원고에 대 한 제안에 대 한 프로토콜 및 다이앤이 발사에 기여에 감사 Bryne Ulmschneider 하 고. 이 작품은 건강 그랜트 GM116384 T.G. Nystul 및 듀얼이 발사의 국가 학회에 의해 투자 되었다.

참고: FSC 혈통에 피 측정, 하 우리는 FSCs, pFCs, 및 생리 적 조건에 여 포 세포에서 mCherry에 pHluorin의 형광 강렬의 비율을 계산 하 고 표준 피 값으로 비율을 변환 각 셀에 대 한 교정 곡선 7을 입력합니다. 첫째, 라이브 이미징 실험 pHluorin 및 germaria NaHCO 3, 생리 적 조건 1 , 모방을 포함 하는 버퍼에 해 부에 mCherry의 형광 강도 측정 하기 위해 수행 됩니다. 7. 다음, 표준 곡선에서 Na + pHluorin 및 mCherry 형광 강도 측정 하 여 생성 됩니다-무료, ionophore nigericin를 포함 하는 K + 버퍼 조정 두 가지 다른 pH 값, 6.5와 7.5. Nigericin, 면 전에 서 피는 extracellular pH에 맞게 피를 일으키는 플라즈마 막에 걸쳐 버퍼의 ph equilibrates. 마지막으로, 표준 곡선 pHluorin mCherry 비율 추정된 피 값을 변환 하는 데 사용 됩니다.
 1. 사전 평가: 준비 하기 전에 측정 피에 비보 참고: vivo에서 피 측정, mCherry::pHluorin transgene 셀 종류 관심의 표현 해야 합니다. 아래에 유전자 변형 pHluorin를 생성 하는 몇 가지 일반적인 방법을 날아 FSC 혈통에 있다. MCherry::pHluorin 클론을 생성 하는 것은 특히 FSCs는 FSC 클론의 앞쪽 가장자리에 있는 식별 하는 데 유용 합니다. 조직 특정 mCherry::pHluorin는 전체 조직에 걸쳐 피를 측정 하는 데 유용 표현과 RNAi 또는 transgene의 식과 결합 시킬 때 더 편리한 이기도.
<ol>유전자 변형 pHluorin의 파리 <ol><li>mCherry::pHluorin 표시 된 FSC <li>클론 <ol><li>mCherry::pHluorin FSC 클론을 만들기 위해 주식 또는 기타 행위 Gal4 flipout UAS-mCherry::pHluorin 1 크로스 Flp/FRT 유도할 수 있는 Gal4와 재고.</li>
			<li>유도할 수 있는 클론, heatshock을 heatshock 2 일 성인 F1s 게시물 일수로 37 ° C 물 목욕, 4 번 12 헤에 약 1 시간에 대 한 빈 병에</li>
			<li>신선한 젖은 누 룩을 제공 하 여 파리가이 기간 동안 정상적인 성장과 oogenesis의 최대 속도 보장 하기 위해 유지 (대략 동등한 부품 건조 베이커 &#39; s 효 모 및 물) 복제 유도 후 적어도 6 일 동안 매일.</li>
		</ol></li> <li>조직 특정 mCherry::pHluorin 식</li> <li>UAS-mCherry::pHluorin 1를 교차 하는 여 포 세포 특정 드라이버, y 1 w *; P {GawB} 10930/CyO (블루밍턴 ID: 7023).</li>
		<li>3 일 파리 eclosing, 시작 후 수집 하 고 젖은 효 모, 해 부 하기 전에 적어도 24 h에 대 한 포함 된 튜브에 넣어.</li>
	</ol></li> <li>솔루션 만들기 참고: 버퍼에서 pH와 용액 농도 시간이 지남에 따라 변경 될 수 있으므로 실험 당일 다음 버퍼를 준비 하는 것이 중요 하다.
	<li>준비 중 탄산염, nigericin, 및 해 부 버퍼 <ol>. 침전 (표 1, 표 2 및 표 3 참조)의 형성을 방지 하려면 나열 된 순서 대로 구성 요소 추가.</li>
	</ol></li></ol> 2. 시험: FSC 혈통에 피를 측정 하는 참고: 해 부, 장착, 그리고 라이브 이미징 단계 중 탄산염 버퍼와 두 개의 nigericin 버퍼 조건에 대 한 두 번 수행 해야 할 수도 있습니다: 현미경 결정을 한 때 설정 및 실험 데이터를 수집 두 번째 시간입니다. 2.2 아래의 자세한 내용은 섹션을 참조 하십시오.
<ol>절 개 및 장착 <li> 참고:이 단계를 수행 하는 데 필요한 자료 그림 1과 테이블의 자료를 참조 하십시오. 3D 인쇄 장착 챔버, 3D 프린터 파일 추가 파일 1과 파일 2 보충으로 제공 됩니다.
	<ol><li>해 부: <ol><li>3D의 편평한 측을 진공 그리스의 얇은 코팅을 적용 하 여 준비 장착 챔버 장착 챔버 인쇄. 22 x 40mm coverslip 장착 챔버에 coverslip 인감에 그 측을 두십시오.</li>
		</ol></li> <li>500 µ L 해 부 버퍼 (중 탄산염 또는 nigericin 버퍼, 표 3)에서 여성 성인 파리에서 난소 부 <ol><li>CO 2 가스를 사용 하 여 3-4 파리 Anesthetize를 전송 ㈜ 끼얹는다 플라이 패드에 2 가스.</li>
			<li>집게와 해 부 미디어로 장소는 마 취 비행 데리.</li>
			<li>의 난소 노출 되는 때까지 그것의 복 부의 끝에 잡아 당 겼는 동안 하나의 forcep으로 파리의 흉부를 꼬집어.</li>
			<li>다른 장기에서 난소를 분리 후 애타게 떨어져 22 1/2 주사기 바늘을 사용 하 여 ovarioles. 신중 하 게 별도 근육에서 난소와 ovarioles의 클러스터에서 별도 개별 ovarioles 칼 집. Ovarioles 클러스터의 앞쪽 끝에 장소에서 그리고 단일 ovarioles의 길이 따라 아래쪽으로 치기 한 주사기 바늘을 사용 하는 근육 덮개를 분리 하는 효과적인 기술.</li>
