(; EJD EY022383 und EY022683) und Core Grant (P30EY001765), Imaging und Mikroskopie Core Module Diese Arbeit wurde durch Forschungsstipendien von den National Institutes of Health.

Ethik-Statement: Alle Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien durchgeführt von der Johns Hopkins University Institutional Animal Care und Use Committee dargelegt. Hinweis: Die Mäuse während des Filmens verwendeten C57BL / 6-Mäuse aus Jackson, obwohl andere Nagetierstämmen oder Spezies können ebenfalls verwendet werden. Wenn andere Stämme oder Arten verwenden, beachten Sie, dass Anästhesie Dosierungen und Verletzungen Timeline kann variieren. Es ist wichtig, I / R Bedingungen anzupassen Stamm, Spezies und experimentelle Variationen aufzunehmen. 1. Bereiten Sie die Anästhesie Cocktail <ol><li> Kombinieren 1,25 ml Ketamin, Xylazin 0,625 ml, 0,375 ml Acepromazin und 22,75 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung in einem 50 ml Zentrifugenröhrchen. HINWEIS: Für den Rest des Manuskripts, wird diese Lösung als Cocktail bezeichnet. </li><li> Filtriere den Cocktail in ein neues steriles 50 ml-Zentrifugenröhrchen mit 60 ml Spritze und einer 0,20 um-Filter. Etikett und Datum dieses neue tuSein. </li><li> Voll in Alufolie wickeln den Cocktail Rohr lichtinduzierten Abbau des Anästhetikums zu verhindern. HINWEIS: Der Cocktail bei Raumtemperatur und erneut verwendet werden, können bis zum Verfallsdatum seiner frühesten ablaufenden Zutat gespeichert werden. </li></ol> 2. Bereiten Sie die Anästhesie Booster <ol><li> In einem 50 ml-Zentrifugenröhrchen, kombinieren 4 ml Ketamin und 16 ml Phosphat-gepufferter Kochsalzlösung. HINWEIS: Diese Lösung wird von nun an als Booster bezeichnet. </li><li> Filtriere den Booster in ein neues steriles 50 ml-Zentrifugenröhrchen mit 60 ml Spritze und einer 0,20 um-Filter. Etikett und Datum dieses neue Röhre. HINWEIS: Der Booster kann bei Raumtemperatur und erneut verwendet werden bis zum Verfallsdatum seiner frühesten ablaufenden Zutat gespeichert werden. </li></ol> 3. Bereiten Sie die OP-Suite <ol><li> Stellen Sie die Raumtemperatur zwischen 18 ° C und 21 ° C. </li><li> Schalten Sie den OP-Tisch, und passen Sie seine Oberfläche Wärme an die highest Temperatur. </li><li> Decken Sie alle Arbeitsflächen mit chirurgischen Underpads. </li><li> Vereinbaren Sie einen leeren Käfig oder einem anderen Behälter auf dem OP-Tisch zu wärmen. </li><li> Vereinbaren Sie eine Skala und ein Ohr Tagger auf der Arbeitsplatte. </li></ol> 4. Bereiten Sie die Balanced Salzlösung mit Heparin-Natrium <ol><li> 0,5 ml Heparin-Natrium in einen 500 ml IV Flasche balancierter Salzlösung (HBSS). </li><li> Das spitze Ende des primären Satz prepierced Y-Ort-Schlauch in die Flasche von 0,1% Heparin-Natrium. </li></ol> 5. die IV Pole einrichten <ol><li> Hängen Sie die Flasche von 0,1% Heparin-Natrium aus der IV Polverlängerung, und lassen Sie die Luftfilterkappe auf dem Primärsatz öffnen prepierced Y-Ort-Schläuche. </li><li> Elevate die 0,1% Heparin-Natrium-Flasche bis 163 cm (120 mm Hg). Messen der Höhe von der Platte zur Spitze des Natriumheparin drip. </li><li> Entfernen Sie alle Luftblasen in der IV-Schlauch durch manuell den primären Satz schnippen prepierced Y-Ort-Schläuche. </li&gt; </ol> 6. die Natrium Heparin Drip Set up <ol><li> Schließen Sie den primären Satz prepierced Y-Ort-Schlauch an der Fünf-Ventilblock. </li><li> Schließen Sie 30-Gauge-½-Zoll-Nadeln an den Fünf-Port Verteiler mit Luer male male Rohrverschraubungen zu Luer. </li><li> Legen Sie jede der 30-Gauge-½-Zoll-Nadeln in seinen eigenen 10-Zoll-Segment von 30-Gauge-Schlauch. </li><li> Mit hemostats, brechen die Nadelspitzen