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요약

여기에서는 후속 기계 관류 또는 이식을 위한 전임상 돼지 모델에서 신장 조달을 위한 수술 모델을 자세히 설명하는 프로토콜을 제시합니다.

초록

기계 관류는 생체 외 장기 평가, 모니터링, 치료, 최적화는 물론 보존 시간을 연장하기 위한 실행 가능한 전략으로 발전해 왔습니다. 대형 동물 모델은 이러한 기술의 개발 및 최적화에 가장 중요한 역할을 했습니다. 그러나 이식편의 품질과 데이터 재현성을 보장하기 위해서는 장기 및 조직 조달을 위한 표준화되고 임상적으로 번역 가능한 수술 기법을 따라야 합니다. 따라서 여기에서는 전임상 돼지 모델에서 신장 조달을 위한 최적화된 프로토콜을 설명합니다. 신장 회복은 혼합 품종(요크셔 교배/혼합) 돼지를 사용하여 수행됩니다. 간단히 말해서, 멸균 소독 및 수술 부위의 드레이핑 후 양쪽 신장에 대한 최적의 접근을 얻기 위해 완전한 정중선 절개를 수행합니다. 요관, 신장 정맥 및 동맥은 각각 하대정맥과 대동맥에서 기원할 때까지 절개됩니다. 신장 완전 절제 후 요관을 묶고 원위부로 절단합니다. 그런 다음 기증자 동물은 kg/체중당 100IU로 완전히 헤파린화됩니다. 다음으로, 신장 동맥을 대동맥 가까이에 고정하고, Satinsky 혈관 클램프를 사용하여 신장 정맥을 대정맥 가까이에 고정합니다. 그런 다음 신장 이식편을 절제하고 신장 동맥을 즉시 뒤쪽 캐뉼레이션합니다. 그런 다음 신장을 얼음처럼 차가운 보존 용액으로 씻어내고 기계 관류 또는 이식이 이루어질 때까지 얼음 위에 보관합니다. 마지막으로, 신장 동맥 그루터기는 2-0 실크 결찰로 결찰되고 대정맥은 6-0 폴리프로필렌 봉합사로 봉합됩니다. 이 기술은 신장을 복구하고 살아있는(단일 신장) 또는 사망한(이중 신장) 기증자 환경을 시뮬레이션합니다. 단일 신장 회복은 후속 자가이식을 수행할 수 있는 이점을 제공합니다. 사망한 기증자 모델에서는 혈액 주머니 바늘을 대동맥에 직접 삽입하여 안락사 전에 혈액을 채취하여 동물을 출혈시키고 생체 외 기계 관류를 위한 혈액을 제공할 수 있습니다.

서문

신장 이식은 말기 신장 질환(ESRD)에 대한 최적의 치료법으로, 투석1에 비해 삶의 질이 향상되고 장기적인 결과를 제공합니다. 장기 보존의 발전에도 불구하고 매일 수십 명의 사람들이 신장 이식 대기자 명단에 있는 동안 ESRD로 사망합니다2. 기계 관류는 보존 시간을 늘려 기증자 네트워크를 확장하고 보다 효율적인 장기 할당을 가능하게 하는 성장 분야입니다. 이 기술은 또한 체외 장기 모니터링 및 최적화를 가능하게 하여 허혈-재관류 손상(IRI)의 영향을 최소화합니다. 정적 냉장 보관(SCS)과 비교할 때, 기계 관류는 지연된 이식 기능의 발생을 크게 감소시키는 것으로 나타났습니다 3,4. 기계 관류는 또한 가장자리 이식편의 활성화를 입증했는데, 그렇지 않았다면 이식 기준을 충족하지 못했을 것입니다5. 기술 발전에도 불구하고 가장 일반적인 보존 기술은 얼음 위의 SCS로 남아 있습니다. 추가 전임상 실험 및 데이터는 기계 관류를 신장 보존의 주류로 만드는 데 도움이 될 수 있습니다.

