Rus Bilim Vakfı tarafından desteklenen bu çalışma, hayır verin. 14-50-00060 ve LLC RUSCHEMBIO. Bu çalışma aynı zamanda (CJ için) 294.083 (AVT için), ve NIH hibe RO1 DK47700 tarafından hibe Amerika Crohn`s ve Kolit Vakfı tarafından desteklenmiştir.

Hayvan çalışmaları Sağlık kılavuzların Ulusal Enstitüsü ile uygun olarak yapıldı ve Kurumsal Hayvan Bakım tarafından onaylanmış ve Trudeau Enstitüsü Komitesi kullanın. 8-12 haftalık C57BL / 6 fareleri çalışma için kullanıldı. Cerrahi 1. Hazırlık <ol><li> Hazırlayın ve cerrahi aletler sterilize edin. </li><li> burun konisi ve ısıtmalı pad ile izofluran tabanlı anestezi sistemi hazırlayın. Emin olun ısıtmalı ped ısınmış değil (&lt;39 ºC). </li><li> izofluran gazı tahliye teneke kutu bloke veya herhangi bir şekilde tıkalı olmayan kutunun altındaki egzoz portları sağlamak için doğru pozisyonda olduğundan emin olun. teneke kutu üzerindeki prosedür ve belge ağırlığı öncesinde gazı tahliye bidonunu tartılır. teneke kutu ağırlığı birikmiş ağırlık (~ 12 saat) 50 g aştığında teneke kutu atın. </li></ol> 2. Anestezi <ol><li> indüksiyon odasında% 3 izofluran ile fare anestezisi (1 L / dkO 2). <ol><li> dik kalması için bir yetersizlik ile anestezi derinliği değerlendirmek maksatlı istemli hareket, göz kırpma refleksinin kaybı, kas gevşeme ve yanıt kaybı kaybı (firma basıncı ile ayak veya kuyruk tutam) stimülasyon refleks. </li><li> göğüs duvarı ve karın hareketlerini gözlemleyerek solunum hızı ve desen değerlendirin. Optimal anestezi altında nefes hızı dakikada ortalama ~ 55-65 nefes olmalıdır. </li><li> indüksiyon odasından fareyi çıkarın ve hızlı bir şekilde fare karın alan tıraş. </li></ol></li><li> kornea kuruma önlemek için, gözlerde mülayim oftalmik merhem yerleştirin. </li><li> Isıtmalı pad üzerinde fare yerleştirin ve anestezi sistemine burun konisi yoluyla bağlayın. Emin olun lateks burun konisi membran sıkıca fare başının üzerinde oturur ve izofluran hiçbir sızıntı yoktur. </li><li> subkutan ağrı çağlayan rüzgar engellemek için% 1.5 izofluran oranını azaltmak ve buprenorfini (0.1 mg / kg) ve ketamin (10 mg / kg) enjekte edilir. </li><li> th Wipe% 70 etanol ve ardından Betadinede cerrahi çözeltisi ile ıslatılmış steril pamuklu çubuk ile çalışma alanının e cilt. </li></ol> 3. Cerrahi <ol><li> işletim makas ile orta çizgi 3-5 cm laparotomi olun. tuzlu su ile nemlendirilmiş steril yapışkan olmayan ped ile kapak operasyonu alanı. çekum ve ileum izole etmek ve tuzlu su içinde nemli bir pamukla kullanarak superior mezenterik arter maruz kalmaktadır. </li><li> Uygulayarak klibi kolaylaştırmak bunu scissors.To ince iris kullanarak superior mezenterik arter çevreleyen mezenterinde küçük nicks yapmak için, hafifçe soyunma forseps ile bağırsak yükseltmek ve (istenilen klip pozisyonunda Şekil superior mezenterik arterin her iki tarafında mezenterin kesti 1A). Ardından, klip uygulamadan önce istenen klip konumunda alanına steril tuzlu su birkaç damla ekleyin. Not: sham ameliyatı 3.2 adıma cerrahi prosedürü takip etmek. klipleri geçerli değildir. Bunun yerine, katma ılık s tarafından nemli dokusu korumakaline olarak 1 saat süre ile 3.6 tarif edilmiştir. Daha sonra, 4.1 adıma geçin, </li><li> Çekum (Şekil 1B) bitişik iskemik ileum 5-7 cm&#39;lik bölge oluşturmak için bir klip uygulayıcı kullanılarak mikrovasküler klipleri (70 g kuvveti) ile superior mezenterik arterin birinci dereceden dalları tıkamak. Gemilerin konumu muhafazakar olmasına rağmen, fareler arasında küçük farklılıklar (Şekil 1 örneklere bakınız) olabilir. Bu nedenle, 2 ya da 3 klip genellikle (Şekil 1A, D, E, siyah oklar klipleri yerini görmek) gereklidir. Not: Yüksek kaliteli gemi klipleri kullanın. Yüksek basınç klipleri damarlarının zarar ve tamamen kan akışını bloke olmayabilir alçak basınç klipleri (&lt;30 gr) ise rejenerasyon önleyebilir. </li><li> Iskemik bağırsak bölgesini (Şekil 1) demarking, gemilerin karşısında iki mikrovasküler klipler kullanarak bağırsağın (40 g kuvveti) ile