Ischämie-Reperfusion Injury durch Ligation des linken vorderen absteigenden Arterie

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Intestinal Stem Cell Isolation and Culture in a Porcine Model of Segmental Small Intestinal Ischemia

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ischemia, when the blood supply and therefore oxygen is decreased to the intestine. This leads to intestinal barrier loss and damage to the underlying tissue. Intestinal stem cells reside at the base of the crypts of Lieberk&#252;hn and are responsible for intestinal renewal during homeostasis and following injury. Ex vivo cell culture techniques have allowed for the successful study of epithelial stem cell interactions by establishing culture conditions that support the growth of three-dimensional epithelial organ-like systems (termed "enteroids" and "colonoids" from the small and large intestine, respectively). These enteroids are composed of crypt and villus-like domains and mature to contain all of the cell types found within the epithelium. Historically, murine models have been utilized to study intestinal injury. However, a porcine model offers several advantages including similarity of size as well as gastrointestinal anatomy and physiology to that of humans. By utilizing a porcine model, we establish a protocol in which segmental loops of intestinal ischemia can be created within a single animal, enabling the study of differing time points of ischemic injury and repair in vivo. Additionally, we describe a method to isolate and culture the intestinal stem cells from the ischemic loops of intestine, allowing for the continued study of epithelial repair, modulated by stem cells, ex vivo.

This protocol will enable readers to successfully establish a porcine model of segmental intestinal ischemia and subsequently isolate and culture intestinal stem cells for the study of epithelial repair following injury.

Intestinale Stammzellen isoliert und Kultur in einem porcinen Modell der segmentalen kleinen intestinalen Ischämie

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Murine Myokardinfarkt Modell mit permanenten Ligation der linken Anterior absteigende Koronararterie

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Ein effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, such as gastric dilatation volvulus (GDV), mesenteric torsion, and colic, are observed in animals such as dogs and horses. An initial interruption of blood flow causes tissues to become ischemic. Although necessary to salvage viable tissue, subsequent reperfusion can induce further injury. The main mechanism responsible for IRI is free radical formation upon reperfusion and reintroduction of oxygen into damaged tissue, but there are many other components involved. The resulting local and systemic effects often impart a poor prognosis. 
Intestinal IRI has been the subject of extensive research over the past 50 years. An in vivo rodent model in which the base of the superior mesenteric artery (SMA) is temporarily ligated is currently the most common method used to study intestinal IRI. Here, we describe a model of intestinal IRI utilizing isoflurane anesthesia in 21% O2 medical air that yields reproducible injury, as demonstrated by consistent histopathology of the small intestines. Tissue injury was also assessed in the colon, liver, and kidneys.

We describe how to generate a widely used surgical model of intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) in rodents. The procedure involves occlusion of the superior mesenteric artery followed by the restoration of blood flow. This model is useful for studies investigating occlusive causes of intestinal IRI in both veterinary and human medicine.

Nagetiermodell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsverletzung durch Verschluss der Arteria mesenterica superior

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, ...

Mausmodell zur Untersuchung von Lungenischämie-Reperfusionsschäden

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

Autor im Rampenlicht: Einblicke in die Wirkung der Ischämie-Reperfusion auf die Lungentransplantation

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.