신장 이식을 위한 돼지 모델은 잘 확립되어 있으며 신장 보존 기술, 특히 기계 관류의 개발에 필수적이었습니다. 단엽 설치류 신장과 달리 돼지 신장과 인간 신장은 모두 다소엽이고 크기가 비슷하며 유사한 동맥, 정맥 및 요로 해부학적 구조를 공유합니다 6,7. 따라서 돼지 신장은 특히 의료 기기 및 약물 요법 측면에서 임상 환경으로의 직접적인 번역을 용이하게 합니다. 또한, 돼지 신장은 인간의 신장과 유사한 IRI의 병태생리학을 보여주기때문에 8 신장 보존 연구에 이상적이다.

이식편의 품질과 데이터 재현성을 보장하기 위해서는 장기 및 조직 조달을 위한 표준화되고 임상적으로 번역 가능한 수술 기법을 따라야 합니다. 따라서 여기에서는 전임상 돼지 모델에서 신장 조달을 위한 최적화된 프로토콜을 설명합니다. 이 프로토콜은 신장 회복을 허용하고 살아있는(단일 신장) 또는 사망한(이중 신장) 기증자 설정을 시뮬레이션합니다. 단일 신장 회복은 후속 자가이식을 수행할 수 있는 이점을 제공합니다. 이중 신장 회복 모델에서는 혈액 주머니 바늘을 대동맥에 직접 삽입하여 동물을 출혈시키고 생체 외 기계 관류를 위한 혈액을 제공함으로써 안락사 전에 혈액을 채취할 수 있습니다.

프로토콜

설명된 모든 절차는 미국 농무부(USDA)의 허가를 받은 존스 홉킨스 대학의 기관 관리 및 사용 위원회, OLAW(Office of Laboratory Animal Welfare) 및 AAALAC(Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care) 인증 기관의 승인을 받았습니다. 동물은 미국 농무부의 동물 복지법, 미국 국립보건원의 실험 동물 관리 및 사용 가이드, 미국 공중 보건국의 실험 동물의 인도적 관리 및 사용에 대한 정책에 따라 관리되었습니다.

1. 동물과 주거

  1. 이 프로토콜에는 임상적으로 건강한 3-6개월 된 20-40kg 요크셔 돼지(Sus scrofa domesticus) 또는 이와 유사한 것을 사용하십시오.
  2. 슬레이트 바닥으로 된 체인 링크 울타리 안에 동물들을 수용합니다.

2. 수술 전 절차 및 마취

  1. 진정제 투여 시간 최소 12시간 전에 동물을 빨리 단식시키십시오.
  2. 수술 최소 12시간 전에 경구용 시메티콘(20mg/kg)을 투여하고 진정제 최소 1시간 전에 반복하여 투여하여 장 확장을 줄입니다.
  3. 케타민(20-30mg/kg)과 자일라진(2-3mg/kg)을 단일 주사기에 근육 주사로 투여하여 여러 번 주사하지 않도록 합니다.
  4. 돼지를 수술 전 대기 장소로 옮깁니다. 귀 가장자리 정맥에 정맥 주사 카테터를 놓습니다. 절차 전반에 걸쳐 3-10mg/h의 0.9% 식염수 또는 젖산 링거 용액을 투여합니다.
  5. 돼지가 충분히 진정되면 가스 마취 및 기계 환기를 위해 기관내관(20-30kg 동물의 경우 6.0-6.5mm 커프드 기관내관, 30-40kg의 경우 6.5-7.0mm 커프)을 배치합니다. 필요한 경우 프로포폴(0.8-1.66mg/kg)을 정맥 주사하고 효과를 보기 위해 투여합니다.
  6. 동물을 수술실로 옮기기 전에 이발기를 사용하여 수술 부위와 주변의 털을 제거하고 수술 부위의 더러운 스크럽을 제거합니다.
  7. 동물을 수술대에 옮깁니다. 수술 시작 10분 전에 세파졸린(20-22mg/kg)을 정맥 투여하고 수술 중 90분마다 다시 투여합니다. 수술 시작 시 판토프라졸(0.5-1mg/kg)을 정맥 투여합니다.
  8. 절개 전에 추가 진통제를 용이하게 하기 위해 리도카인(최대 2mg/kg)을 피하 블록으로 투여합니다.
  9. 클로르헥시딘 또는 베타딘과 70% 에탄올 또는 식염수를 교대로 최소 3회 무균 상태로 준비합니다.
  10. 체액량, 심박수, 혈압, 맥박 산소 측정, 카프노그래피, 심전도 및 직장 온도를 지속적으로 모니터링합니다. 10-15분마다 이 값을 기록합니다. 저체온증을 예방하기 위해 온열 처리된 언더바디 패드와 따뜻한 공기 담요를 사용하십시오.
  11. 수술을 시작하기 전에 턱 톤, 손바닥 반사 및 이전 단계에서 나열된 매개변수의 조합을 활용하여 동물이 적절한 외과적 마취 평면 내에 있는지 확인합니다.

