Supported by APA to RJH, NHMRC program grant 400121 to SP, and NMHRC fellowship 1005050 to SP. CAR acknowledges the support of the ARC (FT0990628) and the DOWD fellowship scheme. The Florey Institute of Neuroscience and Mental Health is supported by Victorian State Government infrastructure funds.

Todos los experimentos con ratones fueron aprobados por el comité de ética animal Florey Instituto. 1. Configuración para cortar rebanadas de cerebro <ol><li> Preparar una solución de corte compuesto por (mM) 125 La colina-Cl, 2,5 KCl, CaCl2 0,4, 6 MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO3, 20 D-glucosa satura con gas carbógeno (95% O 2 -5 % de CO 2) y un líquido cefalorraquídeo artificial (LCRa solución) de grabación consta de (mM) 125 NaCl, 2,5 KCl, 2 CaCl2, 2 MgCl2, 1,25 NaH 2 PO 4, 26 NaHCO 3, 10 D-glucosa, saturado con carbógeno. Coloque la solución de corte en el hielo para mantenerlo frío. </li><li> Congelar aproximadamente 400 ml de la solución de corte y mezclar junto con 100 ml de solución de corte no congelada para crear una suspensión de hielo. Burbuja con carbógeno (95% O 2 -5% de CO 2) a un flujo de aproximadamente 0,5 L / min a través de pequeños cAliber tubo o de vidrio sinterizado para producir un flujo constante pero suave de burbujas. </li><li> Preparar un vaso de precipitados de 250 ml con un inserto de malla de nylon elevada sobre la que se colocarán los cortes de cerebro. Rellenar con LCRa para cubrir la malla de aproximadamente 2 cm y burbuja con carbógeno, asegurando que las burbujas no interrumpen directamente el área del sector sostiene. También es importante que no haya burbujas de aire en la malla de nylon, por lo que si están presentes los eliminan. Esta será la cámara de retención y se mantiene a temperatura ambiente (20 - 25 ° C). </li><li> Layout los instrumentos de disección incluyendo un gran par de tijeras, un pequeño par de tijeras, pequeños y grandes espátulas micro y parejas grandes y pequeños de fórceps y relajarse en hielo. Coloque el bloque de corte de tejido vibratome sobre hielo en un cuadrado de papel de aluminio. Obtener 2 piezas de 6 cm de papel de filtro, una cuchilla de afeitar sola punta, y un vaso de precipitados de 25 ml llena con la suspensión de solución de corte también. </li><li> Llene un segundo recipiente con hielo, y poner un pedazo de tejido paper en el hielo y colocar una placa de cultivo de 12 cm en la parte superior. Llene la placa de cultivo con el corte de solución de suspensión de hielo y burbujas con carbógeno. Este es el contenedor en el que se realizará con la disección del cerebro. </li><li> Prepare el vibratome. Eliminar una hoja de afeitar de doble filo fresco (use una hoja fresca cada vez) de su envoltorio y rociar con etanol al 80% de agua desionizada a continuación. Cortar un 3 ml pipeta de transferencia de plástico en el punto donde comienza a disminuir. Esto se utiliza para transferir rodajas de cerebro. Doble un 27 G aguja en la base en aproximadamente 45 ° y se unen a una jeringa de 1 ml. Esto será utilizado para manipular rebanadas durante el corte. </li></ol> 2. Cortar las rebanadas del cerebro <ol><li> Anestesiar un ratón (P16 - P18) con un 2% de isoflurano o un método aprobado a nivel local. Después de la inducción, decapitar al animal con un gran par de tijeras y colocar la cabeza en la placa de cultivo de 12 cm que contiene burbujeado suspensión solución de corte. La suspensión debe sumergir totalmente la cabeza deenfriamiento rápido. </li><li> Mantenga la parte delantera de la cabeza con una mano el pelado de la piel y el tejido conectivo hacia adelante hacia la nariz. Utilizando las pequeñas tijeras cortar el tejido conectivo para revelar el cráneo subyacente. A continuación, retire los músculos que recubren cara dorsal del cráneo y el cuello. </li><li> Retire el cerebro del cráneo fijando primero