(; EJD EY022383 및 EY022683) 및 코어 보조금 (P30EY001765), 이미징 및 현미경 코어 모듈이 작품은 국립 보건원 (National Institutes of Health)의 연구비에 의해 지원되었다.

윤리 정책 : 모든 절차가 존스 홉킨스 대학 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 명시된 지침에 따라 수행 하였다. 주의 : 다른 설치류 균주 또는 종도 사용될 수 있지만 촬영시 사용되는 마우스는 잭슨 C57BL / 6 마​​우스이다. 다른 균주 또는 종을 사용하는 경우, 마취 용량 및 부상의 타임 라인이 다를 수 있음을 유의하십시오. 이 균주 종 실험의 변화를 수용하기 위해 I / R 조건에 적응하는 것이 중요하다. 1. 마취 칵테일을 준비 <ol><li> 50 ML의 원심 분리 관에 1.25 ml의 케타민, 0.625 ml의 크 실라, 0.375 ml의 아세 프로 마진, 그리고 22.75 ml의 인산염 완충 생리 식염수를 결합합니다. 주 : 원고의 나머지 부분이 용액 칵테일로 지칭 될 것이다. </li><li> 60 ML의 주사기와 0.20 μm의 필터를 사용하여 새 멸균 50 ML의 원심 분리기 튜브에 칵테일을 필터링합니다. 레이블 및 날짜이 새로운 부엉있다. </li><li> 완전 마취 광 유도 열화를 방지하기 위해 알루미늄 포일의 칵테일 튜브를 감싸는. 주 : 칵테일을 실온에서 보관하고 그 초기 만료 성분의 유효 기간까지 재사용 될 수있다. </li></ol> 2. 마취 부스터를 준비 <ol><li> 50 mL의 원심 분리 튜브에 4 mL의 케타민과 16 ㎖의 인산염 완충 식염수를 결합한다. 참고 :이 솔루션은 이제부터 부스터 라한다. </li><li> 60 ML의 주사기와 0.20 μm의 필터를 사용하여 새 멸균 50 ML의 원심 분리기 튜브에 부스터를 필터링합니다. 레이블 및 날짜 새로운 튜브. 주 : 부스터 실온에서 보관하고 그 초기 만료 성분의 유효 기간까지 재사용 될 수있다. </li></ol> 3. 수술 스위트 룸을 준비 <ol><li> 18 ° C와 21 ° C 사이의 실내 온도를 설정합니다. </li><li> 수술 테이블 켜고 highe에 표면의 열을 조절세인트 온도. </li><li> 수술 underpads 모든 작업 표면을 커버. </li><li> 따뜻한 수술 테이블에 빈 케이지 또는 다른 컨테이너를 정렬합니다. </li><li> 규모와 조리대에 귀 술래를 정렬합니다. </li></ol> 4. 헤파린 나트륨과 균형 소금 솔루션을 준비 <ol><li> 균형 염 용액 (HBSS)에 500㎖의 IV 병에 헤파린 나트륨 0.5ml를 추가. </li><li> 0.1 % 헤파린 나트륨의 병에 Y 사이트 튜브 prepierced 기본 세트의 날카로운 끝을 삽입합니다. </li></ol> 5. IV 극 설정 <ol><li> IV를 극 확장에서 0.1 % 헤파린 나트륨의 병을 중단하고, Y 사이트 튜브 prepierced 기본 세트에 에어 필터 캡을 열고 스냅. </li><li> 163cm (120mm 수은)에 0.1 % 헤파린 나트륨 병을 상승. 나트륨 헤파린 물방울의 피크에 테이블 탑의 높이를 측정한다. </li><li> 수동으로 Y 사이트 튜브 prepierced 차 세트를 쓸어 넘겨하여 IV 튜브에 공기 방울을 제거합니다. </l난&gt; </ol> 6. 나트륨 헤파린 드립 설정 <ol><li> 다섯 밸브 매니 폴드에 Y 사이트 튜브 prepierced 차 세트를 연결합니다. </li><li> 30 게이지를 연결 ½ 남성 튜브 피팅을 루어하는 루어 남성을 사용하여 오 포트 매니 폴드 인치 바늘. </li><li> 30 게이지 튜브의 자신의 10 인치 세그먼트로 30 게이지 ½ 인치 바늘을 각각 삽입합니다. </li><li> 지혈제를 사용하여, 새로운 30 게이지 ½ 인치 바늘의 바늘 끝을 중단하고 30 게이지 튜브에 자신의 무딘 끝을 삽입합니다. 