以下のプロトコルは、20〜35グラムのマウスではうまく機能システムが記載されています。この方法は、容易に、単に、カテーテルのサイズを変更することによって、より大きな又はより小さなマウスに適応することができました。全ての動物プロトコルは、ジョンズホプキンス大学動物実験委員会によって承認されました。 1.肺点滴注入<ol><li>挿管に使用する商業1インチ長い20グラム静脈カニューレを選択します。 </li><li>手動で、図1に示すように、それは先端のわずかな曲率を生成するために、曲げカテーテル先端を変更します。 </li><li>ケタミンの混合物（100mg / kg）およびキシラジン（15 mgの/ kg）でマウスを麻酔IPを注入し、反射運動の欠如によって麻酔を確認します。すぐに麻酔した後、目に獣医軟膏を適用します。麻酔が目に獣医軟膏を適用し、手術後や点滴鎮痛のためにカルプロフェン（5-10ミリグラム/キログラムSQ）を得た直後。 </li><li>畝を配置傾斜プラットフォーム上でSE仰向け。 図2に示すように 、縫合糸ループを有する大規模オフィスバインダーは完璧に作品をテープで固定しました。 </li><li>首とクリーンの腹の部分を剃るし、70％アルコールで首エリアを消毒。新しいlatex-とpowder-無料の手袋を使用すると、70％アルコールで消毒手術器具を使用しています。 </li><li>鋭いハサミを使用すると、約12ミリメートル下顎切歯の下に首に小さな外科的切開を行います。 </li><li>気管の腹側の壁を見ることができるまで、ピンセットで軽く首尾側で皮膚を引っ張ります。 </li><li>そっと舌を撤回し、マウスの腹面に向かって傾斜して曲がった先端でカニューレを挿入します。 1.4のように、首の皮膚を軽く引いて、気管にカニューレを挿入します。 注：少し練習すると、カテーテルが気管を下に移動する表示されます。それが食道に入る場合には、カテーテルの動きの視覚的な目撃情報はありません。いいえ切開ん気管内に作られています。 </li><li>カテーテルを首の気管に見られると、約5mm、確実に声帯を通過したが、まだ十分に気管分岐部の上にすることを進みました。 </li><li>ゲルローディングピペットチップでカテーテルを介して注入することにより、液体の50μlにまで浸透させるための準備。ルアーハブでチップを置きますが、マウスの呼吸で先端同期内の流体の動きを観察するために慎重に見て注入する前に。その後、点滴を注入。 </li><li> 1mlシリンジを使用すると、すぐに肺の中の液体の深いを分散を助けるためにカテーテルを介して肺に空気の0.6ミリリットルの比較的急速なインフレを行います。カニューレを削除します。 </li><li>カニューレを削除します。 </li><li> VetBondための添付文書の指示通りに小さな手術創を閉鎖するためにシアノアクリレート接着剤の少量を使用してください。個々のケージにマウスを置き、彼らが目を覚ますまで、視覚的に監視し、discomfの兆候なしで正常に動作ORT。 </li></ol> 2.肺固定注：すべての実験手順は、マウスで行われると、肺がホルムアルデヒド（または任意の他の所望の固定剤）で固定することにより組織学的処理のために準備することができます。 <ol><li> IACUC許容可能な手順でマウスを生け贄に捧げます。ビデオに示されている代表的なマウスの場合、麻酔したマウスの頚椎脱臼が使用されます。 </li><li>外科、気管の腹側を露出させ、小さなカットを作る、と気管に18 Gスタブ針の先端を挿入し、スレッドとそれを結びつけることによって（まだ行っていない場合）気管切開を行います。 </li><li>慎重に、正中切開で胸郭を開き、ダイヤフラムを切り取って、肺を露出するために胸部側面の壁を取り除きます。 </li><li>ホルムアルデヒドを含むリングスタンド上の容器に針のルアー端を接続します。 図3を参照してください 。 </li><li> 25センチメートルMOUのレベルを超えてホルムアルデヒドの上面を設定SE。 図3を参照してください 。次は、コックの終わりから流体を実行して、固定チューブ内に空気が存在しないことを確認してください。貯留管に気管カニューレのルアー端を接続します。ホルムアルデヒドで肺を膨らませるコックを開きます。少なくとも20分間、圧力下肺を残します。 </li><li>ホルムアルデヒドで肺を膨らませるコックを開きます。少なくとも20分間、圧力下肺を残します。 </li><li>次に、スタブ針の端部を越えて気管を縛ります。それはuncannulated気管の多くを露出するために、針の上にゆっくりと引き戻すのに役立つことがあります。安全に接続すると、ストップコックを削除します。 </li><li>慎重に肺を解剖します。 </li><li>一晩ホルムアルデヒドで肺を置きます。長い時間が微細であり、シミや手順が特定の時間を指定することができます。また、z軸を修正などの他の液体の固定剤は、点滴注入、浸漬のために使用することができます。 </li><li>さらに組織学的処理の前に、測定次に説明するように固定された肺容量。 </li></ol>固定肺容量の3測定<ol><li> 図4に示すように、アルキメデスの原理を用いて、肺容量を測定します。ホルムアルデヒドから固定肺を外し、心臓や他の非肺組織を分析。 </li><li>完全に水の下で肺を維持するために使用される以前に構築シンプルな自家製のワイヤ支持デバイスを使用してください。 注：このデバイスが使用されている方のバランスと両立させることが必要です。 図5に示される典型的な装置は、プラスチックピペットと薄い（20 G）のワイヤから形成されています。このシステムは、ビデオで使用さバランスでうまく動作しますが、簡単にほとんどの研究室残高に適合させることができます。 </li><li>水の代わりに、サポートするケージとのバランスと風袋の水の≈200mlのビーカーを置きます。 図6を参照してください金属ケージを取り外します。水面に肺を置き、下に押して、水ケージと。 </li><li>バランスの重量を記録します。この数は、置換された水の量を反映しているため、肺容量の直接の尺度です。肺または縫合糸またはワイヤケージのいずれかの部分が側面やビーカーの底に接触しないことを確認してくださいするように注意してください。 </li><li>精度については、この測定を繰り返します。水から肺を取り出し、組織の乾燥。再び所定の位置にケージを入れたビーカーを風袋引きし、肺容量測定を繰り返します。 2つのボリュームの測定値は、その後、平均化されるべきです。 注：肺がより約一週間のためにホルマリン中に残っている場合は、肺の中の空気が液体に溶解されます。この場合、肺は沈むので、水没肺を維持するために、図5のような任意のデバイスを使用する必要がなくなります。このような場合、ボリュームが、図4に示されるように、それが完全に浸漬されるまで、縫合糸のいずれかの文字列によって肺を保持することによって簡単にすることによって測定することができます。 </li></ol>

