Aşağıdaki protokol 20-35 g farelerde iyi çalışan bir sistemi tarif eder. Yöntem basitçe kateter boyutunu değiştirerek büyük veya daha küçük farelere adapte olabilir. Tüm hayvan protokolleri Johns Hopkins Üniversitesi Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından kabul edildi. 1. Akciğer damlatma <ol><li> Entübasyon için kullanılacak ticari 1-inç uzunluğunda 20 g intravenöz kanül Select. </li><li> El ile Şekil 1 &#39;de gösterildiği gibi, uç bir hafif bir eğrilik oluşturmak için büküm kateter ucunu değiştirin. </li><li> IP ketamin (100 mg / kg) ve ksilazin (15 mg / kg) karışımı ile fare enjekte anestezisi, ve refleks hareketinin olmaması ile anestezi teyit etmektedir. Hemen anestezi sonrası gözlerde veteriner merhem sürün. Anestezi gözleri veteriner merhem uygulamak ve cerrahi sonrası ve aşılama analjezi için Karprofen (5-10 mg / kg SQ) vermek hemen sonra. </li><li> Mou yerleştirineğimli bir platform üzerinde se yatar. Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi, ameliyat dikiş ipliği döngüler ile büyük bir ofis birleştirici çok iyi işler bantlanmış. </li><li> Boyun ve temiz ventral bölümünü Tıraş ve% 70 alkol ile boyun alanı dezenfekte edin. Yeni latex ve pudrayla eldivenlerle,% 70 alkol ile dezenfekte cerrahi aletler kullanmayın. </li><li> Kullanımı keskin makas yaklaşık 12 mm alt kesici altında boyun küçük bir cerrahi kesi yapmak. </li><li> Bir forseps yavaşça boyun cildi çekme ile trakea ventral duvarı görülebilir kaudale kadar. </li><li> Yavaşça dilini geri çekin ve fare ventral yüzeyine doğru eğik bükük ucu ile kanül yerleştirin. 1.4 gibi boyun cilt üzerinde nazikçe çekin ve trakea içine kanül yerleştirin. NOT: Küçük bir uygulama ile, kateter trakea aşağı hareket görünür olacaktır. O yemek borusu giderse, o zaman kateterin hareketinin hiçbir görsel nişan olacak. Hiçbir kesiTrakea yapılır. </li><li> Kateter boyun trakea görüldüğü sonra, güvenilir olmak o yaklaşık 5 mm ileri ses telleri geçti ama yine de karinanın üstünde. </li><li> Bir jel yükleme pipet ile kateter içinden enjekte edilerek sıvının 50 ul kadar aşılamak hazırlayın. Diş hub ucu yerleştirin, ancak farenin nefes ucu senkron sıvı hareketini gözlemlemek için dikkatle göz enjekte etmeden önce. Ardından instillate enjekte. </li><li> 1 ml şırınga ile hemen akciğerlerde sıvı derin dağıtma yardımcı olmak için kateter yoluyla akciğerlere hava 0,6 ml nispeten hızlı enflasyonu yapın. Kanül kaldırın. </li><li> Kanül kaldırın. </li><li> Vetbond için paket eki talimatlarına uygun olarak, küçük bir cerrahi yara kapatma siyanoakrilat yapıştırıcı madde küçük bir miktar kullanın. Bireysel kafeslerde fareler yerleştirin ve uyanmak kadar görsel onları izlemek ve discomf herhangi bir gösterge olmadan normal davranmayaort. </li></ol> 2. Akciğer Fixation Not: tüm deney prosedürleri bir farede yapılır, akciğerler formaldehid (veya arzu edilen herhangi fiksatif) ile sabitlenmesi ile histolojik işlem için hazır hale edilebilir. <ol><li> Bir IACUC kabul edilebilir prosedüre fare Kurban. Videoda gösterilen temsili fare, bir anestezi fare servikal dislokasyon kullanılır. </li><li> Cerrahi, trakea ventral tarafında ortaya küçük bir kesim yaparak ve trakea içine 18 G saplama iğne ucu takarak, ve iplik ile bağlayarak (zaten bitmiş değilse) bir trakeostomi gerçekleştirin. </li><li> Dikkatle, orta hat kesi ile göğüs kafesi açmak için diyaframı kesip, ve akciğerler açığa lateral göğüs duvarları kaldırmak. </li><li> Formaldehit içeren bir halka standında bir rezervuar iğnenin diş ucunu. Şekil 3 Bkz. </li><li> 25 cm MM&#39;nin seviyesinden formaldehit üst yüzeyini ayarlamase. Şekil 3 Bkz. Sonraki bir vana sonuna dışarı akışkan çalıştırarak tespit tüp hava olduğundan emin olun. Rezervuar tüp trakea kanül diş ucunu. Formaldehit ile akciğerlerini şişirmek için musluğunu açın. En az 20 dakika boyunca basınç altında akciğerlere bırakın. </li><li> Formaldehit ile akciğerlerini şişirmek için musluğunu açın. En az 20 dakika boyunca basınç altında akciğerlere bırakın. </li><li> Sonra, saplama iğnenin ucunun ötesine trakea kapalı kravat. Bu uncannulated trakea daha açığa iğne geri yavaşça çekin yardımcı olabilir. Güvenli bağlı olduğunda, stopcock çıkarın. </li><li> Dikkatle akciğerleri teşrih. </li><li> Gecede formaldehit içinde akciğerleri yerleştirin. Daha uzun zaman ince ve bazı lekeler ya da prosedürler belirli süreleri belirtebilirsiniz. Ayrıca