Estamos gratos a Karin Winterhalter e Kerstin Semmler para assistência técnica. Este trabalho foi apoiado pelo cluster de excelência BrainLinks - BrainTools (EXC. 1086), da Fundação de pesquisa alemã.

Todos os métodos que envolvam animais vivos foram aprovados pelo Regierungspräsidium Freiburg em conformidade com o alemão Animal Welfare Act.
1. preparações
<ol><li>Projetar e construir uma ferramenta de inserção adequada, transitoriamente, carregando a sonda de silicone e o conector do eletrodo durante o processo de implantação. Veja a Figura 1 para uma ferramenta de inserção construído personalizado de exemplo.</li>
	<li>Solte cuidadosamente o conector de sonda e eletrodo de silicone da embalagem usando pinça com ponta de cerâmica.</li>
	<li>Levante a placa de ligação e corrigi-lo firmemente com uma pinça de crocodilo anexada a um carrinho.</li>
	<li>Usando um estereoscópio, alinhe a sonda com a ferramenta de inserção com a pinça com ponta de cerâmica. Aplica uma camada de cera de parafina derretida com um cauterizador para colar a sonda para a ferramenta de inserção ~ 2 mm. Tome cuidado para não tocar as canelas de sonda durante este procedimento.</li>
	<li>Conserte o conector no eixo da ferramenta inserção usando fita adesiva padrão de eletrodo. Note que dependendo do fabricante, fios de terra talvez precisem ser soldado à placa de ligação de eletrodo, antes da implantação. Remova o isolamento de duas peças curtas de fio de cobre isolado de verniz usando solda estanho aplicada com um ferro de solda (400 ° C). Solde os fios do chão para os apropriado slots na placa de ligação do eletrodo.</li>
	<li>Remova o isolamento de duas peças adicionais de fio de cobre. Enrole cada fio de cobre desencapado, três vezes ao redor de um parafuso de aço inoxidável (1 mm de diâmetro, comprimento de 2 mm). Aplicar o fluxo adequado para soldar o aço e soldar o fio de cobre a parte inferior da tampa da parafuso. Certifique-se de que o fundo metade da rosca permanece livre de solda de estanho.</li>
	<li>Use um multímetro padrão para verificar se há contato elétrico entre o fio e o parafuso.</li>
	<li>Desinfectar as canelas da sonda de silicone e os parafusos do chão por imersão em etanol a 70% (10 s).</li>
	<li>Prepare uma capa protetora para o implante de sonda cortando a cabeça de uma pipeta Pasteur de plástico ao meio.</li>
</ol>2. a implantação cirurgia
<ol><li>Esterilize instrumentos cirúrgicos (tesouras, pinças de ponta fina, grampos cirúrgicos) com um esterilizador de grânulo quente. Limpe todas as superfícies com etanol a 70%.</li>
	<li>Induzi a anestesia com isoflurano 3% de oxigénio fornecido em ~ 1 L/min.<ol>
<li>Para a manutenção, use 1-1,5% de isoflurano. Observe que a concentração de isoflurano necessária para obter tolerância cirúrgica pode variar de animal para animal.</li>
		<li>Tolerância cirúrgica estável é alcançada quando o animal não responder ao dedo do pé-beliscar. Monitorar a taxa de respiração do rato e ajustar a concentração de isoflurano, se necessário.</li>
		<li>Aplica a pomada para os olhos do animal para evitar que sequem.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Monte o mouse em uma armação estereotáxica introduzindo suavemente barras de orelha no canal auditivo. Uma vez que a cabeça do rato é estabilizada por barras de orelha, coloque um pedaço de boca sobre o focinho para entrega contínua de isoflurano. Posicione o mouse na toalha ou almofada sobre uma almofada de aquecimento e injetar buprenorfina por via subcutânea (0,05 - 0,1 mg/kg de peso corporal) para assegurar analgesia pós-operatória.</li>
	<li>Raspar a cabeça com uma máquina de barbear padrão e desinfectar a pele com álcool 70%. Utilizando tesouras cirúrgicas, fazer uma incisão na pele ao longo da linha média do crânio e abrir a pele usando grampos cirúrgicos.</li>
	<li>Alinhe a cabeça do animal com o auxílio de uma ferramenta de alinhamento estereotáxica para nível bregma e o lambda. Deve haver menos de 50 µm de deslocamento de altura entre o bregma e o lambda. Além disso, o nível a cabeça ao longo do eixo mediolateral medindo a profundidade do bregma no crânio de superfície no definido distâncias esquerdas e direita (por exemplo, 1 mm esquerda e direita do bregma). Se necessário, ajuste a inclinação da cabeça.</li>
	<li>Limpe a cabeça com 3% de peróxido de hidrogênio e seque com toalhitas de algodão estéril.</li>
	<li>Determine a localização da craniotomia em relação ao bregma usando um apropriado atlas estereotáxica12.</li>
