Études probiotiques, chez des souris néonatales utilisant le gavage. Introduction, ce protocole vidéo détaillera la configuration et la procédure de gavage des probiotiques à une souris néonatale, le jour de sa vie deux. La collection stérile d’intestins, pour l’analyse intestinale du microbiome, est également détaillée dans ce protocole.
Certains résultats représentatifs, sont également inclus dans ce protocole, pour introduire certains des types de données, qui peuvent être dérivés de la suite de cette procédure. Gavage intra-oesophagique de souris néonatale, jour de la vie deux. Placez la cage du barrage dans le même capot où les cages expérimentales sont placées sur le coussin chauffant, le coussin chauffant est réglé à niveau moyen, qui est d’environ 38 degrés Celsius.
Enlevez un peu de terre nichant de la cage à la maison, frottez la nidification avec les mains gantées pour transférer les parfums, du matériel de nidification sur le gant. Cela réduit le transfert de parfums étrangers, sur le chiot lorsqu’il est manipulé. Cela réduit à son tour le risque, d’abandon ou de cannibalisation, par le barrage en raison de parfums étrangers.
Lorsque les chiots sont retournés à la cage d’origine, après l’intervention. Créez un nid de fixation en forme de cône et placez-le dans la nouvelle cage expérimentale stérile, qui a été préchauffée. Transférer tous les chiots de la cage de la maison, dans la cage expérimentale.
Déplacez les petits dans la nidification conique, dans la cage expérimentale. Retirez la cage du barrage et placez-la, loin de la zone de gavage. Cela réduit les conditions stressantes pour le barrage, en empêchant le barrage d’entendre le chiot, en faisant la procédure.
Ouvrez l’emballage de seringue pour un accès facile. Retirez l’aiguille d’alimentation de gavage de clave automatique, d’une manière stérile, et attachez-la à la tête de la seringue. L’aiguille est lavée à 70% d’éthanol, et d’eau, avant d’être autoclavée.
Différents ensembles d’aiguilles d’alimentation, sont utilisés entre le traitement et les groupes de contrôle, pour éviter la contamination croisée. Tracez la solution de colorant probiotique dans la seringue, inversez et feuilletez avec le doigt pour enlever les bulles, et videz l’espace dans le volume à l’intérieur de la seringue. Tirer sur le piston pour dégager le liquide, de l’espace mort aiguilles, puis déprimer le piston, pour expulser l’air et les bulles d’air, c’est important de s’assurer, qu’aucune bulle d’air sont gavaged, dans l’animal.
Ajustez le volume désiré dans la seringue, pour une journée de vie deux souris, pas plus de 30 microlitres doivent être gavaged. Le marquage noir que vous voyez sur l’aiguille, indique la longueur maximale, que l’aiguille peut être insérée dans la souris. Cette longueur est obtenue par mesure externe, la longueur entre le museau et le processus xiphoïde.
Placez la seringue sur une surface stérile, retirez le chiot à gavager de la cage expérimentale et observez les signes de santé. Ces signes de santé incluent, la respiration régulière et la coloration rose de la peau. Déposer le chiot sur la feuille d’observation stérile, sur le coussin chauffant.
Lubrifier la surface externe de l’aiguille d’alimentation, en utilisant le solvant utilisé pour dissoudre le probiotique. Ici, c’est de l’eau dextrose, ce qui facilité l’entrée en douceur de l’aiguille, dans l’œsophage de l’animal. Scruff le chiot par la peau sur le cou, en utilisant votre pouce et votre index.
Saisissez la seringue dans votre main dominante, dans une position qui vous permet d’insérer l’aiguille, et déprimez le piston sans ajuster vos doigts. Insérez l’ampoule de l’aiguille d’alimentation à un angle de 45 degrés, jusqu’à ce qu’elle atteigne l’arrière de la bouche. Pivotez votre main avec l’aiguille loin de vous, tout en tenant l’ampoule de l’aiguille en place, une fois que l’aiguille est simple avec le torse, il va commencer à glisser.
Assurez-vous qu’aucune pression supplémentaire n’est appliquée sur la seringue, pour stimuler le mouvement. Le processus de déglutition sera lent, et la patience est la clé. Comme le chiot vieillit la déglutition de l’aiguille, deviendra plus rapide et plus facile.
L’aiguille d’alimentation a été pré-marquée, pour empêcher l’ampoule d’entrer dans l’estomac. Une fois que le marquage s’approche du museau, arrêtez le mouvement de l’aiguille et livrez lentement la solution probiotique. Une fois la livraison terminée, retirez l’aiguille lentement.
