我々 は、実験で使用される血管を提供するヘルプについては教授アンダース Jeppsson を感謝したいです。本研究は、融資 SSH に LUA アルフ付与によって。

組織を使用し、本稿のプロトコル ヨーテボリ大学の倫理ガイドラインに従います。
1. ティッシュの準備・
<ol><li>手術用鉗子、はさみを使用して取得した大伏在静脈から周囲の組織をカットします。 注: 大伏在静脈は、血管外科医による人間の下肢から解剖しました。このペーパーで使用される大伏在静脈は、バイパス手術後の未利用部分です。</li>
	<li>血流中に漏れを防止するには、縫合鉗子と彼らの両端にすべての側枝を縛る。</li>
	<li>リン酸バッファー生理食塩水 (PBS) の 40 mL を含む 50 mL のチューブに静脈をしてください。余分な血液を削除する PBS 2 - 3 回を変更することにより、静脈を洗います。-80 ° C で凍結による静脈を格納します。</li>
</ol>2. Decellularization のセットアップと Recellularization バイオリアクターの準備
注: は、はさみを使用して、表 1に示すように、シリコン チューブをカットします。
<ol><li>
Decellularization セットアップ 1 (トリトン X-100 灌流、洗浄)
	<ol>
<li>2 L にチャンバー (プラスチック製の浴槽)、管 A図 1 aに示すように、すべての 3 つの小品をテープします。 注: テープの端が商工会議所 (洗剤の入口) の底に触れる 1 つの壁に 1 つの管と静脈の長さに応じて間に 5-10 cm の距離で反対側の壁には、他の 2 つの管。これらのチューブの少なくとも 5 cm は、商工会議所の床 (静脈の入口と出口) にも録音必要があります。</li>
		<li>洗剤の流入管に管 B 管 F 管 C 続くシリーズの接続男女別ルアー コネクタを使用して、最終的に静脈入口に。場所 F、蠕動のカセットに挿入するチューブ ポンプ私です。</li>
		<li>別チューブ C に乗り、静脈の出口に 1 つの端を接続します。商工会議所 (洗剤アウトレット) 直上の 45 cm は下ホース コンセント付きのガラス瓶にもう一方の端を置き、それを確保するためのテープします。チューブ G に乗り、ガラス瓶のホース コンセントに一方の端をプッシュし、静脈チャンバーにもう一方の端を配置します。 注: セットアップを完了 (赤矢印)、商工会議所、及び流れ方向 (白い矢印) の写真は、図 1 aのとおりです。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Decellularization セットアップ 2 (TnBP の灌流)
	<ol>
<li>1 L のガラス瓶を持ってし、管瓶の底に触れるまで、瓶にチューブ C (洗剤入口) の一方の端を配置します。</li>
		<li>管 F の半分の深さ (静脈の入口) まで瓶に C. 場所管 C のもう一方の端をチューブで後にもう一方の端を接続します。蠕動ポンプのカセットに F 管を置く私。</li>
		<li>管 D を取るし、静脈の入口 (洗剤コンセント) から 45 cm の高さで置かれた下ホースで半分の深さとガラス瓶の中にもう一方の端まで瓶 (静脈の出口) に 1 つの端に置きます。確保するために洗剤の入口と出口の管をテープします。</li>
		<li>磁性攪拌器に 1 リットルのガラス瓶を置き、磁石が我慢してボトル。</li>
		<li>チューブ G に乗り、ガラスの瓶のホース口に片方の端をプッシュし、1 L のガラス瓶にもう一方の端を配置します。 注: 画像の完全なセットアップ (赤矢印)、商工会議所および流れの方向 (白い矢印) は図 1 bに示すように。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Decellularization セットアップ 3 (DNase の灌流)
	<ol>
<li>250 mL の瓶を取るし、蠕動性ポンプ II のカセット チューブ C のイス チューブの中間領域の両端に配置。 注: チューブの一方の端は液入口、静脈の流入する管のもう一方の端を接続します。静脈の出口はソリューションで無料になっています。</li>
		<li>37 ° C でポンプを含む全体のセットアップを場所します。セットアップを完了し、流れ方向の写真を図 1に示します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Recellularization バイオリアクター
	<ol>
<li>準備ができた保つすべての部品図 2 aに示すように。</li>