	<li>Usando uma cabeça de broca de 0,9 mm, dois furos parafuso no osso sobre o cerebelo para colocar parafusos de chão e referência. Além disso, 1-3 furos para parafusos de ancoragem são desejáveis para estabilizar o implante. A localização dos parafusos de ancoragem dependerá da localização da craniotomia. Para implantação em hipocampo, coloque os parafusos de ancoragem sobre contralateral parietal e ipsilateral córtex frontal. Insira os parafusos no osso usando uma chave de fenda apropriada. Tome cuidado para não penetrar no cérebro.</li>
	<li>Execute a craniotomia diluindo lentamente o crânio com a broca em uma área retangular do lado de implantação. Frequentemente, umedeça o osso com tampão fosfato esterilizado (PB). O restante diluído crânio pode ser suavemente furou e removido com o auxílio de uma fina agulha de injeção (27G) e um par de pinças.</li>
	<li>Cuidadosamente, perfuram a dura-máter com uma fina agulha de injeção (27G). Formar um pequeno gancho, dobrando a ponta da agulha com um par de pinças e puxe a dura-máter para remoção. Aplica PB para impedir a secagem da superfície do cérebro.</li>
	<li>Montar a ferramenta de inserção de eletrodos em um titular estereotáxica, zero a sonda ao bregma e passar a sonda para as coordenadas estereotáxicos a craniotomia. Lentamente penetra a superfície do cérebro. Certifique-se de que não dobrar os eixos de sonda. Evite a implantação através de vasos sanguíneos.</li>
	<li>Abaixe lentamente a sonda até ~ 200 µm acima a profundidade desejada. Cobrir a craniotomia e shanks da sonda com vaselina esterilizada silicone para proteção. Aplique o cimento dental para fixar a base da sonda para o parafuso de ancoragem no crânio.</li>
	<li>Mesmo após a aplicação de cimento, mova lentamente a sonda até à profundidade de alvo. Avançando o último ~ 200 µm após aplicação do cimento reduz o movimento lateral da sonda e garante danos mínima dos tecidos na área alvo. Observe que o tempo de cura do cimento usado pode afetar esta etapa do protocolo. Com cimento de cura rapidamente, pular essa etapa e implante diretamente a sonda até à profundidade de alvo para evitar danos à sonda de silicone.</li>
	<li>Após o cimento tem curado, solte a sonda da ferramenta de inserção de derreter a cera com um cauterizador.</li>
	<li>Solte a placa de ligação do dispositivo de inserção e posicioná-lo em um local adequado no crânio usando uma pinça crocodilo associada a alça de inserção. No caso de implantação de sonda no hipocampo, coloque a placa de ligação no osso parietal contralateral. Fixe a placa de ligação no crânio usando cimento dental.</li>
	<li>Solde os fios terra e referência da placa de ligação para os fios ligados aos dois parafusos sobre o cerebelo.</li>
	<li>Guarnição da tampa protetora para a altura correta e coloque-o sobre a sonda de silicone. Fixe a capa para o conector placa e crânio usando cimento dental, evitando a pele ao redor do crânio exposta. Sutura da pele ao redor do local de implantação geralmente não é necessário.</li>
</ol>3. a recuperação após a cirurgia
<ol><li>Aplica tratamento analgésico apropriado pelo menos 2 dias (por exemplo, injecções subcutâneas de buprenorfina cada 6 h durante o dia e na água potável a noite combinada com carprofeno (4-5 mg/kg de peso corporal) por via subcutânea cada 24 h). Single-habitação é recomendado para evitar danos ao implante.</li>
	<li>Permitir que pelo menos uma semana para recuperação. Consulte as orientações locais de bem-estar animal.</li>
</ol>4. aquisição de dados
<ol><li>LFPs registros de ratos usando um sistema de aquisição de dados apropriado conectado através de um comutador movimentando-se livremente. Para adquirir LFPs, use uma frequência de amostragem de 1-5 kHz. Taxas de amostragem mais altas (20 a 30 kHz) são necessárias se unitárias descargas devem ser registados junto com a LFP.</li>
	<li>Armazenar arquivos de gravação crua dos canais individuais para análise off-line.</li>
</ol>5. histologia
<ol><li>Após a conclusão da gravação, profundamente anestesia o animal (por exemplo, 2g/kg corpo peso uretano injetado intraperitonealmente). Confirme o estado anestésico por falta de resposta aos pés de beliscar.</li>
	<li>Perfundir o rato transcardially com gelada fosfato salino (~ 1 min) seguido por paraformaldeído 4% (~ 10 min), usando padrão intracardíaca perfusão métodos13. Antes da perfusão, eletrolítico maciços dos sites gravação pode por executada (por exemplo, através da aplicação de 10-20 V de tensão constante para até 1 s). Alternativamente, corantes fluorescentes aplicados para as pontas da haste antes de implantação pode ser usada para controlar a identificação. Testar os diversos métodos para a identificação de posições de eletrodo para obter óptimos resultados com diferentes tipos de sondas de silicone é recomendado.</li>