kollateral kan akışını engeller. kollateral damarların tıkanması için gereklidirBitişik kan damarlarından kan akımını engellemek (Şekil 1A, D, E, yeşil oklar klipleri yerini bakınız). </li><li> İsteğe bağlı: kan pıhtılaşmasını önlemek için heparin çözeltisi (6 USP birim / ml) ekleyin. İzole bağırsağa heparin solüsyonu 0.5 ml ilave ilave edildi. </li><li> tuzlu su ile ıslak steril yapışmayan pedi hassas silme bezleri, 37 ° C&#39;ye kadar önceden ısıtılmış ve cerrahi alanı için de geçerlidir. mendil tüm prosedür sırasında ıslak kalır emin olun. </li><li> boyunca% 1-1.5 izofluran anestezi ile 60 dakika iskemi koruyun. iskemi prosedür doğru yapılırsa, iskemik bölge yaklaşık 30 dakika içinde renk şarap kırmızı değişecektir. Başarılı tıkanıklığı gösteren iskemi (Şekil 1, sağ paneller) sırasında genişlemiş klip konumuna uzak kan damarlarını unutmayın. </li><li> Yakından iskemi safhasında fare izleyin. Ameliyat sitesini kapsayan yapışmayan pad tuzlu su çözeltisi uygulamaya devam. </li><li> işaretdoku üzerinde Gill`s 3 hematoksilen 20 ul pipetleme iskemik alanın kenarları (Şekil 1E, sağ panel) karşılaştırma için aynı fare iskemik doku ve komşu sağlıklı dokulara hasat kolaylaştırmak için. </li></ol> 4. reperfüzyon Sahne <ol><li> iskemi sonunda klip alanında serum fizyolojik birkaç damla ekleyin ve hafifçe klip uygulayıcı ile mikrovasküler klipsleri çıkarın. Sonra, yavaşça tuzlu nemlendirilmiş pamuk ipuçlarını kullanarak geri karın boşluğuna bağırsak itin. yapışmayan dolgusunu çıkarın ve 9 mm paslanmaz çelik yara klipleri kullanarak karın duvarı ve cilt kapatın. reperfüzyon, 3 saat daha uzun gerçekleştirilirse, deri üzerinde yara klipleri uygulamadan önce karın duvarı kapatmak için bir emilebilir Vicryl dikiş kullanır. </li><li> reperfüzyon fazı için, istenen süre (30 dakika, 60 dakika, 120 dakika veya 180 dakika) için ısıtıldı temiz bir kafes fareler koruyun. </li><li> her 30 dk istikrarı sağlamak için en az hayvanları kontrol edin. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Otopsi ve Küçük Bağırsak Hasat <ol><li> CO reperfüzyon sonrası istenilen zamanda servikal dislokasyon tarafından takip 2 doz aşımı fareler Euthanize. </li><li> karın boşluğu açmak ve daha fazla analiz için iskemik bağırsak doku toplanır. yaralanmaya herhangi bir sistemik reaksiyon için hesap için bir iç kontrol olarak yaralı doku bitişik Hasat sağlıklı normal doku. Not: Bu kontrol sahte ameliyatlı farenin İR kaynaklı yaralanmalara sistemik reaksiyonuna maruz çünkü plasebo kontrol fareleri ameliyat daha uygundur. </li><li> uzunlamasına sonra tuzlu su ile doldurulur ve ekli sonda iğne ile bağırsağın 30 ml şırınga kesmek kullanılarak bağırsak içeriği yıkayın. bağırsak örnek gen ekspresyon analizi için gerekli ise, uzunlamasına 1.5 mm&#39;lik bir fragmanını kesilmiş ve histolojik analiz için geri kalan parça kullanımı. </li><li> histolojik analiz için, intest rulo forseps bir çift kullanarak bir İsviçre rulo hazırlamakine. </li><li> Haddelenmiş formunu korumak doku kasetlerde biyopsi köpük pedler (Şekil 2) arasındaki bağırsak parçaları yerleştirin. % 10 tamponlu formalin içine kasetleri yerleştirin. </li><li> En az 24 saat süreyle formalin doku sabitleyin. Ek bir 24 saat boyunca% 70 etanol ile formalin değiştirin. Oda sıcaklığında süresiz% 70 etanol saklayın dokusu. </li><li> Parafin gömün, 5 mikron bölümleri kesmek ve hematoksilen ve eozin standart bir protokol (Şekil 3) kullanılarak leke. </li></ol> 6. Puanlama <ol><li> Tablo 2&#39;de özetlendiği gibi. Fare iskemi-reperfüzyon hasarı Puan uygun bir puanlama yöntemini seçin. </li><li> İsteğe bağlı: Yaralanma şiddeti bölümü boyunca değişir beri dört bölüme görüş alanını bölün. </li><li> körü körüne edilen puanlar her bölümün ortalama notu hesaplayın. </li><li> Olguların ve kontrol arasındaki yaralı doku notu karşılaştırmak yanı sıra incie Bir Dunn çoklu karşılaştırmalar testi tarafından izlenen bir Kruskal-Wallis Testi kullanılarak doku yara almadan kurtuldu. </li></ol>