la parte frontal del cráneo con las grandes pinzas y luego hacer dos cortes laterales a través del hueso de cada lado del agujero occipital utilizando las tijeras pequeñas (Figura 1, cortes etiquetados A1 y ​​A2). <ol><li> Haga otro corte entre los ojos (justo anterior del bregma) (Figura 1, corte la etiqueta B) luego cuidadosamente cortado a lo largo de la sutura sagital anterior y reflejar las secciones del cráneo corte para revelar el cerebro (Figura 1, corte C marcado). </li><li> Utilice la espátula para sacar el cerebro y el lugar en una placa de cultivo. Tenga en cuenta el crannervios ial en la cara inferior del cerebro que tendrá que ser cortadas, esto se puede hacer con la espátula micro tamaño más pequeño. Usando la espátula más grandes transfieren el cerebro para el vaso de precipitados de 25 ml lleno con la suspensión de solución de corte. </li></ol></li><li> Preparando el hemisferio cerebral para cortar. <ol><li> Coloque un pedazo de papel de filtro 6 cm en la parte inferior de una placa de cultivo fresco luego rellenar con lechada fresca solución de corte y de la burbuja. Utilice la espátula grande para colocar el cerebro, con el lado ventral hacia abajo, sobre el papel de filtro. Tome una hoja de afeitar nueva y limpia solo filo y cortar el cerebro para eliminar el cerebelo, a continuación, hacer un corte a lo largo de la línea media para separar el cerebro en dos hemisferios. </li></ol></li><li> Preparación del bloque de tejido vibratome. <ol><li> Tome el bloque de tejido vibratome fría, secar la superficie y colocar una gota de pegamento de cianoacrilato en el medio y extender uniformemente con el tamaño aproximado del cerebro. Utilice la pequeña espátula para manipular uno de lahemisferios cerebrales sobre la espátula grande micro por lo que el lado medial del cerebro está en el suelo. </li><li> Toque el borde de la espátula en la interfaz del cerebro en la segunda pieza de papel de filtro para eliminar la mayor cantidad de la solución posible. Deslice el cerebro de los más grandes espátula utilizando la espátula pequeña para guiarla en la cola. </li><li> Asegure el bloque de corte en la cámara vibratome y llenar la cámara con lechada de solución de corte y de la burbuja, lo que garantiza que el cerebro está completamente inmerso. Gire el bloque de corte por lo que la parte ventral del cerebro se enfrenta a la hoja. </li></ol></li><li> Cortando el cerebro. Nota: Cada vibratome es única así que siga las instrucciones del fabricante. <ol><li> Ajuste el grosor de corte de 450 m, y garantizar la cuchilla está vibrando mientras se mueve a través del cerebro a una velocidad de aproximadamente 0,3 mm / s. Cortar por completo a través del cerebro desde la parte ventral a la superficie cortical, esto producirá cerebro rebanadas sagital enteros que pueden Be utilizado para registros electrofisiológicos. Rebanadas serán producidos lateralmente a medialmente y típicamente 3 - 4 rebanadas se pueden cortar de cada hemisferio. </li><li> Si la base de los ascensores rebanada utilizar la inclinación 27 G aguja suave presión el corte hacia abajo. Como se corta cada rebanada, utilice la pipeta de transferencia para moverlo a la plataforma en la cámara de contención en el que son viables para un máximo de 8 horas. </li></ol></li></ol> 3. extracelulares Electrofisiología Grabaciones <ol><li> Montaje de la rebanada en la cámara de grabación. <ol><li> Usando la pipeta de transferencia, coloque una rebanada de cerebro en una cámara de grabación sumergida perfundido con LCRa que fluye a 1 - 2 ml / min y se calienta a 32 ° C. El LCRa utilizado para grabaciones difiere de la de la cámara de retención como la concentración de Mg 2+ se incrementa de 2 mM a 4 mM. </li><li> Asegure la rebanada con un &quot;arpa&quot; (acero inoxidable semi circular con cadenas de nylon estirados a través de 2 - 3 mm de