aus den neuen 30-Gauge-½-Zoll-Nadeln und legen ihre stumpfen Enden in die 30-Gauge-Schlauch. Sterility oder Desinfektion der Nadelspitzen für Schritt 8.3 erforderlich. </li><li> Mit Band, ordnen Sie die 30-Gauge-Rohre mit Nadeln, so dass die mit den inneren Anschlüssen verbunden Rohre oben auf den Rohren zu den äußeren Anschlüssen verbunden angeordnet sind. Diese Anordnung wird ein Verheddern der Schläuche während vordere Kammer Kanülierung verhindern. </li><li> Schalten Sie die 0,1% Heparin-Natrium Fluss zum Fünfventilverteiler und jedem einzelnen Port. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die 0,1%Heparin-Natrium fließt stark für jeden Port. Wenn ein Port schwach fließt, ersetzen Sie den Hafen oder löschen sie mit Luft aus einer sterilen Spritze. </li><li> Lassen Sie die 0,1% Heparin-Natrium für 2 fließen - 3 min Luftblasen aus den 30-Gauge-Rohre und 5-fach Ventilblock zu entfernen. </li></ol></li><li> Schalten Sie alle Ports auf dem 5-Ventilblock. </li></ol> 7. Bereiten Sie die Mäuse für Chirurgie <ol><li> Bringen Sie die Mäuse auf die OP-Bereich. Versorgen Sie Wasserflaschen für jeden Käfig, um Tier Austrocknung während der Operation zu verhindern. </li><li> Das Gewicht jeder Maus. </li><li> Spritzen Sie jede Maus intraperitoneal mit 0,02 ml Cocktail pro Gramm Körpergewicht. </li><li> Tag und die Nummer der einzelnen Maus aufzeichnen. </li><li> Legen Sie alle Mäuse in den leeren Behälter auf dem OP-Tisch. Lassen Sie 5-10 min für alle Mäuse tiefe Betäubung zu erreichen, wie durch das Fehlen des Pedals Entzugserscheinungen, die bis zu den Zehen Prise bestätigt. </li><li> Für jede Maus, verwalten ein TropfenTropicamide in jedes Auge für Pupillenerweiterung und Kurzzeitschmierung. </li><li> Für jede Maus, verwalten ein Tropfen Proparacain in jedes Auge zur Lokalanästhesie und Kurzzeitschmierung. </li><li> Ordne die Mäuse in der Größenordnung von anesthetization so dass die erste Maus anästhesiert werden, wird die erste Maus sein kanüliert werden. </li><li> Lassen Sie ca. 2 min für die Augentropfen in Kraft treten. </li><li> Bereiten Sie gerade 4-Zoll-Stücke der Band durch fest auf dem Band ziehen. Nehmen Sie sich ein Stück Klebeband für jede Maus. HINWEIS: Andernfalls auf das Band zu ziehen dicht wird in Kräuseln des Bandes führen. </li></ol> 8. kanülieren die vordere Kammer <ol><li> Ordnen Sie die erste Maus unter dem Operationsmikroskop, und konzentrieren sich das Mikroskop auf die bevorzugte Hornhaut. HINWEIS: Kanülierung kann auf beiden Augen durchgeführt werden. Rechts dominant Chirurgen kann ich findent am einfachsten, das linke Auge zu kanülieren, während linken dominanten Chirurgen können das Recht bevorzugen. </li><li> Schalten Sie den ersten 0,1% Heparin-Natrium-Anschluss an der Fünf-Ventilblock. </li><li> Unter dem Operationsmikroskop, verwenden Sie eine Pinzette das Auge sanft zu proptose. Legen Sie die 30-Gauge-Kanüle Nadel in die vordere Kammer etwa auf halber Strecke zwischen den Zonulafasern und dem Scheitelpunkt der Hornhaut. <ol><li> Achten Sie darauf, um Kratzer zu vermeiden oder die Iris, Linse Punktierung oder innere Hornhautoberfläche. </li><li> Vermeiden Sie die Hornhaut ein zweites Mal zu durchdringen. </li><li> Mit einer sanften Drehbewegung Reibung zwischen der Kanüle zu überwinden und die Hornhaut, legen Sie die Kanüle tief in die Vorderkammer. </li></ol></li><li> Verwenden eines Streifens eines Bands unter Darstellung des 30-Gauge-Schlauch an dem Tisch zu befestigen. Zur Minimierung der Bewegung der eingesetzten Kanüle, drücken Sie die 30-Gauge-Schlauch gegen die Tischplatte, während für das Band zu erreichen. </li><li> Notieren Sie sich