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H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+Laryngoscopy+in+Mice.">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).</li><li>Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+official+research+policy+statement+of+the+American+Thoracic+Society/European+Respiratory+Society:+standards+for+quantitative+assessment+of+lung+structure.">An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure.</a> Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).</li><li>Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. 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Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">A simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).</li><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation.">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).</li><li>Lum, H., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+10%+formalin+fixation+on+fixed+lung+volume+and+lung+tissue+shrinkage.">Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage.</a> American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).</li><li>Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Mouse+Lung+Volumes+Inflated+with+Air+and+Instilled+Fixatives.">Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives.</a> Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).</li><li>Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+measurement+of+lung+volumes+in+mice.">In vivo measurement of lung volumes in mice.</a> Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).</li></ol>

ここで説明する手順は、いくつかの利点を有します。まず必要な機器は、簡単で安価です。第二に、挿管はすぐにいくつかのエラーで行うことができます。第三に、固定された肺容量を一定の圧力で肺を固定した後、測定する能力は、肺10内の構造や細胞の適切な定量化を可能にします。 挿管に対する1つの可能な欠点は、簡単な手術です。これは、2 番目の</...

多くの理由により、肺癌は、マウスにおいて広く研究されていません。その理由の一つは、肺へのアクセスは、インビボで非常に困難であり、固定肺の定量分析は、一般的に行われないということです。このホワイトペーパーで説明する方法は、この状況を改善するように設計されています。目標は、本明細書に大きく肺癌または他の病理との設定、マウスの肺の分析を補助する単純な方法を記載することです。これらのアプローチのいずれも、全く新しいませんが、彼らはここで説明するように簡略化して、スタンドアロンの方法として一緒に提示されていません。 主に縦方向の研究における個々のマウスで繰り返し肺機能や気管支肺胞洗浄を行うことを目的に、マウスの肺の挿管のための方法を記載している原稿の数がありました。そのオリジナルの論文以来、覚書に異なるアプローチが記載されている他のいくつかの論文がありましたE挿管1 -9。これらの方法の全てが正常に使用することができるが、それらは通常、かなりの訓練を必要とし、重要な故障率なしに、多くの場合ではありません。加えて、肺機能測定を行うために、カニューレには、空気漏れがないようにしっかりと十分な気管にフィットする必要があります。しかし、挿管のための別の実用化は、肺に直接特定の薬剤（癌細胞または他の傷害）、または治療薬を送達することです。このような手順は、タイトなフィッティングカニューレも任意の洗練された肺機能の機器を必要としません。ここに示されているこの方法の新規な特徴は、食道に入るカニューレのいずれかの可能性なしに挿管を可能にする簡単な外科的処置を必要とします。この単純なアプローチは比較的少ないトレーニングや経験を持つ成功した挿管を可能にします。以下のような多くの30匹のマウス/時間がゼロに近づく故障率と、この方法を用いて治療することができます。 Tたら彼のマウスは、負傷または癌性肺が、その後組織学的および病理学的分析のために取り外すことができ、犠牲にする準備ができています。しかし、適切に他の肺との比較のために任意の組織学的変数を定量化するためには、固定手順を標準化し、適切に固定された肺容積10を定量化することが不可欠です。本稿では詳細に標準化された固定手順と同様に固定肺容量を測定する方法を可能にする簡単な手順について説明します。そのようなボリューム決意することなく、唯一の相対密度が10を測定することができるので、体積は、組織学の定量化に不可欠な測定基準です。肺気量がわかれば、しかしながら、肺の細胞、および他の構造の測定値の絶対的な測定値は、その後、定量することができます。

<table><tbody><tr><td>Laboratory Balance</td><td>Ohaus</td><td>Adventurer Pro Model AV 313&amp;nbsp;</td><td>Other balances can be used if they have a range of 1-300 g</td></tr><tr><td>20 g Luer intravenous catheter</td><td>Insylte</td><td></td><td>Several other possible vendors, &lt;em&gt;e.g.&lt;/em&gt;, Jelco Optiva</td></tr><tr><td>500 ml laboratory bottle</td><td>Various</td><td></td><td>Several other possible vendors</td></tr></tbody></table>

instillation and fixation methods useful in mouse lung cancer research

負傷またはマウスを殺すことなく、直接肺に生き薬、細胞、または化学物質を植え付けるする能力は、肺癌研究における重要なツールです。肺機能の測定のためにマウスを挿管する方法を示す公開されている多数の方法がありますが、どれもマウスの大規模コホートにおける急速な気管点滴注入のための潜在的な問題もなくはありません。本研究では、簡単かつ迅速な方法は、効率的な方法でそのような点滴注入を実施する研究者を可能にすることが記載されています。この方法は、特殊な工具や照明を必要とせず、非常に少し練習して学ぶことができます。これは、マウスを麻酔気管を可視化するために、首に小さな切開し、その後、直接静脈カテーテルを挿入することを含みます。小さな切開を迅速に組織接着剤で閉じ、マウスを回復させます。熟練した学生や技術者が2分/マウスの平均速度で点滴を行うことができます。 Tたら癌が確立されている彼、肺の定量的な組織学的分析の必要性がしばしばあります。伝統的に病理学者は、通常、固定時に肺膨張を標準化するために気にしない、との分析は、多くの場合、非常に主観的スコアリングシステムに基づいています。これはいつか肺腫瘍の大きさの粗推定値のために十分に適切であり得るが、肺の構造または細胞の任意の適切な立体定量化は、再現固定手順とそれに続く肺容量の測定を必要とします。ここでは、両方が圧力下で肺を固定して、正確に固定された肺容量を測定するための簡単​​な信頼性のある手順について説明します。唯一の要件は、1 MG-300グラムの範囲に亘って正確である実験室のバランスです。ので、ここで提示された手順が大幅にマウスで肺癌を作成、治療、および分析する能力を向上させることができます。