3. 신장 적출 절차

  1. 섹션 2에 설명된 단계에 따라 동물의 수술을 준비합니다.
  2. 멸균 소독 및 수술 부위 드레이핑 후 양쪽 신장에 최적으로 접근할 수 있도록 정중 개복술(25-30cm)을 수행합니다. 표준 복부 견인기를 삽입합니다.
  3. 결장과 소장을 따뜻한 식염수에 적신 수건으로 덮습니다. 장을 오른쪽으로 후퇴시켜 왼쪽 신장에 접근하거나 왼쪽으로 후퇴시켜 오른쪽 신장에 접근합니다.
  4. 신장 위에 있는 복막을 열고 신장 주위를 절개하여 유착을 제거합니다. 10-12cm 길이가 얻어질 때까지 요관을 절개합니다.
  5. 신장 정맥과 동맥이 각각 하대정맥과 대동맥에서 기원할 때까지 절개합니다.
  6. 신장 완전 박리 후 2-0 실크 결찰로 요관을 원위부로 묶고 넥타이에 근접하게 자릅니다. 소변 배출을 위해 근위 요관 끝을 열어 두십시오.
  7. 헤파린(100 IU/kg) 정맥 주사로 동물을 헤파린화하고 신장의 적절한 헤파린화가 보장될 때까지 2분 동안 기다립니다. 각 신장을 절제하기 전에 이 단계를 반복해야 합니다.
  8. 신장 동맥과 신장 정맥을 각각 대동맥과 하대정맥에 가깝게 두 개의 Satinsky 혈관 클램프로 고정합니다. 클램프에 가까운 신장 동맥과 정맥을 절단하여 신장 이식편을 제거합니다.
  9. 즉시 3mm 뭉툭한 팁 관류 캐뉼라로 신장 동맥을 캐뉼러화합니다. 얼음처럼 차가운 위스콘신 대학교(UW) 용액 또는 쿠스토디올 히스티딘-트립토판-케토글루타레이트(HTK) 보존 용액으로 신장을 씻어냅니다.
  10. UW 또는 HTK로 세척한 후 관류 캐뉼라를 제거하고 신장을 세척하는 데 사용된 것과 동일한 얼음처럼 차가운 보존 용액으로 채워진 멸균 장기 주머니에 신장을 넣습니다. 이 백을 두 번째 멸균 장기 백에 넣으십시오. 그 후 장기를 보관하거나 기계 관류를 시작합니다.
  11. 신장 동맥 그루터기를 2-0 실크 합자로 접합합니다. 6-0 폴리프로필렌을 사용한 2층 러닝 봉합사로 신정맥 그루터기를 닫습니다.