The authors declare no conflict of interest

Bağırsak IR yaralanma fare modellerinin geliştirilmesi büyük ölçüde doku hasarının mekanizmaları iyi anlaşılmasını sağlamıştır ve doku hasarı 7,9,11,34 en aza indirmek için potansiyel terapötik stratejilerin geliştirilmesine yardımcı oldu. Bu protokolün kritik adımlar mikrovasküler klip doğru konumlandırma, IR yaralanma iskemi ve uygun histolojik değerlendirme doğru zamanlama vardır. iskemi süresi daha sonraki epitel hasar için kritik öneme sahi...

bağırsak iskemisi ve epitel zarar kan akışının kesilmesi için çok hassastır. iskemi sonrası reperfüzyon doku yeniden oksijenlenmesini sağlar ve ayrıca patolojiyi teşvik edebilir. Bu nedenle, intestinal iskemi ve reperfüzyon yaralanması nekrotizan enterokolit, ince bağırsak nakli allograft reddi, abdominal aort anevrizması, kalp akciğer baypas ve iltihaplı bağırsak hastalığı 1,2 komplikasyonları içeren patolojilerin geniş bir yelpazesi ile ilişkilidir. Bağırsak IR hasarı, özellikle akut mezenterik iskemi, morbidite ve mortalite 3 sonuçlanan hayatı tehdit eden bir durumdur. Az anlaşılmış olmasına rağmen, intestinal iskemi-reperfüzyon (İR) hasarı bağırsak Mikrobiyota değişiklikler gibi reaktif oksijen türleri ve enflamatuar sitokinlerin ve kemokinlerin 1,4-6 üretimi ile ilişkili olduğu düşünülmektedir. Bu, her iki aktivasyonuna yol açarNate ve inflamasyon ve doku hasarı 1,7,8 teşvik adaptif immün mekanizmalar. Onlar kolay gain- ve zarar fonksiyon-genetik deneyler izin verdiği Hayvan modelleri, IR yaralanma mekanizmaları anlamak için kritik öneme sahiptir. IR çeşitli hayvan modelleri tam damar tıkanıklığına, düşük akımlı iskemi geliştirildi, ve (son kapsamlı inceleme 9 özetlenmiştir) damar tıkanıklığına segmentli edilmiştir. Superior mezenterik arter (SMA) tam damar tıkanıklığı neden olduğu bağırsak iskemi büyük hayvanların ve kemirgenler 9-11 IR kolay ve yaygın olarak kullanılan bir modeldir. Bununla birlikte, bağırsak farklı alanlarda hasar karşı farklı duyarlılığa sahiptir. Buna ek olarak, yaralanma değişken derecelerde iskemik hasar ve kurtarma sonucu süresi farklı anestezik, analjezik, arter tıkanıklığı teknikleri aralığı yanı sıra tutarsızlık birden STUDIE karşısında IR biyoloji anlayışımızı karıştırıcıs. Tablo 1 fare IR çalışmalarda bu tutarsızlıkları ortaya koymaktadır. kısa iskemik kez (30-45 dakika) kullanarak büyük dezavantajı vakalar ve kontroller arasındaki fark farklar görülebilir bunun üzerine kurtarma penceresi hedefliyor. epitele Hafif yaralanma, bu nedenle, reperfüzyon sonrası bir saat çözülmesi patolojik ölçümlerini epitel iadesinde farklılıkları bulmak gerekebilir uzman olabilir. Bunun tersine, aşırı hasar, iskemik yaralanma, 100 dakika tarafından görülen ölüm oranını ve geri kazanım süresi arttıkça, iade artık mümkün değildir epitel, tam soyulma- neden olabilir. Bu nedenle, burada bizim tarlada bu tekniğin standardizasyonu teşvik etmek mortalite olmadan tekrarlanabilir yaralanma ile sonuçlanan farelerde bağırsak IR ayrıntılı prosedürü açıklar. Bağırsak İR yaralanma Bu model yaralanma ve yenilenme hücresel ve moleküler mekanizmaları incelemek için kullanılabilir.