手順は、それ自体で任意の一般的な結果にはならない最初のプロトコルで説明します。それが唯一の直接気管内に物質を植え付けるために非常に信頼性の高い手段が記載されている。 図7は、トリパンブルーは、ここで説明する方法で点眼した肺の一例を示しています。気管またはマウス11,12に直接与えられた他の染料またはトレーサーで見てきたものに類似した色素の?...

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Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

本稿の目的は、大幅に肺癌または他の病状とのセットアップとマウスの肺の分析を支援する単純な方法を記述することです。我々は、簡単かつ確実に肺の点滴注入、固定、および肺容量の測定を行うために3プロトコルを提示します。

マウス肺癌研究における有用な点滴や固定方法

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

instillation-and-fixation-methods-useful-in-mouse-lung-cancer-research

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

28.2K ビュー.  Johns Hopkins University. 本稿の目的は、大幅に肺癌または他の病状とのセットアップとマウスの肺の分析を支援する単純な方法を記述することです。我々は、簡単かつ確実に肺の点滴注入、固定、および肺容量の測定を行うために3プロトコルを提示します。 

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Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of micrometastases by radiologic imaging and the success in their therapeutic eradication remain limited.
While animal models have proven to be invaluable tools for cancer research1, the monitoring/visualization of micrometastases remains a challenge and inaccurate evaluation of metastatic spread in preclinical studies potentially leads to disappointing results in clinical trials2. Consequently, there is great interest in refining the methods to finally allow reproducible and reliable detection of metastases down to the single cell level in normal tissue. The main focus therefore is on techniques, which allow the detection of tumor cells in vivo, like micro-computer tomography (micro-CT), positron emission tomography (PET), bioluminescence or fluorescence imaging3,4. We are currently optimizing these techniques for in vivo monitoring of primary tumor growth and metastasis in different osteosarcoma models. Some of these techniques can also be used for ex vivo analysis of metastasis beside classical methods like qPCR5, FACS6 or different types of histological staining. As a benchmark, we have established in the present study the stable transfection or transduction of tumor cells with the lacZ gene encoding the bacterial enzyme &beta;-galactosidase that metabolizes the chromogenic substrate 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-beta-D-galactopyranoside (X-Gal) to an insoluble indigo blue dye7 and allows highly sensitive and selective histochemical blue staining of tumor cells in mouse tissue ex vivo down to the single cell level as shown here. This is a low-cost and not equipment-intensive tool, which allows precise validation of metastasis8 in studies assessing new anticancer therapies9-11. A limiting factor of X-gal staining is the low contrast to e.g. blood-related red staining of well vascularized tissues. In lung tissue this problem can be solved by in-situ lung perfusion, a technique that was recently established by Borsig et al.12 who perfused the lungs of mice under anesthesia to clear them from blood and to fix and embed them in-situ under inflation through the trachea. This method prevents also the collapse of the lung and thereby maintains the morphology of functional lung alveoli, which improves the quality of the tissue for histological analysis. In the present study, we describe a new protocol, which takes advantage of a combination of X-gal staining of lacZ-expressing tumor cells and in-situ perfusion and fixation of lung tissue. This refined protocol allows high-sensitivity detection of single metastatic cells in the lung and enabled us in a recent study to detect "dormant" lung micrometastases in a mouse model13, which was originally described to be non-metastatic14.