die Startzeit der Operation. </li><li> Mit dem Mikroskop, verify, die keine Leckage ersichtlich ist. Falls ein Leck vorhanden ist, wird die Bewegung der Flüssigkeit in der Nähe des Auges sichtbar sein. </li><li> Augen distention visuell zu bestätigen, durch die Beobachtung, dass die I / R Auge größer als das andere Auge ist. Zusammen zeigen das Fehlen von Leckagen und das Vorhandensein von Augen distention eine erfolgreiche Erhöhung des Augeninnendrucks. </li><li> Anwenden Hypromellose für beide Augen. Hypromellose dient dazu, die Hornhaut und Dichtung Mikrolecks zu schmieren. Erneute hypromellose nach Bedarf (ca. alle 30 Minuten) für eine nachhaltige Schmierung. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 8, bis alle Tiere einer Kanüle versehen wurden. </li></ol> 9. Monitor-Anästhesie <ol><li> Verwenden Sie die Zehe Prise, visuelle Beobachtung der Whisker oder visuelle Beobachtung des Schwanzes, um sicherzustellen, dass jede Maus narkotisierten bleibt. Sollte eine Maus ein Pedal Rückzugsreaktion, Whisker Zucken oder Schwanzbewegung zeigen, gehen Sie sofort 9.2 zu Schritt. </li><li> Wenn eine Maus beginnt während der Operation, Lift zu weckender Schwanz 0,05 ml Booster intraperitoneal in den Unterleib von hinten der Maus zu injizieren. Dauert ca. 1 - 2 Minuten für die Booster-Effekt zu nehmen. </li><li> Sollte eine Maus benötigen zusätzliche Sedierung, wiederholen Sie Schritt 9 nach Bedarf. </li></ol> 10. Entfernen Sie die Kanüle aus der vorderen Kammer <ol><li> Für jedes Tier nach 90 min vergangen sind, vorsichtig die Kanüle aus der vorderen Kammer ziehen. </li><li> Untape die Maus aus dem OP-Tisch, kümmert sich nicht um die Kanüle Schlauch benachbarter Tiere zu stören. </li><li> Schmieren Sie beide Augen mit Gelee schmiert. </li><li> Als spätere Kanülen entfernt werden, die Mäuse in den leeren Behälter anordnen auf dem OP-Tisch von der Operation zu erholen. die Hitze des OP-Tisch nicht ausschalten. </li><li> Zulassen, bei mindestens 2 - 3 Stunden für die Wiederherstellung auf der beheizten OP-Tisch. Beachten Sie die Mäuse häufig, bis sie vollständig aus der Narkose erholt haben. </li></ol> 11. Reinigen Sie die Gleichunguipment <ol><li> Desinfizieren Sie die Kanülen mit Alkoholtupfer. HINWEIS: Andere Verfahren zur Desinfektion oder Sterilisation, wie Autoklavieren, können substituiert sein. </li><li> Auszutreiben 0,1% Heparin-Natrium vom 5-Ventil-Verteiler, 30-Gauge-Nadeln, 30-Gauge-Schlauch, und Kanülen unter Verwendung einer 60 ml Spritze mit Luft gefüllt. </li><li> Spülen Sie das 5-Ventilverteiler, 30-Gauge-Nadeln, 30-Gauge-Schlauch, und Kanülen unter Verwendung einer 60 ml Spritze, die mit destilliertem Wasser gefüllt. </li><li> Auszutreiben destilliertem Wasser aus dem 5-Port-Verteiler, 30-Gauge-Nadeln, 30-Gauge-Schlauch, und Kanülen unter Verwendung einer 60 ml Spritze mit Luft gefüllt. </li><li> Nach dem Kanülen Desinfektion und die Rohrvorrichtung Spülen Bewahren Sie die Geräte für die Wiederverwendung. </li><li> Store, zu verwerfen, oder schalten Sie alle anderen Geräte aus. Lassen Sie die Wärme der OP-Tisch auf. </li></ol> 12. Kehren Alle Mäuse in ihre Heimatkäfige <ol><li> Nachdem die Mäuse vor der Operation (nach 2 - 3 h) erwachen, kehren jedes Tier in seinen Heimkäfig. Geben Sie Gel Nahrung für jeden Käfig. Gibt alle Käfige zu den dafür vorgesehenen Räumen. </li><li> Schalten Sie die Hitze des OP-Tisch aus. Entsorgen Sie alle Abfälle, und wischen Sie den OP-Bereich nach unten. </li></ol> 13. Führen Sie Retinal Bewertung <ol><li> Gegebenenfalls sammeln Retinae für die histologische Analyse oder dunkel anpassen Mäuse für Elektroretinogramms Aufnahme. </li></ol>