		<li>図 2 bに示すように 4 ポート キャップを取ると各ポートに挿入、H (静脈の出口) をチューブ、チューブの私 (メディア入口)、J (静脈の入口) をチューブします。4番目のポート (マスコミ) 管 H のもう一方の端に挿入します。 メモ: 4 ポート キャップの上からのビューは、図 2に示されています。簡単にハサミで鋭いポイントに端をカット、チューブの挿入。</li>
		<li>U 形に J ・ チューブのもう一方の端を曲げ、縫合糸でそれを縛る。H & j. チューブの内側の両端に削減コネクタを接続します。</li>
		<li>250 mL ガラス瓶の中にフラット ベース 60 mL チューブを置き、図 2 Dに示すように管に上記したセットアップを配置します。図 2 eのように、K、E、および K の管シリーズに接続します。静脈の入口に 1 つ管 K と別の管 K メディア入口に接続します。 注: セットアップ、及び流れ方向の回路図は、図 2 階に見られます。</li>
		<li>バイオリアクターをオートクレーブで滅菌します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. 溶液の調製
<ol><li>解決策 1 (10 x 水): 1 L の純水には 2 g のアジ化ナトリウム、エチレンジアミン四酢酸 (EDTA) の 18.6 g を追加。塩が溶けるまでかき混ぜます。</li>
	<li>解決策 2 (1 x 水): 100 mL の溶液 1 を取るし、純水の 900 mL を追加。</li>
	<li>解決策 3 (トリトン X-100 x 5): 純水 950 mL に EDTA の 9.3 g、1 g、アジ化ナトリウムのトリトン X-100 の 50 mL を追加。溶解するまで攪拌します。</li>
	<li>ソリューション 4 (トリトン X-100 x 1): 200 mL の溶液 3 を取るし、純水の 800 mL を追加。</li>
	<li>解決方法 5 (1 x TnBP): 990 溶液 2 mL を 10 mL のピペットと TnBP の 10 mL を追加。</li>
	<li>解決策 6 (40 Kunitz 単位/ml DNase): ダルベッコ リン酸バッファー食塩 CaCl2と MgCl2を含む 50 ml DNaseI の追加 2,000 Kunitz ユニット。新鮮な準備し、すぐに使用します。</li>
	<li>解決策 7 (PBS): は、純水の 3 L にリン酸カリウムの 0.72 g、リン酸ナトリウムの 4.32 g 0.6 g の塩化カリウムの塩化ナトリウム 24 g を追加します。溶解するまで攪拌します。7.4 に pH を調整します。滅菌オートクレーブで PBS の 1 L とは別々 に保管します。</li>
	<li>ソリューション (0.1% 過酢酸) 8: 7 の無菌溶液の 50 mL に酢酸の 50 μ L を追加。新鮮な準備し、すぐに使用します。</li>
</ol>4. 内皮媒体の作製
<ol><li>L-グルタミンの 5 mL の 5 mL 対策、AB 血清の 50 mL と 500 mL 無菌フードの下で MCDB131 中に牛胎児血清を除く EGM 2 成長因子キットのすべてのコンポーネントを追加します。</li>
</ol>5. 伏在静脈の decellularization
<ol><li>室温で-80 ° C からひと伏在静脈を解凍します。-80 ° C で再度凍結し、再び室温で解凍。</li>
	<li>はさみを使用して 2 mm の生検をカットし、室温で 24-48 h のホルムアルデヒドで修正します。縫合糸と男性と女性のルアーロック コネクタの棘に静脈の両端を結ぶ。</li>
	<li>Decellularization セットアップ 1 に静脈を接続し、解決策 2 の 1 L を入力します。35 mL/分で 15 分空のセットアップの内容のために灌流します。</li>
	<li>解決策 4 の 1 L を追加し、セットアップの内容を空に 4 h 35 mL/分での灌流します。</li>
	<li>500 mL の溶液 2 を追加し、5 分設定の内容を空の灌流します。この手順を繰り返します。灌流セットアップ 1 から静脈を切断し、灌流セットアップ 2 に接続します。</li>
	<li>解決策 5 の 1 L を加えてかくはんオン 35 mL/分で 4 時間灌流します。 注: 解決方法 5 は回転かくはんおよび灌流全体で後曇りに見えます。</li>
	<li>灌流セットアップ 2 から静脈を切断し、5-10 分の超純水の 4 変化で静脈の外側と内側のシリンジに 10 mL のピペットを洗います。</li>
	<li>灌流セットアップ 3 静脈に接続ソリューション 6 の 50 mL を追加して、4 h、セットアップの内容を空にして、セットアップから静脈を切断の 37 ° C 室 10 mL/分で灌流します。</li>
