Développement d’un modèle murin pour la sténose anastomotique de l’artère fémorale

Nous présentons ici un modèle murin d’anastomose de l’artère fémorale, offrant aux chercheurs un modèle animal précieux pour étudier et simuler la sténose anastomotique vasculaire. Ce développement est crucial pour faire progresser notre compréhension de la physiopathologie sous-jacente à cette maladie et faciliter une recherche plus précise et efficace sur les maladies vasculaires.

En chirurgie vasculaire, l’anastomose vasculaire est une technique de reconstruction courante utilisée pour rétablir la circulation sanguine. Cependant, la resténose anastomotique est une complication postopératoire fréquente, principalement causée par des lésions vasculaires induites par la chirurgie, une hyperplasie intimale et des réponses inflammatoires. Le modèle d’anastomose de l’artère fémorale de souris est largement utilisé pour étudier les mécanismes de la resténose anastomotique et de la réparation vasculaire. L’anastomose de l’artère fémorale de bout en bout, guidée par microscopie, permet de simuler avec précision les lésions vasculaires et les processus de réparation après une intervention chirurgicale, fournissant ainsi un outil expérimental fiable pour l’étude des mécanismes pathologiques liés à la resténose. Cette étude se concentre sur l’affinement de la technique chirurgicale de l’anastomose de l’artère fémorale chez la souris. Grâce au perfectionnement des techniques chirurgicales et à l’optimisation des détails techniques, nous avons obtenu une augmentation marquée du taux de réussite et de la reproductibilité du modèle. Parmi les améliorations spécifiques, citons des techniques de manipulation vasculaire améliorées pendant la chirurgie, la sélection des matériaux de suture et l’optimisation des méthodes de suture pour minimiser les fuites anastomotiques et l’occlusion postopératoire. L’étude met également l’accent sur l’observation de l’hyperplasie intimale, du remodelage vasculaire au niveau du site anastomotique et de la perméabilité des vaisseaux à long terme. Grâce à cette recherche, nous fournissons un guide opérationnel concis et efficace pour la réalisation de l’anastomose de l’artère fémorale de souris, offrant un soutien technique fiable pour les études expérimentales en chirurgie vasculaire. Ce travail constitue une base solide pour les recherches ultérieures sur les mécanismes connexes et les évaluations de l’intervention thérapeutique.

L’anastomose vasculaire est une technique fondamentale dans les procédures de revascularisation, jouant un rôle central dans le rétablissement de la circulation sanguine et la promotion de la réparation des tissus. Cependant, l’apparition d’une hyperplasie intimale (HI) au niveau du site anastomotique conduit souvent à une resténose, ce qui compromet considérablement la perméabilité vasculaire à long terme et a un impact négatif sur les résultats cliniques et le pronostic du patient ^1,2. L’HI est étroitement associée à des lésions vasculaires peropératoires, caractérisées par une prolifération et une migration anormales des cellules musculaires lisses (CML) et un dépôt excessif de matrice extracellulaire¹. Ces processus pathologiques complexes et interdépendants soulignent le besoin critique d’élucider les mécanismes précis de l’HI afin d’éclairer les stratégies préventives et interventionnelles contre la resténose.

En raison de leur reproductibilité et de leur contrôle précis, les modèles murins d’anastomose de l’artère fémorale ont été largement adoptés dans la recherche sur la réparation vasculaire et les mécanismes pathologiques associés ^3,4,5. L’anastomose de bout en bout chez la souris permet une simulation précise des lésions anastomotiques post-chirurgicales, permettant l’observation dynamique de l’IH et le remodelage vasculaire. Ces modèles constituent une plate-forme idéale pour étudier les interactions entre les cellules endothéliales et les CMS post-opératoires et pour évaluer le rôle des réponses inflammatoires dans le développement de l’HI⁶. En combinant l’analyse histologique et la détection de biomarqueurs moléculaires, les chercheurs peuvent identifier de manière exhaustive les principaux moteurs de l’IH, offrant ainsi des informations essentielles sur ses mécanismes sous-jacents et ses cibles thérapeutiques potentielles.

Le développement de l’HI est stimulé par de multiples facteurs, les changements hémodynamiques étant un contributeur essentiel ^1,7,8. Sur le site anastomotique, les régions de faible contrainte de cisaillement et d’indice de cisaillement oscillatoire (OSI) anormal sont les principaux stimuli de la prolifération et de la migration des CMS ^1,7. De plus, les incompatibilités d’observance et le flux sanguin turbulent autour de l’anastomose exacerbent les lésions endothéliales, accélérant la progression de l’IH⁸. Ces résultats soulignent la nécessité d’optimiser les techniques chirurgicales et de sélectionner des matériaux appropriés pour atténuer les changements pathologiques au niveau du site anastomotique.

