著者らは、ルルド・カリアンGタンさんが魚の畜産を支援してくれたことに感謝している。本研究は、日本科学振興会(JSPS)の助成金援助(助成金番号18H04881、18K19323)、住友財団からS.K.に対する基礎科学研究プロジェクトの助成金を受け、NMBUが出資しました。

すべての実験と動物の取り扱いは、ノルウェー生命科学大学の実験動物福祉に関する勧告に従って行われました。ゴナデケーションを用いた実験は、ノルウェー食品安全局(FOTS ID 24305)によって承認されました。
※実験は、成人男性と女性(生後6~7ヶ月、体重ca.0.35g、長さ2.7cm)を用いて行いました。性別は、42,47に記載されているように背部と肛門ひれの大きさや形などの二次性徴を区別することによって決定した。
1. 機器およびソリューションの準備
<ol><li>麻酔ストック溶液(0.6%トリケーヌ)を準備します。<ol>
<li>100 mL の 100 mL のトリケーヌ (MS-222) の 0.6 g を 10x リン酸緩衝塩水 (PBS) で希釈します。</li>
		<li>トリケーヌストック溶液1 mLを複数の1.5mLプラスチックチューブに分配し、使用するまで-20 °Cで保管します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>水槽水の2 LにNaClの18 gを加えることによって回収水(0.9%NaCl溶液)を準備します。使用するまで室温で溶液を保管してください。</li>
	<li>鋭い点を得るために斜めにカミソリを破って切開ツールを準備します(図1A)。</li>
	<li>25 μLのヘパリンを1x PBSの500 μLに希釈して、血液抗凝固液溶液(0.05 U/μLのヘパリンナトリウム)を調製します。使用するまで4°Cで抗凝固液を保管してください。</li>
	<li>長さ90mmのガラスキャピラリーから、針の引き手でガラスの毛細管を引っ張って2本のガラス針を準備します(図1B)。メーカーの指示に従ってください。 注:ガラス針の外径は1mm、内径は0.6mmです。</li>
	<li>蓋を切って1.5mLのプラスチックチューブ蓋を用意し、針の外径に合った穴を作ります(図1C)。穴を作るために、9 mm ガラスキャピラリーの一方の端を加熱し、蓋を通して加熱されたガラスの毛細管を刺します。あるいは、穴の直径が9mmガラスキャピラリーに収まるまで、針を使用して蓋を通します。</li>
</ol>2. ゴナデケーションの手順
<ol><li>水槽水の30 mLにトリケーヌストック(0.6%)の1チューブを希釈することにより、麻酔液の0.02%を調製します。</li>
	<li>ステップ1.3で説明したように、1つの超微細および2つの細かい鉗子(1つは比較的広い先端を持つもの)、小さいはさみ、ナイロン糸およびカミソリを含む解剖用具を準備する。</li>
	<li>30-60秒間0.02%麻酔液に入れて魚を麻酔します。 注:麻酔の持続時間は、魚の大きさと重量に依存し、適応する必要があります。魚が完全に麻酔されていることを確認するために、魚の体は鉗子を使用して穏やかにつまむことができます。魚が反応しない場合は、ゴナデカトミーを開始することができます。</li>
	<li>麻酔液から魚を取り出し、魚を横に水平に置き、解剖顕微鏡の下で水を出します。</li>
	<li>女性の卵巣切り下切れ(OVX)<ol>
<li>卵(女性の体の外にぶら下がっている卵)があれば取り除き、切開部の鱗を削り取る(図2A)。</li>
		<li>かみそり刃を使用して、骨盤と肛門フィン(図2A)の間の長さ約2〜2.5mmの長さを穏やかに切開します。その後、細かい鉗子を使って少しずつ卵巣を取り出しながら、魚の腹部を優しくつまみます。</li>
		<li>細かい鉗子を使って卵巣の端を切り取り、卵巣を脇に置く(図2B)。 注:可能であれば、卵巣嚢を壊さないことに注意してください。卵巣嚢が壊れている場合は、非排卵卵卵を残すことなく、可能な限り完全に生殖腺の痕跡を取り除きます。</li>