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The authors have no disclosures.

Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP hat bei der Modellierung Zellschäden und Funktionsstörungen ihre Nützlichkeit bewiesen, insbesondere Neurodegeneration, in dem Nagetier retinalen Gefäß-Nerven-Einheit. Dieses Verfahren stellt eine robuste Kontrollgewebe und ist in Bezug auf die technische Raffinesse leicht zugänglich. Es wurde in diesem und anderen I / R - Schaden - Modelle festgestellt , dass der Druck und die Dauer der Ischämie kann eine Erhöhung von 24 Schwere der Verletzungen erhöhen. Aus ...

Retinal - Ischämie-Reperfusion (I / R) charakterisiert viele menschliche retinale Pathologien, einschließlich Glaukom, diabetischer Retinopathie und retinale vaskuläre Okklusionen 1. In der Netzhaut I / R, reduziert den Blutfluss (Ischämie) im retinalen Gefäß schafft einen Zustand der Netzhautempfindlichkeit gegenüber Sauerstoff und anderen Nährstoffen, Ausfällen schweren oxidativen und entzündlichen Schaden , wenn Zirkulation später wieder verwendet wird (Reperfusion) 2. Das neuronale Netzhaut erscheint besonders anfällig für diese Veränderungen, mit retinalen Neurodegeneration vielleicht ist das hervorstechendste Merkmal der I / R-induzierten Schäden. hier ist ein Protokoll für die Modellierung von retinalen I / R Verletzungen bei der Maus dargestellt. Diese Technik ermöglicht es Forschern, mögliche Mechanismen und Strategien für die Behandlung menschlicher Erkrankungen der retinalen Gefäß-Nerven-Einheit zu untersuchen. Vorangegangen 1952 von Chirurgen die neurodegenerative Folgen der chirurgischen Anämie zu verstehen sucht 3, rodent retinalen I / R durch erhöhten Augeninnendruck (IOP) wurde 1991 zum Zweck der Standardisierung neurodegenerative Endpunkte nach einem ischämischen Insult 4 wiederhergestellt. Mit dem Tropf einer Salzbehälter zu IOP erhöhen über den systolischen Blutdruck zeigten diese Studien, dass unter Druck stehendes war Augen Kanülierung ausreichend, um die retinalen Zirkulation zu suspendieren und dadurch neuronale Degeneration initiieren. Neuere Bemühungen retinalen I / R durch erhöhten IOP haben damit begonnen , die unter Verwendung von Mechanismen , die I / R-induzierte 5-12 retinalen Neurodegeneration zu erarbeiten. Mehrere Gruppen haben zusätzliche pathologische Veränderungen berichtet , einschließlich Entzündung 13,14, vaskuläre Permeabilität 15,16 und kapillare Degeneration 14,17. Zusammengenommen haben diese Studien retinalen I / R-Schaden durch erhöhten IOP als Modell der retinalen Gefäß-Nerven-Krankheit allgemein etabliert. Charakterisieren der Mechanismen der I / R-Schaden ist wichtig für die Untersuchung von vascular Krankheit. Retinal I / R Schädigung durch erhöhten IOP ist eine von vielen Hypoxie-induzierte Schädigung Modelle, einschließlich I / R Verletzungen in der Lunge 18, 19 Herz, Gehirn 20, Leber 21, Nieren 22 und 23 Darm. Diese Modelle sind von größter Bedeutung gewesen unser Verständnis von vaskulärer Erkrankung und ihrer klinischen Heilmittel bei der Förderung. Durch die Erweiterung hilft die Untersuchung von I / R-Prozesse auf Augengewebe, Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP ein umfassendes Bild dieser verwandten Bedingungen zu malen. eng mit klinischen neurodegenerativen Erkrankungen in Netzhaut, Netzhaut-I / R-Schaden durch erhöhte IOP Entsprechende stellt ein wertvolles Werkzeug für Forscher interessiert an ischämischen Pathogenese zu erkunden. Das Protokoll hier beschrieben wird gezielt, lenkbar und zugänglich. Es ist gut mit Endpunkten in neuronale Degeneration, wie die Quantifizierung der retinalen Neuronen, Messung der Netzhautdicke ergänzt, und elektro rUFNAHME der retinalen Neuronenfunktion. Dieses Modell hat seine Nützlichkeit bewiesen neurovaskulären Anfrage bei der Förderung, und es zeigt Versprechen Status als Gründungsprotokoll in der visuellen Medizinforschung zu verdienen.