Au cours des dernières années, les ballons enrobés de médicament (DCB) ont démontré leur efficacité dans la réduction de l’IH. Les agents anti-prolifératifs, tels que le paclitaxel, inhibent efficacement la prolifération et la migration des CML, réduisant ainsi considérablement l’incidence de la resténose⁹. Cependant, des défis persistent dans les systèmes à haut débit comme les greffes artérioveineuses, où les fluctuations rapides de la contrainte de cisaillement et les débits sanguins élevés peuvent diminuer l’efficacité des DCBs¹. Les études futures devraient se concentrer sur l’amélioration de l’applicabilité des DCB dans divers environnements hémodynamiques tout en tirant parti des progrès de la science des biomatériaux pour développer des solutions plus personnalisées et efficaces pour la resténose post-chirurgicale. En plus des interventions localisées, des facteurs systémiques tels que le diabète, l’athérosclérose et le dysfonctionnement endothélial influencent de manière significative le développement de l’HI¹⁰. Par conséquent, les stratégies cliniques doivent privilégier la prise en charge complète de ces affections systémiques afin d’améliorer la santé vasculaire globale. Parallèlement, l’identification et le suivi de nouveaux biomarqueurs de la progression de l’HI pourraient offrir des possibilités d’intervention précoce. L’intégration de l’intelligence artificielle dans la planification chirurgicale offre une autre voie prometteuse, permettant la conception computationnelle de configurations anastomotiques optimisées, améliorant ainsi les taux de réussite chirurgicale et prolongeant la perméabilité vasculaire.

Dans l’étude de l’IH post-chirurgicale et des mécanismes pathologiques associés, le modèle d’anastomose de l’artère fémorale se distingue par sa précision et sa reproductibilité¹¹. Ce modèle, qui utilise des techniques microchirurgicales pour créer une anastomose de bout en bout de l’artère fémorale chez la souris, imite avec précision un traumatisme chirurgical localisé au site anastomotique. Les avantages de ce modèle deviennent particulièrement évidents par rapport à des modèles tels que les blessures induites par le fil ou d’autres alternatives. Un avantage technique majeur du modèle d’anastomose de l’artère fémorale est sa capacité à induire des lésions vasculaires hautement localisées et contrôlées¹². Le traumatisme chirurgical permet un impact ciblé sur la région anastomotique, imitant étroitement les modèles de blessures rencontrés en chirurgie vasculaire clinique. En revanche, les modèles de lésions induites par le fil, bien que plus simples dans leur technique, entraînent souvent une dénudation endothéliale étendue, ce qui rend difficile la reproduction des traumatismes localisés observés dans les chirurgies anastomotiques réelles¹³. De plus, la variabilité de la profondeur et de l’étendue des dommages induits par les fils entre les différents essais diminue potentiellement la reproductibilité des résultats. La nature étendue et diffuse des dommages dans les modèles de lésions par fil les rend moins pertinents pour l’étude de l’IH localisée qui est spécifiquement associée aux régions anastomotiques.

Dans cette étude, en utilisant un modèle murin d’anastomose de l’artère fémorale, nous avons systématiquement affiné les techniques chirurgicales pour améliorer les taux de réussite du modèle et assurer la perméabilité à long terme du site anastomotique. En s’appuyant sur cette base établie, notre étude s’est penchée sur les mécanismes moléculaires et cellulaires sous-jacents à l’IH, y compris les voies régulatrices qui régissent la migration et la prolifération des CML, ainsi que le rôle des médiateurs inflammatoires dans la progression de l’IH. À travers cette recherche, nous visons à apporter de nouvelles connaissances théoriques sur les mécanismes de la resténose post-anastomotique et à établir une base expérimentale pour le développement de stratégies thérapeutiques ciblant spécifiquement l’HI.

Cette étude a été approuvée et les animaux ont été manipulés conformément aux Lignes directrices pour la gestion et l’utilisation des animaux de laboratoire en Chine. La recherche a strictement respecté les exigences éthiques de l’expérimentation animale, avec l’approbation du Comité d’éthique animale (numéro d’approbation : SWMU20221109-019). Ici, des souris C57BL/6 en bonne santé âgées de 8 semaines, des deux sexes, pesant entre 20 et 22 g, ont été utilisées pour la présente étude. Les animaux ont été hébergés au Laboratory Animal Center de la Southwest Medical University (SWMU).