separación). Lugarel arpa de modo que las cadenas corren paralelas CA1. Aumentar la velocidad de la perfusión a 8 - 10 ml / min a 32 ° C. </li></ol></li><li> Bajo un microscopio de disección lugar un electrodo de estimulación y un electrodo de registro (electrodo de vidrio lleno con la solución de grabación LCRa) en la superficie de la stratum radiatum de la CA1 (Figura 2A). Coloque el electrodo de estimulación primero y luego colocar el electrodo de registro. </li><li> Estimular el Schaffer colaterales con un 120 - 150 mu amplitud y 0,1 ms pulso de prueba de duración y observar el campo de post sináptica excitatoria potencial (fEPSP) forma de onda resultante para determinar la salud rebanada (Figura 2B). Los electrodos de estimulación y registro pueden necesitar ser movido en la rebanada de aproximadamente 50 - 100 micras de la superficie de la rebanada para obtener un fEPSP grabación con una pequeña volley fibra y gran amplitud. La garantía Schaffer evocó fEPSPs son estereotipadas y proporcionan un buen indicador de la salud de la rebanada. Healthy rebanadas típicamente muestran una volea fibra para fEPSP relación de amplitud inferior a 0,3. </li><li> Reposicionamiento de los electrodos. <ol><li> Usando un microscopio de disección, mover el electrodo de estimulación a la mitad de los estrato oriens y mover el electrodo de registro a la capa de células piramidales tan cerca del electrodo de registro como sea posible, como se muestra en la Figura 3A. Los electrodos de estimulación y registro pueden necesitar ser empujado en la rebanada de aproximadamente 50 - 100 micras de modo que la respuesta de amplitud fEPSP a la 120 - 150 mu pulso de prueba es de aproximadamente 1 mV. </li></ol></li><li> Generación de oscilaciones γ. <ol><li> Para generar oscilaciones γ estimulan el tejido con un tren de pulsos de 20 x 0,1 mseg entregados a 200 Hz. Este estímulo tetánica puede dar respuestas reproducibles cuando se entrega cada 5 minutos. </li></ol></li><li> Utilice los siguientes parámetros de grabación. <ol><li> Escala la ganancia de la señal de salida para que coincida con el voltaje de entrada delel convertidor de analógico a digital. Asegúrese de que la señal máxima esperada excursión utiliza un mínimo de 30% del rango de tensión de entrada. Tenga cuidado al ajustar las ganancias a alto como señales pueden recortar. El ancho de banda típica necesaria para grabaciones de campo es de 500 Hz con acoplamiento de CA a 0,1 Hz para eliminar la deriva de línea base. </li><li> Digitalizar al menos 4-5 veces más rápido que la frecuencia de corte del filtro de paso bajo para evitar el aliasing de señales. </li></ol></li><li> Análisis de los datos. <ol><li> Alto de paso de datos de filtro de 5 Hz para eliminar cualquier cambio de línea de base. Identificar los picos utilizando un umbral derivado, con una separación mínima caso de 10 ms, un tiempo de evento típico a pico y el intervalo de regresión de 7 ms, un umbral de ~ 100 mV / mseg, y un valle de separación del 100%. Calcular la latencia como el tiempo tomado para la primera espiga identificado que se produzca después del final del artefacto de estimulación. Este análisis permite la caracterización del número de picos, latencia, intervalo inter-evento, y la duración calcula comode la siguiente manera: </li><li> Calcular el número de espigas como se determina el número total de espigas por oscilación para cada barrido. </li><li> Calcular la latencia de oscilación. Para cada oscilación, restar el momento de la primera espiga identificado desde el extremo del artefacto de estimulación. </li><li> Calcule el intervalo entre eventos promedio (ISI). Determinar el período de tiempo entre múltiples picos detectados y media. </li><li> Calcular la duración de oscilación. Mida el tiempo entre el primer y último pico detectado dentro de cada oscilación. </li></ol></li></ol>