bu gibi z-düzeltme başka bir sıvı sabitleyici, uygulaması ve daldırma için kullanılabilir. </li><li> Daha fazla işlenmeden önce histolojik ölçmekBir sonraki açıklandığı gibi sabit akciğer hacmi. </li></ol> Sabit Akciğer Hacim 3. Ölçüm <ol><li> . Şekil 4&#39;te gösterildiği gibi Archimedes prensibi kullanılarak akciğer hacmini ölçmek formaldehit sabit akciğer çıkarın ve kalp ve herhangi bir diğer non-akciğer dokusu disseke. </li><li> Tamamen su altında akciğerleri tutmak için kullanılan bir önce inşa basit ev yapımı tel destek aygıtı kullanın. NOT: Bu cihaz kullanılıyor hangisi denge ile uyumlu hale gerekmektedir. Şekil 5&#39;te gösterilen tipik bir cihaz, plastik pipet ve ince (20 G) telden yapılır. Bu sistem videoda kullanılan denge ile iyi çalışır, ancak kolayca en Laboratuvar teraziler adapte olabilir. </li><li> Su içinde bir yerde destekleyici kafes denge ve dara su ≈200 ml beher yerleştirin. . Şekil 6&#39;ya bakın metal kafes çıkarın; Su yüzeyinde akciğer koyun ve su altında basınkafesi ile. </li><li> Denge üzerinde ağırlığını kaydedin. Bu sayı, su yerinden hacmini yansıtır ve dolayısıyla akciğer hacminin doğrudan bir ölçüsüdür. Emin akciğer veya dikiş veya kenarlarına veya beher alt değmeyecek tel kafes herhangi bir bölümünü yapmak için dikkatli olun. </li><li> Doğruluk için, bu ölçümü tekrarlayın. Bir doku üzerinde su akciğer ve kurutun. Yerinde tekrar kafes ile beher dara ve akciğer hacim ölçümü tekrarlayın. İki hacim ölçümleri daha sonra ortalaması alınmalıdır. Not: akciğerler fazla yaklaşık bir hafta için formalin içerisinde kalır, akciğerlerdeki hava sıvı içinde çözülmektedir. Bu durumda, akciğer batar, bu nedenle batık akciğer tutmak için Şekil 5&#39;te olduğu gibi herhangi bir cihazı kullanmak için artık gerekli değildir. Bu durumda hacmi, Şekil 4 &#39;de gösterildiği gibi tamamen daldırılmış kadar ameliyat dikiş ipliği diziden biri ile akciğer tutarak, sadece ile ölçülebilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice.">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).</li><li>Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+cellular+profile+and+lung+function+with+repeated+bronchoalveolar+lavage+in+individual+mice.">Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice.</a> Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).</li><li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation:+description,+evaluation+and+comparison+with+transillumination.">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).</li><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice.">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory. 41, 128-135 (2007).</li><li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice.">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab animal. 35, 39-42 (2006).</li><li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies.">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).</li><li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice.">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).</li><li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice.">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).</li><li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society/European+Respiratory+Society:+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure.">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).</li><li>Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methodology+for+the+measurement+of+mucociliary+function+in+the+mouse+by+scintigraphy.">Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy.</a> J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).</li><li>Cai, Y., Kimura, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasive+intratracheal+intubation+to+study+the+pathology+and+physiology+of+mouse+lung.">Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).</li><li>Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage.</a> American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).</li><li>Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Mouse+Lung+Volumes+Inflated+with+Air+and+Instilled+Fixatives.">Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives.</a> Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).</li><li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice.">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li></ol>