1. Procédures préopératoires

1. Anesthésier les souris avec une inhalation d’isoflurane à 3 % conformément aux protocoles approuvés par l’établissement. Après le début de l’anesthésie, vérifiez la perte complète des réflexes, tels que l’absence de réponse au pincement des orteils, pour assurer une anesthésie profonde avant de procéder à la chirurgie. Après avoir induit l’anesthésie, réduisez la concentration d’isoflurane à 1 % à 1,5 % pour maintenir l’état anesthésique, en veillant à ce que les animaux restent sous anesthésie profonde tout au long de l’intervention chirurgicale.
2. Positionnez la souris en décubitus dorsal sur une plate-forme chirurgicale, en étendant les membres postérieurs sans trop s’étirer.
3. Appliquez une crème dépilatoire sur la zone de la cuisse pendant environ 1 minute pour enlever les poils, puis nettoyez soigneusement la zone pour éliminer toute crème résiduelle et les poils errants.
4. Désinfectez le site chirurgical avec une solution iodée 3x pour préparer les étapes chirurgicales ultérieures.

2. Anastomose vasculaire de l’artère fémorale

1. À l’aide d’un stéréomicroscope, faites une incision d’environ 1,5 cm de long le long de l’axe du fémur dans la région de la mi-cuisse à l’aide d’un microscalpel. Après avoir incisé la peau, effectuez une dissection contondante pour séparer le tissu sous-cutané jusqu’à ce que l’artère fémorale et la veine fémorale soient exposées. L’artère fémorale est située latéralement à la veine fémorale, et le nerf est positionné au-dessus et latéralement de l’artère.
2. Disséquez soigneusement le tissu pour exposer complètement une section de 1 cm de l’artère fémorale. À l’aide d’une pince hémostatique, séparez doucement les muscles et les fascias profonds pour exposer les nerfs, l’artère et la veine. Au cours de ce processus, le nerf est situé sur la couche la plus externe, l’artère est au milieu et la veine est à l’intérieur.
3. Séparez doucement l’artère fémorale et la veine fémorale à l’aide d’une dissection émoussée. Soyez prudent d’utiliser des pinces fines pour séparer le tissu conjonctif afin d’exposer complètement l’artère fémorale. Placez un tampon stérile sous l’artère fémorale pour éviter les blessures accidentelles causées par l’aiguille pendant la procédure. Par la suite, clampez doucement l’artère fémorale avec une pince pour induire un hématome.
4. . À l’aide d’une petite pince hémostatique, clampez les extrémités proximale et distale de l’artère fémorale. Utilisez des ciseaux fins pour transecter proprement et symétriquement l’artère fémorale.
5. Prélever une solution saline héparinée à 1 % (1 % d’héparine dans une solution saline normale) dans une seringue de 1 mL pour injection à l’anastomose de l’artère fémorale. Ajoutez du sérum physiologique en 3 à 4 gouttes à la fois, avec plusieurs rinçages répétés pour éliminer les caillots sanguins de l’artère.
6. Pour fournir un soutien au vaisseau lors de la suture ultérieure et simuler les dommages potentiels causés par une intervention par fil-guide, insérez une suture chirurgicale 6-0 de 1 cm de long dans l’artère fémorale. Assurez-vous d’un bon alignement et d’une bonne douceur de l’artère fémorale pour faciliter le processus de suture.
7. Utilisez une suture chirurgicale 12-0 pour l’anastomose et ajustez l’angle de l’aiguille au microscope pour vous assurer que l’aiguille sort de l’intérieur vers l’extérieur du vaisseau.
8. Créez huit sites de ponction, quatre sur les extrémités proximales et quatre sur les extrémités distales de l’artère fémorale.
   1. Assurez-vous que les sites de ponction sont situés aux points antérieur, postérieur, gauche et droit du vaisseau, avec les sites correspondants aux extrémités distales et proximales. Lors de la sélection de ces points, assurez-vous que le vaisseau est accessible, évitez les structures anatomiques critiques et maintenez une bonne circulation sanguine pendant l’anastomose.
   2. Faites en sorte que le diamètre de la perforation soit suffisamment petit pour minimiser les dommages au récipient, mais suffisamment grand pour les procédures nécessaires. Une aiguille de suture 12-0 est généralement utilisée pour la ponction.
9. Coupez quatre longueurs de sutures 12-0, chacune de 3 à 4 cm de long, et enfilez-les chacune dans le trou de ponction correspondant. Commencez par faire un nœud lâche pour éviter d’emmêler les sutures.
10. Retirez la suture 6-0 utilisée pour le soutien des vaisseaux et faites solidement les nœuds. Relâchez la pince hémostatique une fois l’anastomose terminée.
11. Grattez doucement l’artère fémorale avec une pince incurvée de l’extrémité proximale à l’extrémité distale pour vérifier la perméabilité, en veillant à ce que le sang circule librement dans le vaisseau. De plus, inspectez soigneusement le site d’anastomose pour détecter tout signe de fuite évidente.