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Los autores no tienen nada que revelar.

Un método robusto para generar CA1 oscilaciones γ en rodajas de cerebro agudas se describe. Las oscilaciones generadas surgen de un circuito local de permitir una mejor oportunidad para el control y la comprensión de la base neurofisiológica de las oscilaciones de la red 12. Receptores AMPA, receptores GABA A, I h y tipo T Ca 2 + canales son todos necesarios para oscilaciones γ en este modelo. Mientras que las oscilaciones CA1 locales descritos aquí pueden ser generados ...

Oscilaciones de la red cerebral se producen dentro de las bandas de frecuencia distintas que se correlacionan con los estados de comportamiento. En los roedores, las oscilaciones θ hipocampo - se observan (5 de 10 Hz) durante conductas exploratorias 1,2, mientras que las oscilaciones γ (20 - 80 Hz) asociado con diversos procesos cognitivos, incluyendo la percepción y la atención 3,4. Actividad de la red γ síncrono también está implicado en la patología de trastornos tales como la epilepsia y la esquizofrenia 5,6. Por ejemplo, se cree que las oscilaciones γ para corresponder a las áreas de cortical focos epilépticos 5,7,8 y podrían ser utilizados como marcadores de pharmacosensitivity o resistencia, dos áreas importantes de la investigación en la investigación de la epilepsia 9. La rebanada del hipocampo del cerebro es un modelo que ha sido ampliamente utilizado para investigar la actividad de red 10-12. Varios protocolos se han desarrollado para generar oscilaciones γ en rodajas de cerebro que normalmente involve modulación farmacológica como la baja Mg 2+, 4-aminopiridina (4AP), bicuculina y ácido kaínico 12-17. Deficiencias de oscilaciones farmacológicamente desencadenados son que ocurren al azar después de la aplicación de drogas y no se generan de forma fiable o estables en el tiempo. De disparo eléctrico oscilaciones γ superar muchos de estos problemas y también tienen la ventaja de estar temporalmente bloqueada para el evento estimulante que permite la grabación y el análisis episódica. Aquí se describe un protocolo para la generación de oscilaciones γ CA1 mediante la entrega de una estimulación tetánica a las estrato oriens en el corte de hipocampo.

<table><tbody><tr><td>4-(N-Ethyl-N-phenylamino)-1,2- dimethyl-6-(methylamino) pyrimidinium chloride (ZD7288)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z3777</td><td></td></tr><tr><td>Biuculline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>14340</td><td></td></tr><tr><td>6-cyano-7-nitroquinoxa- line-2,3-dione (CNQX)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C127</td><td></td></tr><tr><td>Nickel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>266965</td><td></td></tr><tr><td>Carbamazepine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C4024</td><td></td></tr><tr><td>(2R)-amino-5-phosphonopentano-ate (APV)</td><td>Tocris Bioscience</td><td>0105</td><td></td></tr><tr><td>Retigabine</td><td>ChemPacific</td><td>150812-12-7</td><td></td></tr><tr><td>Choline-Cl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C1879-5KG</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P9333-500G</td><td></td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9638-250G</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S6297-250G</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S7653-5KG</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G8270-1KG</td><td></td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;bull; 2H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506-500G</td><td></td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; &amp;bull; 6H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M2670-500G</td><td></td></tr><tr><td>Electrode glass</td><td>Harvard Apparatus&amp;nbsp;</td><td>GC150F-10</td><td></td></tr><tr><td>Concentric bipolar stimulating metal electrode&amp;nbsp;</td><td>FHC</td><td>CBBPF75</td><td></td></tr><tr><td>Digital Isolator</td><td>Getting Instruments</td><td>Model BJN8-9V1&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Model 1800 amplifier</td><td>A-M systems</td><td>Model 1800 amplifier</td><td></td></tr><tr><td>Digitizer</td><td>National Intruments</td><td>NI USB-6211</td><td></td></tr><tr><td>Vibrotome</td><td>Leica</td><td>VT1200s</td><td></td></tr></tbody></table>

