Supported by APA to RJH, NHMRC program grant 400121 to SP, and NMHRC fellowship 1005050 to SP. CAR acknowledges the support of the ARC (FT0990628) and the DOWD fellowship scheme. The Florey Institute of Neuroscience and Mental Health is supported by Victorian State Government infrastructure funds.

Todos os experimentos com camundongos foram aprovados pelo comitê de ética animal Instituto Florey. 1. Instalação para corte fatias do cérebro do <ol><li> Prepara-se uma solução de corte composta por (mM) 125 de colina-Cl, 2,5 de KCl, 0,4 de CaCl2, 6 de MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, NaHCO 3 26, 20 D-glucose saturado com gás de carbogénio (95% O 2 -5 % de CO 2) e um fluido cerebroespinal artificial (aCSF solução) de gravação formada por (mM) NaCl 125, KCl 2,5, CaCl2 2, MgCl2 2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO3, 10 de glucose-D, saturado com carbogénio. Coloque a solução de corte no gelo para mantê-lo frio. </li><li> Congelar aproximadamente 400 ml da solução de corte e misturam-se com 100 ml de solução descongelada de corte para criar uma pasta de gelo. Bolha com carbogénio (95% O2 5% CO2) a um caudal de aproximadamente 0,5 L / min por meio de pequenos ctubulação Aliber ou de vidro sinterizado para produzir um fluxo constante, mas suave de bolhas. </li><li> Prepara-se uma proveta de 250 ml com uma inserção de rede de nylon levantado em que as fatias de cérebro vai ser colocado. Encha com aCSF para cobrir a malha por aproximadamente 2 cm e bolha com carbogênio, garantindo que as bolhas não perturbar directamente área da fatia segurando. Também é importante que não existem bolhas de ar na rede de nylon, por isso, se qualquer estão presentes removê-los. Esta será a câmara de retenção e é mantida à TA (20 - 25 ° C). </li><li> O layout dos instrumentos de dissecação, incluindo um grande par de tesouras, um pequeno par de tesouras, pequenos e grandes espátulas, micro e pequenas e grandes pinças e chill-los no gelo. Coloque o bloco de corte de tecidos vibratome no gelo em um quadrado de papel alumínio. Obter dois pedaços de papel 6 cm de filtro, uma única lâmina de barbear borda, e um copo de 25 ml cheio com a solução de lama de corte bem. </li><li> Encha um segundo recipiente com gelo, e colocar um pedaço de tecido paper sobre o gelo e colocar um prato de cultura de 12 centímetros na parte superior. Encha o prato de cultura com o corte de solução de pasta de gelo e espuma com carbogênio. Este é o contentor no qual o cérebro com dissecção ser realizada. </li><li> Prepare o vibratome. Remover uma lâmina de barbear duplo gumes frescos (use uma nova lâmina de cada vez) da embalagem e spray com etanol 80% de água, em seguida, deionizada. Cortar a 3 ml de transferência pipeta de plástico no ponto onde ele começa a diminuir. Isto irá ser utilizado para transferir as fatias de cérebro. Dobre a 27 G agulha na base por cerca de 45 ° e anexar a uma seringa de 1 ml. Isto irá ser utilizado para manipular fatias durante o corte. </li></ol> 2. Corte fatias de cérebro <ol><li> Anestesiar um rato (P16 - P18) com isoflurano a 2% ou um método aprovado localmente. Após a indução, decapitar o animal com um grande par de tesouras e soltar a cabeça no prato de cultura 12 centímetros que contém borbulhado pasta solução de corte. A pasta deve mergulhar totalmente a cabeça pararesfriamento rápido. </li><li> Segurar a parte frontal da cabeça com uma mão a descamação da pele e do tecido conjuntivo para a frente em direcção ao nariz. Usando as pequenas tesouras cortar o tecido conjuntivo para revelar o crânio subjacente. Em seguida, retire os músculos que recobrem aspecto dorsal do crânio e pescoço. </li><li> Remover o cérebro do crânio