<table><tbody><tr><td>Heated Pad</td><td>Sunbeam</td><td>E12107-819</td><td>Alternative: Braintree Scientific heated pad</td></tr><tr><td>Table top research anesthesia Machine</td><td>Vasco</td><td>UCAP 0001-0000171</td><td>Alternative: Parkland Scientific, V3000PS</td></tr><tr><td>Nose Cone</td><td>Parkland Scientific</td><td>ARES500</td><td></td></tr><tr><td>Scavenger canister and replacement cartridge</td><td>Parkland Scientific</td><td>80000, 80120</td><td></td></tr><tr><td>Induction Chamber</td><td>Surgivet</td><td>V711802</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal Healthcare</td><td>NDC 66794-013-10</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Animal clipper&amp;nbsp;</td><td>Oster&amp;nbsp;</td><td>Oster Golden A5 078005-050-003</td><td></td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment</td><td>Webster</td><td>8804604</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>McKesson</td><td>562766</td><td>Controlled substance,contact IACUC</td></tr><tr><td>Ketaset (Ketamine HCl)</td><td>Pfizer</td><td>NADA 45-290</td><td>Controlled substance, contact IACUC</td></tr><tr><td>Cotton tips</td><td>Puritan medical products</td><td>806-WC</td><td>Autoclave before use</td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue Products</td><td>67618-150-17</td><td>10% Povidone-Iodine</td></tr><tr><td>Sterile saline solution</td><td>Aspen</td><td>46066-807-60</td><td>Adjust to room temperature before use</td></tr><tr><td>IR rodent thermometer</td><td>BIOSEB</td><td>BIO-IRB153</td><td></td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 70 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS5424, RS5435</td><td>Alternative: WPI 14121, for SMA occlusion</td></tr><tr><td>Micro vascular clips, 40 g</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS6472</td><td>Alternative:WPI 14120, for collateral vessels occlusion</td></tr><tr><td>Clip applying forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>14189</td><td>Alternative: Roboz #RS-5410 or&amp;nbsp; #RS-5440</td></tr><tr><td>Gill&#039;s 3 hematoxylin</td><td>Thermo Scientific</td><td>14-390-17</td><td></td></tr><tr><td>Surgical staples, Reflex 9 mm</td><td>Cell Point Scientific</td><td>201-1000</td><td></td></tr><tr><td>Autoclip applier</td><td>Beckton Dickinson</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Byopsy foam pad</td><td>Simport</td><td>M476-1</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassette</td><td>Fisher Healthcare</td><td>15182701A</td><td>Histosette II combination lid and base</td></tr><tr><td>10% buffered formalin</td><td>Fisher Scientific</td><td>245-684</td><td></td></tr><tr><td>Surgical iris scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501263-G SC</td><td>Alternative: Roboz RS6816</td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501219-G</td><td>Alternative: Roboz RS6814</td></tr><tr><td>Dressing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-5228, RS-8122</td><td>Alternative: World Precision Instruments 1519-G</td></tr><tr><td>Heparin, endotoxin free, 300 USP units/vial, 50 mg</td><td>Sigma</td><td>2106</td><td></td></tr><tr><td>Reflex wound clip removing forceps</td><td>Roboz Surgical&amp;nbsp;</td><td>RS-9263</td><td>Alternative: World Precision Instruments: 500347</td></tr><tr><td>Mice C57BL/6J mice&amp;nbsp;</td><td>Jackson Laboratory</td><td>Stock No 0664</td><td></td></tr><tr><td>Telfa non-adherent dressings, 3 x 4, sterile</td><td>Coviden</td><td>1050</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand transfer pipets</td><td>Fischer Scientific</td><td>13-711-5AM</td><td>Use pipets to dropwise add saline</td></tr></tbody></table>