Improved Visualization of Lung Metastases at Single Cell Resolution in Mice by Combined In-situ Perfusion of Lung Tissue and X-Gal Staining of lacZ-Tagged Tumor Cells

The novel protocol reported in the present study allows selective detection of lung metastases at single cell resolution in mice by combined in-situ lung perfusion and fixation and X-Gal staining of lacZ-tagged tumor cells.

組み合わせによるマウスのシングルセル解像度で肺転移の可視化の向上<em&gt;のin-situ</em肺組織とのX-gal染色の&gt;灌流<em&gt; lacZを</em&gt;タグ付き腫瘍細胞

Metastasis is the main cause of death in the majority of cancer types and consequently a main focus in cancer research. However, the detection of ...

医学

Perfusion and Inflation of the Mouse Lung for Tumor Histology

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform necropsies rapidly and efficiently from studies without sacrificing the quality of the tissues procured. The goal of this protocol is to present a method to rapidly perfuse, inflate, and fix mouse lungs for downstream histological analysis. This method does not standardize lung inflation; thus, it does not require any special procedures or equipment and instead simply instills fixative directly through the trachea following perfusion through the heart. This allows for sufficient estimation of tumor size, histology, and scoring. This also allows for the collection of frozen tissue prior to lung tissue fixation. This method is limited in that it does not allow for later morphometric quantification of the lung; however, it is more than sufficient for lung tumor analysis from genetically engineered mouse models (GEMMs), syngeneic models, as well as xenograft tumor and metastasis studies.

The purpose of this method is to present a simple and efficient method for the perfusion, inflation, and fixation of mouse lungs for the examination of lung tumor pathology and evaluation of metastases to the lung.

腫瘍組織学におけるマウス肺の多灌流とインフレーション

The ability to evaluate lung histology is critical for the fields of lung cancer research and cancer metastasis. It is equally important to perform ...

がん研究

Direct Tracheal Instillation of Solutes into Mouse Lung

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice. Using this approach, one can target delivery of test solutes or solids (such as lung therapeutics, surfactants, viruses, and small oligonucleotides) into the distal lung. Tracheal instillations may be the preferred methodology, over inhalation protocols that may primarily target the upper respiratory tract and possibly expose the investigator to potentially hazardous substances. Additionally, in using the tracheal instillation protocol, animals can fully recover from the non-invasive procedure. This allows for making subsequent physiological measurements on test animals, or reinstallation using the same animal. The amount of instillate introduced into the lung must be carefully determined and osmotically balanced to ensure animal recovery. Typically, 30-75 &mu;L instillate volume can be introduced into mouse lung.

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs. This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the lung, and is therefore often incorporated in studies aimed at studying alveoli. We provide a detailed survival protocol for performing intratracheal instillations in mice.

マウス肺への溶質の直接気管点眼

Intratracheal instillations deliver solutes directly into the lungs.  This procedure targets the delivery of the instillate into the distal regions of the ...

生物学

Injection of Syngeneic Murine Melanoma Cells to Determine Their Metastatic Potential in the Lungs

Approximately 90% of human cancer deaths are linked to metastasis. Despite the prevalence and relative harm of metastasis, therapeutics for treatment or prevention are lacking. We report a method for the establishment of pulmonary metastases in mice, useful for the study of this phenomenon. Tail vein injection of B57BL/6J mice with B16-BL6 is among the most used models for melanoma metastases. Some of the circulating tumor cells establish themselves in the lungs of the mouse, creating "experimental" metastatic foci. With this model it is possible to measure the relative effects of therapeutic agents on the development of cancer metastasis. The difference in enumerated lung foci between treated and untreated mice indicates the efficacy of metastases neutralization. However, prior to the investigation of a therapeutic agent, it is necessary to determine an optimal number of injected B16-BL6 cells for the quantitative analysis of metastatic foci. Injection of too many cells may result in an overabundance of metastatic foci, impairing proper quantification and overwhelming the effects of anti-cancer therapies, while injection of too few cells will hinder the comparison between treated and controls.