바늘 끝의 멸균 또는 소독 단계 8.3에 대한 필요합니다. </li><li> 테이프를 사용하여, 내부 포트에 연결된 튜브 외부 포트에 연결된 관의 상부에 위치되도록 바늘 30 게이지 튜브를 배열. 이 배열은 전방 삽관시 튜브의 엉킴을 방지 할 수 있습니다. </li><li> 다섯 밸브 매니 폴드에 0.1 % 헤파린 나트륨의 흐름과 각 개별 포트에 설정합니다. <ol><li> 확인이 0.1 %헤파린 나트륨은 각 포트에 대해 강력하게 흐르고 있습니다. 포트가 약하게 흐르는 경우, 포트를 교체하거나 멸균 주사기에서 공기를 취소합니다. </li><li> 30 게이지 튜브 및 5- 밸브 매니 폴드로부터 기포를 제거하기 위해 3 분 - 0.1 %의 헤파린 나트륨 2 흐르게. </li></ol></li><li> 5 밸브 매니 폴드의 모든 포트의 전원을 끄십시오. </li></ol> 7. 수술에 대한 마우스를 준비합니다 <ol><li> 수술 제품군에 마우스를 가져옵니다. 수술 중에 동물의 탈수를 방지하기 위해 각 케이지 물 병 공급. </li><li> 각 마우스의 무게를 기록한다. </li><li> 복강 g의 체중 당 0.02 ml의 칵테일 각 마우스를 주입한다. </li><li> 태그 및 각 마우스의 수를 기록한다. </li><li> 수술 테이블에 빈 용기에 모든 마우스를 놓습니다. 발가락 핀치에 페달 철수 응답의 부재에 의해 확인 된 깊은 마취를 달성하기 위해 모든 마우스에 대해 5 ~ 10 분을 허용합니다. </li><li> 각 마우스의 경우, 한 방울 관리동공 팽창 및 단기 윤활에 대한 각각의 눈에 Tropicamide. </li><li> 각 마우스의 경우, 국소 마취 및 단기 윤활에 대한 각각의 눈에 Proparacaine 한 방울을 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 첫 번째 마우스 될 것 마취 된 최초의 마우스 유관 될 수 있도록 마취의 순서로 마우스를 정렬합니다. </li><li> 허용은 거의 눈 2 분을 적용하려면 삭제합니다. </li><li> 테이프에 단단하게 잡아 당겨 테이프의 연속 4 인치 조각을 준비한다. 옆으로 각각 마우스 테이프의 한 조각을 설정합니다. 주 : 테이프에 단단히 당겨 실패하면 테이프의 컬링 발생합니다. </li></ol> 8. Cannulate 전방 <ol><li> 수술 현미경 아래의 첫 번째 마우스를 정렬하고, 선호하는 각막에 현미경을 집중한다. 주 : 캐 뉼러가 하나의 눈에 대해 수행 될 수있다. 오른쪽 지배적 인 외과 의사 난을 찾을 수 있습니다왼쪽 지배적 인 외과 의사가 오른쪽을 선호 수 있지만 t 가장 쉬운 방법은 왼쪽 눈을 cannulate합니다. </li><li> 다섯 밸브 매니 폴드의 첫 번째 0.1 % 헤파린 나트륨 포트의 전원을 켭니다. </li><li> 수술 현미경 부드럽게 눈 proptose 집게 쌍을 사용한다. 모양 소대 섬유와 각막의 정점 사이의 중간 쯤 전방에 30 게이지 정맥 바늘을 삽입합니다. <ol><li> 긁힘이나 조리개, 렌즈, 또는 내부 각막 표면을 천공 않도록주의하십시오. </li><li> 각막를 두 번 관통하지 마십시오. </li><li> 캐 뉼러와 각막 사이의 마찰을 극복하기 위해 부드러운 비틀림 운동을 사용하여 전방의 깊이 캐 뉼러를 삽입합니다. </li></ol></li><li> 테이블에 30 게이지 튜브를 보호하는 테이프의 스트립을 사용합니다. 