	<li>Seções do cérebro (~ 100 µm) de corte e mancha as fatias com 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 µ g/mL) seguido por três etapas de lavagem em PB (cada 10 min à temperatura ambiente).</li>
	<li>Colocar as seções em um microscópio, aplicar uma gota de meio de incorporação e cobrir a seção com uma lamela. Deixe a incorporação média secar durante a noite em temperatura ambiente.</li>
	<li>Usando um microscópio confocal de varredura a laser ou um epifluorescência, identifica a localização dos sítios a gravação.</li>
	<li>Para tentar a recuperação da sonda para ainda mais o uso do silicone, segure a sonda com uma pinça de crocodilo e lançar a sonda do scull pela fusão cuidadosamente o cimento dental com um ferro de solda (400 ° C). Tome cuidado para não tocar as canelas de sonda durante este procedimento.</li>
	<li>Lavar a sonda em água destilada (~ 80 ° C, 15min), seguida por solução enzimática (1% Tergazyme em água destilada, 30 min à temperatura ambiente) e outra lavagem em água destilada (15 min). Note que a taxa de sucesso de recuperação de sonda é baixa.</li>
</ol>6. CSD análise
<ol><li>Usando um ambiente de análise apropriado (por exemplo, Python), converte dados de LFP de uma haste individual a CSD por aproximação a segunda derivada espacial ao longo da haste como <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> onde LFPn, t é o sinal LFP em nth eléctrodo no tempo t e Δz é do afastamento entre eletrodos inter. Note que devido as operações de n+ 1 e n-1, o CSD dos eléctrodos de primeira e últimos da haste não pode ser estimado, que tem que ser levado em consideração durante a colocação da sonda. Implemente a fórmula de aproximação usando um pequeno segmento de código que calcula o sinal CSD para cada eletrodo durante a iteração ao longo do tempo (ver arquivo de código suplementar).</li>
	<li>Use o sinal CSD obtido para uma análise mais adicional (por exemplo, estudando bandas de frequências específicas das oscilações do cérebro através da aplicação de filtros passa-faixa).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+oscillations+in+cortical+networks.">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li><li>Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li><li>Benchenane, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coherent+theta+oscillations+and+reorganization+of+spike+timing+in+the+hippocampal-prefrontal+network+upon+learning.">Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning.</a> Neuron. 66 (6), 921-936 (2010).</li><li>Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. 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N., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus.">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li><li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex:+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena.">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).</li><li>Laszt&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-specific+GABAergic+control+of+distinct+gamma+oscillations+in+the+CA1+hippocampus.">Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus.</a> Neuron. 81 (5), 1126-1139 (2014).</li><li>Str&#252;ber, M., Sauer, J. -. F., Jonas, P., Bartos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distance-dependent+inhibition+facilitates+focality+of+gamma+oscillations+in+the+dentate+gyrus.">Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus.</a> Nature Communications. 8 (1), 758 (2017).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The mouse brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+local+is+the+local+field+potential?.">How local is the local field potential?.</a> Neuron. 72 (5), 847-858 (2011).</li><li>Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature+selectivity+of+the+gamma-band+of+the+local+field+potential+in+primate+primary+visual+cortex.">Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex.</a> Frontiers in Neuroscience. 2 (2), 199-207 (2008).</li><li>Last&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+gamma+oscillations+in+the+distal+dendritic+field+of+the+dentate+gyrus+and+the+CA1+area+of+mouse+hippocampus.">Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus.</a> Brain Structure and Function. 222 (7), 3355-3365 (2017).</li><li>Nguyen Chi, V., M&#252;ller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Branka&#269;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice.">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li><li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes.">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).</li></ol>