Metastasis plays a profound role in the virulence of cancer, accounting for an estimated 90% of deaths. We report a protocol for a metastatic melanoma model in mice that is useful for determining the efficacy of therapeutic agents against this clinical phenomenon.

同系マウスメラノーマ細胞の注入は、肺におけるそれらの転移能を決定するために、

Approximately 90% of human cancer deaths are linked to metastasis.  Despite the prevalence and relative harm of metastasis, therapeutics for treatment or ...

Pre-Conditioning the Airways of Mice with Bleomycin Increases the Efficiency of Orthotopic Lung Cancer Cell Engraftment

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of thoracic malignancies, additional animal models that can recapitulate diverse human lung cancer subtypes and stages are needed. Allograft or xenograft models are versatile and enable the quantification of tumorigenic capacity in vivo, using malignant cells of either murine or human origin. However, previously described methods of lung cancer cell engraftment have been performed in non-physiological sites, such as the flank of mice, due to the inefficiency of orthotopic transplantation of cells into the lungs. In this study, we describe a method to enhance orthotopic lung cancer cell engraftment by pre-conditioning the airways of mice with the fibrosis inducing agent bleomycin. As a proof-of-concept experiment, we applied this approach to engraft tumor cells of the lung adenocarcinoma subtype, obtained from either mouse or human sources, into various strains of mice. We demonstrate that injuring the airways with bleomycin prior to tumor cell injection increases the engraftment of tumor cells from 0-17% to 71-100%. Significantly, this method enhanced lung tumor incidence and subsequent outgrowth using different models and mouse strains. In addition, engrafted lung cancer cells disseminate from the lungs into relevant distant organs. Thus, we provide a protocol that can be used to establish and maintain new orthotopic models of lung cancer with limiting amounts of cells or biospecimen and to quantitatively assess the tumorigenic capacity of lung cancer cells in physiologically relevant settings.

We describe a method to significantly enhance orthotopic engraftment of lung cancer cells into the murine lungs by pre-conditioning the airways with injury. This approach may also be applied to study stromal interactions within the lung microenvironment, metastatic dissemination, lung cancer co-morbidities, and to more efficiently generate patient derived xenografts.

同所性同種肺がん細胞生着の効率を高めるブレオマイシンとマウスの気道をプレコンディショニング

Lung cancer is a deadly treatment refractory disease that is biologically heterogeneous. To understand and effectively treat the full clinical spectrum of ...

Lung Fixation under Constant Pressure for Evaluation of Emphysema in Mice

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung fixation to produce reliable histological specimens of the lung. Due to the nature of the lung&rsquo;s structural composition, which consists largely of air and tissue, there is a risk that it collapses or deflates during the fixation process. Various lung fixation methods exist, each of which has its own advantages and disadvantages. The lung fixation method presented here utilizes constant pressure to enable optimal tissue evaluation for studies using an emphysematous mouse lung model. The main advantage is that it can fix many lungs with the same condition at one time. Lung specimens are obtained from chronic cigarette smoke-exposed mice. Lung fixation is performed using specialized equipment that enables the production of constant pressure. This constant pressure maintains the lung in a reasonably inflated state. Thus, this method generates a histological specimen of the lung that is suitable to evaluate cigarette smoke-induced mild emphysema.

Presented here is a useful protocol for lung fixation that creates a stable condition for histological evaluate of lung specimens from a mouse model of emphysema. The main advantage of this model is that it can fix many lungs with the same constant pressure without lung collapse or deflation.

マウスにおける気腫の評価に対する一定圧力下での肺固定

Emphysema is a significant feature of chronic obstructive pulmonary disease (COPD). Studies involving an emphysematous mouse model require optimal lung ...