Burada anlatılan prosedürler çeşitli avantajları vardır. İlk Gerekli ekipman basit ve ucuzdur. İkincisi, entübasyon hızla birkaç hatalar yapılabilir. Üçüncüsü, sabit akciğer hacmi sabit basınçta akciğerlere düzeltmek ve daha sonra ölçebilme akciğer 10 yapıların veya hücrelerin düzgün ölçümü sağlar. Entübasyon için bir olası olumsuz küçük cerrahidir. Bu 2. instillation gerekiyorsa prosedürü tekrarlayın yeteneğini sınırlayabi...

Bir takım nedenlerden, akciğer kanseri yaygın farede çalışılmamıştır. Bunun bir nedeni, akciğere erişim in vivo olarak çok zordur ve sabit akciğer kantitatif analiz genel olarak yapılmaz olmasıdır. Bu yazıda anlatılan yöntemler bu durumu düzeltmek için tasarlanmıştır. Hedefler burada büyük akciğer kanseri ya da diğer patolojiler ile kurulum ve fare akciğerlerin analizine yardımcı olacak basit yöntemler tarif vardır. Bu yaklaşımlardan hiç biri bütünüyle yeni olmakla birlikte, burada tarif edildiği gibi basitleştirilmiş biçimde tek başına yöntemlerle bir araya sunulmamıştır. Öncelikle uzunlamasına çalışmalarda bireysel farelerde tekrar akciğer fonksiyonunu veya bronkoalveoler lavaj yapmanın amacıyla fare akciğer entübasyon için yöntemler tarif etmişlerdir el yazması bir dizi olmuştur. Orijinal kağıt beri, mous farklı yaklaşımlar tarif var diğer bazı kağıtlar olmuşture entübasyon 1 -9. Bu yöntemlerin tümü başarıyla kullanılabilir olsa da, genellikle önemli bir eğitim gerektirir ve bir nontrivial başarısızlık oranı olmadan sık sık değildir. Buna ek olarak, akciğer fonksiyon ölçümleri gerçekleştirmek amacıyla, kanül herhangi bir hava kaçağı olmaması için yeterince sıkı bir şekilde uyacak trakea gerekmektedir. Ancak, entübasyon başka pratik kullanım akciğere doğrudan belirli maddeler (kanser hücrelerini ya da diğer hakaret) ya da tedavi edici ilaçlar teslim etmektir. Böyle bir prosedür sıkı uydurma kanül ne de herhangi bir gelişmiş solunum fonksiyon ekipman gerektirmez. Burada gösterilen bu yöntemin yeni özelliği yemek borusu giren kanülün herhangi imkanı olmadan entübasyon izin veren küçük bir cerrahi prosedür gerektirir. Bu basit yaklaşım, nispeten daha az eğitim veya deneyime sahip başarılı entübasyon sağlar. En çok 30 fareler / saat sıfıra yaklaşan bir başarısızlık oranı ile bu yaklaşımı kullanılarak tedavi edilebilir. T kezO fareler yaralı ya da kanserli akciğerler sonra histolojik ve patolojik analiz için kaldırılabilir, kurban edilecek hazırız. Ancak, düzgün diğer akciğerler ile karşılaştırıldığında herhangi bir histolojik değişkenleri ölçmek için, bu tespit prosedürleri standardize ve düzgün bir şekilde monte akciğer hacmini 10 ölçmek esastır. Bu yazıda ayrıntılı olarak standardize tespit usullerinin yanı sıra sabit akciğer hacmini ölçmek için bir yol sağlayan basit yordamlar açıklanır. Böyle bir hacim tespiti olmadan, sadece göreli yoğunlukları 10 ölçülebilir çünkü hacim, histoloji miktarının önemli bir ölçümdür. Akciğer hacmi bilinmektedir Ancak, bir kez hücreler ve akciğerde diğer yapısal ölçümler mutlak ölçüm daha sonra ölçülebilir.