Os autores não têm nada para divulgar.

Evidências crescentes indicam que oscilações de cérebro em circuitos neuronais hippocampal ocorrem em domínios espaciais discretas10,11,16. Análise CSD reduz drasticamente a influência da condução de volume, um pré-requisito crucial para o estudo dos eventos de oscilação local. Com este vídeo, nós fornecemos um guia para implantar silicone sondas do hipocampo de rato para a análise de dados CSD. Mostramos exemplos...

Oscilações na LFP criticamente estão envolvidas no processamento pelos circuitos neuronais de informações. Eles cobrem um amplo espectro de frequências, que variam de ondas lentas (~ 1 Hz) a ondulação rápido oscilações (~ 200 Hz)1. Bandas de frequências distintas estão associadas com funções cognitivas, incluindo memória, processamento emocional e navegação2,3,4,5,6,7. Fluxo de corrente através das membranas neuronais constitui a maior parte da LFP sinal8. Cações, entrando na célula (por exemplo, através da ativação de sinapses excitatório glutamatérgico) representam um coletor atual ativo (como carga deixa o meio extracelular). Em contraste, o fluxo líquido de carga positiva para o meio extracelular, por exemplo, a ativação de sinapses inibitórias gabaérgica, retrata uma fonte de corrente ativa naquele local. Em dipolos neuronais, atuais pias estão emparelhadas com fontes passivas e vice-versa devido a correntes de carga de membrana em locais distantes de compensação.
O campo elétrico produzido por processos neurais remotos também pode resultar em desvios de tensão considerável sobre um eletrodo de gravação e, portanto, pode ser falsamente considerado como um evento local. Esta condução volume constitui um sério desafio para a interpretação dos sinais da LFP. Análise CSD fornece informações sobre o locais atuais pias e fontes subjacentes LFP sinaliza e compreende, portanto, um meio para reduzir o impacto da condução de volume8. Em laminado estruturas como o hipocampo, sinais CSD unidimensionais podem ser obtidos pela segunda derivada espacial da LFP gravado da perpendicular equidistantes eletrodos dispostos ao laminar aviões9. O advento do silicone linear comercialmente disponíveis sondas permitiu aos pesquisadores utilizam o método de CDs para o estudo da atividade de oscilação local no hipocampo. Por exemplo, foi demonstrado que oscilações gama distintos emergem de forma camada específica no CA1 área10. Além disso, a análise CSD identificou pontos independentes da atividade de gama na camada de célula principal do giro denteado11. Importante, estas conclusões foram apenas aparentes no CSD local mas não em sinais LFP. Análise de CDs, portanto, fornece uma ferramenta poderosa para ganhar a introspecção em operações de microcircuito do hipocampo.
Neste protocolo, nós fornecemos um guia completo para obter sinais CSD unidimensionais com sondas de silicone. Estes métodos irão permitir que usuários investigar eventos oscilação localizadas no hipocampo de ratos de comportamento.