murine model of intestinal ischemia-reperfusion injury

İntestinal iskemi ateroskleroz, tromboz, hipotansiyon, nekrotizan enterokolit, bağırsak transplantasyonu, travma ve kronik inflamasyon gibi klinik durumların geniş bir yelpazesi ile ilişkili yaşamı tehdit eden bir durumdur. Bağırsak iskemi-reperfüzyon (İR) hasarı bağırsak hasarı ile sonuçlanan mezenterik damarları aracılığıyla yetersiz kan akışının neden olduğu akut mezenterik iskemi sonucu, olduğunu. Reperfüzyon aşağıdaki iskemi daha bağırsağın zarar arttırabilir. IR yaralanma mekanizmaları karmaşık ve tam olarak anlaşılamamıştır vardır. Bu nedenle, deneysel küçük hayvan modelleri IR yaralanma patofizyolojisi ve yeni tedavilerin geliştirilmesi anlamak için kritik öneme sahiptir. Burada ölüm olmadan ince bağırsağın tekrarlanabilir yaralanma sağlayan akut bağırsak IR yaralanma fare modeli açıklanmaktadır. Bu geçici occludin distal ileum bölgesinde uyarılması iskemi ile elde edilirg mikrovasküler klipleri kullanarak 60 dakika superior mezenterik arterin periferik ve terminal teminat dalları. 1 saat ya da histolojik analizi ile incelenmiştir bağırsağın tekrarlanabilir yaralanma yaralanma sonuçları açıklandıktan sonra 2 saat reperfüzyon. mikrovasküler klip uygun pozisyon prosedürü için kritik öneme sahiptir. Bu nedenle video klibi bu tekniğin ayrıntılı bir görsel adım adım açıklamasını sağlar. Bağırsak İR yaralanma Bu model yaralanma ve yenilenme hücresel ve moleküler mekanizmaları incelemek için kullanılabilir.

Biz farelerde ileum tekrarlanabilir IR kaynaklı yaralanma elde etmek için IR cerrahi deneysel protokol optimize. Örnek sonuçlar bu bölümde gösterilmiştir. Şekil 1 ileum iskemi ikna etmek için mikrovasküler klipler pozisyon örneklerini gösterir. Siyah oklar superior mezenterik arterin birinci dereceden dallarını kapatılmasıy ana klip konumunu gösterir. Yeşil oklar kollateral damarlardan kan a...

Watch this Scientific Journal Video about Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury at JoVE.com

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Bağırsak İskemi-reperfüzyon Hasarı Murin Modeli

Burada tarlada bu tekniğin standardizasyonu teşvik etmek mortalite olmadan tekrarlanabilir yaralanma ile sonuçlanan farelerde bağırsak iskemi-reperfüzyon ayrıntılı prosedürü açıklar. Bağırsak iskemi-reperfüzyon hasarının Bu model yaralanma ve yenilenme hücresel ve moleküler mekanizmaları incelemek için kullanılabilir.

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

murine-model-of-intestinal-ischemia-reperfusion-injury

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

19.4K Görüntüleme.  Trudeau Institute.  Burada tarlada bu tekniğin standardizasyonu teşvik etmek mortalite olmadan tekrarlanabilir yaralanma ile sonuçlanan farelerde bağırsak iskemi-reperfüzyon ayrıntılı prosedürü açıklar. Bağırsak iskemi-reperfüzyon hasarının Bu model yaralanma ve yenilenme hücresel ve moleküler mekanizmaları incelemek için kullanılabilir. 