<table><tbody><tr><td>Heparin Sodium Injection, USP</td><td>Abraxis Pharmaceutical Products</td><td></td><td>1,000 USP/ml</td></tr><tr><td>BSS Sterile Irrigating Solution</td><td>Alcon Laboratories, Inc.</td><td>9007754-0212</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>SC-2 kg Digital Pocket Scale</td><td>American Weigh Scales, Inc.</td><td>SC-2 kg</td><td></td></tr><tr><td>Tropicamide Ophthalmic Solution USP 1%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>1% (10 mg/ml)</td></tr><tr><td>Proparacaine Hydrochloride Ophthalmic Solution USP, 0.5%</td><td>Bausch + Lomb</td><td></td><td>0.5% (5 mg/ml)</td></tr><tr><td>INTRAMEDIC Polyethylene Tubing</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td>427400</td><td>Inner diameter: 427400</td></tr><tr><td>30 G 1/2 PrecisionGlide Needles</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>BC 1 ml TB Syringe, Slim Tip with Intradermal Bevel Needle, 26 G x 3/8</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309625</td><td></td></tr><tr><td>BD 60 ml Syringe Luer-Lok Tip</td><td>Benton Dickinson and Company</td><td>309653</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss OPMI Visu 200/S8 Microscope</td><td>Carl Zeiss AG</td><td>000000-1179-101</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Syringe Filter</td><td>Corning Inc.</td><td>CLS431224</td><td>0.20 &amp;micro;m</td></tr><tr><td>Durasorb Underpads</td><td>Covidien</td><td>1038</td><td>23 x 24 inches</td></tr><tr><td>Alcohol Prep</td><td>Covidien</td><td>6818</td><td>2 Ply, Medium</td></tr><tr><td>Student Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Hartman Hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Primary Set, Macrobore, Prepierced Y-Site, 80 Inch</td><td>Hospira</td><td>12672-28</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline pH 7.4 (1x)</td><td>Invitrogen</td><td>10010-049</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Invitrogen</td><td>15230-204</td><td>500 ml</td></tr><tr><td>C57BL/6J Mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>AnaSed Injection: Xylazine Sterile Solution</td><td>LLOYD, Inc.</td><td></td><td>20 mg/ml</td></tr><tr><td>Lubricating Jelly, Water Soluble Bacteriostatic</td><td>MediChoice</td><td></td><td>3-Gram Packet</td></tr><tr><td>NAMIC Angiographic Pressure Monitoring Manifold</td><td>Navilyst Medical, Inc.</td><td>70039355</td><td>5-Valve Manifold with Seven Female Ports</td></tr><tr><td>Goniosoft, Hypromellose 2.5% Ophthalmic Demulcent Solution: Hydroxypropyl Methylcellulose</td><td>OCuSOFT, Inc.</td><td></td><td>2.5% (25 mg/ml)</td></tr><tr><td>Ketaset CIII: Ketamine Hydrochloride</td><td>Pfizer, Inc.</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Trans-Pal I.V. Stand&amp;nbsp;</td><td>Pryor Products</td><td>372</td><td>Furnished with a home-constructed 60-cm stainless steel extension</td></tr><tr><td>Acepromazine: Acepromazine Maleate Injection, USP</td><td>Vet One</td><td></td><td>10 mg/ml</td></tr><tr><td>V-Top Surgery Table/Adjustable Hydraulic</td><td>VSSI</td><td>100-4041-21</td><td></td></tr><tr><td>Tube Fitting Luer Male to Luer Male</td><td>Warner Instruments</td><td>64-1579</td><td></td></tr></tbody></table>

a mouse model of retinal ischemia-reperfusion injury through elevation of intraocular pressure

Retinal-Ischämie-Reperfusion (I / R) ist ein pathophysiologischer Prozess Zellschädigung in mehreren Augenerkrankungen beitragen, einschließlich Glaukom, diabetischer Retinopathie und retinale vaskuläre Okklusionen. Nagetiermodellen von I / R Verletzungen bieten bedeutende Erkenntnisse über Mechanismen und Behandlungsstrategien für die menschliche I / R Verletzungen, insbesondere im Hinblick auf neurodegenerative Schäden in der retinalen neurovaskulären Einheit. Hier vorgestellte ist ein Protokoll zur Induktion von retinalen I / R Verletzung bei Mäusen durch Erhöhung des intraokularen Drucks (IOP). In diesem Protokoll wird die Augenvorderkammer mit einer Nadel durchbohrt, durch welche die Tropf eines erhöhten Salzvorratsbehälter fließt. Mit diesem Tropf IOP zu erhöhen über den systolischen arteriellen Blutdruck, ein Praktiker stoppt vorübergehend inneren retinalen Durchblutung (Ischämie). Wenn Zirkulation wiederverwendet wird (Reperfusion) durch Entfernung der Kanüle, schwere Zellschäden erfolgt, was letztlich in retinalen Neurodegeneration. Neueste Gestüties zeigen Entzündung, Gefäßdurchlässigkeit und kapillare Degeneration als zusätzliche Elemente dieses Modells. Im Vergleich zu alternativen retinalen I / R-Methodologien, wie Retina-arterielle Ligatur, Retinal I / R-Schaden durch erhöhte IOP bietet Vorteile in seiner anatomischen Besonderheit, experimentelle Lenkbarkeit und technische Zugänglichkeit, präsentiert sich als ein wertvolles Werkzeug für die Untersuchung der neuronalen Pathogenese und Therapie in die retinalen Gefäß-Nerven-Einheit.