			<li>완전히 nigericin 해 부 미디어의 ph equilibrate 셀의 피에 대 한 충분 한 시간이 되도록 설치 단계를 진행 하기 전에 정확히 10 분에 대 한 해 부 미디어에서 해 부 난소를 품 어. 
			주: 근육 덮개는 ovarioles에서 제거 됩니다 확인 하십시오. 근육 칼 집 하기가 어렵습니다 사용 하 여 개별 셀을 식별 하는 형광 신호를 약하게 수 있습니다 Concanavilin-A, ovarioles 라이브 이미징 동안 자발적으로 이동 될 수 있습니다.</li>
		</ol></li> <li>장착 <ol><li>챔버 내부에 장착 해 부 미디어 유리 coverslip에의 작은 방울을 배치.</li>
			<li>전송 분리 집게를 사용 하 여 ovarioles.</li>
			<li>이전 단계 계란 챔버와 연결 된 germaria에서 나중 단계 계란 챔버를 분리 하 고 해 부 germaria 해 부 미디어 드롭의 중심에 배치 됩니다 시도.</li>
			<li>라운드 12 mm coverslip의 반대편에 매니큐어의 두 개의 작은 방울을 추가 하 고 그것은 약 10 건조 한 공기 보자 s.</li>
			에 포함 된 해 부 미디어 드롭 <li>장소 라운드 coverslip germaria 분리 같은 매니큐어와 측면 직면 하 고 해 부 미디어 연락처. 평평 하 고 안전한 위치에 germaria를 매니큐어와 가장자리의 부분에 아래로 누릅니다. 그것은 얼룩는 coverslip의 표면으로 그것은 장소에 확보 되 고 더 적은 때문에 오래 된 매니큐어를 사용 하는 것이 좋습니다.</li>
			<li>추가 해 부 미디어 장착 챔버를 입력합니다. 챔버를 채우기 위해 Concanavalin A 염료를 포함 하지 않는 조건 특정 버퍼를 사용할 수 있습니다. 
			참고: 총 시간 동안 해 부 고 장착 15 분을 초과 하지 않아야 합니다. 이것은 조직 손상의 영향을 최소화 하는 것이 중요 세포 죽음.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>라이브 이미징: 참고:이 단계에서 먼저 중 탄산염 조건과 적절 한 현미경 설정을 결정 하기 위해 두 개의 nigericin 조건에서 이미지를 수집, 현미경 설정을 필요에 따라 조정 그리고 실험 데이터에 대 한 이미지를 수집 합니다. 3 채널에서 confocal 현미경 이미징의 능력을 사용 하 여: GFP (475 여기/509 방출), mCherry (575 여기/610 방출), 및 빨강 (633 여기/647 방출). 
	참고: 설정된 현미경 설정: 수집 하는 이미지의 픽셀 농도 각 이미지 세트에서 신호 강도 값이 너무 낮은 것도 포화 중요 하다 그래서 피의 견적을 확인 하 정해질 것입니다. 이미지에서 캡처할 수 수 농도의 범위는 이미지 비트 깊이 의해 정의 됩니다. 대부분의 경우, 8 비트 이미지는 기본적으로 생성 된 하지만 더 넓은 동적 범위는 16-비트 이미지 데이터를 취득 하는 것이 좋습니다. 그것은 형광 채널간 크로스 토크를 최소화, 설정을 방출 스펙트럼 수집에서 조정 한다 그래서 각 fluorophore 겹치지 않도록 보장 해야 합니다. 이러한 설정을 테스트 하려면 GFP에 대 한 여기 스펙트럼을 사용 하 여 샘플 이미지와 mCherry와 반대로 방출 스펙트럼에서 수집 합니다. 경우에 설정을 제대로 조정 되었습니다, 어느 경우에 신호 있어야 합니다 합니다. 이미지 파일의 동적 범위 내에 있는 모든 3 개의 이미지 세트에 신호의 픽셀 농도 현미경 설정 (즉, confocal 레이저 스캐닝 전압 설정, 레이저 파워 및 작은 구멍 크기)를 설정 합니다. 우리의 모든 실험 40 x 목적으로 confocal 현미경 검사는 백색 빛 레이저 필요에 따라 우리는 모든 실험에 대 한 전압 이득을 최적화 하는 동안 1024 × 1024 형식, 16-비트 이미지를 얻으려고 사용 했습니다. 예를 들어 한 실험에서 우리는 GFP, mCherry, 전압 이득 설정 및 빨강 37.8%, 72.9%, 및 260%, 각각.
	<ol><li>Nigericin 해 부 버퍼 pH 6.5에서에서 ovarioles 이미지 하 고는 pHluorin와 mCherry 이미지의 픽셀 농도 낮은, 하지만 카메라의 검출 한계 아래의 설정을 조정.</li>
		<li>PH 7.5에 nigericin 해 부 버퍼에서 ovarioles의 다른 세트를 이미지 하 고 pHluorin 및 mCherry 이미지의 픽셀 농도 높은, 하지만 하지 포화 되도록 설정을 조정.</li>
		<li>이미지 난소 중 탄산염 해 부를 버퍼링 하 고 pHluorin 및 mCherry 이미지의 픽셀 농도 선택한 설정으로 포화 되지 확인 하십시오. 픽셀이 포화 되는 경우 필요에 따라 설정을 조정. 
		참고: 현미경 설정 매개 변수는 다를 수 있습니다 사용 되 고, 정확한 현미경 설치에 따라 그리고 각 실험에 대 한 최적화 해야 합니다. 현미경 후 설정 설정, 실험의 나머지를 위해 그들을 변경 하지 마십시오. 설정 제어 및 실험 조건에서 일관 되어야 합니다. 우리의 초기 피 실험에서 2, 3 포인트 nigericin 교정 곡선을 생성 하 고 메서드 중 하나를 사용 하 여 계산 된 피 사이의 큰 차이 발견. 그러나, 일반적으로, 보정 곡선에 더 많은 포인트의 추가 정확도 향상 시킬 예정 이라고. 따라서, 얼마나 많은 실험 조건의 주어진된 세트에 필요한 결정 하는 포인트의 서로 다른 숫자와 커브를 생성 좋습니다.</li>