<table><tbody><tr><td>Laboratory Balance</td><td>Ohaus</td><td>Adventurer Pro Model AV 313&amp;nbsp;</td><td>Other balances can be used if they have a range of 1-300 g</td></tr><tr><td>20 g Luer intravenous catheter</td><td>Insylte</td><td></td><td>Several other possible vendors, &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Jelco Optiva</td></tr><tr><td>500 ml laboratory bottle</td><td>Various</td><td></td><td>Several other possible vendors</td></tr></tbody></table>

instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research

Yaralanmasına veya fareler öldürmeden doğrudan akciğere canlı ajanlar, hücreleri veya kimyasal aşılamak yetenek akciğer kanser araştırmalarında önemli bir araçtır. Solunum fonksiyon ölçümleri için fareler entübe nasıl gösteren yayınlanmış bir dizi yöntem olmasına rağmen, hiçbiri farelerin büyük kohortlarda hızlı trakeal damlatma potansiyel sorunsuz vardır. Bu yazıda, basit ve hızlı bir yöntem etkin bir biçimde bu tür instilasyonları yürütmek için bir müfettiş sağlayan tarif edilmektedir. Yöntem, herhangi bir özel alet veya aydınlatma gerektirmez ve çok az uygulama ile öğrenilebilir. Bu, bir fare anestezi trakea görselleştirmek için boyun küçük bir kesi yapıyor ve daha sonra doğrudan bir intravenöz kateter takmadan içerir. Ufak bir kesik hızlı bir doku yapışkanı ile kapatılır ve farenin iyileşmelerine izin verilir. Yetenekli bir öğrenci ya da teknisyen 2 dk / fare ortalama hızında instilasyonları yapabilirsiniz. T kezKanser kurulduğunda da akciğerlere kantitatif histolojik analiz için bir ihtiyaç sık sık vardır. Geleneksel fiksasyon sırasında akciğer enflasyonu standardize etmek zahmet etmeyin, genellikle patolog ve analizler genellikle oldukça öznel olabilir bir puanlama sistemine dayanmaktadır. Bu bazen bir akciğer tümörü büyüklüğü brüt tahminler için yeterli yeterli olabilirken, akciğer yapısı veya hücrelerin herhangi bir uygun stereolojik miktar tekrarlanabilir tespit prosedürü ve sonraki akciğer hacmi ölçümünü gerektirir. İşte biz de baskı altında akciğerleri sabitleme ve daha sonra doğru sabit akciğer hacmini ölçmek için basit, güvenilir prosedürler açıklanmaktadır. Tek şart, 1 mg-300 g aralığında doğru olan bir laboratuar dengedir. Böylece burada sunulan prosedürleri büyük ölçüde farelerde akciğer kanserlerini oluşturmak tedavi ve analiz etme yeteneğini geliştirmek olabilir.