	<li>接続静脈灌流セットアップ 1、解決方法 2 の 1 L を記入の 35 mL/分ステップ 5.9 4 回 (合計 5 サイクル) を繰り返しステップ 5.4 で一晩を灌流しました。手順 5.2 で示されたとして再度生検を取る。 注: スキップのステップ 1 と 3 のサイクルで 5.8 の 2 番目の部分。</li>
	<li>セットアップの内容を空にします。解決方法 2 の 1 L を記入し、灌流 35 mL/分変更ソリューションで 24 h の 12 h. 後 2 空のセットアップの内容。超純水水 1 リットルを記入し、12 h.Empty 後、セットアップの内容変更超純水水 35 mL/分で 24 時間灌流します。解決策 7 の 1 L を記入し、7 後 12 h 35 mL/分変更ソリューションで 24 時間灌流します。</li>
</ol>6. Decellularization の検証
<ol><li>ホルマリン固定ティッシュ プロセッサ標準プロトコルを次の 15 分プロセスの純水で生検を洗浄し、パラフィン22に埋め込みます。</li>
	<li>ミクロトームを使用して 5 つの μ m のセクションをカットし、マイヤーのヘマトキシリンと 0.2% アルコール エオシン (H & E) 染色標準プロトコル22。</li>
	<li>正常組織と比較して脱組織における核の損失を確認する顕微鏡の下でを表示します。</li>
</ol>7. recellularization
<ol><li>50 mL の溶液 8 を含む 50 mL のチューブに置くことで静脈を滅菌します。37 ° C で 1 h のシェーカーで 80 回転/分 (rpm) で扇動します。</li>
	<li>層流 (LAF) 無菌性を維持にキャビネットの下静脈を処理します。対策の滅菌溶液 7 と 500 μ L の 50 mL を含む新しい 50 mL チューブ滅菌用のピンセットを使用して静脈を転送します。12 h. 変更ソリューション 7 間に少なくとも 2 回の上記のように揺り動かします。</li>
	<li>滅菌鉗子を使用して、新しい 50 mL のチューブに静脈を転送し、内皮メディアの 50 mL を追加します。11 h については、上記を揺り動かしなさい。</li>
	<li>キャビネットの LAF の下で滅菌手袋を使用してバイオリアクターを組み立てます。バイオリアクターの静脈入口と滅菌縫合鉗子と出口に静脈を結ぶ。</li>
	<li>バイオリアクターと同じ培地で塗りつぶし、静脈に接続します。50 IU/mL にヘパリンを追加し、37 ° C で 2 mL/分で 1 時間灌流</li>
	<li>ヘパリン コーティング バキュテナー チューブでドナーから 15 25 mL (静脈の長さ) に応じて新鮮な血液を収集し、スティーン ソリューションと 1:1 の希釈します。その後、内分泌腺由来血管内皮増殖因子 (VEGF EG、80 ng/mL)、塩基性繊維芽細胞成長因子 (B-FGF、4 μ L/mL) とアセチル ・ サリチル酸 (5 μ G/ml) を追加します。</li>
	<li>バイオリアクターを 5% CO2と 37 ° C の定温器に移動し、2 mL/分で 48 時間灌流します。</li>
	<li>約 12 時間後、バイオリアクターに移動キャビネット、LAF 血のドロップを取るし、血糖監視装置を用いたグルコースを測定します。レベルが 3 以内のモル/L の場合追加をもたらすブドウ糖 7 9 ミリ モル/L の繰り返しの範囲でこのステップごとの 8-12 h。</li>
	<li>48 時間後キャビネットの LAF にバイオリアクターを移動し、バイオリアクターから血液を排出します。滅菌溶液 7 30 mL を加えて 5 分排水ソリューションを灌流します。30 mL の滅菌溶液 7 を追加し、2 回以上血の赤い色がなくなるまで 5 分繰り返し灌流します。 注: 生検は細胞接着の確認のため撮影できます。静脈を外し、静脈の 5 mm 端をハサミで切って捨てます。5.2 の手順で述べたように、生検を取る、バイオリアクター (オプションの手順) 静脈を再び接続します。</li>
	<li>内皮細胞培地の 30-45 mL を追加し、2 mL/分でインキュベーターで 96 時間灌流します。 注: は、静脈が水没するまでに内皮細胞培地を追加します。</li>
	<li>LAF のキャビネットに、バイオリアクターを移動、recellularized の静脈を切断、はさみを使用して静脈の 5 mm の縁を切って、破棄します。5.2 の手順で述べたように、生検を取る。</li>
</ol>8. Recellularization の検証
<ol><li>セクション 6 の指示に従い、H & E 染色を行います。細胞の存在を顕微鏡でスライドを確認します。</li>
</ol>