	</ol></li> <li>데이터 수집: <ol><li>해 부, 장착, 그리고 중 탄산염 및 nigericin 버퍼 조건에서 샘플의 이미지를 수행. 해 부 및 장착, 최대 시간 보낸 후 샘플 한 세트를 이미징 초과할 수 없는 형광 강도 측정, 건강 한 조직에서 만들어진다 되도록 45 분.</li>
		<li>각 조건에 대해 적어도 5 germaria에 대 한 이미지를 수집.</li>
	</ol></li></ol> 3. -재판: 이미지 분석 <ol><li>FSCs, pFCs, 및 여 포 세포에서 형광 강도 측정 <ol><li>배경 빼기: <ol><li>오픈 처리 되지 않은 각 채널을 별도 창 (피지에서 이미지 그림 4C).</li>
			<li>관심 (ROI) 영역을 그리려면 사각형 도구를 사용 하 여 신호 없이 이미지의 부분에서 pHluorin 채널 창에서.</li>
			<li>옵션 단계: 배경 아래 강도 값과 함께 픽셀은 제외 하 고 최대 임계값의 상한값을 설정 임계값의 하한값을 설정. 임계값 설정 하면이 방식으로, 신호 없이 이미지의 분야는 주로 파란색 이며 신호가 명확 하 게 보이는 ( 그림 4A).</li>
			<li>투자 수익의 말은 형광 강도 측정합니다. 3 단계에서 임계값을 설정 하는 경우를 체크 해야는 &#34; 임계값 제한 &#34; 측정 설정 대화 상자에서 상자.</li>
			<li>각 채널 및 빼기 기능, 과정에서 발견을 사용 하 여 이미지의 조각에서 측정 된 배경 강도 빼기 &#8594; 수학 메뉴.</li>
			<li>반복 단계 3.1.1.2-6 단계 3.1.1.2에서,를 제외 하 고 mCherry 채널 창에 대 한 사각형 도구로 새로운 사각형 그리기 대신 복원 선택 함수 사용 하 여, 편집에 &#8594;와 같은 사각형을 추가 하려면 선택 메뉴 크기와 이미지에 위치.</li>
		</ol></li> <li>식별 FSCs, pFCs, 및 여 포 세포: <ol><li>FSCs, pFCs, 여 포 세포 형태학 및 위치 Concanavalin A 얼룩 사용 하 여 셀 경계 ( 그림 2)를 찾을 수 파악.</li>
			<li>FSCs 얇은 삼각형 셀 영역 2a/2b 국경에 germarium의 가장자리에 위치 하 고 있습니다. MCherry::pHluorin는 FSC에서에서 표현 하는 경우 금감위는 클론의 앞쪽 대부분 셀으로 식별할 수도 있습니다.</li>
			<li>pFCs는 불규칙 한 모양의 셀 영역 2b, 즉시 인접 하 고 다운스트림 FSCs.</li>
			<li>여 포 세포는 지역 3에서 생식 세포 낭종을 둘러싸고 있는 사각형 또는 열 셀.</li>
		</ol></li> <li>취득 형광 강렬 비율 <ol><li>관심의 셀 mCherry 채널에서 가장 높은 형광 강도가지고 있는 하나 이상의 분할 영역을 선택 하 고 있는지 확인에서 Concanavalin A 얼룩, 빨강 채널에서 본 foc에 선택한 슬라이스 내 우리.</li>
			<li>각 FSC와 pHluorin와 mCherry 모두의 평균 형광 강도 측정을 위해 선택한 조각 측정 ROI 그릴.</li>
			<li>MCherry 형광에 pHluorin의 비율을 계산 하기 위해 mCherry 채널의 평균 형광 강도 의해 pHluorin 채널의 평균 형광 강도 나눕니다.</li>
		</ol></li></ol></li> <li>파생 피 값 하 고 pseudocolored 이미지를 생성 <ol><li>파생 피 값 <ol><li>모든 경우에 선형 회귀 곡선 생성 같은 유전자 형의 파리에서 난소를 사용 하 여 두 실험 조건 제어. 두 개의 nigericin 버퍼 조건 ( 그림 3)에서 데이터를 사용 하 여 각 셀 형식에 대 한 선형 회귀 곡선을 생성 합니다. Excel에서이 그래프에 데이터를 플롯과 선형 추세선을 추가 하 여 수행할 수 있습니다. 또는 참조:</li> <li>기울기와 y 절편 선형 회귀 곡선의 nigericin 조건 및 라인의 방정식에서 계산 하는 사용 (y = mx + b)는 pHluorin mCherry 비율 값으로 변환 하는 중 탄산염의 샘플에서 계산 조건 pH 값입니다. 이 방정식에서 b에 대 한 사면 양식 (y-절편)을 대체, x에 비율 값을 입력 하 고 영에 대 한 해결</li>
		</ol></li> <li>피지에 비율 값을 반영 하는 pseudocolored 이미지 생성.
		<ol><li>배경 빼기 (단계 3에 대 한 위의 절차에 따라.1.1 및 그림 4).</li>
			<li>는 프로세스 메뉴에 이미지 계산기 기능을 사용 하 여 mCherry 채널에서 pHluorin로 나눕니다. 반드시는 &#34; 만들기 새 창 &#34; 및 &#34; 32 비트 (부동 소수점) 결과 &#34; 체크 박스 모두 선택. 룩 업 테이블 (LUT)을 변경, 열 또는 선택의 LUT 이미지 메뉴에서 발견. 다른 적합 한 옵션에 대 한 그림 4를 참조 하십시오.</li>
			<li>조정 밝기 및 대비 대화 상자에서 (이미지 &#8594; 조정 &#8594; 밝기/대비), 클릭에 &#34; 설정 &#34; 버튼. 세트는 최소 0 값을 표시 하 고 최대 표시 값 캡처 최고의 비율을 데이터, 일반적으로 1.0-2.0 ( 그림 5).</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol>
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저자는 공개 없다.