Prosedür, tek başına herhangi genel sonuçlara yol etmez ilk protokolde tarif eder. Bu, yalnızca doğrudan nefes borusu içine maddeleri aşılamak için çok güvenilir bir araç tarif eder. 7 trypan blue Burada anlatılan yöntemle damlatıldı olan bir akciğer bir örneğini göstermektedir. Trakea veya farelere 11,12 doğrudan verilen diğer boyalar ya da izleyiciler ile görülmüştür ne benzer boya yaygın dağıtım vardır. Biz de sırasıyla yaygın fibrozis v...

Watch this Scientific Journal Video about Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research at JoVE.com

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Bu yazının amacı, büyük ölçüde akciğer kanseri ya da diğer patolojiler ile kurulum ve fare akciğerlerin analizine yardımcı olacak basit yöntemler tarif etmektir. Biz sadece ve güvenilir akciğer instilasyonlar, fiksasyon ve akciğer hacim ölçümleri yürütmek için 3 protokol sunuyoruz.

Fare Akciğer Kanseri Araştırma Faydalı instillation ve Fiksasyon Yöntemi

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

instillation-and-fixation-methods-useful-in-mouse-lung-cancer-research

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

28.2K Görüntüleme.  Johns Hopkins University.  Bu yazının amacı, büyük ölçüde akciğer kanseri ya da diğer patolojiler ile kurulum ve fare akciğerlerin analizine yardımcı olacak basit yöntemler tarif etmektir. Biz sadece ve güvenilir akciğer instilasyonlar, fiksasyon ve akciğer hacim ölçümleri yürütmek için 3 protokol sunuyoruz. 

Video: Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of micrometastases by radiologic imaging and the success in their therapeutic eradication remain limited.
While animal models have proven to be invaluable tools for cancer research1, the monitoring/visualization of micrometastases remains a challenge and inaccurate evaluation of metastatic spread in preclinical studies potentially leads to disappointing results in clinical trials2. Consequently, there is great interest in refining the methods to finally allow reproducible and reliable detection of metastases down to the single cell level in normal tissue. The main focus therefore is on techniques, which allow the detection of tumor cells in vivo, like micro-computer tomography (micro-CT), positron emission tomography (PET), bioluminescence or fluorescence imaging3,4. We are currently optimizing these techniques for in vivo monitoring of primary tumor growth and metastasis in different osteosarcoma models. Some of these techniques can also be used for ex vivo analysis of metastasis beside classical methods like qPCR5, FACS6 or different types of histological staining. As a benchmark, we have established in the present study the stable transfection or transduction of tumor cells with the lacZ gene encoding the bacterial enzyme &beta;-galactosidase that metabolizes the chromogenic substrate 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-beta-D-galactopyranoside (X-Gal) to an insoluble indigo blue dye7 and allows highly sensitive and selective histochemical blue staining of tumor cells in mouse tissue ex vivo down to the single cell level as shown here. This is a low-cost and not equipment-intensive tool, which allows precise validation of metastasis8 in studies assessing new anticancer therapies9-11. A limiting factor of X-gal staining is the low contrast to e.g. blood-related red staining of well vascularized tissues. In lung tissue this problem can be solved by in-situ lung perfusion, a technique that was recently established by Borsig et al.12 who perfused the lungs of mice under anesthesia to clear them from blood and to fix and embed them in-situ under inflation through the trachea. This method prevents also the collapse of the lung and thereby maintains the morphology of functional lung alveoli, which improves the quality of the tissue for histological analysis. In the present study, we describe a new protocol, which takes advantage of a combination of X-gal staining of lacZ-expressing tumor cells and in-situ perfusion and fixation of lung tissue. This refined protocol allows high-sensitivity detection of single metastatic cells in the lung and enabled us in a recent study to detect "dormant" lung micrometastases in a mouse model13, which was originally described to be non-metastatic14.

Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

The novel protocol reported in the present study allows selective detection of lung metastases at single cell resolution in mice by combined in-situ lung perfusion and fixation and X-Gal staining of lacZ-tagged tumor cells.

Kombine tarafından Farelerde Tek Hücre çözünürlükte Akciğer Metastaz Geliştirilmiş Görselleştirme<em&gt; In-situ</emAkciğer Doku ve X-Gal Boyanma&gt; Perfüzyon<em&gt; LacZ</em&gt;-Tagged Tümör Hücreleri

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of ...

Tıp

Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform necropsies rapidly and efficiently from studies without sacrificing the quality of the tissues procured. The goal of this protocol is to present a method to rapidly perfuse, inflate, and fix mouse lungs for downstream histological analysis. This method does not standardize lung inflation; thus, it does not require any special procedures or equipment and instead simply instills fixative directly through the trachea following perfusion through the heart. This allows for sufficient estimation of tumor size, histology, and scoring. This also allows for the collection of frozen tissue prior to lung tissue fixation. This method is limited in that it does not allow for later morphometric quantification of the lung; however, it is more than sufficient for lung tumor analysis from genetically engineered mouse models (GEMMs), syngeneic models, as well as xenograft tumor and metastasis studies.

The purpose of this method is to present a simple and efficient method for the perfusion, inflation, and fixation of mouse lungs for the examination of lung tumor pathology and evaluation of metastases to the lung.

Tümör Histolojisi için Fare Akciğerinin Perfüzyonu ve Enflasyonu

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform ...

Kanser Araştırmaları

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

Fare Akciğer içine çözünenlerin Doğrudan Trakeal damlatma

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

Biyoloji

Injection of Syngeneic Murine Melanoma Cells to Determine Their Metastatic Potential in the Lungs

Approximately 90% of human cancer deaths are linked to metastasis. Despite the prevalence and relative harm of metastasis, therapeutics for treatment or prevention are lacking. We report a method for the establishment of pulmonary metastases in mice, useful for the study of this phenomenon. Tail vein injection of B57BL/6J mice with B16-BL6 is among the most used models for melanoma metastases. Some of the circulating tumor cells establish themselves in the lungs of the mouse, creating "experimental" metastatic foci. With this model it is possible to measure the relative effects of therapeutic agents on the development of cancer metastasis. The difference in enumerated lung foci between treated and untreated mice indicates the efficacy of metastases neutralization. However, prior to the investigation of a therapeutic agent, it is necessary to determine an optimal number of injected B16-BL6 cells for the quantitative analysis of metastatic foci. Injection of too many cells may result in an overabundance of metastatic foci, impairing proper quantification and overwhelming the effects of anti-cancer therapies, while injection of too few cells will hinder the comparison between treated and controls.

Metastasis plays a profound role in the virulence of cancer, accounting for an estimated 90% of deaths. We report a protocol for a metastatic melanoma model in mice that is useful for determining the efficacy of therapeutic agents against this clinical phenomenon.

Singenik Fare Melanom Hücreleri Enjeksiyon Akciğerler Onların Metastatik Potansiyeli belirleme

Approximately 90% of human cancer deaths are linked to metastasis.  Despite the prevalence and relative harm of metastasis, therapeutics for treatment or ...