4. 채혈 절차

  1. 절차가 말기이고 다른 모든 외과적 개입이 수행된 경우 기계 관류 및 피출혈에 의한 안락사를 위한 혈액 채취를 진행합니다.
  2. 장을 오른쪽으로 후퇴시키고 하부 복부 대동맥을 확인합니다. 혈관을 덮고 있는 큰 유착이나 조직을 제거합니다.
  3. 채혈 주머니 바늘을 대동맥에 직접 삽입합니다. 쉽게 채울 수 있도록 동물 아래에 가방을 걸어두십시오. 주머니가 가득 차면(약 450mL의 혈액) 대동맥에서 바늘을 제거하고 천자 부위에 압력을 가합니다.
  4. 두 번째 혈액 주머니의 경우 새 바늘을 이전 천자 부위에 1-2cm 가까이 삽입합니다. 필요에 따라 여러 개의 혈액 주머니로 반복하고 각 바늘로 1-2cm 가까이 움직입니다.
  5. 필요한 모든 혈액을 채취한 후, 펜토바르비탈 성분 78mg/kg 이상의 용량으로 펜토바르비탈 나트륨/페니토인 나트륨을 정맥 주사하여 심장 마비를 유도합니다. 펜토바르비탈이 신장의 후속 분석을 방해할 우려가 있는 경우, 마취 하에 돼지에게 투여하는 경우 염화칼륨(KCl)(75-100mg/kg IV)을 대체 화학적 안락사 방법으로 사용하십시오. 심장 박동 부족, 각막 반사 부재, 체온의 현저한 저하로 사망을 확인합니다.
    참고: 제물로 바쳐진 돼지의 남은 장기와 조직은 3R 원칙에 따라 다른 연구 또는 교육 목적으로 사용할 수 있습니다.

결과

우리 연구 그룹은 고형 장기 이식 및 혈관 복합 동종 이식 9,10,11,12,13,14,15,16,17 모두의 돼지 모델에 걸쳐 거의 15 년에 걸친 광범위한 경험을 가지고 있습니다.

토론

신장 이식을 위한 돼지 모델은 기계 관류 기술의 개발 및 최적화에 필수적이었습니다. 인간의 신장 6,7,8과 해부학적, 면역학적, 병태생리학적으로 유사하다는 점을 감안할 때, 돼지 신장은 임상 시험 및 실습에 용이하게 전환될 수 있습니다.

돼지 신장 조달 ?...

공개

저자는 공개할 이해 상충이 없습니다.

감사의 말

저자는 기술 지원을 해준 Johns Hopkins University School of Medicine의 많은 수의사 기술자에게 감사를 표하고 싶습니다. 우리는 또한 Jessica Izzi 박사와 Amanda Maxwell 박사, 그리고 Mallory Brown 박사, Jessica Plunkard 박사, Alexis Roach 박사를 포함한 수많은 수의사 레지던트에게 우리 동물들에게 훌륭한 임상 치료와 수의학 감독을 제공해 주신 것에 대해 감사를 표하고 싶습니다. 마지막으로, 존스 홉킨스 의과대학(Johns Hopkins School of Medicine)의 VCA(Vascularized Composite Allotransplantation) 실험실의 모든 구성원이 우리 실험실에서 수행되는 신장 조달 또는 기타 장기 조달 절차를 어떤 식으로든 지원해 주신 것에 감사드립니다. 이 연구는 NIDDK(National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases) 보조금 R44DK136396의 지원을 받았습니다.