generation of local ca1 &#947; oscillations by tetanic stimulation

Oscilaciones de la red neuronal son características importantes de la actividad cerebral en la salud y la enfermedad y puede ser modulada por una serie de medicamentos que se utilizan clínicamente. Un protocolo se proporciona para generar un modelo para el estudio de oscilaciones γ CA1 (20 - 80 Hz). Estas oscilaciones γ son estables durante al menos 30 min y dependen de la actividad sináptica excitatoria y inhibitoria Además de la activación de las corrientes de marcapasos. Oscilaciones tetánicamente estimuladas tienen una serie de características reproducibles y fácilmente cuantificables incluyendo recuento de pico, duración de oscilación, la latencia y la frecuencia que informan sobre el estado de la red. Las ventajas de las oscilaciones estimuladas eléctricamente incluyen la estabilidad, la reproducibilidad y la adquisición episódica que permite la caracterización robusta de la función de red. Este modelo de oscilaciones γ CA1 se puede utilizar para estudiar mecanismos celulares y para investigar sistemáticamente cómo actividad de la red neuronal se altera en la enfermedad y por las drogas.Farmacología estado de enfermedad puede ser incorporado fácilmente por el uso de cortes de cerebro de modelos animales genéticamente modificados o intervencionistas para permitir la selección de fármacos que se dirigen específicamente mecanismos de la enfermedad.

Estimulación tetánica de los estrato oriens generado robustos y reproducibles oscilaciones γ (35,4 ± 2,2 Hz), véase la Figura 3B. Para demostrar que las oscilaciones se generaron dentro de la red local de CA1 las entradas de CA3 fueron separadas por el corte de la rebanada en la región CA2 usando un doblado 32 G aguja. Las propiedades de oscilación en las rodajas cortadas no difieren de las rodajas cortadas (p = 0,85; corte rebanadas 6,16 ± 1,1 puntos, n = 6; sin cortar rebanadas 5,89 ± 0,8 pun...

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Generation of Local CA1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation

Las oscilaciones son propiedades fundamentales de la red y son modulados por la enfermedad y las drogas. El estudio de las oscilaciones cerebrales rebanada permite la caracterización de las redes aisladas en condiciones controladas. Los protocolos se proporcionan para la preparación de cortes de cerebro agudos para evocar oscilaciones γ CA1.

Generación de oscilaciones γ CA1 locales por tetánica Estimulación

Neuronal network oscillations are important features of brain activity in health and disease and can be modulated by a range of clinically used drugs. A ...

generation-of-local-ca1-oscillations-by-tetanic-stimulation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.1K vistas.  University of Melbourne.  Las oscilaciones son propiedades fundamentales de la red y son modulados por la enfermedad y las drogas. El estudio de las oscilaciones cerebrales rebanada permite la caracterización de las redes aisladas en condiciones controladas. Los protocolos se proporcionan para la preparación de cortes de cerebro agudos para evocar oscilaciones γ CA1. 