por fixar a primeira parte frontal do crânio com as grandes pinça e, em seguida, fazer dois cortes laterais através do osso ou outro lado do buraco occipital, utilizando as pequenas tesouras (Figura 1, os cortes marcados A1 e A2). <ol><li> Faça outro corte entre os olhos (apenas anterior do bregma) (Figura 1, corte marcado B), em seguida, corte cuidadosamente ao longo da sutura sagital anteriormente e refletem as seções corte do crânio para revelar o cérebro (Figura 1, corte C rotulado). </li><li> Use a pequena espátula para colher o cérebro eo lugar em uma placa de cultura. Esteja ciente do crannervos ial sobre o aspecto inferior do cérebro, que terá de ser rompida, isto pode ser feito usando o menor tamanho micro espátula. Utilizando a espátula de transferir maiores do cérebro para o copo de 25 ml cheio com a solução de lama de corte. </li></ol></li><li> Preparando o hemisfério cerebral para corte. <ol><li> Coloque um pedaço de papel de filtro 6 centímetros no fundo de um prato de cultura fresco, em seguida, preencher com chorume fresco solução de corte e bolha. Utilizar a espátula maior para posicionar o cérebro, o lado ventral para baixo, para o papel de filtro. Pegue uma lâmina de barbear nova e limpa aresta única e cortar o cérebro para remover o cerebelo, em seguida, faça um corte ao longo da linha média para separar o cérebro em dois hemisférios. </li></ol></li><li> Preparando o bloco de tecido vibratome. <ol><li> Aqui o bloco de tecido vibratome refrigerados, secar a superfície, e colocar uma gota de cola de cianoacrilato no meio e distribuídos uniformemente para o tamanho aproximado do cérebro. Utilizar a pequena espátula para manipular um doshemisférios cerebrais para o grande micro espátula de modo que o lado medial do cérebro está em baixo. </li><li> Tocar a borda da espátula na interface do cérebro no segundo pedaço de papel de filtro para remover o máximo da solução quanto possível. Deslize o cérebro fora das espátula maiores, usando a espátula menor para guiá-lo para a cola. </li><li> Prenda o bloco de corte para a câmara de vibratome e encher a câmara com lama solução de corte e bolha, garantindo o cérebro está completamente imerso. Rodar o bloco de corte de modo que o lado ventral do cérebro está virada para a lâmina. </li></ol></li><li> Cortando o cérebro. Nota: Cada vibratome é único por isso siga as instruções do fabricante. <ol><li> Definir a espessura da fatia de 450 mm, e assegurar a lâmina está a vibrar, uma vez que se move através do cérebro a uma velocidade de cerca de 0,3 mm / s. Cortar inteiramente através do cérebro do lado ventral para a superfície cortical, isso vai produzir fatias de cérebro sagital inteiras que podem Be usado para registros eletrofisiológicos. Fatias serão produzidos lateralmente para medialmente e tipicamente 3-4 fatias pode ser cortada a partir de cada hemisfério. </li><li> Se a base dos elevadores fatia usar o bent 27 G agulha para imprensa suave a fatia de volta para baixo. À medida que cada fatia é cortada, utilizar a pipeta de transferência para movê-lo para a plataforma na câmara de retenção, onde eles são viáveis ​​para até 8 horas. </li></ol></li></ol> 3. extracelulares Eletrofisiologia Recordings <ol><li> Montagem da fatia na câmara de gravação. <ol><li> Utilizando a pipeta de transferência, coloque uma fatia do cérebro dentro de uma câmara de gravação submersa perfundidos com aCSF fluindo a 1 - 2 ml / min e aquecida a 32 ° C. O aCSF usado para gravações difere do que na câmara de retenção, como a concentração de Mg 2+ é aumentada de 2 mM a 4 mM. </li><li> Fixe a fatia com uma &quot;harpa&quot; (aço inoxidável semi circular com fios de nylon esticadas em toda a 2 - espaçamento