자료

NameCompanyCatalog NumberComments
70% Ethanol SolutionFisher Scientific04-355-122
Adson Tissue ForceA2:D30ps, 4.75", 1 x 2 TeethWexler SurgicalFL0081.1
Bair Hugger Animal Health Overbody Blanket3M53777
Bair Hugger Warming Unit3M77500
Balfour Abdominal Retractor w/ Fixed Side Blades, 4" Deep, 10" Maximum SpreadMPM Medical Supply124-7017
Betadine Solution (5% Providone-iodine)MWI Animal HealthNDC-67618-155-01
Cefazolin for Injection, USPMWI Animal HealthNDC-63323-237-10
Chlorhexidine SolutionMWI Animal HealthNDC-30798-624-31
Custodial HTK Organ Preservation SolutionEssential Pharmaceuticals25767073545
DeBakey Tissue Forceps, 7.75", 2 mm TipsWexler SurgicalFL0789.1
EUTHASOL (pentobarbital sodium and phenytoin sodium)VirbacNDC-051311-050-01
Heparin Sodium Injection, USPMWI Animal HealthNDC-71288-402-10
Hot Dog Temperature Management ControllerAugustine Surgical Inc.WC71V
Hot Dog Veterinary Underbody Warming MattressAugustine Surgical Inc.V106
Invisishield Isolation Bag, 20" x 20"MedlineDYNJSD1003
Jacobson Micro Needle Holder, Straight Jaws, Round Handle, 7.25"Wexler SurgicalNL0729.11
Ketamine Hydrochloride Injectable SolutionNexGen PharmaceuticalsNC-0256
Lap Sponges 18" x 18"MedlineMDS231318LF
Metzenbaum Dissection Scissors, 7" CurvedWexler SurgicalSL5011.1S
Non-Conductive Suction Tubing with Scalloped Connectors, 1/4" x 10'MedlineDYND50251
Pantoprazole Sodium for InjectionMWI Animal HealthNDC-55150-202-00
Perfusion Cannula, Free-Flow, 3 mm Blunt TipMED Alliance SolutionsPER-3003S
Rigid Bulb Tip YankauerMedlineDYND50130
Satinsky Clamp, 30 mm Angled DeBakey Atraumatic Jaws, Curved Shanks, 10"Wexler SurgicalAL2150.1
Scalpel Handle #3World Precision Instruments500236
Servator B UW (University of Wisconsin)Global Transplant SolutionsJFISERB10A r2
Single Collection Unit Prefilled CPDA-1, 450 mLJorgensen LaboratoriesJO520
Sofsilk Suture Tie, 2-0, Black, 18"CovidienS-195
Surgical Scalpel Blade No. 10World Precision Instruments500239
Surgipro II Suture, 6-0, Blue, 30", Double Armed, CV-22 NeedleCovidienVP-733-X
Three-Quarter Surgical DrapeMedlineDYNJP2414
Valleylab Electrosurgical Pencil with Stainless Steel ElectrodesCovidienCVNE2516H
Valleylab Force FXc Electrosurgical GeneratorCovidienMFI-MDT-FORCE-FXC
Valleylab Polyhesive Adult Patient Return ElectrodeCovidienE7507-SD
Xylazine Hydrochloride Injectable SolutionNexGen PharmaceuticalsNC-0334