	</ol></li>
	<li>男性の蘭十次体<ol>
<li>アヌスの上の肋骨の間を静かに切開し(図2A)、細かい鉗子を使ってゆっくりと切開を切開する。</li>
		<li>細かい鉗子を使って精巣をそっとつかみ、ゆっくりと精巣を取り出します。その後、精巣の終わりを切って精巣を完全に取り除きます(図2B)。男性の蘭十二次切開術の場合、すべての製剤は、切開部まで女性に似ています。精巣をつかむと、精巣に似た脂肪が得られることもある。しかし、脂肪を復元した後、再度精巣を見つけようとすることが可能です(図2B)。 注:男性と女性の両方にとって、死亡率につながる過度の損傷を防ぐために、腹部の切開サイズを最小限に抑えることが重要です。時には、腸はまた、生殖腺と一緒に切開を通して現れることがありますので、閉鎖前に切開の中で適切に戻されていることを確認してください。卵巣と精巣の位置に関する事前の知識は、メダカ腹部に不可欠です。</li>
	</ol></li>
	<li>男性と女性でも同様に切開を縫合する(図3)。<ol>
<li>ナイロン糸を切開領域の横に置き、細かい鉗子で糸を取り込むために超微細な鉗子を使用して内体腔を通して切開の右側から皮膚を刺す(図3;1-2)。</li>
		<li>切開の左側から外側の体腔を通して皮膚を刺して糸を取り出す(図3;3-4)。</li>
		<li>切開口を閉じ、2つの結び目を作り、過度の糸を切ります(図3;4-6)。 注:縫合糸は十分にタイトでなければならず、魚の残りの糸は縫合糸の緩み防止に十分な長さでなければなりません。麻酔から縫合までの手順全体は、一般的に最大6分かかります。長い時間は、死亡率につながる可能性があります。</li>
		<li>魚を回収水に入れ、少なくとも24時間放置してから、水槽システムに移します。 注:ゴナデクトマイズ化された魚は、通常、回復水の1〜2時間後に正常な行動を示します。したがって、実験目的に応じて、この時間間隔の後に魚をサンプリングすることができる。</li>
	</ol></li>
</ol>3. 血液採取手順
<ol><li>工具を準備する:ガラス針、シリコーンキャピラリー、穴付きのプラスチックチューブ、空の1.5 mLプラスチックチューブ、ミニセントリフュージとテープ。</li>
	<li>ステップ2.1で説明したように0.02%の麻酔液を使用して魚を麻酔し、魚を垂直位置の解剖顕微鏡の下に置く(図4A)。尾栓穿刺静脈の可視化を容易にするために、明るい表面に魚を置きます。</li>
	<li>シリコンキャピラリーにガラスの針を取り付けて、血液引き出しを取り付けます(図4B)。広い先端鉗子で針の先端を破り、吸引と吹き付けによって抗凝固液溶液で針の内側をコーティングします。 注:吸盤と少なくとも50 cmの長さのシリコーンキャピラリーの使用は、吸引時に血液の直接接触を避けるために安全対策のために推奨されます。また、針先の開口が血液を引き出すのに十分な大きさであることを確認してください。</li>
	<li>針を魚のペダンクルク領域に向け、尾大ペダンク静脈(図5A)を目指し、針の総体積が少なくとも4分の1になるまで口を使って血液を引き出す(図5B)。 注:魚の体から針を取り外す前に吸引を停止することが重要です。</li>
	<li>針を放し、針の鋭い側の近くにテープを置きます。蓋に穴を開けて、針を外側の針先に入れて穴に通します(図5C)。</li>
	<li>魚を回収水に入れ、少なくとも24時間放置してから、水槽システムに移します。 注:同じ魚から2回目の血液サンプリングを行う場合は、最初の血液サンプリングの1週間後に血液をサンプリングします。</li>
	<li>フラッシュは、チューブ内の血液を収集するために室温で1,000 x gで1〜2秒間収集した血液をスピンダウンします。</li>
	<li>下流の用途に直接進むか、使用するまで-20 °Cで血液を保存します。 注:全血48からの性ステロイド抽出のための以前の研究を参照してください。</li>
</ol>