Placez la souris sur le coussin chauffant et observez pour la récupération. Un réflexe haletant se résout et la fréquence cardiaque augmente, une coloration rose saine réapparaît, et le réflexe haletant non résolu après 45 secondes, indique un gavage échoué et la souris doit être euthanasiée. Le colorant de gavage doit être visible à travers la peau pâle, le colorant ne doit être visible que dans la zone, où la tache de lait se trouve habituellement.
L’enfermement à la teinture à l’estomac, indique un gavage réussi. Si le colorant se trouve dans la cavité thoracique, ou toute autre cavité que l’estomac, la souris doit être euthanasié, car il indique un gavage échoué. Une pression minimale est nécessaire, pour débrailler un jour de vie deux souris.
Les signes de brouillage à dur peuvent inclure, incapacité à respirer, haletant significatif, et coller la langue dehors pendant une longue durée. Quelques suggestions pour la procédure de gavage, reposez l’arrière de votre doigt de mains débraillantes, sur la paume de la main tenant la seringue, ce qui garantit que la position des chiots est stable, pendant la procédure et l’aiguille, n’est pas déplacé à l’intérieur de l’animal. Pendant le gavage, le poids de l’aiguille, facilitera le glissement, permettra à l’aiguille d’être avalée par le chiot, sans exercer aucune pression extérieure.
Retournez les chiots dans la cage du barrage et suivez la surveillance selon votre horaire. Collecte d’échantillons intestinaux pour l’analyse de la colonisation. L’animal a été euthanasié humainement, par des méthodes approuvées dans le Protocole de soins et d’utilisation des animaux.
La table chirurgicale est tapissée d’un tapis absorbant stérile. Les outils ont été stérilisés à l’aide de 70 % d’éthanol et d’une stérilisation à chaud à 250 degrés Celsius. Le service externe de l’animal, est désinfecté avec 70 pourcentage d’éthanol.
Couper la peau externe à l’aide de forceps et ciseaux, en quatre quadrants, tout en prenant plus de prudence, pour ne pas lacérer le péritoine. Glissez la peau sur le côté de telle sorte que, le péritoine est bien exposé. Utilisez différents, nouveaux outils stériles, pour couper le péritoine ouvert, et prendre une prudence supplémentaire de ne pas lacérer, les organes internes dans ce processus.
Localiser l’estomac du chiot, et pincer au dudénode. À l’aide de deux forceps stériles, localiser l’estomac et localiser l’extrémité duodénale de l’estomac. Pincez juste à l’intersection, de l’estomac et du dudéno.
Utilisez deux nouveaux forceps stériles pour faire fonctionner les intestins, utilisez une force pour tenir le dudénodum, tout en utilisant l’autre pour arracher tout tissu conjonctif, tenant les intestins intacts. Comme vous démêler, placez les intestins, sur le tampon absorbant stérile couvrant l’animal. S’il vous arrive de déchirer les intestins, au cours de la procédure de dénouement, marquer la zone à laquelle il déchiré, de sorte que l’orientation de l’intestin est intacte.
Pincer à l’extrémité rectale, et faire des coupes à la fois les pinces. Placer l’intestin intact sur une feuille d’aluminium marquée stérile dans la bonne orientation. Marquez toutes les sections de l’intestin, nécessaires à votre analyse ultérieure.
L’ADN est extrait de ces intestins, à l’aide d’une procédure d’extraction optimisée, et l’analyse QPCR est effectuée pour quantifier le probiotique. L’ADN est extrait des intestins frais, ou les intestins peuvent être stockés, à 80 degrés Celsius négatifs à l’aide d’une boîte de congélation. Résultats représentatifs, plantarium lactobacille, colonisation avec gavage tous les jours et tous les deux jours.
Un signal LP plus élevé a été observé dans les intestins des souris, gavaged tous les deux jours, par rapport aux souris gavaged tous les jours. Ainsi, des expériences ultérieures ont été construites, en utilisant des gavages tous les deux jours. Lactobacillus plantarum gavaged souris, co-logés avec des souris nongavaged.
Des signaux variables de LP ont été observés chez des souris non traitées, qui ont été co-logées avec des souris gavaged LP. La propagation de colonisation de LP, est possible avec les compagnons de litière, et donc les conditions de traitement, ont été séparés par des cages pour nos expériences ultérieures. Conclusion, cette procédure peut être utilisée pour livrer, des quantités précises de n’importe quel liquide à des souris nouveau-nées.
L’échantillonnage des intestins peut être extrapolé, pour explorer les changements dans le microbiome, à travers d’autres méthodes d’analyse. La portée de cette vidéo est de fournir une plate-forme, pour les chercheurs d’utiliser des modèles néonatals de gavage de souris, de comprendre les mécanismes derrière les effets observés, avec une administration précoce des probiotiques. Un grand merci à l’équipe du laboratoire Kollmann, the Animal Care Services de l’Université de Colombie-Britannique, pour avoir rendu cette étude possible.