참고문헌

  1. Merion, R. M., et al. Deceased-donor characteristics and the survival benefit of kidney transplantation. JAMA. 294 (21), 2726-2733 (2005).
  2. Lentine, K. L., et al. OPTN/SRTR 2022 annual data report: Kidney. Am J Transplant. 24 (2S1), S19-S118 (2024).
  3. Hosgood, S. A., et al. Normothermic machine perfusion versus static cold storage in donation after circulatory death kidney transplantation: a randomized controlled trial. Nat Med. 29 (6), 1511-1519 (2023).
  4. Malinoski, D., et al. Hypothermia or machine perfusion in kidney donors. N Engl J Med. 388 (5), 418-426 (2023).
  5. Hamar, M., Selzner, M. Ex vivo machine perfusion for kidney preservation. Curr Opin Organ Transplant. 23 (3), 369-374 (2018).
  6. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  7. Bagetti Filho, H. J., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  8. Giraud, S., et al. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127 (2011).
  9. Girard, A. O., et al. Hickman catheter use for long-term vascular access in a preclinical swine model. J Vis Exp. (193), e65221 (2023).
  10. Gerling, K. A., et al. A novel sutureless anastomotic device in a swine model: A proof of concept study. J Surg Res. 291, 116-123 (2023).
  11. Etra, J. W., et al. Latissimus Dorsi myocutaneous flap procedure in a swine model. J Invest Surg. 34 (12), 1289-1296 (2021).
  12. Etra, J. W., et al. A skin rejection grading system for vascularized composite allotransplantation in a preclinical large animal model. Transplantation. 103 (7), 1385-1391 (2019).
  13. Al-Rakan, M., et al. Ancillary procedures necessary for translational research in experimental craniomaxillofacial surgery. J Craniofac Surg. 25 (6), 2043-2050 (2014).
  14. Santiago, G. F., et al. Establishing cephalometric landmarks for the translational study of Le Fort-based facial transplantation in Swine: enhanced applications using computer-assisted surgery and custom cutting guides. Plast Reconstr Surg. 133 (5), 1138-1151 (2014).
  15. Ibrahim, Z., et al. Cutaneous collateral axonal sprouting re-innervates the skin component and restores sensation of denervated Swine osteomyocutaneous alloflaps. PLoS One. 8 (10), e77646 (2013).
  16. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. J Vis Exp. (80), e50475 (2013).
  17. Wachtman, G. S., et al. Biologics and donor bone marrow cells for targeted immunomodulation in vascularized composite allotransplantation: a translational trial in swine. Transplant Proc. 43 (9), 3541-3544 (2011).
  18. Kaths, J. M., et al. Heterotopic renal autotransplantation in a porcine model: A step-by-step protocol. J Vis Exp. 108, e53765 (2016).
  19. Liu, W. J., et al. Orthotopic kidney auto-transplantation in a porcine model using 24 hours organ preservation and continuous telemetry. J Vis Exp. (162), e61591 (2020).
  20. Steinhauser, C., et al. Assessment of hemodynamic and blood parameters that may reflect macroscopic quality of porcine kidneys during normothermic machine perfusion using whole blood. World J Urol. 42 (1), 471 (2024).
  21. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for graft quality assessment prior to transplantation. Am J Transplant. 18 (3), 580-589 (2018).
  22. Urcuyo, D., et al. Development of a prolonged warm ex vivo perfusion model for kidneys donated after cardiac death. Int J Artif Organs. 40 (6), 265-271 (2017).
  23. Vallant, N., et al. A comparison of pulsatile hypothermic and normothermic ex vivo machine perfusion in a porcine kidney model. Transplantation. 105 (8), 1760-1770 (2021).
  24. Hosgood, S. A., Saeb-Parsy, K., Hamed, M. O., Nicholson, M. L. Successful transplantation of human kidneys deemed untransplantable but resuscitated by ex vivo normothermic machine perfusion. Am J Transplant. 16 (11), 3282-3285 (2016).
  25. Vallant, N., Wolfhagen, N., Sandhu, B., Hamaoui, K., Papalois, V. Delivery of mesenchymal stem cells during hypothermic machine perfusion in a translational kidney perfusion study. Int J Mol Sci. 25 (9), 5038 (2024).
  26. Uzarsk, J. S., et al. Sustained in vivo perfusion of a re-endothelialized tissue engineered kidney graft in a human-scale animal model. Front Bioeng Biotechnol. 11, 1184408 (2023).
  27. Anand, R. P., et al. Design and testing of a humanized porcine donor for xenotransplantation. Nature. 622 (7982), 393-401 (2023).
  28. Pan, W., et al. Cellular dynamics in pig-to-human kidney xenotransplantation. Med. 5 (8), 1016-1029 (2024).
  29. Golriz, M., et al. Pig kidney transplantation: an up-to- date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).

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