著者らは開示するものは何もない。

前の文献で報告されているように, ゴナ16>と血液サンプリングは、BPG 軸の調節における性ステロイドの役割に関連する質問を調査するために、他のモデル種で長い間使用されています。.しかし、これらの技術は、より大きな動物に対してのみ適しているようです。一般的に使用されるテレオストモデルの小さなサイズを考慮して、我々は、この種のために実現可能であるゴナデクトミーと血...

脊椎動物において、主に生殖腺によって産生される性ステロイドは、様々なフィードバック機構1、2、3、4、5を介して脳下垂体-性腺(BPG)軸の調節において重要な役割を果たす。さらに、性ステロイドは脳内のニューロンの増殖と活動に影響を与える6,7,8およびゴナドロープを含む内分泌細胞, 下垂体9,10,したがって、脳および下垂体の可塑性において重要な役割を果たす.哺乳類における比較的良い知識にもかかわらず、性ステロイドによって媒介されるBPG軸調節のメカニズムは、非哺乳類種において理解されるどころか、進化的保存原理11の理解が不十分に至る。脳と下垂体の可塑性に対する性ステロイドの役割を文書化する研究はまだ限られています, したがって、多様な脊椎動物種に対するセックスステロイドの役割と効果のさらなる調査の必要性を高めます.
脊椎動物の中でも、テレオストは、ストレス応答12、13、成長14、15、栄養生理学16、17および再生2を含む多数の生物学的および生理学的な質問に対処する上で強力なモデル動物となっている。テレオスト, セックスステロイドは、主にエストラジオール (E2) 女性と 11-ケトテストステロン (11-KT) 男性で18,19,長い間、種間の再生の一般的な原則を調査するための信頼性の高い実験モデルとなっています。テレオストは視床下部下垂体の接続20、21および別個のゴナドロープ細胞22に固有性を示し、調節機構の解明に便利な場合もある。さらに、実験室および現場実験の両方に対する彼らのアノニアビリティのために、テレオストは他の生物と比較して多くの利点を提供する。彼らは購入し、23、24を維持するために比較的安価です。特に、ゼブラフィッシュ(Danio rerio)や日本のメダカ(Oryzias latipes)などの小型テレオストモデルは、非常に高い胎児性と比較的短いライフサイクルを有する種であり、遺伝子機能と疾患機構の迅速な分析を可能にする23の、したがって、これらの多くのよく発達したプロトコルおよび生理学的な質問に対処する上でさらに大きな利点を提供する。
多くの研究において、血液採取技術とともに生殖腺(ゴナ16分法)の除去は、哺乳類26、27、28、鳥29および両生類における脊椎動物生殖生理学におけるその影響を含む多くの生理学的な問題を調査する方法として用いられてきた。生殖生理学に対するゴナ16次切開効果は、タモキシフェンやクロミフェンなどの性ステロイド拮抗薬によって代替的に模倣することができるが、薬物の効果は、バイモーダル効果31、32のために矛盾しているように見える。セックスステロイド拮抗薬への慢性暴露は、卵巣の拡大につながる可能性があります33,34, 不健康な表現型のために長期的な目的のためのその効果の観察を無効にする可能性があります..さらに,セックスステロイドアンタゴニスト治療後の回復実験を行うことは不可能であり,特定の性ステロイドの特定の効果を保証する。これらの前述の点と共に、セックスステロイド拮抗薬使用の他のトレードオフは広範囲にレビューされています31,32.したがって, ゴナ十二分法はまだセックスステロイドの役割を調査するための強力な技術として今日表示されます。.
ゴナ16次切毛と血液サンプリング技術は、より大きな種では比較的簡単に行うことができますが、 ヨーロッパのシーバス(ディセントラーチ・ラブラクス)35、ブルーヘッド・ラッセ(タラソマ・ビファシアタム)36、ドッグフィッシュ(シリオリヌス・カニクル)37)、ナマズ(ヘテロプノウステス化石とクラリアス・バトラカス)など、小さな魚にmedkaとして適用すると課題を提起します。例えば,魚類麻酔デリバリーシステム(FADS)40の使用は実現可能性が低く、小魚に対して過度の物理的損傷を受けやすいようです。さらに、大きな魚40に一般的に使用されるゴナデクトミーの手順は、過度の損傷を避けるために高精度を必要とする小さな魚には適していません。最後に、血液採取は、血管へのアクセスが限られており、それらの動物の血液量が少ないため、困難です。したがって、小さなテレオストにおけるゴナ16次除術と血液サンプリングのあらゆるステップを示す明確なプロトコルが重要である。
このプロトコルは、東アジア原産の小さな淡水魚である日本のメダカでの血液サンプリングに続いて、ゴナデクトミーのステップバイステップの手順を示しています。日本のメダカは、配列ゲノム、いくつかの分子および遺伝的ツールを利用できる25、および二次性徴または生殖腺が十分に発達する前に性的差異の調査を可能にする遺伝的性決定システムを有する。興味深いことに、日本のメダカは、他の多くのテレオスト種42に反して融合性腺を持っています。これらの2つの技術を組み合わせると合計で8分しかかからず、血管43の標識、下垂体セクション44 および脳神経細胞45のパッチクランプ、および一次細胞培養46を含むこの種のために既に存在するビデオプロトコルのリストを完成させる。これらの技術は調査し、よりよく、将来的に脳と下垂体の可塑性と同様、フィードバックメカニズムでセックスステロイドの役割を調査し、理解する研究コミュニティを可能にします。.