de 3 mm). Lugarharpas, de modo que as cadeias correm paralelamente ao CA1. Aumentar a velocidade de perfusão para 8 - 10 ml / min a 32 ° C. </li></ol></li><li> Sob um microscópio de dissecação lugar um eléctrodo estimulante e um eléctrodo de registo (eléctrodo de vidro preenchido com a solução de gravação aCSF) sobre a superfície do estrato radiante de CA1 (Figura 2A). Coloque o eletrodo estimulando primeiro, em seguida, coloque o eletrodo de registro. </li><li> Estimular a Schaffer dos colaterais com um 120 - 150 mA amplitude e 0,1 ms duração do pulso de teste e observar o campo pós excitatório sináptica potencial (fEPSP) forma de onda resultante para determinar fatia saúde (Figura 2B). Os eléctrodos de estimulação e de registo pode precisar de ser movido para a fatia de cerca de 50 - 100 | iM a partir da superfície da fatia para obter a gravação de um fEPSP com uma pequena da salva de fibra e grande amplitude. A garantia Schaffer evocado fEPSPs são estereótipo e oferecer um bom indicador da fatia saúde. HEalthy fatias mostram tipicamente uma saraivada de fibra para fEPSP relação de amplitude inferior a 0,3. </li><li> Reposicionando os eletrodos. <ol><li> Usando um microscópio de dissecação, mover-se do eléctrodo estimulante para o meio das stratum oriens e mover o eléctrodo de registo para a camada de células piramidais o mais próximo do eléctrodo de registo como possível, como mostrado na Figura 3A. Os eléctrodos de estimulação e de registo pode ter de ser empurrada para dentro da fatia de cerca de 50-100 uM de modo que a amplitude da resposta ao fEPSP 120-150 uA pulso de teste é de aproximadamente 1 mV. </li></ol></li><li> Gerando oscilações γ. <ol><li> Para gerar oscilações γ estimular o tecido com um trem de 20 x 0,1 pulsos ms entregues a 200 Hz. Este estímulo tetânico pode render respostas reprodutíveis quando entregues a cada 5 minutos. </li></ol></li><li> Utilize os seguintes parâmetros de gravação. <ol><li> Escala o ganho do sinal de saída para combinar com a gama de tensão de entradao conversor de analógico para digital. Certifique-se que o máximo esperado excursão sinal usa um mínimo de 30% da gama de tensão de entrada. Tenha cuidado ao definir ganhos para alta como sinais pode cortar. A largura de banda típica necessário para gravações de campo é de 500 Hz com acoplamento AC a 0,1 Hz para remover desvio da linha de base. </li><li> Digitalizar pelo menos 4-5 vezes mais rápido do que a frequência de corte do filtro passa-baixo para evitar a turbulência de sinais. </li></ol></li><li> Análise de dados. <ol><li> Dados filtro de alta freqüência de 5 Hz para remover quaisquer mudanças da linha de base. Identificar picos utilizando um derivado de limiar, com uma separação mínima evento de 10 ms, um tempo típico de evento para o pico e o intervalo de regressão de 7 ms, de um limiar de ~ 100 mV / ms, e um vale a separação de 100%. Calcular latência como o tempo necessário para o primeiro pico identificado para ocorrer após o fim do artefacto de estimulação. Esta análise permite a caracterização do número de espigas, a latência, intervalo inter-eventos, e calculada como a duraçãosegue: </li><li> Calcular o número de picos como o número total de picos por oscilação para cada varrimento é determinada. </li><li> Calcula-se a latência de oscilação. Para cada oscilação, subtrai-se o tempo do primeiro ponto identificado a partir da extremidade do artefacto de estimulação. </li><li> Calcule o intervalo médio inter-evento (ISI). Determinar o período de tempo entre vários picos detectados e média. </li><li> Calcula-se a duração da oscilação. Medir o tempo entre o primeiro eo último pico detectado dentro de cada oscilação. </li></ol></li></ol>