여기, 우리가 wildtype 조직 내의 FSC 혈통에 셀의 피를 측정 하는 방법을 설명 합니다. 이 프로토콜 개발 되어 있으며 우리가 처음 초파리 난소 조직에 피를 공부 하기 시작 했다 이후 지난 5 년간 정제 된. 그 시간 동안, 프로토콜 성공적으로 여러 조사 연구소에서 하 고 적어도 4 개의 다른 회전 디스크와 레이저 스캔 현미경에 의해 사용 되었습니다. 우리의 원래 관찰, 그 피 증가 FSC 계보에서 ?...

최근 연구 결과 세포 감 별 법 그리고 발육 이상 vivo에서1,중2피에 변화에 대 한 역할을 밝혔다. 이러한 연구 발견 그 피는 차별화의 동일한 단계에서 동일한 유형의 세포에서 현저 하 게 일관 하지만 과도 한 단계에서 다른 셀으로 변경. 경우에 따라 차별화, 피에 변화 세포 운명에 변화의 결과 그냥 아니다 하지만 대신 세포 운명, pH에 민감한 규제에 영향을 통해 변화를 촉진 하는 데 도움이 방해 피에서 변화를 부분적으로 차단 단백질 또는 차별화에 필요한 화학 반응입니다. 미래 연구 피 역학에서 vivo에서의 여러 가지 역할에 더 많은 통찰력을 가능성이 있다. 그러나, 피의 정확한 측정을 얻는 이다 vivo에서 분화 하는 동안 피를 공부 하는 과제 중 하나. 분화, 세포 형태학 및 유전자 발현에 변화 등의 다른 기능과 달리 피는 고정 되어 있고 표준 방법으로 permeabilized 셀에 유지 되지 않고 셀의 정한 화학 재산입니다. 또한, 강조 하는 셀에 안정 또는 실험적인 조작으로 인해 죽어가는 피 않을 수 있습니다. 따라서, 피를 측정할 때 살아 있고 가능한 건강 한 세포를 유지 하는 것이 중요 하다. 몇 가지 중요 한 염료는 vivo에서 깊이 또는 균등 하 게 조직 침투 하지 않습니다 그들은 때문에 공부에 대 한 그들이 경우 셀 문화3, 그러나 많은 피 측정을 위해 잘 작동 적합 하지 않습니다 사용할 수 있는 정확한 측정을 제공 하기 위해 .
우회 가난한 염료 침투의 문제, 우리와 다른 사용 유전자 인코딩된 프로브, mCherry::pHluorin4,5,,67, 특히 셀에에서 표현할 수 있는 관심과 살아있는 조직에 몇 군데의 종류입니다. pHluorin는 높은 pKa와 GFP의 변종 (~ 대 7.0 ~ 4.0)을 더 쉽게 더 높은 pH;에 주름 그래서 셀에 pHluorin 분자의 인구에서 방출 된 총 형광 강도 피8증가 함께 증가 합니다. 중요 한 것은, 형광은 정상 범위 내에 cytosolic 피 값의 선형. 반면, mCherry의 형광 (pKa ~ 4.5) cytosolic 범위 내에서 pH 변화에 민감 하지 않습니다. 이 두 기자 covalently 함께 그래서 그들은 항상 동일한 금액에 존재 한 열려있는 독서 프레임으로 인코딩된 단일 공상 단백질으로 연결 됩니다. 따라서, mCherry 형광 강도 pHluorin의 비율 피 각 셀에 프로브 농도를 정상화 하는 측정을 제공 합니다. 비율 다음 알려진된 pH 값에 equilibrated 조직에서 mCherry 비율에는 pHluorin를 취득 하 여 생성 되는 표준 곡선을 사용 하 여 피 값의 견적을 변환할 수 있습니다.
여기, 우리 mCherry::pHluorin를 사용 하 여 초파리 난소의 상피 FSC 혈통의 피를 측정 하는 방법을 설명 합니다. 이 특징이 잘 조직 상피 생물학, 줄기 세포 자체 갱신 및 차별화9,10,11, 집단 셀 마이그레이션12 등의 다양 한 측면을 모델링 하는 데 사용 되었습니다. , 개발 및 세포 극성13,14의 유지 보수. 여 포 상피 조직의 앞쪽 가장자리에 germarium15,16라고 하는 구조에 있는 2 개의 FSCs에 의해 생산 됩니다. Prefollicle 셀 (pFCs), 다시 틈새를 입력 하 고는 FSC 될 하거나 세 다른 여 포 세포 유형 중 하나에 차별화 라는 자손을 생산 하 고 자기 갱신 성인 기 동안 정기적으로 이러한 세포 분열: 극 지 세포, 줄기 세포, 또는 본체 여 포 세포입니다. 우리 보여주었다 이전 wildtype 조직에는 피 차별화, pFCs에서 7.0 FSCs에 약 6.8의 피에서 여 포 세포27.3에의 초기 단계 동안 꾸준히 증가. 심각 하 게 손상 pFC 차별화 편 표현된 나트륨/양성자 교환기, DNhe2의 RNAi 최저에 의해이 증가 차단, DNhe2 의 overexpression에 의해 피를 증가 하는 반면 약한 과도 차별화 하면 표현 형입니다. 이러한 결과 피 초기 FSC 혈통에 안정적으로 유지 되 고 실험적으로 될 수 있는 증가 또는 vivo에서감소를 보여 줍니다. 여기에 설명 된 방법은 wildtype 조직 또는 돌연변이 조직, RNAi 최저 또는 overexpression Gal4 관심과 mitotic 클론을 사용 하 여를 포함 하 여 다양 한 형태의 피 측정을 사용할 수 있습니다.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Fly Stocks&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>UAS-mCherry::pHluorin[1]</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>y1 w*;P{GawB}10930/CyO</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>7023</td><td></td></tr><tr><td>Act-Gal4 flipout stock</td><td>Bloomington Stock Center</td><td>4409</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Chemicals for Buffer preparation&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5886</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P-3911</td><td></td></tr><tr><td>glucose</td><td>Mallinckrodt</td><td>4912</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP310</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>M63</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C-5080</td><td></td></tr><tr><td>HCO3</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S-5761</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-9272</td><td></td></tr><tr><td>NMDG+</td><td>Sigma Aldrich</td><td>M-2004</td><td></td></tr><tr><td>K2HPO4</td><td>Mallinckrodt</td><td>7088</td><td>Use to Make KHPO4 pH 7.4</td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>BP362</td><td>Use to Make KHPO4 pH 7.4</td></tr><tr><td>Concanavalin A, Alexa Fluor 647 Conjugate</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>C21421</td><td>0.25 mg/ml dilution</td></tr><tr><td>Nigericin</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>N1495</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Dissection and mounting tools&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>2 Dumont Inox forceps (Size 5)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>NC9473431</td><td></td></tr><tr><td>2 23-gauge syringe needles</td><td>Sigma Aldrich</td><td>Z192457</td><td></td></tr><tr><td>9-well glass dissecting dish</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13-748B</td><td></td></tr><tr><td>Vacuum Grease</td><td>Dow Corning</td><td>1018817</td><td></td></tr><tr><td>22 X 40 mM glass coverslips</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12545C</td><td></td></tr><tr><td>Round Glass Coverslips, 12mm diameter, 0.13-0.16mm thickness</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>26023</td><td></td></tr><tr><td>3-D mounting chamber</td><td>custom manufactured</td><td></td><td>.stl and .ipt files for 3-D printer included as supplemental files</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Other equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pH meter</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>13-620-183A</td><td>Model: Accumet AB15</td></tr><tr><td>Dissection microscope</td><td>Olympus Corporation</td><td>0H11436</td><td>Model: SZ2-ST</td></tr><tr><td>Confocal Microscope</td><td>Leica Biosystems</td><td></td><td>SP5 or SP8 laser-scanning confocal microscope with a 40&amp;times; objective with a numerical aperture of 1.3</td></tr></tbody></table>