<ol>
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SSH を保持 Verigraft、血管組織の技術のライセンスを取得して会社で共有しています。他の作家が何を開示するあります。

伏在静脈の decellularization はここで説明したテクニックは、臍と乳腺静脈のようなすべての小径静脈にも適用することができます簡単に、シンプルでコスト効果の高い方法です。Decellularization ソリューションとその濃度をこのメソッドで使用されている私たちの以前の結果の6,7からです。にもかかわらず、decellularization の 5 サイクルをお勧めします、特定の静脈でまた気づいた 3 サイクルで完全な decellularization。ただし、再現性のある結果が得られた 5 サイクルを使用しました。このプロトコルを適用すると、我々 はさまざまな長さの静脈を脱 30 cm まで正常に (結果未発表)。45 cm decellularization ソリューションのコンセントを持ち上げると、静脈内 33 mmHg の圧力が作成されます。我々 の経験では、全体の静脈を均一に decellularizing と再現性をもって 5 サイクルの重要なステップとしてこれを気づいた。選ばれた圧力は通常の伏在静脈圧 (5-10 mmHg) の 3 倍以上ですが無能と同じ静脈 (静脈瘤)23です。さらに、この高圧が静脈壁に大きな力を作成し、効率的かつ迅速な細胞の除去に役立つ可能性があります、したがって、我々 は推測します。
TnBP は有機溶剤と水に不溶なので洗剤を曇りになるまで攪拌は重要です。それ以外の場合、洗剤はフロートされます。同じ理由から、ソリューションでは、混合 TnBP を保つために、洗剤の排水チューブは、ホース コンセント付きのガラス瓶の上部に置かれました。TnBP の効率的な除去洗浄水 TnBP 液滴をフローティングの有無によってすべてのサイクルでの使用を見ることができる後の静脈。また、decellularized 組織をまた作り出した DNase ステップをスキップが、decellularized の組織の比較的高い DNA 量の気づいたいくつかの場合、気づいています。高流量・高圧する効率的な DNase 活動の必要がないため低灌流率 (10 mL/分) を使用する場合があります。異なる蠕動性ポンプは、その小さいサイズのセットアップの簡単な処理に役立つように使用されました。我々 はサイクル 2 で decellularization 結果の間にほとんどの細胞の損傷を気づいた、1 と 3 (未発表結果) サイクル中に DNase 処理をスキップしておすすめ。生体力学特性の保存特性解析と細胞外マトリックス蛋白質の定量化が本稿では実行されていないにもかかわらず類似した decellularization プロトコルと私たちの前の経験を示した細胞外マトリックスの構造と蛋白質の7。これらの静脈で予備の定量化実験生産 (未発表) 同様の結果が既に出版された結果はこの自信を強化します。
セル拡張時間が長く、拡張セル、外科的侵襲と不快感で患者の自発の突然変異を回避できると血を使用して recellularization、拡大した骨髄細胞の便利で簡単なプロセスです。Epc を循環からの内皮化も発生、血液内皮細胞培地による血液灌流が続くとその灌流を行ったことが知られているので recellularization の十分であります。このような 2 つの静脈は肝外門脈閉塞7児に移植されたとき、移植の成功の結果から静脈の組織同様のメソッドを使用して設計の安全性を見る。脱細胞外マトリックスにおける成長因子が血液24から Epc を循環の添付ファイルを許可することが推測された.次のようなプロトコルの静脈の recellularization は、VEGF 受容体 2 と分化 (CD) 14 CD45 表現する細胞膜7みながらルーメン上のクラスターの肯定的な細胞を示した。我々 はまた、連続した内皮層観測されないことがすべての場合に特にそのような個人が循環前駆細胞の25の数を減少していることが知られている、古いや病気の患者からの血液を使用する場合を想像します。受信者自身とその血流を仮定するただし、血液が抗原 decellularization のため公開されて、移植だけではなく移植時の炎症性副作用の可能性を減らす可能性がありますの多くをマスク脱血管。さらに、血液灌流は、内腔と順番循環前駆細胞の生体内でrecellularization の急速なプロセスの結果の増加を募集する外膜における増殖因子の増加されたレベルを沈殿できます。
本研究で用いたバイオリアクター デザインの利点は、完全なオートクレーブ、組み立て簡単、費用対効果、取り扱いが容易、損傷の少なくとも可能性です。私たちの経験では長さ 10 cm にアップされた recellularized の静脈、現在設計を使用します。にもかかわらず静脈の最大長さ 25 cm は、バイオリアクター内の"U"形で静脈を保つことによっても recellularized することができます、これは検証する必要があります。バイオリアクター デザインは、静脈の流れの方向は重力に対して人間のこれらの静脈の流れの法線方向であるように設計されていますを示しています。内皮の中のステップの 12 h 灌流は、静脈前提、裏付けし着信 Epc の添付ファイルに対する親和性を高めます。余分なヘパリンおよび灌流 1 時間の加算は血流中にチューブに血栓の形成のリスクを下げます。
必要な血液量は静脈の長さに依存します。私たちは血液量に従う基本的な原則は、静脈が血液に浸漬されることです。45 mL を超える血液ボリュームを処理しながら、時折混合は汚泥の底で細胞蓄積を防ぐ必要があります。我々 は、大量のタンパク質と臓器移植26,27の間に組織の健康を維持するために必要なコンポーネントが含まれているために血液がスティーンのソリューションを追加しました。彼らは強力な血管新生増殖因子28彼らの存在は、Epc29,30,31,32 の分化・増殖、移行を誘導する VEGF および B-FGF の追加は有益です.VEGF の追加量は、Epc の増殖が 80 ng/mL でみた以前未発表の研究結果に基づいています。アスピリンの血小板33内皮層への愛着のチャンスを減らすの活性化を阻害します。継続的な監視とグルコース添加の細胞増殖と赤血球の溶血反応を防止するために有益もなります。
簡単な採血のみが受信者から必要である場合は、以下の技術的な専門知識を必要とする簡単な実行可能なプロシージャとして考えることが。にもかかわらず、開始から終了するここで示されている全体の手順は、20 日間かかります、保存として decellularized の静脈、棚から製品は患者のために 8 日に手順を短縮します。脱静脈のストレージは技術的に recellularization 効率を影響はありませんがそれを評価する必要があります。組織設計の静脈を生成この手順用閉塞静脈、静脈不全免疫抑制を必要とせず下肢静脈瘤につながるとのより良い品質提供を交換、バイパス手術クリニック患者のための生活。