Video: Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ischemia and reperfusion. Immune response includes cytokine expression and release or secretion of endogenous ligands of innate immune receptors. Activation of innate immunity can potentially modulate infarct size. We have modified an existing murine closed-chest model using hanging weights which could be useful for studying myocardial pre- and postconditioning and the role of innate immunity in myocardial ischemia and reperfusion. This model allows animals to recover from surgical trauma before onset of myocardial ischemia.
Volatile anesthetics have been intensely studied and their preconditioning effect for the ischemic heart is well known. However, this protective effect precludes its use in open chest models of coronary artery ligation. Thus, another advantage could be the use of the well controllable volatile anesthetics for instrumentation in a chronic closed-chest model, since their preconditioning effect lasts up to 72 hours. Chronic heart diseases with intermittent ischemia and multiple hit models are other possible applications of this model.
For the chronic closed-chest model, intubated and ventilated mice undergo a lateral blunt thoracotomy via the 4th intercostal space. Following identification of the left anterior descending a ligature is passed underneath the vessel and both suture ends are threaded through an occluder. Then, both suture ends are passed through the chest wall, knotted to form a loop and left in the subcutaneous tissue. After chest closure and recovery for 5 days, mice are anesthetized again, chest skin is reopened and hanging weights are hooked up to the loop under ECG control.
At the end of the ischemia/reperfusion protocol, hearts can be stained with TTC for infarct size assessment or undergo perfusion fixation to allow morphometric studies in addition to histology and immunohistochemistry.

Surgical trauma induces an inflammatory response. Cytokines and endogenous ligands are known to modulate myocardial infarct size following ischemia and reperfusion. We present a modified closed-chest model of murine ischemia and reperfusion using hanging weights to minimize effects of thoracotomy.

Miyokard İskemi ve Reperfüzyon bir Mürin Kapalı göğüs Modeli

Surgical trauma by thoracotomy in open-chest models of coronary ligation induces an immune response which modifies different mechanisms involved in ...

Tıp

Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce multiple tissue and organ damage. Despite recent advances and therapeutic approaches, the overall morbidity has remained unsatisfactory especially in patients with underlying parenchymal abnormalities. In the context of aggressive cancer growth and metastasis, surgical I/R is suspected to be the promoter regulating tumor recurrence. This article aims to describe a clinically relevant murine model of liver I/R and colorectal liver metastasis. In doing so, we aim to assist other investigators in establishing and perfecting this model for their routine research practice to better understand the effects of liver I/R on promoting liver metastases.

We describe in detail a clinically relevant colorectal cancer liver metastases (CRLM) tumor model and the influence of liver ischemia reperfusion (I/R) in tumor growth and metastasis. This model can help to better understand the mechanisms underlying surgery-induced promotion of liver metastatic growth.

İskemi Reperfüzyon Hasarı Ayarında Metastatik Karaciğer Tümörlerinin Murine Modeli

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce ...

Kanser Araştırmaları

A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms at work during MI and developing effective therapeutic approaches requires methodology to reproducibly simulate the clinical incidence and reflect the pathophysiological changes associated with MI. Here, we describe a surgical method to induce MI in mouse models that can be used for short-term ischemia-reperfusion (I/R) injury as well as permanent ligation. The major advantage of this method is to facilitate location of the left anterior descending artery (LAD) to allow for accurate ligation of this artery to induce ischemia in the left ventricle of the mouse heart. Accurate positioning of the ligature on the LAD increases reproducibility of infarct size and thus produces more reliable results. Greater precision in placement of the ligature will improve the standard surgical approaches to simulate MI in mice, thus reducing the number of experimental animals necessary for statistically relevant studies and improving our understanding of the mechanisms producing cardiac dysfunction following MI. This mouse model of MI is also useful for the preclinical testing of treatments targeting myocardial damage following MI.

We introduce a surgical method to induce experimental ischemia/reperfusion (I/R) injury to simulate myocardial infarction (MI) in mouse models that allows for more clarity in positioning of the ligation on the left anterior descending artery (LAD) to increase the reproducibility of MI experiments in mice.