methods for imaging intracellular ph of the follicle stem cell lineage in live drosophila ovarian tissue

세포내 pH (피)에 변화 많은 세포 기능, 대사, 확산, 차별화 등의 규칙에 중요 한 역할을 재생 합니다. 일반적으로, 피 역학 순종 측정 하 고 실험적으로 피를 조작 하는 경작된 한 세포에 결정 됩니다. 그러나, 새로운 도구와 방법론의 최근 개발 그대로, 살아있는 조직 내에서 피 역학 공부를 가능 하 게 했다. 초파리 연구를 위한 하나의 중요 한 발전은 들고 피 바이오 센서는 유전자 변형 라인의 세대 mCherry::pHluorin. 여기, 우리는 우리가 일상적으로 사용 하 여 이미징 라이브 초파리 ovarioles에 대 한 mCherry::pHluorin 유전자 변형 야생 타입 라인;의 상피 뿌리 줄기 세포 (FSC) 혈통에 피를 측정 하는 프로토콜 설명 그러나, 여기에 설명 된 방법을 날개 디스크와 눈 상피를 포함 하 여 다른 조직에 쉽게 적용할 수 있습니다. 우리는 라이브 이미징, 및 취득 및 피 값을 가져올 이미지를 분석 하는 동안 난소 조직을 유지 하 FSC 혈통에 mCherry::pHluorin를 표현 하기 위한 기법을 설명 합니다.

여기 우리는 몇 가지 단계를 포함 하 여 포 상피에 피를 측정 하는 과정을 설명 했습니다. 먼저, 난소는 해 부 및 설치 도구를 사용 하 여 적절 한 유전자 (그림 1)의 파리에서 해 부. ovarioles는 다음 양적 형광 현미경 검사 법을 사용 하 여 몇 군데 하 고 이미지를 피 측정 분석. 각 이미지에 대 한 관심의 세포 유형 섹션 3.1 (그림 2)?...

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Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

라이브 초파리 난소 조직에 여 포 줄기 세포 계보의 이미징 세포내 pH에 대 한 방법

우리는 살아있는 초파리 난소 조직에는 상피 줄기 세포 계보의 세포내 pH를 이미징에 대 한 프로토콜을 제공 합니다. 유전자 변형 파리 양적 형광 이미징 사용 하 여 바이오 센서는 pH 바이오 센서, mCherry::pHluorin, 이미지를 표현 생성 하 고 표준 곡선, 생성 한 형광 강도 값을 pH 값으로 변환 하는 방법을 설명 합니다.

Changes in intracellular pH (pHi) play important roles in the regulation of many cellular functions, including metabolism, proliferation, and ...

methods-for-imaging-intracellular-ph-follicle-stem-cell-lineage-live

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Methods for Imaging Intracellular pH of the Follicle Stem Cell Lineage in Live Drosophila Ovarian Tissue

6.8K 조회수.  University of California, San Francisco. 우리는 살아있는 초파리 난소 조직에는 상피 줄기 세포 계보의 세포내 pH를 이미징에 대 한 프로토콜을 제공 합니다. 유전자 변형 파리 양적 형광 이미징 사용 하 여 바이오 센서는 pH 바이오 센서, mCherry::pHluorin, 이미지를 표현 생성 하 고 표준 곡선, 생성 한 형광 강도 값을 pH 값으로 변환 하는 방법을 설명 합니다.