<table><tbody><tr><td>Glass capilary</td><td></td><td>GD1</td><td>Glass Capillary with Filament GD-1; Narishige</td></tr><tr><td>Heparin sodium salt</td><td></td><td>H4784-1G</td><td>Sigma-aldrich</td></tr><tr><td>Needle puller</td><td></td><td>P97</td><td>Flaming/Brown Micropipette puller Model P-97; Sutter Instrument</td></tr><tr><td>Nylon thread</td><td></td><td>N45VL</td><td>Polyamide suture, 0.2 metric; Crownjun</td></tr><tr><td>Plastic tube</td><td></td><td>T9661</td><td>Eppendorf Safe-lock microcentifuge tube 1.5 ml, Sigma-aldrich</td></tr><tr><td>Razor blade</td><td></td><td>-</td><td>Astra Superior Platinum Double Edge Razor Blades Green, salonwholesale.com</td></tr><tr><td>Silicone capillary</td><td></td><td>a16090800ux0403</td><td>Uxcell Silicone Tube 1 mm ID x 2 mm OD, amazon.com&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Tricaine</td><td></td><td>WXBC9102V</td><td>Aldrich chemistry</td></tr></tbody></table>

gonadectomy and blood sampling procedures in the small size teleost model japanese medaka (oryzias latipes)