테이프에 도달하면서 삽입 된 캐 뉼러의 움직임을 최소화하기 위해, 탁상에 대해 30 게이지 튜브를 누릅니다. </li><li> 수술의 시작 시간을 기록한다. </li><li> verif, 현미경을 사용하여누설이 분명하지 y를. 누설이 존재하는 경우, 유체의 이동이 눈에 가까운 표시됩니다. </li><li> 시각적으로 I / R 눈이 반대편 눈보다 더 큰 것을 관찰함으로써 안구 팽창을 확인합니다. 함께, 누설의 유무와 안구 팽창의 존재 안압 성공적인 상승 보여준다. </li><li> 두 눈에 하이 프로 멜로 오스를 적용합니다. 하이 프로 멜로 오스는 각막과 실 microleaks에 기름칠을하는 역할을한다. 지속적인 윤활 (약 30 분마다)를 필요에 따라 하이 프로 멜로 오스 다시 적용합니다. </li><li> 모든 동물은 유관 때까지 반복 8 단계. </li></ol> 9. 모니터 마취 <ol><li> 발가락 핀치를 사용, 수염, 또는 꼬리의 육안 관찰의 육안 관찰 각 마우스를 마취 남아 있는지 확인합니다. 마우스가 페달 철수 응답, 수염 경련, 또는 꼬리의 움직임을 보여해야, 9.2 단계로 바로 진행합니다. </li><li> 마우스는 수술, 리프트 중 각성되기 시작하면꼬리는 마우스 뒤에서 하복부에 복강 0.05 ml의 부스터를 삽입합니다. 부스터을 적용하려면 2 분 1 - 허용합니다. </li><li> 마우스 추가 진정, 필요에 따라 단계를 반복 구를 필요로한다. </li></ol> 10. 전방에서 정맥을 제거 <ol><li> 각 동물의 경우, 90 분 경과 후, 부드럽게 전방에서 캐 뉼러를 당깁니다. </li><li> 인접한 동물의 정맥 튜브를 방해하지 않도록주의하면서 수술 테이블에서 마우스를 Untape. </li><li> 젤리 윤활유와 함께 두 눈을 윤활합니다. </li><li> 이후 캐 뉼러가 제거되기 때문에, 수술에서 회복 수술 테이블에 빈 컨테이너에 마우스를 정렬합니다. 수술 테이블의 열을 끄지 마십시오. </li><li> 가열 수술 테이블에 복구를 위해 3 시간 - 2, 최소한 허용합니다. 그들이 완전히 마취에서 회복 자주 때까지 쥐를 관찰한다. </li></ol> 11. 청소 식uipment <ol><li> 알코올 잎사귀를 사용하여 캐 뉼러를 소독. 참고 사항 : 오토 클레이브 등의 소독 또는 살균을위한 다른 방법은, 치환 될 수있다. </li><li> 공기로 가득 60 ML의 주사기를 사용하여 5 밸브 매니 폴드에서 0.1 % 헤파린 나트륨, 30 게이지 바늘, 30 게이지 튜브 및 캐 뉼러를 추방. </li><li> 증류수로 가득 60 ML의 주사기를 사용하여 5 밸브 매니 폴드, 30 게이지 바늘, 30 게이지 튜브 및 캐 뉼러를 씻어. </li><li> 공기로 가득 60 ML의 주사기를 사용하여 5 포트 매니 폴드, 30 게이지 바늘, 30 게이지 튜브 및 캐 뉼러에서 증류수를 추방. </li><li> 캐 뉼러를 소독 및 튜브 장치를 세척 후 재사용이 장비를 저장합니다. </li><li> 쇼핑몰, 폐기, 또는 기타 모든 장비의 전원을 끄십시오. 에 수술 테이블의 열을 남겨주세요. </li></ol> (12) 반환 그들의 홈 케이지에 대한 모든 마우스 <ol><li> 마우스 (2 후 - 3 시간) 수술에서 각성 후 홈 케이지에 각 동물을 반환. 각 케이지에 대한 겔 음식을 제공합니다. 자신의 지정된 방에 모든 새장을 돌려줍니다. </li><li> 수술 테이블의 열을 끕니다. 모든 폐기물을 폐기하고, 수술 제품군을 닦아. </li></ol> 13. 망막 평가를 수행 <ol><li> 적절한 전위도 기록에 대한 조직 학적 분석이나 어두운 적응 마우스에 대한 망막를 수집합니다. </li></ol>