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Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding fundamental biological mechanisms. Striking progress has been particularly evident in Drosophila, whose extensive toolkit of mutants and transgenic lines provides a convenient model to study evolutionarily-conserved developmental and cell biological mechanisms. We are interested in understanding the mechanisms that control cell fate specification in the adult peripheral nervous system (PNS) in Drosophila. Bristles that cover the head, thorax, abdomen, legs and wings of the adult fly are individual mechanosensory organs, and have been studied as a model system for understanding mechanisms of Notch-dependent cell fate decisions. Sensory organ precursor (SOP) cells of the microchaetes (or small bristles), are distributed throughout the epithelium of the pupal thorax, and are specified during the first 12 hours after the onset of pupariation. After specification, the SOP cells begin to divide, segregating the cell fate determinant Numb to one daughter cell during mitosis. Numb functions as a cell-autonomous inhibitor of the Notch signaling pathway.
Here, we show a method to follow protein dynamics in SOP cell and its progeny within the intact pupal thorax using a combination of tissue-specific Gal4 drivers and GFP-tagged fusion proteins 1,2.This technique has the advantage over fixed tissue or cultured explants because it allows us to follow the entire development of an organ from specification of the neural precursor to growth and terminal differentiation of the organ. We can therefore directly correlate changes in cell behavior to changes in terminal differentiation. Moreover, we can combine the live imaging technique with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) system to assess the dynamics of tagged proteins in mitotic SOPs under mutant or wildtype conditions. Using this technique, we and others have revealed novel insights into regulation of asymmetric cell division and the control of Notch signaling activation in SOP cells (examples include references 1-6,7 ,8).

Live-cell Imaging of Sensory Organ Precursor Cells in Intact Drosophila Pupae

In this video, we describe a method for live cell imaging of asymmetrically dividing sensory organ progenitor cells and epidermal cells in intact Drosophila pupae

손상의 감각 오르간 전구체 세포 라이브 셀 이미징 Drosophila Pupae

Since the discovery of Green Fluorescent Protein (GFP), there has been a revolutionary change in the use of live-cell imaging as a tool for understanding ...

연구

신경과학

Use of Drosophila S2 Cells for Live Imaging of Cell Division

Drosophila S2 cells are an important tool in studying mitosis in tissue culture, providing molecular insights into this fundamental cellular process in a rapid and high-throughput manner. S2 cells have proven amenable to both fixed- and live-cell imaging applications. Notably, live-cell imaging can yield valuable information about how loss or knockdown of a gene can affect the kinetics and dynamics of key events during cell division, including mitotic spindle assembly, chromosome congression, and segregation, as well as overall cell cycle timing. Here we utilize S2 cells stably transfected with fluorescently tagged mCherry:&#945;-tubulin to mark the mitotic spindle and GFP:CENP-A (referred to as &#8216;CID&#8217; gene in Drosophila) to mark the centromere to analyze the effects of key mitotic genes on the timing of cell divisions, from prophase (specifically at Nuclear Envelope Breakdown; NEBD) to the onset of anaphase. This imaging protocol also allows for the visualization of the spindle microtubule and chromosome dynamics throughout mitosis. Herein, we aim to provide a simple yet comprehensive protocol that will allow readers to easily adapt S2 cells for live imaging experiments. Results obtained from such experiments should expand our understanding of genes involved in the cell division by defining their role in several simultaneous and dynamic events. Observations made in this cell culture system can be validated and further investigated in vivo using the impressive toolkit of genetic approaches in flies.

Use of Drosophila S2 Cells for Live Imaging of Cell Division

Cell divisions can be visualized in real time using fluorescently tagged proteins and time-lapse microscopy. Using the protocol presented here, users can analyze cell division timing dynamics, mitotic spindle assembly, and chromosome congression and segregation. Defects in these events following RNA interference (RNAi)-mediated gene knockdown can be assessed and quantified.

Drosophila S2 cells are an important tool in studying mitosis in tissue culture, providing molecular insights into this fundamental cellular process in a ...

유전학

Visualizing the Effects of Oxidative Damage on Drosophila Egg Chambers using Live Imaging

Live imaging of Drosophila melanogaster ovaries has been instrumental in understanding a variety of basic cellular processes during development, including ribonucleoprotein particle movement, mRNA localization, organelle movement, and cytoskeletal dynamics. There are several methods for live imaging that have been developed. Due to the fact that each method involves dissecting individual ovarioles placed in media or halocarbon oil, cellular damage due to hypoxia and/or physical manipulation will inevitably occur over time. One downstream effect of hypoxia is to increase oxidative damage in the cells. The purpose of this protocol is to use live imaging to visualize the effects of oxidative damage on the localization and dynamics of subcellular structures in Drosophila ovaries after induction of controlled cellular damage. Here, we use hydrogen peroxide to induce cellular oxidative damage and give examples of the effects of such damage on two subcellular structures, mitochondria and Clu bliss particles. However, this method is applicable to any subcellular structure. The limitations are that hydrogen peroxide can only be added to aqueous media and would not work for imaging that uses halocarbon oil. The advantages are that hydrogen peroxide is readily available and inexpensive, acts quickly, its concentrations can be modulated, and oxidative damage is a good approximation of damage caused by hypoxia as well as general tissue damage due to manipulation.

The objective of this protocol is to use live imaging to visualize the effects of oxidative damage on the localization and dynamics of subcellular structures in Drosophila ovaries.

라이브 이미징을 사용하여 Drosophila 계란 챔버에 산화 손상의 효과 시각화

Live imaging of Drosophila melanogaster ovaries has been instrumental in understanding a variety of basic cellular processes during development, including ...

발생학

Nuclear Migration in the Drosophila Oocyte

Live cell imaging is particularly necessary to understand the cellular and molecular mechanisms that regulate organelle movements, cytoskeleton rearrangements, or polarity patterning within the cells. When studying oocyte nucleus positioning, live-imaging techniques are essential to capture the dynamic events of this process. The Drosophila egg chamber is a multicellular structure and an excellent model system to study this phenomenon because of its large size and availability of numerous genetic tools. During Drosophila mid-oogenesis, the nucleus migrates from a central position within the oocyte to adopt an asymmetric position mediated by microtubule-generated forces. This migration and positioning of the nucleus are necessary to determine the polarity axes of the embryo and the subsequent adult fly. One characteristic of this migration is that it occurs in three dimensions (3D), creating a necessity for live imaging. Thus, to study the mechanisms that regulate nuclear migration, we have developed a protocol to culture the dissected egg chambers and perform live imaging for 12 h by time-lapse acquisitions using spinning-disk confocal microscopy. Overall, our conditions allow us to preserve Drosophila egg chambers alive for a long period of time, thereby enabling the completion of nuclear migration to be visualized in a large number of samples in 3D.