Die neurodegenerative Effekte von retinalen I / R durch erhöhten IOP werden gemeinsam ausgewertet unter Verwendung von zwei Standardansätze. NeuN Immunomarkierung neuronaler Kerne hat folgenden I / R Insult signifikante neuronale Zellverlust ergab (Abbildung 1). Kurz gesagt, entkernte Augen 7 Tage nach I / R in Paraformaldehyd fixiert wurden, mit der neuronalen Zellmarker NeuN markiert und Voll montiert. Bilder wurden unter Verwendung der konfokalen Mikroskopie erfasst...

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A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Dieser Artikel beschreibt ein Verfahren für die retinale Ischämie-Reperfusionsverletzung von erhöhtem Augeninnendruck bei Mäusen zu induzieren. Retinaler Ischämie-Reperfusionsschaden durch erhöhten Augeninnendruck dient menschlichen Krankheiten zu modellieren, indem kompromittiert Sauerstoff- und Nährstoffversorgung in der Retina gekennzeichnet, so dass die Forscher potentielle zelluläre Mechanismen und Therapien für menschliche Erkrankungen der retinalen Gefäß-Nerven-Einheit zu untersuchen.

Ein Maus-Modell der Netzhautischämie-Reperfusionsschaden Durch Erhöhung des intraokularen Druck

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

a-mouse-model-retinal-ischemia-reperfusion-injury-through-elevation

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

14.9K Aufrufe.  Johns Hopkins University.  Dieser Artikel beschreibt ein Verfahren für die retinale Ischämie-Reperfusionsverletzung von erhöhtem Augeninnendruck bei Mäusen zu induzieren. Retinaler Ischämie-Reperfusionsschaden durch erhöhten Augeninnendruck dient menschlichen Krankheiten zu modellieren, indem kompromittiert Sauerstoff- und Nährstoffversorgung in der Retina gekennzeichnet, so dass die Forscher potentielle zelluläre Mechanismen und Therapien für menschliche Erkrankungen der retinalen Gefä?...

Serie: A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Laser-Induced Chronic Ocular Hypertension Model on SD Rats

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular hypertension is one of the well established animal models. This video demonstrates how to induce ocular hypertension by Argon laser photocoagulation in rat.

Laser-induzierte chronische Ocular Hypertension Modell auf SD-Ratten

Glaucoma is one of the major causes of blindness in the world. Elevated intraocular pressure is a major risk factor. Laser photocoagulation induced ocular ...

Forschung

Biologie

A Laser-induced Mouse Model of Chronic Ocular Hypertension to Characterize Visual Defects

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model of ocular hypertension to mimic human high-tension glaucoma. Here laser illumination is applied to the corneal limbus to photocoagulate the aqueous outflow, inducing angle closure. The changes of IOP are monitored using a rebound tonometer before and after the laser treatment. An optomotor behavioral test is used to measure corresponding changes in visual capacity. The representative result from one mouse which developed sustained IOP elevation after laser illumination is shown. A decreased visual acuity and contrast sensitivity is observed in this ocular hypertensive mouse. Together, our study introduces a valuable model system to investigate neuronal degeneration and the underlying molecular mechanisms in glaucomatous mice.

Chronic ocular hypertension is induced using laser photocoagulation of the trabecular meshwork in mouse eyes. The intraocular pressure (IOP) is elevated for several months after laser treatment. The decrease of visual acuity and contrast sensitivity of experimental animals are monitored using the optomotor test.

Ein Laser-induzierten Maus-Modell der chronischen Ocular Hypertension zu Sehfehler Charakterisierung

Glaucoma, frequently associated with elevated intraocular pressure (IOP), is one of the leading causes of blindness. We sought to establish a mouse model ...

Medizin

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the brain for visual perception. Damage to RGCs and their axons leads to vision loss and/or blindness. Although the specific cause of glaucoma is unknown, the primary risk factor for the disease is an elevated intraocular pressure. Glaucoma-inducing procedures in animal models are a valuable tool to researchers studying the mechanism of RGC death. Such information can lead to the development of effective neuroprotective treatments that could aid in the prevention of vision loss. The protocol in this paper describes a method of inducing glaucoma - like conditions in an in vivo rat model where 50 &#181;l of 2 M hypertonic saline is injected into the episcleral venous plexus. Blanching of the vessels indicates successful injection. This procedure causes loss of RGCs to simulate glaucoma. One month following injection, animals are sacrificed and eyes are removed. Next, the cornea, lens, and vitreous are removed to make an eyecup. The retina is then peeled from the back of the eye and pinned onto sylgard dishes using cactus needles. At this point, neurons in the retina can be stained for analysis. Results from this lab show that approximately 25% of RGCs are lost within one month of the procedure when compared to internal controls. This procedure allows for quantitative analysis of retinal ganglion cell death in an in vivo rat glaucoma model.