性ステロイド, 生殖腺によって生成, 脳と下垂体組織の可塑性と脳と下垂体にフィードバックを提供することにより、すべての脊椎動物の生殖の神経内分泌制御に不可欠な役割を果たしています。.テレオストの魚は、哺乳類と比較して生殖戦略の組織可塑性と変動の高い程度を持っており、性ステロイドの役割とそれらが作用するメカニズムを調査するのに有用なモデルであるように見える。ステロイドのレベルを測定する血液サンプリングと一緒にゴナデクトミーを使用してセックスステロイド生産の主なソースの除去は、確立されており、大きな魚でかなり実現可能であり、性ステロイドの役割と効果を調査するための強力な技術です..しかし、これらの手法は、小型テレオストモデルで実装する場合の課題を引き起こします。ここでは、男性と女性の両方の日本式メダカにおけるゴナデクトミーのステップバイステップの手順と、血液サンプリングについて述べています。これらのプロトコルは、高い生存率、魚の寿命および表現型の安全性、およびセックスステロイドクリアランスの点で再現性によって示されるメダカにおいて非常に実現可能であることが示されている。これらの手順をこの小さなテレオストモデルを使用する他の利点と組み合わせることで、脊椎動物のセックスステロイドによって提供される生殖および組織可塑性の神経内分泌制御におけるフィードバック機構の理解が大幅に向上する。

このプロトコルは、小さなサイズのモデルテレオスト、日本のメダカでゴナ12次と血液サンプリングを行うためのすべてのステップを記述します。女性の卵巣切り抜き(OVX)後の魚の生存率は100%(10匹中10匹)、オスの94%(18匹中17匹)が11次切り出し後に生存した。一方、血液採取手順が行われた後、すべての(38匹の魚)魚が生き残った。
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Gonadectomy and Blood Sampling Procedures in the Small Size Teleost Model Japanese Medaka Oryzias latipes

この記事では、動物生理学における性ステロイドの役割を調べるため、小型テレオスト魚から血液を血液に血液をサンプル化するクイックプロトコルについて説明し、日本のメダカ(Oryzias latipes)をモデルとして使用する。

小さいテレオストモデル日本メダカにおけるゴナデクトミーと血液サンプリング手順 (オリジアス ラティプ )

Sex steroids, produced by the gonads, play an essential role in brain and pituitary tissue plasticity and in the neuroendocrine control of reproduction in ...

gonadectomy-blood-sampling-procedures-small-size-teleost-model

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

Gonadectomy and Blood Sampling Procedures in the Small Size Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes)

4.3K ビュー.  Norwegian University of Life Sciences. この記事では、動物生理学における性ステロイドの役割を調べるため、小型テレオスト魚から血液を血液に血液をサンプル化するクイックプロトコルについて説明し、日本のメダカ(Oryzias latipes)をモデルとして使用する。 

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Salinity-dependent Toxicity Assay of Silver Nanocolloids Using Medaka Eggs

Salinity is an important characteristic of the aquatic environment. For aquatic organisms it defines the habitats of freshwater, brackish water, and seawater. Tests of the toxicity of chemicals and assessments of their ecological risks to aquatic organisms are frequently performed in freshwater, but the toxicity of chemicals to aquatic organisms depends on pH, temperature, and salinity. There is no method, however, for testing the salinity dependence of toxicity to aquatic organisms. Here, we used medaka (Oryzias latipes) because they can adapt to freshwater, brackish water, and seawater. Different concentrations of embryo-rearing medium (ERM) (1x, 5x, 10x, 15x, 20x, and 30x) were employed to test the toxicity of silver nanocolloidal particles (SNCs) to medaka eggs (1x ERM and 30x ERM have osmotic pressures equivalent to freshwater and seawater, respectively). In six-well plastic plates, 15 medaka eggs in triplicate were exposed to SNCs at 10 mg/L&#8722;1 in different concentrations of ERM at pH 7 and 25 &#176;C in the dark.
We used a dissecting microscope and a micrometer to measure heart rate per 15 sec and eye diameter on day 6 and full body length of the larvae on hatching day (section 4). The embryos were observed until hatching or day 14; we then counted the hatching rate every day for 14 days (section 4). To see silver accumulation in embryos, we used inductively coupled plasma mass spectrometry to measure the silver concentration of test solutions (section 5) and dechorionated embryos (section 6).The toxicity of the SNCs to medaka embryos obviously increased with increasing salinity. This new method allows us to test the toxicity of chemicals in different salinities.