Nuclear Migration in the Drosophila Oocyte

In Drosophila, the oocyte nucleus undergoes microtubule-dependent migration during oogenesis. Here, we describe a protocol that was developed to follow the migration by performing live imaging on egg chambers ex-vivo. Our procedure maintains egg chambers alive for 12 h to acquire multi-position 3D time-lapse movies using spinning-disk confocal microscopy.

드로소필라 오키테의 핵 이주

Live cell imaging is particularly necessary to understand the cellular and molecular mechanisms that regulate organelle movements, cytoskeleton ...

Confocal and Super-Resolution Imaging of Polarized Intracellular Trafficking and Secretion of Basement Membrane Proteins During Drosophila Oogenesis

The basement membrane (BM) - a specialized sheet of extracellular matrix present at the basal side of epithelial cells - is critical for the establishment and maintenance of epithelial tissue morphology and organ morphogenesis. Moreover, the BM is essential for tissue modeling, serving as a signaling platform, and providing external forces to shape tissues and organs. Despite the many important roles that the BM plays during normal development and pathological conditions, the biological pathways controlling the intracellular trafficking of BM-containing vesicles and how basal secretion leads to the polarized deposition of BM proteins are poorly understood. The follicular epithelium of the Drosophila ovary is an excellent model system to study the basal deposition of BM membrane proteins, as it produces and secretes all major components of the BM. Confocal and super-resolution imaging combined with image processing in fixed tissues allows for the identification and characterization of cellular factors specifically involved in the intracellular trafficking and deposition of BM proteins. This article presents a detailed protocol for staining and imaging BM-containing vesicles and deposited BM using endogenously tagged proteins in the follicular epithelium of the Drosophila ovary. This protocol can be applied to address both qualitative and quantitative questions and it was developed to accommodate high-throughput screening, allowing for the rapid and efficient identification of factors involved in the polarized intracellular trafficking and secretion of vesicles during epithelial tissue development.

Confocal and Super-Resolution Imaging of Polarized Intracellular Trafficking and Secretion of Basement Membrane Proteins During Drosophila Oogenesis

The basement membrane is essential for tissue and organ morphogenesis during development. To better understand the mechanisms leading to proper placement of this structure, the protocol presented describes methods to visualize and characterize the intracellular trafficking and secretion of basement membrane proteins in epithelial cells using confocal and super-resolution microscopy.

초 파리 Oogenesis 동안 양극화 된 세포 내 밀매 및 기저막 단백질의 분비의 공초점 및 수퍼 해상도 이미징

The basement membrane (BM) - a specialized sheet of extracellular matrix present at the basal side of epithelial cells - is critical for the establishment ...

Real-Time Imaging of Germline Stem Cells in Drosophila Ex Vivo Germaria Culture

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to explore the dynamics of a myriad of developmental processes, such as cell division, stemness, differentiation, migration, apoptosis, autophagy, cellular adhesion, etc., over time. Recently, we have implemented an extended ex vivo culture and live imaging of the female Drosophila GSC niche. Using a Drosophila line harboring a GFP::Par-1 transgene as an example, this method allows the visualization of the GSCs&#39; asymmetric division within their niche and the description of the changes in the spectrosome morphology along the cell cycle. Here, we present a detailed protocol for the ex vivo culture of Drosophila germaria, enabling prolonged visualization of the female GSC niche. Importantly, this protocol is broadly applicable to live imaging GSCs with multiple fluorescently tagged proteins of interest that are available in stock centers and/or in the Drosophila research community.

Here, we provide a detailed protocol to perform live imaging of the asymmetric division of germline stem cells (GSCs) in the Drosophila ovarian niche. We use a transgenic line that ubiquitously expresses a green fluorescent protein (GFP) fusion of the spectrosome protein Par-1.

Live imaging methods allow the analysis of dynamic cellular processes in detail and in real-time. The Drosophila ovary represents an excellent model to ...

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. The molecular clock within each pacemaker neuron generates circadian rhythms in gene expression, which underlie the rhythmic neuronal functions essential to the operation of the circuit. Investigation of the properties of the individual molecular oscillators in different subclasses of pacemaker neurons and their interaction with neuronal signaling yields a better understanding of the circadian pacemaker circuit. Here, we present a time-lapse fluorescent microscopy approach developed to monitor the molecular clockwork in clock neurons of cultured Drosophila larval brain. This method allows the multi-day recording of the rhythms of genetically encoded fluorescent circadian reporters at single-cell resolution. This setup can be combined with pharmacological manipulations to closely analyze real-time response of the molecular clock to various compounds. Beyond circadian rhythms, this multipurpose method in combination with powerful Drosophila genetic techniques offers the possibility to study diverse neuronal or molecular processes in live brain tissue.

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The goal of this protocol is to establish ex vivo Drosophila larval brain culture optimized to monitor circadian molecular rhythms with long-term fluorescence time-lapse imaging. The application of this method to pharmacological assays is also discussed.

단일 셀 해상도 형광 애벌레 뇌 문화에 살고 있는 초파리 Circadian Clock의 이미징

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. ...

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

The Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating fundamental questions such as cytoskeletal function, cell organization, and organelle structure and function. The availability of various GFP-tagged proteins means that many cellular processes can be monitored in living cells over the course of minutes or hours, and using this technique, processes such as RNP transport, epithelial morphogenesis, and tissue remodeling have been described in great detail in Drosophila oocytes1,2.
The ability to perform video imaging combined with a rich repertoire of mutants allows an enormous variety of genes and processes to be examined in incredible detail. One such example is the process of ooplasmic streaming, which initiates at mid-oogenesis3,4. This vigorous movement of cytoplasmic vesicles is microtubule and kinesin-dependent5 and provides a useful system for investigating cytoskeleton function at these stages.
Here I present a protocol for time lapse imaging of living oocytes using virtually any confocal microscopy setup.