<meta charset="utf8"></head><body>蛍光顕微鏡分析のための肺における真菌胞子局在の保存(英語)

Efficient Method for Imaging Murine Lungs that Preserves Spatial Dynamics of Fungal Spores in the Airways

Fungi infect humans when environmental spores are inhaled into the lungs. The lung is a heterogeneous organ. Conducting airways, including bronchi and bronchioles, branch until terminating in the alveolar airspace where gas exchange occurs. Infections originating in the bronchioles or alveoli elicit distinct host responses and disease manifestations. Therefore, understanding precisely where spores naturally localize in the lungs, particularly soon after infection, expands opportunities for investigation of host-pathogen interactions. Herein, we detail an in-situ analysis of lungs from mice infected with Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3&#916; arthroconidia. Conventional methods for histological preservation involve liquid inflation of the airways with a fixative solution, which displaces the natural location of aspirated fungal particles, pushing spores from proximal bronchioles to terminal airspaces.
Conversely, this method of air-inflation with blood vasculature perfusion-fixation preserves the physiologic position of fungal spores within the bronchioles. Moreover, we describe a simple approach to cryopreserving, embedding, and imaging lung specimens. We also share high-throughput computational techniques via the open-source QuPath program to analyze the spatial distribution of fungal spores within the lung. The method presented here is simple and quick, requires minimal equipment to perform, and can be easily adapted for use with many respiratory fungal infection models.

<meta charset="utf8"></head><body>気道内の真菌胞子の空間動態を保存するマウス肺の効率的なイメージング法

We present a method for a fungal pathogenesis model that preserves the natural positioning of fungal spores in the lung airways for analysis via fluorescent microscopy.

気道内の真菌胞子の空間動態を保存するマウス肺の効率的なイメージング法

Fungi infect humans when environmental spores are inhaled into the lungs. The lung is a heterogeneous organ. Conducting airways, including bronchi and ...

免疫・感染学

Using Nicotine in a Silica-Exposed Mouse Model to Promote Lung Epithelial-Mesenchymal Transition

Smoking and exposure to silica are common among occupational workers, and silica is more likely to injure the lungs of smokers than non-smokers. The role of nicotine, the primary addictive ingredient in cigarettes, in silicosis development is unclear. The mouse model employed in this study was simple and easily controlled, and it effectively simulated the effects of chronic nicotine ingestion and repeated exposure to silica on lung fibrosis through epithelial-mesenchymal transition in human beings. In addition, this model can help in the direct study of the effects of nicotine on silicosis while avoiding the effects of other components in cigarette smoke.
After environmental adaptation, mice were injected subcutaneously with 0.25 mg/kg nicotine solution into the loose skin over the neck every morning and evening at 12 h intervals over 40 days. Additionally, crystalline silica powder (1-5 &#181;m) was suspended in normal saline, diluted to a suspension of 20 mg/mL, and dispersed evenly using an ultrasonic water bath. The isoflurane-anesthetized mice inhaled 50 &#181;L of this silica dust suspension through the nose and were awoken via chest massage. Silica exposure was administrated daily on days 5-19.
The double-exposed mouse model was exposed to nicotine and then silica, which matches the exposure history of workers who are exposed to both harmful factors. In addition, nicotine promoted pulmonary fibrosis through epithelial-mesenchymal transformation (EMT) in mice. This animal model can be used to study the effects of multiple factors on the development of silicosis.

This study describes a mouse model to study the synergistic effect of nicotine on the progression of pulmonary fibrosis in experimental silicosis mice. The dual-exposure mouse model simulates the pathological progression in the lung after simultaneous exposure to nicotine and silica. The methods described are simple and highly reproducible.

肺上皮間葉転換を促進するためのシリカ曝露マウスモデルでのニコチンの使用

Smoking and exposure to silica are common among occupational workers, and silica is more likely to injure the lungs of smokers than non-smokers. The role ...

マウス肺癌研究における有用な点滴や固定方法

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組み合わせによるマウスのシングルセル解像度で肺転移の可視化の向上

腫瘍組織学におけるマウス肺の多灌流とインフレーション

マウス肺への溶質の直接気管点眼

同系マウスメラノーマ細胞の注入は、肺におけるそれらの転移能を決定するために、

同所性同種肺がん細胞生着の効率を高めるブレオマイシンとマウスの気道をプレコンディショニング

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気道内の真菌胞子の空間動態を保存するマウス肺の効率的なイメージング法

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