Pre-Conditioning the Airways of Mice with Bleomycin Increases the Efficiency of Orthotopic Lung Cancer Cell Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of thoracic malignancies, additional animal models that can recapitulate diverse human lung cancer subtypes and stages are needed. Allograft or xenograft models are versatile and enable the quantification of tumorigenic capacity in vivo, using malignant cells of either murine or human origin. However, previously described methods of lung cancer cell engraftment have been performed in non-physiological sites, such as the flank of mice, due to the inefficiency of orthotopic transplantation of cells into the lungs. In this study, we describe a method to enhance orthotopic lung cancer cell engraftment by pre-conditioning the airways of mice with the fibrosis inducing agent bleomycin. As a proof-of-concept experiment, we applied this approach to engraft tumor cells of the lung adenocarcinoma subtype, obtained from either mouse or human sources, into various strains of mice. We demonstrate that injuring the airways with bleomycin prior to tumor cell injection increases the engraftment of tumor cells from 0-17% to 71-100%. Significantly, this method enhanced lung tumor incidence and subsequent outgrowth using different models and mouse strains. In addition, engrafted lung cancer cells disseminate from the lungs into relevant distant organs. Thus, we provide a protocol that can be used to establish and maintain new orthotopic models of lung cancer with limiting amounts of cells or biospecimen and to quantitatively assess the tumorigenic capacity of lung cancer cells in physiologically relevant settings.

We describe a method to significantly enhance orthotopic engraftment of lung cancer cells into the murine lungs by pre-conditioning the airways with injury. This approach may also be applied to study stromal interactions within the lung microenvironment, metastatic dissemination, lung cancer co-morbidities, and to more efficiently generate patient derived xenografts.

Bleomycin ile fareler Airways önceden Merkezi Klima Orthotopic akciğer kanseri hücre Engraftment verimliliğini artırır

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of ...

Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung fixation to produce reliable histological specimens of the lung. Due to the nature of the lung&rsquo;s structural composition, which consists largely of air and tissue, there is a risk that it collapses or deflates during the fixation process. Various lung fixation methods exist, each of which has its own advantages and disadvantages. The lung fixation method presented here utilizes constant pressure to enable optimal tissue evaluation for studies using an emphysematous mouse lung model. The main advantage is that it can fix many lungs with the same condition at one time. Lung specimens are obtained from chronic cigarette smoke-exposed mice. Lung fixation is performed using specialized equipment that enables the production of constant pressure. This constant pressure maintains the lung in a reasonably inflated state. Thus, this method generates a histological specimen of the lung that is suitable to evaluate cigarette smoke-induced mild emphysema.

Presented here is a useful protocol for lung fixation that creates a stable condition for histological evaluate of lung specimens from a mouse model of emphysema. The main advantage of this model is that it can fix many lungs with the same constant pressure without lung collapse or deflation.

Farelerde AmfizemIn Değerlendirilmesi İçin Sabit Basınç Altında Akciğer Fiksasyonu

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung ...

<meta charset="utf8"></head><body>Floresan Mikroskobu Analizi için Akciğerlerde Mantar Sporu Lokalizasyonunun Korunması

Efficient Method for Imaging Murine Lungs that Preserves Spatial Dynamics of Fungal Spores in the Airways

Fungi infect humans when environmental spores are inhaled into the lungs. The lung is a heterogeneous organ. Conducting airways, including bronchi and bronchioles, branch until terminating in the alveolar airspace where gas exchange occurs. Infections originating in the bronchioles or alveoli elicit distinct host responses and disease manifestations. Therefore, understanding precisely where spores naturally localize in the lungs, particularly soon after infection, expands opportunities for investigation of host-pathogen interactions. Herein, we detail an in-situ analysis of lungs from mice infected with Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3&#916; arthroconidia. Conventional methods for histological preservation involve liquid inflation of the airways with a fixative solution, which displaces the natural location of aspirated fungal particles, pushing spores from proximal bronchioles to terminal airspaces.
Conversely, this method of air-inflation with blood vasculature perfusion-fixation preserves the physiologic position of fungal spores within the bronchioles. Moreover, we describe a simple approach to cryopreserving, embedding, and imaging lung specimens. We also share high-throughput computational techniques via the open-source QuPath program to analyze the spatial distribution of fungal spores within the lung. The method presented here is simple and quick, requires minimal equipment to perform, and can be easily adapted for use with many respiratory fungal infection models.

<meta charset="utf8"></head><body>Hava Yollarındaki Mantar Sporlarının Mekansal Dinamiklerini Koruyan Murin Akciğerlerini Görüntülemek için Etkili Yöntem

We present a method for a fungal pathogenesis model that preserves the natural positioning of fungal spores in the lung airways for analysis via fluorescent microscopy.