血管の管は脳動脈瘤、頚動脈狭窄症と血管の深刻な問題につながる動脈硬化のようないくつかの臨床条件に必要です。外科医は、機能的な血液供給を復元するのに自家、同種または合成の血管の管を使用します。自家血管の使用はまだ理想的なアプローチと考え、患者の可用性 majorly 制限されています。同種または合成移植などの選択肢には、免疫抑制治療と再手術1、2国に経済的負担など主要な健康の結果につながる貧しい存深遠な問題があります。血管の組織工学は自然の相同性と自家細胞移植を目指します。したがって、受信者の免疫システムは、自己として移植された臓器を認識し、それが現在の代替案と比較してより良い機能可能性がありますこのような移植では、天然タンパク質および元の構成細胞を含まれている、ので。組織は、3膀胱、尿道4気管5、および静脈6,7を正常にクリニックで使用されているように臓器を設計されています。
ティッシュのパーソナライズされた移植片を生産する技術と、続いて decellularization と recellularization ドナーから移植が必要です。Decellularization は、組織や臓器の8,9,10からセルを削除する有望な技術です。特定の物理的、化学的及び酵素法11それらを組み合わせることで、decellularization を実行できます。これらのメソッドの最適な使用率脱組織はネイティブの組織に似た細胞外マトリックスで同じような構造と機能蛋白質を持つことができます。このような臓器は、着信の幹細胞の分化、増殖、移行添付ファイルを強化する固有能力を有しています。
Recellularization は、移植に細胞を播種の動的過程と臨床移植の受信者の幹細胞を使用ことができます。骨髄間葉系幹細胞のような目的のため現在使用など臓器住民3,5,6があります。動物学の研究指向は、胎児人工多能性12,13,14は、間葉系の起源からの幹細胞を使用しています。このプロセスは、バイオリアクター (静脈を保持し、温度、ガス、pH、圧力などの必要な条件を提供しています部屋) 細胞及び培地。Recellularization の課題は、特定の種類と播種戦略全体の組織や器官に達することができる細胞での細胞の必要な番号を取得することです。にもかかわらず、ない完全な組織や器官構造的、機能的は、生成、今まで評価がされて、フィールドおよび最初の結果のいくつかの進歩は今後の可能性15を表示します。静脈の重要な機能は、組織とくびれに役立ちます、また血圧16を保持する強度を提供中の平滑筋層に炎症性細胞の浸潤を制御する内腔内皮にあります。研究では、血管内皮形成吻合または循環血管内皮前駆細胞 (Epc) 血17,18,19からダメージ、中にリダイレクトが発生することを示しています。静脈の recellularization のための戦略は、Epc の循環血液中に存在に依存します。
静脈と動脈のティッシュ エンジニア リングは、異なる decellularization と recellularization 戦略20,21に続くいくつかのグループによって行われました。当社グループも実行し、腸骨と乳腺静脈6、7の decellularization と recellularization の戦略を開発しました。Decellularization は、トリトン X-100、トリ-n-ブチル (TnBP)、リン酸塩と酵素のデオキシリボヌクレアーゼ (DNase) で静脈の動揺によって行われました。骨髄由来内皮細胞や平滑筋細胞6または末梢血7を使用して、recellularization を行った。静脈は肝外門脈閉塞6,7で小児患者の移植で機能の血液供給を提供する臨床約束を示したいずれかのプロトコルによって recellularized。
現在、小径静脈の decellularization、recellularization、汚泥処理の向上かつ容易に性能の同じプロトコルの修正バージョンを開発しました。現在の decellularization プロトコルには、洗剤洗剤撹拌ではなく圧力を使用して静脈の血流が必要な。Recellularization プロトコルには、前処理細胞接着と増殖、生存細胞接着を改善するため血中における成長因子の添加を改善するための追加の手順が含まれます。市販の製品を用いたバイオリアクターのデザインを改善を実現しました。Decellularization とひと伏在静脈の recellularization を実行するための修正されたプロトコルの詳細な説明を提案します。