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Os autores não têm nada a revelar.

Um método robusto para gerar oscilações de CA1 γ em fatias cerebrais agudos está descrito. As oscilações geradas surgir a partir de um circuito local possibilitando uma melhor oportunidade para controlar e compreender a base neurofisiológica de oscilações da rede 12. Os receptores de AMPA, receptores de GABA A, I h e de tipo T canais de Ca2 + são todos necessários para oscilações γ neste modelo. Enquanto as oscilações CA1 locais descritos aqui podem ser robust...

Oscilações de rede do cérebro ocorrem nas faixas de frequências distintas que se correlacionam com estados comportamentais. Em roedores, oscilações θ do hipocampo (5-10 Hz) são observadas durante comportamentos exploratórios 1,2, enquanto oscilações γ (20 - 80 Hz) associado com vários processos cognitivos, incluindo a percepção e atenção 3,4. Atividade da rede síncrona γ também está implicado na patologia de distúrbios como a epilepsia e esquizofrenia 5,6. Por exemplo, oscilações γ Pensa-se que correspondem a áreas corticais de focos epilépticos 5,7,8 e poderiam ser utilizados como marcadores de pharmacosensitivity ou resistência, dois importantes áreas de investigação na pesquisa da epilepsia 9. A fatia do hipocampo do cérebro é um modelo que tem sido amplamente utilizada para investigar a atividade da rede 10-12. Vários protocolos têm sido desenvolvidos para gerar oscilações γ em fatias cerebrais que tipicamente imodulação farmacológica nvolve tais como Mg 2+ baixo, 4-aminopiridina (4AP), bicuculina e ácido caínico 12-17. Deficiências de oscilações farmacologicamente desencadeadas são de que eles ocorrem aleatoriamente após a aplicação da droga e não são gerados de forma fiável ou estável ao longo do tempo. Electricamente desencadeada oscilações γ ultrapassar muitos destes problemas e também tem a vantagem de ser temporariamente bloqueado para o evento estimulante para permitir a gravação e análise episódica. Aqui é descrito um protocolo para gerar oscilações CA1 γ, oferecendo uma estimulação tetânica para os oriens estrato na fatia do hipocampo.

<table><tbody><tr><td>4-(N-Ethyl-N-phenylamino)-1,2- dimethyl-6-(methylamino) pyrimidinium chloride (ZD7288)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z3777</td><td></td></tr><tr><td>Biuculline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>14340</td><td></td></tr><tr><td>6-cyano-7-nitroquinoxa- line-2,3-dione (CNQX)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C127</td><td></td></tr><tr><td>Nickel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>266965</td><td></td></tr><tr><td>Carbamazepine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C4024</td><td></td></tr><tr><td>(2R)-amino-5-phosphonopentano-ate (APV)</td><td>Tocris Bioscience</td><td>0105</td><td></td></tr><tr><td>Retigabine</td><td>ChemPacific</td><td>150812-12-7</td><td></td></tr><tr><td>Choline-Cl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1879-5KG</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9638-250G</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6297-250G</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653-5KG</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270-1KG</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;bull; 2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506-500G</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;bull; 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670-500G</td><td></td></tr><tr><td>Electrode glass</td><td>Harvard Apparatus&amp;nbsp;</td><td>GC150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Concentric bipolar stimulating metal electrode&amp;nbsp;</td><td>FHC</td><td>CBBPF75</td><td></td></tr><tr><td>Digital Isolator</td><td>Getting Instruments</td><td>Model BJN8-9V1&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Model 1800 amplifier</td><td>A-M systems</td><td>Model 1800 amplifier</td><td></td></tr><tr><td>Digitizer</td><td>National Intruments</td><td>NI USB-6211</td><td></td></tr><tr><td>Vibrotome</td><td>Leica</td><td>VT1200s</td><td></td></tr></tbody></table>

generation of local ca1 &#947; oscillations by tetanic stimulation

Oscilações de rede neuronal são características importantes da actividade cerebral na saúde e na doença e pode ser modulada por uma variedade de fármacos utilizados clinicamente. Um protocolo é fornecido para gerar um modelo para o estudo de oscilações CA1 γ (20 - 80 Hz). Estas oscilações γ são estáveis ​​durante pelo menos 30 min e dependem actividade sináptica excitatória e inibidora em adição a activação de correntes de pacemaker. Oscilações tetanicamente estimuladas têm uma série de características reprodutíveis e facilmente quantificáveis, incluindo contagem de pico, duração de oscilação, a latência ea frequência que apresentar um relatório sobre o estado da rede. As vantagens das oscilações estimuladas electricamente incluem a estabilidade, reprodutibilidade e aquisição episódica robusta permitindo caracterização da função de rede. Este modelo de CA1 oscilações γ podem ser usadas para estudar os mecanismos celulares e para investigar a actividade sistematicamente como rede neuronal é alterado na doença e pelas drogas.Doença farmacologia estado pode ser facilmente incorporado pela utilização de fatias de cérebro de modelos animais geneticamente modificados ou de intervenção para permitir a selecção de drogas que visam especificamente mecanismos da doença.