Video: Generation of Local CA1 γ Oscillations by Tetanic Stimulation

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Dos registros electrofisiológicos de sinápticamente respuestas evocadas neuronal y astroglial en agudas rodajas de hipocampo

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Investigación

Neurociencias

Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the centrolateral/parafascicular; Cl/Pf nucleus). The activation of either the PPN or Cl/Pf nuclei in vivo has been described to induce the arousal of the animal and an increment in gamma band activity in the cortical electroencephalogram (EEG). The cellular mechanisms for the generation of gamma band oscillations in Reticular Activating System (RAS) neurons are the same as those found to generate gamma band oscillations in other brains nuclei. During current-clamp recordings of PPN neurons (from parasagittal slices from 9 - 25 day-old rats), the use of depolarizing square steps rapidly activated voltage-dependent potassium channels that prevented PPN neurons from being depolarized beyond -25 mV.
Injecting 1 - 2 sec long depolarizing current ramps gradually depolarized PPN membrane potential resting values towards 0 mV. However, injecting depolarizing square pulses generated gamma-band oscillations of membrane potential that showed to be smaller in amplitude compared to the oscillations generated by ramps. All experiments were performed in the presence of voltage-gated sodium channels and fast synaptic receptors blockers. It has been shown that the activation of high-threshold voltage-dependent calcium channels underlie gamma-band oscillatory activity in PPN neurons. Specific methodological and pharmacological interventions are described here, providing the necessary tools to induce and sustain PPN subthreshold gamma band oscillation in vitro.

The pedunculopontine nucleus (PPN) is located in the brainstem and its neurons are maximally activated during waking and rapid eye movement (REM) sleep brain states. This work describes the experimental approach to record in vitro gamma band subthreshold membrane oscillation in PPN neurons.

Grabación de la banda gamma oscilaciones en pedunculopontino Núcleo neuronas

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning en la banda Theta Hippocampal<em&gt; In Vitro</em&gt;: Metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Two-photon Calcium Imaging in Neuronal Dendrites in Brain Slices

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ fluctuations can occur through a variety of membrane and intracellular mechanisms and play a crucial role in the induction of synaptic plasticity and regulation of dendritic excitability. Hence, the ability to record different types of Ca2+ signals in dendritic branches is valuable for groups studying how dendrites integrate information. The advent of two-photon microscopy has made such studies significantly easier by solving the problems inherent to imaging in live tissue, such as light scattering and photodamage. Moreover, through combination of conventional electrophysiological techniques with two-photon Ca2+ imaging, it is possible to investigate local Ca2+ fluctuations in neuronal dendrites in parallel with recordings of synaptic activity in soma. Here, we describe how to use this method to study the dynamics of local Ca2+ transients (CaTs) in dendrites of GABAergic inhibitory interneurons. The method can be also applied to studying dendritic Ca2+ signaling in different neuronal types in acute brain slices.

We present a method combining whole-cell patch-clamp recordings and two-photon imaging to record Ca2+ transients in neuronal dendrites in acute brain slices.

Proyección de imagen de calcio de dos fotones en las dendritas neuronales en rebanadas de cerebro

Calcium (Ca2+) imaging is a powerful tool to investigate the spatiotemporal dynamics of intracellular Ca2+ signals in neuronal dendrites. Ca2+ ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic de arrastre de las oscilaciones Theta Hippocampal en comportarse ratones

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed electrical field of a large volume of brain tissue, extracting information about local activity is challenging. Studying neuronal microcircuits, however, requires a reliable distinction between truly local events and volume-conducted signals originating in distant brain areas. Current source density (CSD) analysis offers a solution for this problem by providing information about current sinks and sources in the vicinity of the electrodes. In brain areas with laminar cytoarchitecture such as the hippocampus, one-dimensional CSD can be obtained by estimating the second spatial derivative of the LFP. Here, we describe a method to record multilaminar LFPs using linear silicon probes implanted into the dorsal hippocampus. CSD traces are computed along individual shanks of the probe. This protocol thus describes a procedure to resolve spatially restricted neuronal network oscillations in the hippocampus of freely moving mice.

This protocol describes the recording of local field potentials with multi-shank linear silicon probes. Conversion of the signals using current source density analysis allows the reconstruction of local electrical activity in the mouse hippocampus. With this technique, spatially restricted brain oscillations can be studied in freely moving mice.

Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

Inducing Long-Term Plasticity of Intrinsic Neuronal Excitability in Neurons of the Dorsal Lateral Geniculate Nucleus

The dorsal lateral geniculate nucleus (dLGN) has long been held to act as a basic relay for visual information traveling from the retina to cortical areas, but recent findings suggest largely underestimated functional plasticity of dLGN principal cells. However, the cellular mechanisms supporting these changes have not been fully explored. Here, we report a protocol to induce long-term potentiation of intrinsic neuronal excitability (LTP-IE) in dorsal dLGN relay cells from acute brain slices of young rats. Intrinsic plasticity is generally induced in parallel with synaptic plasticity. However, in dLGN neurons, LTP-IE is reliably induced by spiking activity at a frequency of 40 Hz for 10 min. LTP-IE in dLGN relay neurons is long-lasting as it can be followed up to 40 min after the induction protocol. In conclusion, the results of this study provide the first evidence for the induction of intrinsic plasticity in dLGN relay cells, thus further pointing to the role of thalamic neurons in activity-dependent visual plasticity.

Here, we describe a protocol for inducing long-term plasticity of neuronal intrinsic excitability in relay neurons from the dorsal lateral geniculate nucleus maintained in ex vivo brain slices.

The dorsal lateral geniculate nucleus (dLGN) has long been held to act as a basic relay for visual information traveling from the retina to cortical ...

Generation of Spontaneous and On-Demand Ictal Events in Mouse Brain Cortical Slices

Source: Chang, M. et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/57952">Generation and On-Demand Initiation of Acute Ictal Activity in Rodent and Human Tissue.</a> J. Vis. Exp. (2019)
This video demonstrates the induction of ictal events in coronal cortical slices from a transgenic mouse expressing light-activated cation channels in cortical excitatory pyramidal neurons. The slice is placed in a recording chamber, and a recording electrode is inserted into the superficial cortical layer. Upon perfusion with a seizure-inducing drug that blocks potassium channels, the neurons become hyperexcitable and generate spontaneous ictal events. To generate on-demand ictal events, a brief light pulse is used to activate the cation channels in pyramidal neurons, triggering the release of excitatory neurotransmitters, which induce the postsynaptic neurons to generate ictal events for a short duration.

Source: Chang, M. et al. Generation and On-Demand Initiation of Acute Ictal Activity in Rodent and Human Tissue. J. Vis. Exp. (2019)
This video ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neuropathology

Epilepsy and Seizure Disorders

Generating Local Cornu Ammonis 1 (CA1) Gamma Oscillations Using Tetanic Stimulations in a Hippocampal Brain Slice

Source: Hatch, R. J., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/52877">Generation of Local Ca1 &#947; Oscillations by Tetanic Stimulation.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the procedure of inducing local CA1 gamma oscillations in a CA1 hippocampal mouse brain slice using tetanic simulations. This method is important to understand the neuronal network activity.

Generación de oscilaciones gamma locales de Cornu Ammonis 1 (CA1) mediante estimulaciones tetánicas en un corte de cerebro del hipocampo

All procedures involving animal models have been reviewed by the local institutional animal care committee and the JoVE veterinary review board.
1. Setup ...

Neurophysiology

Stimulation and Modulation Techniques

Optogenetic Control of Hippocampal Network Dynamics

Source: Manseau, F., et al. <a href="https://appjove.unicartagenaproxy.elogim.com/v/55851">Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit.</a> J. Vis. Exp. (2017)
This video demonstrates the method to use optogenetics to modulate hippocampal network dynamics by activating genetically modified light-sensitive interneurons in a mouse brain slice, enhancing theta oscillation synchronization and studying neural circuit behavior.

Control optogenético de la dinámica de la red del hipocampo

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.

	Optogenetic control in the ...