Embryonic stages are the most susceptible to xenobiotics. Although chemical toxicity depends on salinity, no method exists to test the salinity dependence of toxicity to aquatic organisms. Here, we describe a new and high-throughput method for determining the salinity dependence of toxicity to aquatic embryos.

メダカの卵を使用したシルバーナノコロイドの塩分依存毒性アッセイ

Salinity is an important characteristic of the aquatic environment. For aquatic organisms it defines the habitats of freshwater, brackish water, and ...

発生生物学

Drug Treatment and In Vivo Imaging of Osteoblast-Osteoclast Interactions in a Medaka Fish Osteoporosis Model

Bone-forming osteoblasts interact with bone-resorbing osteoclasts to coordinate the turnover of bone matrix and to control skeletal homeostasis. Medaka and zebrafish larvae are widely used to analyze the behavior of bone cells during bone formation, degeneration, and repair. Their optical clarity allows the visualization of fluorescently labeled bone cells and fluorescent dyes bound to the mineralized skeletal matrix. Our lab has generated transgenic medaka fish that express the osteoclast-inducing factor Receptor Activator of Nuclear-factor &#954;B Ligand (RANKL) under the control of a heat&#160;shock-inducible promoter. Ectopic expression of RANKL results in the excess formation of activated osteoclasts, which can be visualized in reporter lines with nlGFP expression under the control of the cathepsin K (ctsk) promoter. RANKL induction and ectopic osteoclast formation leads to severe osteoporosis-like phenotypes. Compound transgenic medaka lines that express ctsk:nlGFP in osteoclasts, as well as mCherry under the control of the osterix (osx) promoter in premature osteoblasts, can be used to study the interaction of both cell types. This facilitates the in vivo observation of cellular behavior under conditions of bone degeneration and repair. Here, we describe the use of this system to test a drug commonly used in human osteoporosis therapy and describe a protocol for live imaging. The medaka model complements studies in cell culture and mice, and offers a novel system for the in vivo analysis of drug action in the skeletal system.

Drug Treatment and In Vivo Imaging of Osteoblast-Osteoclast Interactions in a Medaka Fish Osteoporosis Model

Small laboratory fish have become popular models for bone research on the mechanisms underlying human bone disorders and for the screening of bone-modulating drugs. In this report, we describe a protocol to assess the effect of alendronate on bone cells in medaka larvae with osteoporotic lesions.

薬物治療と<em&gt;インビボ</em&gt;メダカ骨粗鬆症モデルにおける骨芽細胞破骨細胞の相互作用のイメージング

Bone-forming osteoblasts interact with bone-resorbing osteoclasts to coordinate the turnover of bone matrix and to control skeletal homeostasis. Medaka ...

Microinjection of Medaka Embryos for use as a Model Genetic Organism

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1, as in zebrafish and the mouse. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of vertebrate genome functions.
To take advantage of medaka fish whose embryos are transparent and develop externally, microinjection is an essential technique to inject cell-tracers for labeling cells, mRNAs or anti-sense oligonucleotides for over-expressing and knocking-down genes of interest, and DNAs for making transgenic lines.

Medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of vertebrate genome functions. This protocol highlights the key points for successful microinjection into medaka embryos, an important technique for embryological and genetic analysis using medaka and zebrafish in a laboratory.

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

In this video, we demonstrate the technique of microinjection into one-cell stage medaka embryos. Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows ...