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The authors have no disclosures.

망막 I / 상승 된 안압에 의해 R 부상은 쥐 망막 신경 혈관 단위 세포 손상 및 기능 장애, 특히 신경 퇴행을 모델링의 유틸리티를 입증했다. 이 절차는 강력한 제어 조직을 제공하고, 기술적 인 정교함 측면에서 쉽게 액세스 할 수 있습니다. 그것은이 압력 및 허혈의 지속 시간을 증가 시키면 부상의 심각도 (24)을 증가시킬 수있다 다른 I / R 손상 모델에 주목하고있다. 이러한 이유로, 일부 실...

망막 허혈 - 재관류 (I / R)은 녹내장, 당뇨 망막 병증, 망막 혈관 폐색 1 등 많은 인간의 망막 병변을 특징. 순환이 계속해서 복원 할 때 망막 I / R에있어서, 망막 혈관의 혈류 감소 (허혈) 망막 산소 및 기타 영양소 과민, 심각한 산화 침전 및 염증성 손상 상태를 생성한다 (재관류) 2. 신경 망막이 망막 신경 퇴행 아마도 I / R에 의한 손상의 가장 두드러진 특징 인,이 변화에 특히 취약 나타납니다. 마우스 망막 I / R 부상을 모델링하기위한 프로토콜은 여기에 제시했다. 이 기술은 망막 신경 혈관 유닛의 인간 질병의 잠재적 기전 및 치료 전략을 조사하는 연구를 가능하게한다. 수술 빈혈 (3)의 신경 퇴행성 결과를 이해하고자하는 외과 의사에 의해 1952 년에 개척, 로덴t의 망막의 I / 상승 된 안압 (IOP)에 의해 R은 허혈성 모욕 사 후 신경 퇴행성 엔드 포인트를 표준화하기위한 목적으로 1991 년에 재건되었다. 수축기 혈압 상기 IOP 인상 식염수 탱크의 물방울을 사용하여, 이러한 연구는 가압 안구 삽관은 망막의 순환을 중단시켜 신경 퇴행을 개시하기에 충분한 것을 보여 주었다. 높은 안압에 의해 망막 I / R을 사용하여 최근의 노력은 I / R에 의한 망막 신경 퇴행 5-12의 기초가되는 메커니즘을 자세히 설명하기 시작했다. 여러 그룹은 염증 13, 14, 혈관 투과성 15, 16, 모세 혈관 변성 14,17 등의 추가 병리학 적 변화를보고했다. 함께 찍은, 이러한 연구는 더 일반적으로 망막 신경 혈관 질환의 모델로 높은 안압에 의해 망막 I / R 부상을 설립했다. I / R 손상의 메커니즘을 특성화하는 것은 버지니아의 연구에 필수적이다scular 질병. 높은 안압에 의해 망막 I / R 손상은 I / R 폐암 (18)의 부상, 심장 (19), 뇌 (20), 간 (21), 신장 (22), 및 소장 (23)을 포함하여 많은 저산소증에 의한 손상 모델 중 하나입니다. 이러한 모델은 혈관 질환에 대한 우리의 이해와 임상 치료의 발전에 가장 중요한왔다. 안구 조직, 망막 I / 상승 된 안압에 의해 R 부상에 I / R 프로세스의 조사를 확장함으로써 이러한 관련 조건보다 포괄적 인 그림을 그릴 수 있습니다. 망막 임상 신경 퇴행성 조건, 망막 I / 상승 된 안압에 의해 R 부상과 긴밀하게 대응하는 허혈성 병인을 탐험에 관심있는 연구자를위한 유용한 도구를 제공합니다. 여기에 설명 된 프로토콜은, 다루기 쉬운, 및 액세스를 대상으로합니다. 그것은 이러한 망막 신경 세포의 정량, 망막 두께의 측정, 전기 생리 연구 등의 신경 변성에 엔드 포인트에 의해 잘 보완망막 신경 기능 ecording. 이 모델은 신경 혈관 문의 발전에 자사의 유틸리티를 입증하고, 시각적 의학 연구의 기초 프로토콜로 상태를 적립의 약속을 보여줍니다.