3. Suture postopératoire

1. Suturez la peau du membre inférieur à l’aide d’une suture chirurgicale 6-0, en utilisant une suture interrompue pour assurer un alignement précis et une approximation sûre du tissu. Après avoir suturé la plaie, appliquez de la teinture d’iode sur la zone suturée pour désinfecter la plaie et réduire davantage le risque d’infection.
2. Maintenir des conditions stériles après la chirurgie. Ne laissez pas l’animal sans surveillance jusqu’à ce qu’il ait repris une conscience suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ne retournez pas les animaux qui ont subi une intervention chirurgicale en compagnie d’autres animaux avant qu’ils ne soient complètement rétablis.

4. Observation et prélèvement postopératoires

1. Inspectez régulièrement le site chirurgical pour détecter tout signe d’inflammation, de gonflement excessif ou d’écoulement. Documentez l’état de l’animal et fournissez-lui les soins appropriés au besoin.
2. 4 semaines après la chirurgie, euthanasier les souris sans cruauté conformément aux directives éthiques approuvées. Pour l’euthanasie, administrer une surdose de pentobarbital sodique (150 mg/kg, injection intrapéritonéale), en veillant à ce que le résultat soit indolore et humain. Une fois que l’inconscience et l’arrêt des réflexes sont confirmés, amorcez le prélèvement de tissus.
   REMARQUE : Dans les études préliminaires, nous avons constaté que la récolte des échantillons au cours de la 3e^{semaine ou} plus tôt n’était pas propice à la formation d’hyperplasie intimale. À l’inverse, le prélèvement d’échantillons à la 5^e semaine a entraîné une hyperplasie intimale excessive. Cette croissance excessive a non seulement entravé l’observation des expériences ultérieures, mais a également posé des risques potentiels pour la santé des souris. La 4ème^{semaine a} donc été sélectionnée ici.
3. Prélever des échantillons d’artère fémorale, centrés sur le site d’anastomose, s’étendant sur environ 1 cm dans les deux sens à partir de l’anastomose. À l’aide de ciseaux fins, excisez l’artère fémorale ainsi que tous les tissus musculaires environnants.
4. Après l’excision, rincez l’échantillon dans du PBS pour éliminer le sang résiduel, puis fixez-le dans du formol neutre à 10 % pendant 1 à 2 jours pour une conservation et une analyse plus approfondies.
   REMARQUE : Un formol neutre à 10 % est un choix classique pour la fixation des tissus, réticulant efficacement les protéines et préservant l’intégrité de la structure tissulaire, ce qui le rend particulièrement adapté au stockage à long terme des tissus. En revanche, le paraformaldéhyde à 4 % (PFA) est un fixateur plus doux qui convient mieux à la préservation plus fine des structures intracellulaires (telles que les acides nucléiques et les protéines) et est couramment utilisé pour l’immunohistochimie ou l’analyse par immunofluorescence. L’objectif principal de cette étude est d’observer les changements histologiques dans les vaisseaux sanguins (tels que l’hyperplasie intimale et le remodelage vasculaire) plutôt que la localisation précise de molécules ou de protéines intracellulaires. Par conséquent, l’effet de fixation du formol est suffisant pour répondre aux besoins expérimentaux. Si la recherche nécessite une plus grande fidélité moléculaire (comme la préservation de l’ARN ou des protéines), le PFA peut être un meilleur choix.