<table><tbody><tr><td>4-Port Cap</td><td>CPLabSafety</td><td>WF-GL45-4Kit</td><td></td></tr><tr><td>Acetyl salicylic acid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A5376</td><td></td></tr><tr><td>Anti-Anti</td><td>Life Technologies</td><td>15240-062</td><td></td></tr><tr><td>B-FGF</td><td>Lonza</td><td>cc-4113B</td><td></td></tr><tr><td>Blood Glucose monitoring system - Free style Lite</td><td>Abbott</td><td>70808-70</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8769</td><td></td></tr><tr><td>DNase-I</td><td>Worthington</td><td>LS0020007</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco&#039;s PBS with CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; and MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>D8662</td><td></td></tr><tr><td>EDTA disodium salt dihydrate</td><td>AlfaAesar</td><td>A15161.OB</td><td></td></tr><tr><td>EGM-2 Growth Factors Kit</td><td>Lonza</td><td>CC-4176</td><td></td></tr><tr><td>EG-VEGF</td><td>Peprotech</td><td>100-44</td><td></td></tr><tr><td>Glass bottle 250ml</td><td>VWR</td><td>2151593</td><td>Any bottle with GL45 cap can be used</td></tr><tr><td>Glass bottle 1L</td><td>VWR</td><td>2151595</td><td>Any bottle with GL45 cap can be used</td></tr><tr><td>Glass jar 500ml with bottom hose outlet</td><td>Kimble Chase Life Science</td><td>14607</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Leo</td><td>387107</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Coated Vacutainer Tubes</td><td>Becton Dickinson</td><td>368480</td><td></td></tr><tr><td>Human AB Serum</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H3667</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Life Technologies</td><td>25030-024</td><td></td></tr><tr><td>Luer Female with 1/8&quot; ID Barb</td><td>Oina</td><td>LF-2PP-QC</td><td>For 3X5mm silicon tube</td></tr><tr><td>Luer Female with 3/32&quot; ID Barb</td><td>Oina</td><td>LF-1.5PP-QC</td><td>For 2X4mm silicon tube</td></tr><tr><td>Luer Male with 3/32&quot; ID Barb</td><td>Oina</td><td>LM-1.5PP-QC</td><td>For 2X4mm silicon tube</td></tr><tr><td>Luer Male with 1/8&quot; ID Barb</td><td>Oina</td><td>LM-2PP-QC</td><td>For 3X5mm silicon tube</td></tr><tr><td>Luer Male with 5/32&quot; ID Barb</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-45518-06</td><td>For 5X8mm silicon tube</td></tr><tr><td>MCDB 131</td><td>Life Technologies</td><td>10372-019</td><td></td></tr><tr><td>Per acetic acid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>433241</td><td></td></tr><tr><td>Peristaltic pump I</td><td>Masterflex</td><td>7524-45</td><td>For Decellularization setup 1 and 2. The cassette used is 7519-75</td></tr><tr><td>Peristaltic pump II</td><td>Ismatec</td><td>ISM941</td><td>For Decellularization setup 3 and Recellularization bioreactor.</td></tr><tr><td>Potassium chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>Potassium hydrogen phosphate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9791</td><td></td></tr><tr><td>Reducing Connector 1.5mmX2.5mm</td><td>Biotech</td><td>ISM569A</td><td></td></tr><tr><td>Shaker</td><td>Ika</td><td>KS4000 i&amp;nbsp; control</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Azide</td><td>Sigma Aldrich</td><td>71290</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>Sigma Aldrich</td><td>13423</td><td></td></tr><tr><td>Sodium hydrogen phosphate</td><td>Merck</td><td>71640-M</td><td></td></tr><tr><td>Steen solution</td><td>Xvivo</td><td>19004</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td>Agnthos</td><td>14817</td><td></td></tr><tr><td>Tri-n-butyl Phosphate</td><td>AlfaAesar</td><td>A16084.AU</td><td></td></tr><tr><td>Triton-X-100</td><td>AlfaAesar</td><td>A16046.OF</td><td></td></tr><tr><td>Tube 60ml with flat base</td><td>Sarstedt</td><td>60596</td><td></td></tr><tr><td>Tube A</td><td>VWR</td><td>2280706</td><td>Cut 3 pieces, each of 25 cm length for decellularization perfusion steup 1 and 2</td></tr><tr><td>Tube B</td><td>VWR</td><td>2280706</td><td>Cut 1 piece of 35 cm length for decellularization perfusion steup</td></tr><tr><td>Tube C</td><td>VWR</td><td>2280706</td><td>Cut 5 pieces, each of 75 cm length for decellularization perfusion steups 1-3</td></tr><tr><td>Tube D</td><td>VWR</td><td>2280706</td><td>Cut 1 piece of 90 cm length for decellularization perfusion steup 2</td></tr><tr><td>Tube E</td><td>VWR</td><td>2280706</td><td>Cut 1 piece of 20 cm length for recellularization perfusion steup</td></tr><tr><td>Tube F</td><td>VWR</td><td>2280713</td><td>Cut 2 pieces, each of 15 cm length for decellularization perfusion steup 1 and 2</td></tr><tr><td>Tube G</td><td>VWR</td><td>2280713</td><td>Cut 2 pieces, each of 60 cm length for decellularization perfusion steup 1 and 2</td></tr><tr><td>Tube H</td><td>VWR</td><td>2280703</td><td>Cut 1 piece of 15 cm length for recellularization perfusion steup</td></tr><tr><td>Tube I</td><td>VWR</td><td>2280703</td><td>Cut 1 piece of 20 cm length for recellularization perfusion steup</td></tr><tr><td>Tube J</td><td>VWR</td><td>2280703</td><td>Cut 1 piece of 25 cm length for recellularization perfusion steup</td></tr><tr><td>Tube K</td><td>VWR</td><td>2280703</td><td>Cut 2 pieces, each of 35 cm length for recellularization perfusion steup</td></tr></tbody></table>