<table><tbody><tr><td>Heparin Sodium Injection, USP</td><td>Abraxis Pharmaceutical Products</td><td></td><td>1,000 USP/ml</td></tr><tr><td>BSS Sterile Irrigating Solution</td><td>Alcon Laboratories, Inc.</td><td>9007754-0212</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>SC-2 kg Digital Pocket Scale</td><td>American Weigh Scales, Inc.</td><td>SC-2 kg</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide Ophthalmic Solution USP 1%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>1% (10 mg/ml)</td></tr><tr><td>Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution USP, 0.5%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>0.5% (5 mg/ml)</td></tr><tr><td>INTRAMEDIC Polyethylene Tubing</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>427400</td><td>Inner diameter: 427400</td></tr><tr><td>30 G 1/2 PrecisionGlide Needles</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>BC 1 ml TB Syringe, Slim Tip with Intradermal Bevel Needle, 26 G x 3/8</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>BD 60 ml Syringe Luer-Lok Tip</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss OPMI Visu 200/S8 Microscope</td><td>Carl Zeiss AG</td><td>000000-1179-101</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Syringe Filter</td><td>Corning Inc.</td><td>CLS431224</td><td>0.20 &amp;micro;m</td></tr><tr><td>Durasorb Underpads</td><td>Covidien</td><td>1038</td><td>23 x 24 inches</td></tr><tr><td>Alcohol Prep</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td>2 Ply, Medium</td></tr><tr><td>Student Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Hartman Hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Primary Set, Macrobore, Prepierced Y-Site, 80 Inch</td><td>Hospira</td><td>12672-28</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline pH 7.4 (1x)</td><td>Invitrogen</td><td>10010-049</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Invitrogen</td><td>15230-204</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>C57BL/6J Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed Injection: Xylazine Sterile Solution</td><td>LLOYD, Inc.</td><td></td><td>20 mg/ml</td></tr><tr><td>Lubricating Jelly, Water Soluble Bacteriostatic</td><td>MediChoice</td><td></td><td>3-Gram Packet</td></tr><tr><td>NAMIC Angiographic Pressure Monitoring Manifold</td><td>Navilyst Medical, Inc.</td><td>70039355</td><td>5-Valve Manifold with Seven Female Ports</td></tr><tr><td>Goniosoft, Hypromellose 2.5% Ophthalmic Demulcent Solution: Hydroxypropyl Methylcellulose</td><td>OCuSOFT, Inc.</td><td></td><td>2.5% (25 mg/ml)</td></tr><tr><td>Ketaset CIII: Ketamine Hydrochloride</td><td>Pfizer, Inc.</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Trans-Pal I.V. Stand&amp;nbsp;</td><td>Pryor Products</td><td>372</td><td>Furnished with a home-constructed 60-cm stainless steel extension</td></tr><tr><td>Acepromazine: Acepromazine Maleate Injection, USP</td><td>Vet One</td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>V-Top Surgery Table/Adjustable Hydraulic</td><td>VSSI</td><td>100-4041-21</td><td></td></tr><tr><td>Tube Fitting Luer Male to Luer Male</td><td>Warner Instruments</td><td>64-1579</td><td></td></tr></tbody></table>