Estimulação tetânica dos oriens estrato gerado robustos e reprodutíveis oscilações γ (35,4 ± 2,2 Hz), ver Figura 3B. Para demonstrar que as oscilações foram geradas na rede local de CA1 as entradas de CA3 foram cortados pelo corte da fatia na região CA2 usando uma agulha G 32 dobrada. As propriedades de oscilação de corte em fatias não diferiram das fatias não cortadas (p = 0,85, e as fatias cortadas 6,16 ± 1,1 pontos, n = 6; não cortadas fatias 5,89 ± 0,8 pontos, n = 6), indicando que...

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Generation of Local CA1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

Oscilações são propriedades fundamentais da rede e são modulados pela doença e drogas. Estudar oscilações cérebro-slice permite a caracterização das redes isoladas em condições controladas. Protocolos são fornecidos para a preparação de fatias cerebrais agudos para evocar CA1 oscilações γ.

Geração de locais Oscilações CA1 γ por Tetânica Estimulação

Neuronal network oscillations are important features of brain activity in health and disease and can be modulated by a range of clinically used drugs. A ...

generation-of-local-ca1-oscillations-by-tetanic-stimulation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.1K visualizações.  University of Melbourne.  Oscilações são propriedades fundamentais da rede e são modulados pela doença e drogas. Estudar oscilações cérebro-slice permite a caracterização das redes isoladas em condições controladas. Protocolos são fornecidos para a preparação de fatias cerebrais agudos para evocar CA1 oscilações γ. 

Vídeo: Generation of Local CA1 γ Oscillations by Tetanic Stimulation

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dois registros eletrofisiológicos de sinapticamente evocadas Respostas astroglial e neuronal em fatias hipocampais agudas

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Neurociência

Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the centrolateral/parafascicular; Cl/Pf nucleus). The activation of either the PPN or Cl/Pf nuclei in vivo has been described to induce the arousal of the animal and an increment in gamma band activity in the cortical electroencephalogram (EEG). The cellular mechanisms for the generation of gamma band oscillations in Reticular Activating System (RAS) neurons are the same as those found to generate gamma band oscillations in other brains nuclei. During current-clamp recordings of PPN neurons (from parasagittal slices from 9 - 25 day-old rats), the use of depolarizing square steps rapidly activated voltage-dependent potassium channels that prevented PPN neurons from being depolarized beyond -25 mV.
Injecting 1 - 2 sec long depolarizing current ramps gradually depolarized PPN membrane potential resting values towards 0 mV. However, injecting depolarizing square pulses generated gamma-band oscillations of membrane potential that showed to be smaller in amplitude compared to the oscillations generated by ramps. All experiments were performed in the presence of voltage-gated sodium channels and fast synaptic receptors blockers. It has been shown that the activation of high-threshold voltage-dependent calcium channels underlie gamma-band oscillatory activity in PPN neurons. Specific methodological and pharmacological interventions are described here, providing the necessary tools to induce and sustain PPN subthreshold gamma band oscillation in vitro.

The pedunculopontine nucleus (PPN) is located in the brainstem and its neurons are maximally activated during waking and rapid eye movement (REM) sleep brain states. This work describes the experimental approach to record in vitro gamma band subthreshold membrane oscillation in PPN neurons.

Gravação Gama Oscilações banda em pedunculopontino Núcleo Neurônios

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning na banda Theta do hipocampo<em&gt; In Vitro</em&gt;: Metodologias para gravação a partir do Circuito de Septohippocampal de Roedores Isolado

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Two-photon Calcium Imaging in Neuronal Dendrites in Brain Slices

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ fluctuations can occur through a variety of membrane and intracellular mechanisms and play a crucial role in the induction of synaptic plasticity and regulation of dendritic excitability. Hence, the ability to record different types of Ca2+ signals in dendritic branches is valuable for groups studying how dendrites integrate information. The advent of two-photon microscopy has made such studies significantly easier by solving the problems inherent to imaging in live tissue, such as light scattering and photodamage. Moreover, through combination of conventional electrophysiological techniques with two-photon Ca2+ imaging, it is possible to investigate local Ca2+ fluctuations in neuronal dendrites in parallel with recordings of synaptic activity in soma. Here, we describe how to use this method to study the dynamics of local Ca2+ transients (CaTs) in dendrites of GABAergic inhibitory interneurons. The method can be also applied to studying dendritic Ca2+ signaling in different neuronal types in acute brain slices.