Sol ön inen arter ligasyonu ile Miyokard İskemi-reperfüzyon Hasarı bir fare modeli

Acute or chronic myocardial infarction (MI) are cardiovascular events resulting in high morbidity and mortality. Establishing the pathological mechanisms ...

Intestinal Stem Cell Isolation and Culture in a Porcine Model of Segmental Small Intestinal Ischemia

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ischemia, when the blood supply and therefore oxygen is decreased to the intestine. This leads to intestinal barrier loss and damage to the underlying tissue. Intestinal stem cells reside at the base of the crypts of Lieberk&#252;hn and are responsible for intestinal renewal during homeostasis and following injury. Ex vivo cell culture techniques have allowed for the successful study of epithelial stem cell interactions by establishing culture conditions that support the growth of three-dimensional epithelial organ-like systems (termed "enteroids" and "colonoids" from the small and large intestine, respectively). These enteroids are composed of crypt and villus-like domains and mature to contain all of the cell types found within the epithelium. Historically, murine models have been utilized to study intestinal injury. However, a porcine model offers several advantages including similarity of size as well as gastrointestinal anatomy and physiology to that of humans. By utilizing a porcine model, we establish a protocol in which segmental loops of intestinal ischemia can be created within a single animal, enabling the study of differing time points of ischemic injury and repair in vivo. Additionally, we describe a method to isolate and culture the intestinal stem cells from the ischemic loops of intestine, allowing for the continued study of epithelial repair, modulated by stem cells, ex vivo.

This protocol will enable readers to successfully establish a porcine model of segmental intestinal ischemia and subsequently isolate and culture intestinal stem cells for the study of epithelial repair following injury.

Bağırsak kök hücre izolasyon ve Segmental küçük bağırsak iskemi, domuz bir modeli kültür

Intestinal ischemia remains a major cause of morbidity and mortality in human and veterinary patients. Many disease processes result in intestinal ...

Two-vessel Occlusion Mouse Model of Cerebral Ischemia-reperfusion

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse model is useful for investigating the pathophysiology of cerebral ischemia-reperfusion and determining potential therapeutic strategies for patients with stroke. Variations in the anatomy of the circle of Willis of C57BL/6 mice affects their infarct volume after cerebral-ischemia-induced injury. Studies have indicated that distal MCA occlusion (MCAO) can overcome this problem and result in a stable infarct size. In this study, we establish a two-vessel occlusion mouse model of cerebral ischemia-reperfusion through the interruption of the blood flow to the right MCA. We distally ligate the right MCA and right common carotid artery (CCA) and restore blood flow after a certain period of ischemia. This ischemia-reperfusion injury induces an infarct of stable size and a behavioral deficit. Peripheral immune cells infiltrate the ischemic brain within the 24 h infiltration period. Additionally, the neuronal loss in the cortical area is less for a longer reperfusion duration. Therefore, this two-vessel occlusion model is suitable for investigating the immune response and neuronal recovery during the reperfusion period after cerebral ischemia.

A mouse model of cerebral ischemia-reperfusion is established to investigate the pathophysiology of stroke. We distally ligate the right middle cerebral artery and right common carotid artery and restore blood flow after 10 or 40 min of ischemia.

Serebral iskemi-reperfüzyon iki damar tıkanıklığı fare modeli

In this study, a middle cerebral artery (MCA) occlusion mouse model is employed to study cerebral ischemia-reperfusion. A reproducible and reliable mouse ...

Murine Myocardial Infarction Model using Permanent Ligation of Left Anterior Descending Coronary Artery

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine models of MI with permanent ligation of left-anterior descending (LAD) coronary artery closely mimics MI in humans. Murine models benefit from the extensive genetic engineering available nowadays. Here we propose a reproducible murine surgical model of myocardial infarction by permanent LAD coronary ligation. Our technique comprises anesthesia with ketamine/xylazine that can be rapidly reversed by administration of an antagonist, intubation without tracheotomy for mechanical-assisted ventilation, ventilation with application of extrinsic positive end-expiratory pressure (PEEP) to avoid alveolar collapse, a thoracotomy method limiting to the minimum surgical lesions made to skeletal muscles, and lung inflation without thoracentesis. This method is sparsely invasive, reproducible and reduces post-surgery mortality and complications.