a mouse model of retinal ischemia-reperfusion injury through elevation of intraocular pressure

망막 허혈 - 재관류 (I / R)은 녹내장, 당뇨 망막 병증, 망막 혈관 폐색 등 다양한 안구 조건에서 세포 손상에 기여하는 병태 생리 학적 과정이다. I / R 손상의 쥐 모델은 특히 망막 신경 혈관의 퇴행성 손상 부에 대하여, 인간의 I / R 손상 메커니즘 및 치료 전략에 중요한 식견을 제공한다. 안압의 상승을 통해 생쥐의 망막 I / R 손상을 유도하기위한 프로토콜은 여기에 제시했다. 이 프로토콜에서, 안구 전방은 높은 염분 저수지의 물방울을 흐르는 바늘과 유관된다. 수축기 동맥 혈압보다 안압 상승이 물방울을 사용하여, 개업 일시적으로 내부 망막 혈류 (국소 빈혈을) 중단. 순환이 캐뉼라를 제거함으로써 (재관류)을 복원하는 경우, 심각한 세포 손상은 망막 신경 퇴행 궁극적 결과 계속된다. 최근 스터드이거는이 모델의 추가 요소로 염증, 혈관 투과성 및 모세관 변성을 보여줍니다. 이러한 망막 동맥 결찰, 망막 I /에 의해 R 부상으로 대체 망막 I / R 방법론에 비해 안압에 신경 기전과 치료를 검사하기위한 유용한 도구로 자신을 제시, 그 해부학 적 특이성, 실험 취급 용이성, 기술적 접근에 이점을 제공 상승 망막 신경 혈관 장치.

높은 안압에 의해 망막 I / R의 신경 퇴행성 효과는 일반적으로 두 가지 표준 방법을 사용하여 평가됩니다. 신경 세포의 핵의 NeuN의 immunolabeling는 I / R 모욕 (그림 1) 다음과 같은 중요한 신경 세포 손실을 공개했다. 내가 / R이, 파라 포름 알데히드에 고정 된 신경 세포 마커 NeuN으로 표시하고, 전체 탑재 한 후 간단히, 눈은 7 일 탈핵. 이미지는 공 초점 현미경을 ?...

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A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

이 문서에서는 마우스에서 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상을 유도하는 절차를 설명합니다. 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상은 망막 신경 혈관 기기의 인간 질병에 대한 잠재적 인 세포 메커니즘과 치료를 조사하는 연구를 가능하게 망막에 손상 산소와 영양 공급에 의해 특징 인간의 병리를 모델링하는 역할을한다.

안압 상승을 통해 망막 허혈 - 재관류 손상의 마우스 모델

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

a-mouse-model-retinal-ischemia-reperfusion-injury-through-elevation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

14.8K 조회수.  Johns Hopkins University.  이 문서에서는 마우스에서 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상을 유도하는 절차를 설명합니다. 안압 상승으로 망막 허혈 - 재관류 손상은 망막 신경 혈관 기기의 인간 질병에 대한 잠재적 인 세포 메커니즘과 치료를 조사하는 연구를 가능하게 망막에 손상 산소와 영양 공급에 의해 특징 인간의 병리를 모델링하는 역할을한다. 