5. Déshydratation et encastrement de l’artère fémorale

1. Après la fixation, placez les échantillons dans des boîtes d’enrobage. Rincer les échantillons de l’artère fémorale à l’eau courante pendant 6 à 8 h avant d’être traités pour la déshydratation des tissus à l’aide d’un processeur de tissus automatisé.
2. Versez la paraffine fondue dans des moules d’enrobage, soulevez soigneusement l’artère fémorale à l’aide d’une pince chauffée et incrustez-la verticalement dans le moule contenant la paraffine fondue. Séparez le couvercle et le fond de la boîte d’enrobage, le fond étant placé sur le dessus du moule d’enrobage. Ajoutez une petite quantité de paraffine fondue pour la fixer en place, servant de base au bloc de paraffine. Les bulles d’air doivent être méticuleusement évitées.
3. Lorsque le bloc de cire a refroidi au point qu’un film de cire transparent se forme à la surface, placez-le sur une table de congélation pour refroidir rapidement.
4. Retirez le bloc de cire incrusté du moule d’enrobage et coupez soigneusement l’excès de paraffine entourant le bloc de tissu à l’aide d’une lame tranchante.

6. Préparation des coupes en paraffine de l’artère fémorale

1. Montez la lame sur le microtome, en vous assurant que le couteau est tranchant pour le sectionnement.
2. Fixez le bloc de paraffine sur le support et ajustez le bloc par rapport à la lame dans la position appropriée pour le sectionnement.
3. Coupez le bloc pour vous assurer que le tissu incrusté peut être complètement sectionné. Réglez l’épaisseur des sections initiales sur 15-20 μm.
4. Ajustez l’épaisseur de la section à environ 4 μm et procédez au sectionnement.
5. Soulevez doucement les sections à l’aide d’une brosse et transférez-les à l’aide d’une pince à épiler fine spécialisée dans une boîte à lames remplie d’eau tiède (environ 45 °C) pour faciliter la flottaison.
6. Transférez les sections étalées sur des lames de microscope. Positionnez les lames à un angle de 45° pour évacuer l’excès d’eau. Ensuite, placez les lames dans un four pour qu’elles sèchent, généralement à 37 °C pendant 2 h, puis les faites cuire à 60 °C pendant 1 h.

7. Coloration à l’hématoxyline-éosine

1. Hydratez les sections à l’aide d’une série de concentrations d’éthanol graduées, y compris de l’éthanol absolu, de l’éthanol à 95 %, 80 % et à 70 %, chaque étape prenant environ 5 min. Par la suite, rincez les sections à l’eau distillée pour éliminer tout résidu d’éthanol.
2. Teignez les sections avec de l’hématoxyline pendant environ 8 à 10 minutes et lavez-les soigneusement 3 fois à l’eau courante pour éliminer l’excès de tache.
3. Pour différencier les sections tachées, appliquez une solution d’alcool d’acide chlorhydrique à 1 % pendant une brève période de 5 à 7 s.
4. Pour intensifier la couleur bleue, traitez les sections avec une solution d’ammoniac 1:400 pendant 1 min.
5. Après avoir trempé dans de l’éthanol à 75 %, colorez les sections avec de l’éosine pendant 36 s. Après la coloration, déshydratez séquentiellement les sections avec une série croissante de concentrations d’éthanol (80 %, 90 %, 95 % et 100 %), chaque étape durant 3 à 5 s.
6. Enfin, faites cuire les sections à 37 °C dans un four pendant 10 min, appliquez quelques gouttes de produit d’étanchéité sur une lame de verre, recouvrez l’échantillon d’une lamelle pour les fixer en place et laissez-le sécher naturellement à l’air.

Dans la chirurgie d’anastomose vasculaire, une lésion mécanique de la paroi vasculaire peut activer les cellules intimales et déclencher la prolifération. Les changements de vitesse et de direction du flux sanguin après l’anastomose peuvent également stimuler la prolifération des cellules intimales. Le processus de remodelage vasculaire et l’instabilité à long terme du flux sanguin peuvent également stimuler de manière persistante les cellules intimales, conduisant final...

L’anastomose vasculaire est une technique cruciale dans la chirurgie de reconstruction vasculaire, son modèle animal jouant un rôle clé dans l’étude des mécanismes de la resténose postopératoire. Ce modèle offre une approche contrôlée pour étudier les changements pathologiques vasculaires, en particulier pour comprendre l’origine des cellules sur-proliférantes dans le néointima pendant la resténose. La source de prolifération des cellules musculaires lisses (CML) dev...

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Nous tenons à exprimer nos sincères remerciements au professeur Qingbo Xu et à Yanhua Hu de l’Université du Zhejiang pour leur précieuse assistance technique. Ce travail a été soutenu par les Fondations nationales des sciences naturelles de Chine (subventions 82070502 et 32171099), le Programme scientifique et technologique du Sichuan (subventions 2025HJRC0035, 2024NSFSC0709) et le projet conjoint Luzhou-Southwest Medical University (2024LZXNYDJ021, 2024LZXNYDJ014)