We present a method combining whole-cell patch-clamp recordings and two-photon imaging to record Ca2+ transients in neuronal dendrites in acute brain slices.

Imagem de dois fotões cálcio em dendritos neuronais no cérebro fatias

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic de arrastamento de Theta Hippocampal oscilações em comportar-se ratos

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Gravação espacialmente restrita oscilações no hipocampo de ratos de comportar-se

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Inducing Long-Term Plasticity of Intrinsic Neuronal Excitability in Neurons of the Dorsal Lateral Geniculate Nucleus

The dorsal lateral geniculate nucleus (dLGN) has long been held to act as a basic relay for visual information traveling from the retina to cortical areas, but recent findings suggest largely underestimated functional plasticity of dLGN principal cells. However, the cellular mechanisms supporting these changes have not been fully explored. Here, we report a protocol to induce long-term potentiation of intrinsic neuronal excitability (LTP-IE) in dorsal dLGN relay cells from acute brain slices of young rats. Intrinsic plasticity is generally induced in parallel with synaptic plasticity. However, in dLGN neurons, LTP-IE is reliably induced by spiking activity at a frequency of 40 Hz for 10 min. LTP-IE in dLGN relay neurons is long-lasting as it can be followed up to 40 min after the induction protocol. In conclusion, the results of this study provide the first evidence for the induction of intrinsic plasticity in dLGN relay cells, thus further pointing to the role of thalamic neurons in activity-dependent visual plasticity.

Here, we describe a protocol for inducing long-term plasticity of neuronal intrinsic excitability in relay neurons from the dorsal lateral geniculate nucleus maintained in ex vivo brain slices.

The dorsal lateral geniculate nucleus (dLGN) has long been held to act as a basic relay for visual information traveling from the retina to cortical ...

Generation of Spontaneous and On-Demand Ictal Events in Mouse Brain Cortical Slices

Source: Chang, M. et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57952">Generation and On-Demand Initiation of Acute Ictal Activity in Rodent and Human Tissue.</a> J. Vis. Exp. (2019)
This video demonstrates the induction of ictal events in coronal cortical slices from a transgenic mouse expressing light-activated cation channels in cortical excitatory pyramidal neurons. The slice is placed in a recording chamber, and a recording electrode is inserted into the superficial cortical layer. Upon perfusion with a seizure-inducing drug that blocks potassium channels, the neurons become hyperexcitable and generate spontaneous ictal events. To generate on-demand ictal events, a brief light pulse is used to activate the cation channels in pyramidal neurons, triggering the release of excitatory neurotransmitters, which induce the postsynaptic neurons to generate ictal events for a short duration.

Source: Chang, M. et al. Generation and On-Demand Initiation of Acute Ictal Activity in Rodent and Human Tissue. J. Vis. Exp. (2019)
This video ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Epilepsy and Seizure Disorders

Generating Local Cornu Ammonis 1 (CA1) Gamma Oscillations Using Tetanic Stimulations in a Hippocampal Brain Slice

Source: Hatch, R. J., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52877">Generation of Local Ca1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the procedure of inducing local CA1 gamma oscillations in a CA1 hippocampal mouse brain slice using tetanic simulations. This method is important to understand the neuronal network activity.

Gerando oscilações gama locais de Cornu Ammonis 1 (CA1) usando estímulos tetânicos em uma fatia de cérebro do hipocampo

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. Setup ...

Neurophysiology

Stimulation and Modulation Techniques

Optogenetic Control of Hippocampal Network Dynamics

Source: Manseau, F., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55851">Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the method to use optogenetics to modulate hippocampal network dynamics by activating genetically modified light-sensitive interneurons in a mouse brain slice, enhancing theta oscillation synchronization and studying neural circuit behavior.

Controle optogenético da dinâmica da rede hipocampal

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.

	Optogenetic control in the ...