decellularization and recellularization methodology for human saphenous veins

ほとんど血管手術中に使用される血管の導管は、しばしば免疫抑制と貧しい開存性によって引き起こされる合併症につながる同種または合成の移植です。ティッシュ ・ エンジニア リングでは、decellularization と recellularization のメソッドを使用して受信者の範囲を含む自然な細胞外マトリックスとパーソナライズされた移植片を生成するための新しいソリューションを提供しています。末梢血の血流によってひと伏在静脈と recellularization の decellularization を実行するための詳細な方法を紹介します。静脈灌 1% 脱だったトリトン X-100, 1% トライ-n-ブチル-リン酸 (TnBP), デオキシリボヌクレアーゼ (DNase) の 2,000 の Kunitz 単位。トリトン X-100 と TnBP はいた DNase は 4 h の 37 ° C で 10 mL/分で灌流中 35 mL/分 4 時間で灌流。静脈は、純水と PBS で洗浄され、0.1% 過酢酸で殺菌し。再び PBS で洗浄され、内皮細胞培地で前処理します。静脈はバイオリアクターに接続、潅流 50 IU/mL を添加した内皮細胞培地で新鮮な血液とバイオリアクター、スティーン溶液希釈 1:1 を充填して内分泌腺由来を追加 1 h. Recellularization のヘパリンを行った血管血管内皮成長因子 (80 ng/mL)、塩基性繊維芽細胞成長因子 (4 μ L/mL)、アセチル ・ サリチル酸 (5 μ g/mL)。汚泥はインキュベーターに移動し、2 mL/分で 48 時間 3-9 ミリ モル/l. 間の血糖値を維持しながら灌流後、PBS で洗浄、内皮細胞培地でいっぱいインキュベーターで 96 時間潅流する静脈がだったと。トリトン X-100, TnBP DNase と治療は、大伏在静脈を 5 サイクルで脱。Decellularized 静脈は通常と recellularized の静脈 (明るい赤) と対照をなして白く見えた。ヘマトキシリンとエオシン (H & E) 染色脱静脈ではなく通常でのみ、核の存在を示した。Recellularized の静脈では、H & E 染色は静脈の内腔の細胞の存在を示した。