<table><tbody><tr><td>Crocodile clamp with stand</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D</td><td></td></tr><tr><td>Silicon probe</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-series 32</td><td></td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Varnish-insulated copper wire</td><td>B&amp;uuml;rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Ground screws</td><td>Screws &amp;amp; More GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flux</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic-tipped forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine Wax</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Soldering iron</td><td>Kurtz Ersa</td><td>OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Heat sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic electrode holder</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen concentrator</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical shaver</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Surgical clamps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Sterile cotton wipes</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G injection needle</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffer/phosphate buffered saline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic atlas</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Surgical forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>27G injection needles</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T&amp;amp;M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Recording amplifier</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>USB acquisition board</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Recording cables</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Electrical commutator</td><td>Doric lenses</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Acquisition software</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>allows platform-independent data acquisition</td></tr><tr><td>Computer for data acquisition</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analysis environment</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>allows platform-independent data analysis</td></tr><tr><td>Urethane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Embedding medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Table-top machine for the production of distilled water</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice

O potencial do campo local (LFP) emerge de movimentos de íons através das membranas neurais. Desde que a tensão gravada por eletrodos LFP reflete o campo elétrico somado de um grande volume de tecido cerebral, extrair informações sobre a atividade local é um desafio. Estudando microcircuitos neuronais, no entanto, exige uma confiança distinção entre eventos verdadeiramente locais e volume-conduzido sinais originários de regiões distantes do cérebro. Análise de densidade (CSD) fonte atual oferece uma solução para este problema, fornecendo informação sobre dissipadores atuais e fontes na proximidade dos eléctrodos. Em áreas do cérebro com cytoarchitecture laminar, tais como o hipocampo, CSD unidimensional pode ser obtido, estimando-se a segunda derivada espacial da LFP. Aqui, descrevemos um método de registro multilaminar LFPs usando sondas de silicone linear implantadas no hipocampo dorsal. Vestígios CSD são calculados ao longo de hastes individuais da sonda. Assim, este protocolo descreve um procedimento para resolver espacialmente restrita rede neuronal oscilações no hipocampo de ratos movimentando-se livremente.

A Figura 1 ilustra a ferramenta de inserção utilizada para a implantação de sondas de silicone. Gravações de silício implantado cronicamente sondas segmentação da área CA1 e a camada de células grânulo de giro do pectínea são mostrados na Figura 2. Nós gravamos LFPs de Souza a sonda durante a livre circulação no homecage. Para minimizar o efeito de condução de volume, os sinais obtidos foram convertidos para CD...

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Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Este protocolo descreve a gravação dos potenciais de campo local com haste multi sondas de silicone linear. Conversão de sinais usando análise de densidade atual fonte permite a reconstrução do local atividade elétrica no hipocampo do mouse. Com esta técnica, oscilações espacialmente restrita do cérebro podem ser estudadas em ratos movimentando-se livremente.

Gravação espacialmente restrita oscilações no hipocampo de ratos de comportar-se

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

recording-spatially-restricted-oscillations-hippocampus-behaving

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.7K visualizações.  University of Freiburg. Este protocolo descreve a gravação dos potenciais de campo local com haste multi sondas de silicone linear. Conversão de sinais usando análise de densidade atual fonte permite a reconstrução do local atividade elétrica no hipocampo do mouse. Com esta técnica, oscilações espacialmente restrita do cérebro podem ser estudadas em ratos movimentando-se livremente.