비디오: A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Laser-Induced Chronic Ocular Hypertension Model on SD Rats

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

SD 쥐에서 레이저 유도 만성 안구 고혈압 모델

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular ...

연구

생물학

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

비주얼 결함의 특성을 만성 안구 고혈압의 레이저 유도 마우스 모델

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

의학

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the brain for visual perception. Damage to RGCs and their axons leads to vision loss and/or blindness. Although the specific cause of glaucoma is unknown, the primary risk factor for the disease is an elevated intraocular pressure. Glaucoma-inducing procedures in animal models are a valuable tool to researchers studying the mechanism of RGC death. Such information can lead to the development of effective neuroprotective treatments that could aid in the prevention of vision loss. The protocol in this paper describes a method of inducing glaucoma - like conditions in an in vivo rat model where 50 &#181;l of 2 M hypertonic saline is injected into the episcleral venous plexus. Blanching of the vessels indicates successful injection. This procedure causes loss of RGCs to simulate glaucoma. One month following injection, animals are sacrificed and eyes are removed. Next, the cornea, lens, and vitreous are removed to make an eyecup. The retina is then peeled from the back of the eye and pinned onto sylgard dishes using cactus needles. At this point, neurons in the retina can be stained for analysis. Results from this lab show that approximately 25% of RGCs are lost within one month of the procedure when compared to internal controls. This procedure allows for quantitative analysis of retinal ganglion cell death in an in vivo rat glaucoma model.

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is characterized by damage to retinal ganglion cells. Inducing glaucoma in animal models can provide insight into the study of this disease. Here, we outline a procedure that induces loss of RGCs in an in vivo rat model and demonstrates the preparation of whole-mount retinas for analysis.

녹내장 유도 절차<em&gt; 생체</em&gt; 쥐 모델 및 전체 마운트 망막 준비

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

쥐와 쥐에 Circumlimbal 봉합에 의해 유도 된 녹 내장의 모델

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Reversible Silicon Oil-Induced Ocular Hypertension Model in Mice

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing stable IOP elevation in mice that mimics the post-operative complication of using silicone oil (SO) as a tamponade agent in human vitreoretinal surgery. In this protocol, SO is injected into the anterior chamber of the mouse eye to block the pupil and prevent inflow of aqueous humor. The posterior chamber accumulates aqueous humor and this in turn increases the IOP of the posterior segment. A single SO injection produces reliable, sufficient, and stable IOP elevation, which induces significant glaucomatous neurodegeneration. This model is a true replicate of secondary glaucoma in the eye clinic. To further mimic the clinical setting, SO can be removed from the anterior chamber to reopen the drainage pathway and allow inflow of aqueous humor, which is drained through the trabecular meshwork (TM) at the angle of the anterior chamber. Because IOP quickly returns to normal, the model can be used to test the effect of lowering IOP on glaucomatous retinal ganglion cells. This method is straightforward, does not require special equipment or repeat procedures, closely simulates clinical situations, and may be applicable to diverse animal species. However, minor modifications may be required.

Here, we present a protocol to induce ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse eyes by intracameral injection of silicone oil and the procedure for silicone oil removal from the anterior chamber to return elevated intraocular pressure to normal.

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

설치류에 있는 허혈성 망막 질병을 위한 산소 유도한 망막병증 모형

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Rodents

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic nerve and retinal ganglion cell (RGC) degeneration, resulting in visual dysfunction by interrupting the transmission of visual information from the eye to the brain. Elevated intraocular pressure is the most important risk factor; thus, several models of ocular hypertension have been developed in rodents by either genetic or experimental approaches to investigate the causes and effects of the disease. Among those, some limitations have been reported such as surgical invasiveness, inadequate functional assessment, requirement of extensive training, and highly variable extension of retinal damage. The present work characterizes a simple, low-cost, and efficient method to induce ocular hypertension in rodents, based on low-temperature, full-circle cauterization of the limbal vascular plexus, a major component of aqueous humor drainage. The new model provides a technically easy, noninvasive, and reproducible subacute ocular hypertension, associated with progressive RGC and optic nerve degeneration, and a unique post-operative clinical recovery rate that allows in vivo functional studies by both electrophysiological and behavioral methods.