Herein we describe a surgical procedure showing how to achieve permanent ligation of the left-anterior descending coronary artery in mice. This model is of high relevance to investigate the pathophysiology of myocardial infarction and the concomitant biological processes.

Sol Anterior İnen Koroner Arterin Kalıcı Ligasyonu ile Murine Miyokard Enfarktüsü Modeli

Myocardial infarction (MI) and acute coronary diseases are among the most prominent causes of death in population with western lifestyle. The murine ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Tek Taraflı İskemi-Reperfüzyon Hasarının Etkili Bir Fare Modeli

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Farelerde Miyokard Enfarktüsü ve Miyokard İskemi-Reperfüzyon Hasarının İndüksiyonu

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...

Rodent Model of Intestinal Ischemia-Reperfusion Injury via Occlusion of the Superior Mesenteric Artery

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, such as gastric dilatation volvulus (GDV), mesenteric torsion, and colic, are observed in animals such as dogs and horses. An initial interruption of blood flow causes tissues to become ischemic. Although necessary to salvage viable tissue, subsequent reperfusion can induce further injury. The main mechanism responsible for IRI is free radical formation upon reperfusion and reintroduction of oxygen into damaged tissue, but there are many other components involved. The resulting local and systemic effects often impart a poor prognosis. 
Intestinal IRI has been the subject of extensive research over the past 50 years. An in vivo rodent model in which the base of the superior mesenteric artery (SMA) is temporarily ligated is currently the most common method used to study intestinal IRI. Here, we describe a model of intestinal IRI utilizing isoflurane anesthesia in 21% O2 medical air that yields reproducible injury, as demonstrated by consistent histopathology of the small intestines. Tissue injury was also assessed in the colon, liver, and kidneys.

We describe how to generate a widely used surgical model of intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) in rodents. The procedure involves occlusion of the superior mesenteric artery followed by the restoration of blood flow. This model is useful for studies investigating occlusive causes of intestinal IRI in both veterinary and human medicine.

Superior mezenterik arterin tıkanması yoluyla intestinal iskemi-reperfüzyon hasarının kemirgen modeli

Intestinal ischemia-reperfusion injury (IRI) is associated with a myriad of conditions in both veterinary and human medicine. Intestinal IRI conditions, ...

Akciğer İskemi-Reperfüzyon Hasarını İncelemek için Fare Modeli

Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury

Ischemia reperfusion injury (IRI) during lung transplantation is a major risk factor for post-transplant complications, including primary graft dysfunction, acute and chronic rejection, and mortality. Efforts to study the underpinnings of IRI led to the development of a reliable and reproducible mouse model of left lung hilar clamping. This model involves a surgical procedure performed in an anesthetized and intubated mouse. A left thoracotomy is performed, followed by careful lung mobilization and dissection of the left pulmonary hilum. The hilar clamp involves reversible suture ligation of the pulmonary hilum with a slipknot, which stops the arterial inflow, venous outflow, and airflow through the left mainstem bronchus. Reperfusion is initiated by careful removal of the suture. Our laboratory uses 30 min of ischemia and 1 h of reperfusion for the experimental model in the current investigations. However, these time periods can be modified depending on the specific experimental question. Immediately prior to sacrifice, arterial blood gas can be obtained from the left ventricle after a 4 min period of right hilar clamping to ensure that the PaO2 values obtained are attributed to the injured left lung alone. We also describe a method to measure cell extravasation with flow cytometry, which involves intravenous injection of a fluorochrome-labeled antibody specific for the cell(s) to be studied prior to sacrifice. The left lung can then be harvested for flow cytometry, frozen or fixed, paraffin-embedded immunohistochemistry, and quantitative polymerase chain reaction. This hilar clamp technique allows for&#160;detailed study of the cellular and molecular mechanisms underlying IRI. Representative results reveal decreased left lung oxygenation and histologic evidence of lung injury following hilar clamping. This technique can be readily learned and reproduced by personnel with and without microsurgical experience, leading to reliable and consistent results and serving as a widely adoptable model for studying lung IRI.

Yazar Spotlight: İskemi Reperfüzyonunun Akciğer Nakli Üzerindeki Etkisine İlişkin Görüşler

The protocol outlines a feasible, reliable, and reproducible method of left pulmonary hilar clamping that can be used to study lung ischemia-reperfusion injury in mouse models.