生物学

Dechorionation of Medaka Embryos and Cell Transplantation for the Generation of Chimeras

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in which genome-wide phenotype-driven mutant screens were carried out 1. Divergence of functional overlap of related genes between medaka and zebrafish allows identification of novel phenotypes that are unidentifiable in a single species 2, thus medaka and zebrafish are complementary for genetic dissection of the vertebrate genome functions. Manipulation of medaka embryos, such as dechorionation, mounting embryos for imaging and cell transplantation, are key procedures to work on both medaka and zebrafish in a laboratory. Cell transplantation examines cell autonomy of medaka mutations. Chimeras are generated by transplanting labeled cells from donor embryos into unlabeled recipient embryos. Donor cells can be transplanted to specific areas of the recipient embryos based on the fate maps 3 so that clones from transplanted cells can be integrated in the tissue of interest during development. Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. In this video, we show detailed procedures to manipulate medaka embryos.

Due to the hard chorion and soft embryos, manipulation of medaka embryos is more involved than in zebrafish. This video shows step-by-step procedures for how to manipulate medaka embryos, including dechorionation, mounting in agarose for imaging and cell transplantation for the production of chimeras. These procedures are essential to use medaka and zebrafish in a laboratory to take full advantage of their complementary features for the genetic dissection of vertebrate genome functions.

キメラの生成のためのメダカ胚および細胞移植のDechorionation

Medaka is a small egg-laying freshwater fish that allows both genetic and embryological analyses and is one of the three vertebrate model organisms in ...

<meta charset="utf8"></head><body>胚発生を研究するためのマウスラウンド精子細胞注入手順

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>マウスラウンド精子細胞注射

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

マウスラウンド精子細胞注射

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...

Repeated Blood Collection for Blood Tests in Adult Zebrafish

Repeated blood collection is one of the most common techniques performed on laboratory animals. However, a non-lethal protocol for blood collection from zebrafish has not been established. The previous methods for blood collection from zebrafish are lethal, such as lateral incision, decapitation and tail ablation. Thus we have developed a novel &#8220;repeated&#8221; blood collection method, and present here a detailed protocol outlining this procedure. This method is minimally invasive and results in a very low mortality rate (2.3%) for zebrafish, thus enabling repeated blood sampling from the same individual. The maximum volume of blood sampling is dependent on body weight of the fish. The volume for repeated blood sampling at intervals should be&#160;&#8804;0.4% of body weight every week or &#8804;1% every 2 weeks, which were evaluated by measurements of blood hemoglobin. Additionally, hemoglobin, fasting blood glucose, plasma triacylglycerol (TG) and total cholesterol levels in male and female adult zebrafish were measured. We also applied this method to investigate the dysregulation of glucose metabolism in diet-induced obesity. This blood collection method will allow many applications, including glucose and lipid metabolism and hematological studies, which will increase the use of zebrafish as a human disease model organism.

Repeated blood sampling is necessary and important in animal research. We developed a novel, non-lethal and reliable method for repeated blood collection from adult zebrafish, and applied this method to the study of blood biochemistry, including glucose metabolism.

アダルトゼブラフィッシュにおける血液検査のための反復採血

Repeated blood collection is one of the most common techniques performed on laboratory animals. However, a non-lethal protocol for blood collection from ...

Noninvasive Monitoring of Lesion Size in a Heterologous Mouse Model of Endometriosis