Hava Yollarındaki Mantar Sporlarının Mekansal Dinamiklerini Koruyan Murin Akciğerlerini Görüntülemek için Etkili Yöntem

Fungi infect humans when environmental spores are inhaled into the lungs. The lung is a heterogeneous organ. Conducting airways, including bronchi and ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Using Nicotine in a Silica-Exposed Mouse Model to Promote Lung Epithelial-Mesenchymal Transition

Smoking and exposure to silica are common among occupational workers, and silica is more likely to injure the lungs of smokers than non-smokers. The role of nicotine, the primary addictive ingredient in cigarettes, in silicosis development is unclear. The mouse model employed in this study was simple and easily controlled, and it effectively simulated the effects of chronic nicotine ingestion and repeated exposure to silica on lung fibrosis through epithelial-mesenchymal transition in human beings. In addition, this model can help in the direct study of the effects of nicotine on silicosis while avoiding the effects of other components in cigarette smoke.
After environmental adaptation, mice were injected subcutaneously with 0.25 mg/kg nicotine solution into the loose skin over the neck every morning and evening at 12 h intervals over 40 days. Additionally, crystalline silica powder (1-5 &#181;m) was suspended in normal saline, diluted to a suspension of 20 mg/mL, and dispersed evenly using an ultrasonic water bath. The isoflurane-anesthetized mice inhaled 50 &#181;L of this silica dust suspension through the nose and were awoken via chest massage. Silica exposure was administrated daily on days 5-19.
The double-exposed mouse model was exposed to nicotine and then silica, which matches the exposure history of workers who are exposed to both harmful factors. In addition, nicotine promoted pulmonary fibrosis through epithelial-mesenchymal transformation (EMT) in mice. This animal model can be used to study the effects of multiple factors on the development of silicosis.

This study describes a mouse model to study the synergistic effect of nicotine on the progression of pulmonary fibrosis in experimental silicosis mice. The dual-exposure mouse model simulates the pathological progression in the lung after simultaneous exposure to nicotine and silica. The methods described are simple and highly reproducible.

Akciğer Epitelyal-Mezenkimal Geçişini Desteklemek için Silikaya Maruz Kalan Bir Fare Modelinde Nikotin Kullanılması

Smoking and exposure to silica are common among occupational workers, and silica is more likely to injure the lungs of smokers than non-smokers. The role ...

Fare Akciğer Kanseri Araştırma Faydalı instillation ve Fiksasyon Yöntemi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Kombine tarafından Farelerde Tek Hücre çözünürlükte Akciğer Metastaz Geliştirilmiş Görselleştirme

Tümör Histolojisi için Fare Akciğerinin Perfüzyonu ve Enflasyonu

Fare Akciğer içine çözünenlerin Doğrudan Trakeal damlatma

Singenik Fare Melanom Hücreleri Enjeksiyon Akciğerler Onların Metastatik Potansiyeli belirleme

Bleomycin ile fareler Airways önceden Merkezi Klima Orthotopic akciğer kanseri hücre Engraftment verimliliğini artırır

Farelerde AmfizemIn Değerlendirilmesi İçin Sabit Basınç Altında Akciğer Fiksasyonu

Hava Yollarındaki Mantar Sporlarının Mekansal Dinamiklerini Koruyan Murin Akciğerlerini Görüntülemek için Etkili Yöntem

Hava Yollarındaki Mantar Sporlarının Mekansal Dinamiklerini Koruyan Murin Akciğerlerini Görüntülemek için Etkili Yöntem

Hava Yollarındaki Mantar Sporlarının Mekansal Dinamiklerini Koruyan Murin Akciğerlerini Görüntülemek için Etkili Yöntem

Akciğer Epitelyal-Mezenkimal Geçişini Desteklemek için Silikaya Maruz Kalan Bir Fare Modelinde Nikotin Kullanılması