The goal of this protocol is to characterize a novel model of glaucomatous neurodegeneration based on 360&#176; thermic cauterization of limbal vascular plexus, inducing subacute ocular hypertension.

설치류의 외과적으로 유도된 녹내장에 대한 Limbal Vascular Plexus의 전체 원형 소작

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic ...

신경과학

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

과도 양측 공통 경동맥 폐색에 의해 유도된 허혈성 망막 손상의 뮤린 모델

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Monitoring Dynamic Growth of Retinal Vessels in Oxygen-Induced Retinopathy Mouse Model

Oxygen-induced retinopathy (OIR) is widely used to study abnormal vessel growth in ischemic retinal diseases, including retinopathy of prematurity (ROP), proliferative diabetic retinopathy (PDR), and retinal vein occlusion (RVO). Most OIR studies observe retinal neovascularization at specific time points; however, the dynamic vessel growth in live mice along a time course, which is essential for understanding the OIR-related vessel diseases, has been understudied. Here, we describe a step-by-step protocol for the induction of the OIR mouse model, highlighting the potential pitfalls, and providing an improved method to quickly quantify areas of vaso-obliteration (VO) and neovascularization (NV) using immunofluorescence staining. More importantly, we monitored vessel regrowth in live mice from P15 to P25 by performing fluorescein fundus angiography (FFA) in the OIR mouse model. The application of FFA to the OIR mouse model allows us to observe the remodeling process during vessel regrowth.

This protocol describes a detailed method for the preparation and immunofluorescence staining of mice retinal flat mounts and analysis. The use of fluorescein fundus angiography (FFA) for mice pups and image processing are described in detail as well.

산소 유발 망막병증 마우스 모델에서 망막 혈관의 동적 성장 모니터링

Oxygen-induced retinopathy (OIR) is widely used to study abnormal vessel growth in ischemic retinal diseases, including retinopathy of prematurity (ROP), ...

<meta charset="utf8"></head><body>망막 병리학 연구를 위한 망막 허혈-재관류 손상에 대한 마우스 모델

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, and other vaso-occlusive conditions. This manuscript presents a method for inducing ischemia-reperfusion injury in a mouse model. The method utilized anterior chamber cannulation attached to a saline reservoir, generating hydrostatic pressure to raise the intraocular pressure to 90-100 mmHg. This method effectively caused constriction of retinal capillaries to induce retinal ischemia. At the end of the ischemic period (60 min), the intraocular pressure was normalized (&#8804;20 mmHg) before removing the cannula from the anterior chamber to initiate reperfusion. Days after the ischemia/reperfusion procedure, the eyes were collected and sectioned for histological staining. The histopathology of the retinal sections was scored by evaluating eight parameters of retinal injury: folds, hemorrhage, deformation, cell loss in the ganglion cell, inner nuclear, outer nuclear, and photoreceptor layers, and damage to retinal pigment epithelial cells. This method provided a reproducible model to study the mechanisms and pathology of retinal ischemia/reperfusion injury. In addition, this model can facilitate the discovery of potential therapeutic targets to treat retinal ischemia/reperfusion injury, advancing the study of retinal pathologies and improving patient outcomes.

<meta charset="utf8"></head><body>Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

This protocol models retinal ischemia-reperfusion injury in a mouse eye by inducing retinal ischemia via anterior chamber cannulation and intraocular pressure elevation, followed by intraocular pressure normalization to initiate the reperfusion.

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, ...