Here, we describe a protocol for the implementation of a heterologous mouse model in which progression of endometriosis can be assessed in real time through noninvasive monitoring of fluorescence emitted by implanted ectopic human endometrial tissue. For this purpose, biopsies of human endometrium are obtained from donor women ongoing oocyte donation. Human endometrial fragments are cultured in the presence of adenoviruses engineered to express cDNA for the reporter fluorescent protein mCherry. Upon visualization, labeled tissues with an optimal rate of fluorescence after infection are subsequently chosen for the implantation in recipient mice. One week prior to the implantation surgery, recipient mice are oophorectomized, and estradiol pellets are placed subcutaneously to sustain the survival and growth of lesions. On the day of surgery mice are anesthetized, and peritoneal cavity accessed through a small (1.5 cm) incision by the linea-alba. Fluorescently labeled implants are tweezed, briefly soaked in glue and attached to the peritoneal layer. Incisions are sutured, and animals left to recover for a couple of days. Fluorescence emitted by endometriotic implants is usually non-invasively monitored every 3 days for 4 weeks with an in vivo imaging system. Variations in the size of endometriotic implants can be estimated in real time by quantification of the mCherry signal and normalization against the initial time-point showing maximal fluorescence intensity.
Traditional preclinical rodents of models of endometriosis do not allow non-invasive monitoring of lesion in real time but rather allow evaluation of the effects of drugs assayed at the end point. This protocol allows one to track lesions in real time and is more useful to explore the therapeutic potential of drugs in preclinical models of endometriosis. The main limitation of the model thus generated is that non-invasive monitoring is not possible over long periods of time due to the episomal expression of Ad-virus.

Here, we present a protocol for live-imaging of fluorescently labeled human endometrial fragments grafted in mice. The method allows studying the effects of drugs of choice on endometriotic lesion size through monitoring and quantification of fluorescence emitted by the fluorescent reporter on real time

子宮内膜症の異種マウスモデルで病巣の大きさの非侵襲的モニタリング

Here, we describe a protocol for the implementation of a heterologous mouse model in which progression of endometriosis can be assessed in real time ...

Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive behaviors and the acquisition of gametes and embryos for physiological or molecular research. Amphibians contribute to one-quarter to one-third of vertebrate research, and of interest in this context is their contribution to the scientific community&#39;s knowledge of reproductive processes and embryological development. However, most of this knowledge is derived from a small number of species. In recent times, the decimation of amphibians across the globe has required increasing intervention by conservationists. The captive recovery and assurance colonies that continue to emerge in response to the extinction risk make existing research and clinical applications invaluable to the survival and reproduction of amphibians held under human care. The success of any captive population is founded on its health and reproduction and the ability to develop viable offspring that carry forward the most diverse genetic representation of their species. For researchers and veterinarians, the ability to monitor and control ovarian development and health is, therefore, imperative. The focus of this article is to highlight the different assisted reproductive techniques that can be used to monitor and, where appropriate or necessary, control ovarian function in amphibians. Ideally, any reproductive and health issues should be reduced through proper captive husbandry, but, as with any animal, issues of health and reproductive pathologies are inevitable. Non-invasive techniques include behavioral assessments, visual inspection and palpation and morphometric measurements for the calculation of body condition indices and ultrasound. Invasive techniques include hormonal injections, blood sampling, and surgery. Ovarian control can be exercised in a number of ways depending on the application required and species of interest.

The study of amphibian biology provides valuable information on the reproductive, physiological, embryological and developmental processes that drive organisms of many taxonomic groups. Here, we present a comprehensive guide on different methodologies that can be used to study ovarian control and monitoring in amphibians.

両生類における卵巣モニタリングと制御のための生殖技術

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

小さいテレオストモデル日本メダカにおけるゴナデクトミーと血液サンプリング手順 (オリジアスラティプ )

要約

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メダカの卵を使用したシルバーナノコロイドの塩分依存毒性アッセイ

薬物治療と

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

キメラの生成のためのメダカ胚および細胞移植のDechorionation

マウスラウンド精子細胞注射

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アダルトゼブラフィッシュにおける血液検査のための反復採血

子宮内膜症の異種マウスモデルで病巣の大きさの非侵襲的モニタリング

両生類における卵巣モニタリングと制御のための生殖技術

小さいテレオストモデル日本メダカにおけるゴナデクトミーと血液サンプリング手順 (オリジアス ラティプ )

要約

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メダカの卵を使用したシルバーナノコロイドの塩分依存毒性アッセイ

薬物治療と

モデル遺伝生物として使用するためのメダカ胚のマイクロインジェクション

キメラの生成のためのメダカ胚および細胞移植のDechorionation

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