Live Imaging of GFP-labeled Proteins in Drosophila Oocytes

A protocol for live imaging of GFP-tagged proteins or autofluorescent structures in individual Drosophila oocytes is described.

에 GFP-라벨 단백질의 영상을 라​​이브<em&gt; Drosophila</em&gt; Oocytes

The  Drosophila oocyte has been established as a versatile system for investigating  fundamental questions such as cytoskeletal function, cell ...

생물학

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled analysis of cell and developmental biology from a variety of methodological angles. Live imaging is an emerging method for observing dynamic cell processes, such as cell division or cell motility. Having isolated mutations in uncharacterized putative cell cycle proteins it became essential to observe mitosis in situ using live imaging. Most live imaging studies in Drosophila have focused on the embryonic stages that are accessible to manipulation and observation because of their small size and optical clarity. However, in these stages the cell cycle is unusual in that it lacks one or both of the gap phases. By contrast, cells of the pupal wing of Drosophila have a typical cell cycle and undergo a period of rapid mitosis spanning about 20 hr of pupal development. It is easy to identify and isolate pupae of the appropriate stage to catch mitosis in situ. Mounting intact pupae provided the best combination of tractability and durability during imaging, allowing experiments to run for several hours with minimal impact on cell and animal viability. The method allows observation of features as small as, or smaller than, fly chromosomes. Adjustment of microscope settings and the details of mounting, allowed extension of the preparation to visualize membrane dynamics of adjacent cells and fluorescently labeled proteins such as tubulin. This method works for all tested fluorescent proteins and can capture submicron scale features over a variety of time scales. While limited to the outer 20 &#181;m of the pupa with a conventional confocal microscope, this approach to observing protein and cellular dynamics in pupal tissues in vivo may be generally useful in the study of cell and developmental biology in these tissues.

Imaging Through the Pupal Case of Drosophila melanogaster

This paper demonstrates the use of a fast scanning confocal microscope to image cell behavior directly through the puparium. By leaving the pupal case intact, this method allows observation and measurement of dynamic cell processes at a stage of Drosophila development that is difficult to study directly.

의 번데기 케이스를 통해서 영상<em&gt; 초파리</em

The longstanding use of Drosophila as a model for cell and developmental biology has yielded an array of tools. Together, these techniques have enabled ...

Studying Mitochondrial Structure and Function in Drosophila Ovaries

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial functionality. Fluorescence microscopy is an indispensable tool for the direct assessment of mitochondrial structure and function in live cells and for studying the mitochondrial structure-function relationship, which is primarily modulated by the molecules governing fission and fusion events between mitochondria. This paper describes and demonstrates specific methods for studying mitochondrial structure and function in live as well as in fixed tissue in the model organism Drosophila melanogaster. The tissue of choice here is the Drosophila ovary, which can be isolated and made amenable for ex vivo live confocal microscopy. Furthermore, the paper describes how to genetically manipulate the mitochondrial fission protein, Drp1, in Drosophila ovaries to study the involvement of Drp1-driven mitochondrial fission in modulating the mitochondrial structure-function relationship. The broad use of such methods is demonstrated in already-published as well as in novel data. The described methods can be further extended towards understanding the direct impact of nutrients and/or growth factors on the mitochondrial properties ex vivo. Given that mitochondrial dysregulation underlies the etiology of various diseases, the described innovative methods developed in a genetically tractable model organism, Drosophila, are anticipated to contribute significantly to the understanding of the mechanistic details of the mitochondrial structure-function relationship and to the development of mitochondria-directed therapeutic strategies.

Studying Mitochondrial Structure and Function in Drosophila Ovaries

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial functionality. Specific methods for studying mitochondrial structure and function in live and fixed Drosophila ovaries are described and demonstrated in this paper.

에서 미토콘드리아의 구조와 기능을 연구<em&gt; 초파리</em&gt; 난소

Analysis of the mitochondrial structure-function relationship is required for a thorough understanding of the regulatory mechanisms of mitochondrial ...

라이브 초파리 난소 조직에 여 포 줄기 세포 계보의 이미징 세포내 pH에 대 한 방법

요약

더 많은 비디오 탐색

이 비디오의 챕터

손상의 감각 오르간 전구체 세포 라이브 셀 이미징 Drosophila Pupae

Use of Drosophila S2 Cells for Live Imaging of Cell Division

라이브 이미징을 사용하여 Drosophila 계란 챔버에 산화 손상의 효과 시각화

드로소필라 오키테의 핵 이주

초 파리 Oogenesis 동안 양극화 된 세포 내 밀매 및 기저막 단백질의 분비의 공초점 및 수퍼 해상도 이미징

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

단일 셀 해상도 형광 애벌레 뇌 문화에 살고 있는 초파리 Circadian Clock의 이미징

에 GFP-라벨 단백질의 영상을 라이브

의 번데기 케이스를 통해서 영상

에서 미토콘드리아의 구조와 기능을 연구

라이브 초파리 난소 조직에 여 포 줄기 세포 계보의 이미징 세포내 pH에 대 한 방법

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손상의 감각 오르간 전구체 세포 라이브 셀 이미징 Drosophila Pupae

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라이브 이미징을 사용하여 Drosophila 계란 챔버에 산화 손상의 효과 시각화

드로소필라 오키테의 핵 이주

초 파리 Oogenesis 동안 양극화 된 세포 내 밀매 및 기저막 단백질의 분비의 공초점 및 수퍼 해상도 이미징

Extended Live Imaging of Female Drosophila melanogaster Germline Stem Cell Niches

단일 셀 해상도 형광 애벌레 뇌 문화에 살고 있는 초파리 Circadian Clock의 이미징

에 GFP-라벨 단백질의 영상을 라​​이브

의 번데기 케이스를 통해서 영상

에서 미토콘드리아의 구조와 기능을 연구

에 GFP-라벨 단백질의 영상을 라이브