Glaucoma-inducing Procedure in an In Vivo Rat Model and Whole-mount Retina Preparation

Glaucoma is characterized by damage to retinal ganglion cells. Inducing glaucoma in animal models can provide insight into the study of this disease. Here, we outline a procedure that induces loss of RGCs in an in vivo rat model and demonstrates the preparation of whole-mount retinas for analysis.

Glaucoma auslösende Verfahren in ein<em&gt; In Vivo</em&gt; Rat Modell und Whole-mount Retina Vorbereitung

Glaucoma is a disease of the central nervous system affecting retinal ganglion cells (RGCs). RGC axons making up the optic nerve carry visual input to the ...

A Model of Glaucoma Induced by Circumlimbal Suture in Rats and Mice

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known risk factor for glaucoma. This protocol demonstrates a step-by-step guide on this technique in Long Evans rats and C57BL/6 mice. Under general anesthesia, a "purse-string" suture is applied on the conjunctiva, around the equator and behind the limbus of the eye. The fellow eye serves as an untreated control. Over the duration of our study, which was a period of 8 weeks for rats and 12 weeks for mice, IOP remained elevated, as measured regularly by rebound tonometry in conscious animals without topical anesthesia. In both species, the sutured eyes showed electroretinogram features consistent with preferential inner retinal dysfunction. Optical coherence tomography showed selective thinning of the retinal nerve fiber layer. Histology of the rat retina in cross-section found reduced cell density in the ganglion cell layer, but no change in other cellular layers. Staining of flat-mounted mouse retinae with a ganglion cell specific marker (RBPMS) confirmed ganglion cell loss. The circumlimbal suture is a simple, minimally invasive and cost-effective way to induce ocular hypertension that leads to ganglion cell injury in both rats and mice.

Chronic ocular hypertension is induced by applying a circumlimbal suture in rats and mice, leading to functional and structural deterioration of the retinal ganglion cells consistent with glaucoma.

Ein Modell des Glaukoms induziert durch Circumlimbal Naht bei Ratten und Mäusen

The circumlimbal suture is a technique for inducing experimental glaucoma in rodents by chronically elevating intraocular pressure (IOP), a well-known ...

A Reversible Silicon Oil-Induced Ocular Hypertension Model in Mice

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing stable IOP elevation in mice that mimics the post-operative complication of using silicone oil (SO) as a tamponade agent in human vitreoretinal surgery. In this protocol, SO is injected into the anterior chamber of the mouse eye to block the pupil and prevent inflow of aqueous humor. The posterior chamber accumulates aqueous humor and this in turn increases the IOP of the posterior segment. A single SO injection produces reliable, sufficient, and stable IOP elevation, which induces significant glaucomatous neurodegeneration. This model is a true replicate of secondary glaucoma in the eye clinic. To further mimic the clinical setting, SO can be removed from the anterior chamber to reopen the drainage pathway and allow inflow of aqueous humor, which is drained through the trabecular meshwork (TM) at the angle of the anterior chamber. Because IOP quickly returns to normal, the model can be used to test the effect of lowering IOP on glaucomatous retinal ganglion cells. This method is straightforward, does not require special equipment or repeat procedures, closely simulates clinical situations, and may be applicable to diverse animal species. However, minor modifications may be required.

Here, we present a protocol to induce ocular hypertension and glaucomatous neurodegeneration in mouse eyes by intracameral injection of silicone oil and the procedure for silicone oil removal from the anterior chamber to return elevated intraocular pressure to normal.

Ein reversibles Siliziumöl-induziertes Okularhypertonie-Modell bei Mäusen

Elevated intraocular pressure (IOP) is a well-documented risk factor for glaucoma. Here we describe a novel, effective method for consistently inducing ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

Sauerstoffinduzierte Retinopathie-Modell für ischämische Netzhauterkrankungen bei Nagetieren

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...

Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Rodents

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic nerve and retinal ganglion cell (RGC) degeneration, resulting in visual dysfunction by interrupting the transmission of visual information from the eye to the brain. Elevated intraocular pressure is the most important risk factor; thus, several models of ocular hypertension have been developed in rodents by either genetic or experimental approaches to investigate the causes and effects of the disease. Among those, some limitations have been reported such as surgical invasiveness, inadequate functional assessment, requirement of extensive training, and highly variable extension of retinal damage. The present work characterizes a simple, low-cost, and efficient method to induce ocular hypertension in rodents, based on low-temperature, full-circle cauterization of the limbal vascular plexus, a major component of aqueous humor drainage. The new model provides a technically easy, noninvasive, and reproducible subacute ocular hypertension, associated with progressive RGC and optic nerve degeneration, and a unique post-operative clinical recovery rate that allows in vivo functional studies by both electrophysiological and behavioral methods.

The goal of this protocol is to characterize a novel model of glaucomatous neurodegeneration based on 360&#176; thermic cauterization of limbal vascular plexus, inducing subacute ocular hypertension.