Vídeo: Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning na banda Theta do hipocampo<em&gt; In Vitro</em&gt;: Metodologias para gravação a partir do Circuito de Septohippocampal de Roedores Isolado

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Neurociência

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic de arrastamento de Theta Hippocampal oscilações em comportar-se ratos

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

Corte cerebral aguda do rato para investigar atividade espontânea da rede hipocampal

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedimento de craniotomia para visualizar atividades neuronais no hipocampo de ratos comportadores

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

Gravação LFP no cérebro de camundongos para pesquisa cognitiva e análise de drogas

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Autor em destaque: Estudando os impactos das drogas nos sinais cerebrais usando o protocolo de gravação LFP duplo em camundongos

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Gravações extracelulares duplas no hipocampo de camundongos e córtex pré-frontal

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

<meta charset="utf8"></head><body>Registro da atividade neuronal durante a navegação da pluma de odor com imagens do Miniscope

Miniscope Recording Calcium Signals at Hippocampus of Mice Navigating an Odor Plume

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to monitor behavior and record Ca2+ transients in dorsal CA1 stratum pyramidale neurons in the hippocampus (dCA1) in mice navigating an odor plume in a 50 cm x 50 cm x 25 cm odor arena. An epifluorescence miniscope focused through a gradient-index (GRIN) lens imaged Ca2+ transients in dCA1 neurons expressing the calcium sensor GCaMP6f in Thy1-GCaMP6f mice. The paper describes the behavioral protocol to train the mice to perform this odor plume navigation task in an automated odor arena. The methods include a step-by-step procedure for the surgery for GRIN lens implantation and baseplate placement for imaging GCaMP6f in CA1. The article provides information on real-time tracking of the mouse position to automate the start of the trials and delivery of a water reward. In addition, the protocol includes information on using an interface board to synchronize metadata describing the automation of the odor navigation task and frame times for the miniscope and a digital camera tracking mouse position. Moreover, the methods delineate the pipeline used to process GCaMP6f fluorescence movies by motion correction using the NorMCorre algorithm followed by identification of regions of interest with EXTRACT. Finally, the paper describes an artificial neural network approach to decode spatial paths from CA1 neural ensemble activity to predict mouse navigation of the odor plume.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor em destaque: Compreendendo o processamento de informações olfativas e espaciais pelo cérebro com análise comportamental em tempo real

This protocol investigates the brain-behavior relationship in hippocampal CA1 in mice navigating an odor plume. We provide a step-by-step protocol, including surgery to access imaging of the hippocampus, behavioral training, miniscope GCaMP6f recording and processing of the brain, and behavioral data to decode the mouse position from ROI neural activity.

Miniscope registrando sinais de cálcio no hipocampo de camundongos navegando em uma pluma de odor

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to ...

Gravação espacialmente restrita oscilações no hipocampo de ratos de comportar-se

Resumo

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Capítulos neste vídeo

Tuning na banda Theta do hipocampo

Optogenetic de arrastamento de Theta Hippocampal oscilações em comportar-se ratos

Corte cerebral aguda do rato para investigar atividade espontânea da rede hipocampal

Procedimento de craniotomia para visualizar atividades neuronais no hipocampo de ratos comportadores

Gravações extracelulares duplas no hipocampo de camundongos e córtex pré-frontal

Gravações extracelulares duplas no hipocampo de camundongos e córtex pré-frontal

Gravações extracelulares duplas no hipocampo de camundongos e córtex pré-frontal

Miniscope registrando sinais de cálcio no hipocampo de camundongos navegando em uma pluma de odor

Miniscope registrando sinais de cálcio no hipocampo de camundongos navegando em uma pluma de odor

Miniscope registrando sinais de cálcio no hipocampo de camundongos navegando em uma pluma de odor