Vollkreiskauterisierung des limbalen Gefäßplexus bei chirurgisch induziertem Glaukom bei Nagetieren

Glaucoma, the second leading cause of blindness worldwide, is a heterogeneous group of ocular disorders characterized by structural damage to the optic ...

Neurowissenschaften

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. To investigate pathological mechanisms of retinal ischemia, relevant experimental models need to be developed. Anatomically, a main retinal blood supplying vessel is the ophthalmic artery (OpA) and OpA originates from the internal carotid artery of the common carotid artery (CCA). Thus, disruption of CCA could effectively cause retinal ischemia. Here, we established a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion (tBCCAO) to tie the right CCA with 6-0 silk sutures and to occlude the left CCA transiently for 2 seconds via a clamp, and showed that tBCCAO could induce acute retinal ischemia leading to retinal dysfunction. The current method reduces reliance on surgical instruments by only using surgical needles and a clamp, shortens occlusion time to minimize unexpected animal death, which is often seen in mouse models of middle cerebral artery occlusion, and maintains reproducibility of common retinal ischemic findings. The model can be utilized to investigate the pathophysiology of ischemic retinopathies in mice and further can be used for in vivo drug screening.

Here, we describe a mouse model of retinal ischemia by transient bilateral common carotid artery occlusion using simple sutures and a clamp. This model can be useful for understanding the pathological mechanisms of retinal ischemia caused by cardiovascular abnormalities.

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Monitoring Dynamic Growth of Retinal Vessels in Oxygen-Induced Retinopathy Mouse Model

Oxygen-induced retinopathy (OIR) is widely used to study abnormal vessel growth in ischemic retinal diseases, including retinopathy of prematurity (ROP), proliferative diabetic retinopathy (PDR), and retinal vein occlusion (RVO). Most OIR studies observe retinal neovascularization at specific time points; however, the dynamic vessel growth in live mice along a time course, which is essential for understanding the OIR-related vessel diseases, has been understudied. Here, we describe a step-by-step protocol for the induction of the OIR mouse model, highlighting the potential pitfalls, and providing an improved method to quickly quantify areas of vaso-obliteration (VO) and neovascularization (NV) using immunofluorescence staining. More importantly, we monitored vessel regrowth in live mice from P15 to P25 by performing fluorescein fundus angiography (FFA) in the OIR mouse model. The application of FFA to the OIR mouse model allows us to observe the remodeling process during vessel regrowth.

This protocol describes a detailed method for the preparation and immunofluorescence staining of mice retinal flat mounts and analysis. The use of fluorescein fundus angiography (FFA) for mice pups and image processing are described in detail as well.

Überwachung des dynamischen Wachstums von Netzhautgefäßen im sauerstoffinduzierten Retinopathie-Mausmodell

Oxygen-induced retinopathy (OIR) is widely used to study abnormal vessel growth in ischemic retinal diseases, including retinopathy of prematurity (ROP), ...

<meta charset="utf8"></head><body>Mausmodell für retinale Ischämie-Reperfusionsschäden zur Untersuchung von Netzhautpathologien

Induction of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury in a Mouse Eye Model

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, and other vaso-occlusive conditions. This manuscript presents a method for inducing ischemia-reperfusion injury in a mouse model. The method utilized anterior chamber cannulation attached to a saline reservoir, generating hydrostatic pressure to raise the intraocular pressure to 90-100 mmHg. This method effectively caused constriction of retinal capillaries to induce retinal ischemia. At the end of the ischemic period (60 min), the intraocular pressure was normalized (&#8804;20 mmHg) before removing the cannula from the anterior chamber to initiate reperfusion. Days after the ischemia/reperfusion procedure, the eyes were collected and sectioned for histological staining. The histopathology of the retinal sections was scored by evaluating eight parameters of retinal injury: folds, hemorrhage, deformation, cell loss in the ganglion cell, inner nuclear, outer nuclear, and photoreceptor layers, and damage to retinal pigment epithelial cells. This method provided a reproducible model to study the mechanisms and pathology of retinal ischemia/reperfusion injury. In addition, this model can facilitate the discovery of potential therapeutic targets to treat retinal ischemia/reperfusion injury, advancing the study of retinal pathologies and improving patient outcomes.

<meta charset="utf8"></head><body>Induktion einer retinalen Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Mausaugenmodell

This protocol models retinal ischemia-reperfusion injury in a mouse eye by inducing retinal ischemia via anterior chamber cannulation and intraocular pressure elevation, followed by intraocular pressure normalization to initiate the reperfusion.

Induktion einer retinalen Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Mausaugenmodell

Ischemia-reperfusion injuries are known to cause a range of retinal pathologies, including diabetic retinopathy, glaucoma, retinal vascular occlusions, ...