通常静脈の総形態は光赤 (図 3 a)。進歩的な decellularization サイクルで赤い色が失われる (2、図 3Bのサイクル; 3、サイクル図 3)、5番目のサイクルでそれは薄く、白 (図 3 D) に見えます。血液灌流 (図 3E) と内皮細胞灌流 (図 3 f) recellularized 静脈色の明るい赤に見えます。Decellularization 治療の 5 サイクルは、H & E 染色 (図 4 b) で青い核が見られなかったと、静脈からセルを削除されました。対照的に、いくつかの核は、通常の静脈 (図 4 a) に見られました。内腔側に取り付けられている細胞の存在は、H & E 染色 recellularized 静脈血 48 h (図 4、黒矢印) と 96 時間 (図 3 D、黒矢印) 内皮細胞培地による血液灌流後に見られます。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57803/57803fig1.jpg"> 図 1: Decellularization の灌流セットアップの組立します。A)トリトン X-100 の組み立てられた decellularization 設定 1 を表示中の写真を洗浄します。白い矢印表示ソリューションの流路と赤矢印入り江とコンセントの静脈とソリューションを示しています。B) TnBP 潅流の組み立てられた decellularization 設定 2 の図。同様に、decellularization セットアップ 1 のようにソリューションの流路を示す白い矢印と赤い矢印を示す入口および出口静脈および解決のため。C)デオキシリボヌクレアーゼ灌流の組み立てられた decellularization 設定 3 を示す画像。白い矢印表示ソリューションの流路を示し、静脈およびソリューションの入り江が赤い矢印を表す。<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/57803/57803fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。 
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57803/57803fig2.jpg"> 図 2:準備と recellularization のバイオリアクターの組立します。A)バイオリアクターを組み立てるために必要な表示材料の画像します。B)静脈入口と出口 (白い矢印) と管 H、I および j. の配置に接続するコネクタ (赤矢印) を減らすことの配置 4 ポート キャップの内側の写真ポイントH 管の自由な端は、メディアを戻すバイオリアクターに配置されます。C)出入りそれぞれチューブを 4 ポート キャップの上部から見ることができます。D)組み立てのバイオリアクターを示す画像。E)蠕動性ポンプと全体バイオリアクター セットアップを示す画像。K チューブは、バイオリアクターから蠕動性ポンプへの接続を拡張します。F)全体バイオリアクター灌流システムの略図。オレンジの矢印は、フローの方向を示します。<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/57803/57803fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。 
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57803/57803fig3.jpg"> 図 3: Decellularization と recellularization の間に静脈の形態学を総します。A)通常静脈の総形態の色で明るい赤に見えます。色は decellularization サイクル数の増加とともに失われたB) 2 サイクルとC) 3 サイクルします。D)で 5 サイクル、静脈に見える淡い白。E 灌後静脈) 48 h と F の血) 96 h の内皮細胞培地で色でもう一度明るい赤に見えます。<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/57803/57803fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57803/57803fig4.jpg"> 図 4:脱と recellularized の静脈のキャラクタリゼーション。ヘマトキシリンとエオシン染色の像A) 通常の静脈に多く青い核が含まれていますが、彼らは欠席でB)脱静脈。静脈と recellularized でC)血 48 h とD)内皮細胞培地 96 h、内腔の細胞 (黒矢印) の添付ファイルがついた。<a href="https://jove.unicartagenaproxy.elogim.com/files/ftp_upload/57803/57803fig4large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するのにはここをクリックしてください</a>。

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Decellularization and Recellularization Methodology for Human Saphenous Veins

Decellularization とひと伏在静脈の Recellularization 方法

ここでは、洗剤と recellularization を末梢血および内皮細胞中の灌流による伏在静脈 decellularization のためのプロトコルについて述べる。

Vascular conduits used during most vascular surgeries are allogeneic or synthetic grafts that often lead to complications caused by immunosuppression and ...

decellularization-recellularization-methodology-for-human-saphenous

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

14.1K ビュー.  University of Gothenburg. ここでは、洗剤と recellularization を末梢血および内皮細胞中の灌流による伏在静脈 decellularization のためのプロトコルについて述べる。

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Decellularization and Recellularization of Whole Livers

The liver is a complex organ which requires constant perfusion for delivery of nutrients and oxygen and removal of waste in order to survive1. Efforts to recreate or mimic the liver microstructure with grounds up approach using tissue engineering and microfabrication techniques have not been successful so far due to this design challenge. In addition, synthetic biomaterials used to create scaffolds for liver tissue engineering applications have been limited in inducing tissue regeneration and repair in large part due to the lack of specific cell binding motifs that would induce the proper cell functions2. Decellularized native tissues such blood vessels3and skin4on the other hand have found many applications in tissue engineering, and have provided a practical solution to some of the challenges. The advantage of decellularized native matrix is that it retains, to an extent, the original composition, and the microstructure, hence enhancing cell attachment and reorganization5.
In this work we describe the methods to perform perfusion-decellularization of the liver, such that an intact liver bioscaffold that retains the structure of major blood vessels is obtained. Further, we describe methods to recellularize these bioscaffolds with adult primary hepatocytes, creating a liver graft that is functional in vitro, and has the vessel access necessary for transplantation in vivo.

Perfusion decellularization is a novel technique to produce whole liver scaffolds that retains the organ's extracellular matrix composition and microarchitecture. Herein, the method of preparing whole organ scaffolds using perfusion decellularization and subsequent repopulation with hepatocytes is described. Functional and transplantable liver grafts can be generated using this technique.

全肝臓の細胞化とRecellularization

The liver is a complex organ which requires constant perfusion for delivery of nutrients and oxygen and removal of waste in order to survive1. Efforts to ...

生物工学

Autologous Endothelial Progenitor Cell-Seeding Technology and Biocompatibility Testing For Cardiovascular Devices in Large Animal Model

Implantable cardiovascular devices are manufactured from artificial materials (e.g. titanium (Ti), expanded polytetrafluoroethylene), which pose the risk of thromboemboli formation1,2,3. We have developed a method to line the inside surface of Ti tubes with autologous blood-derived human or porcine endothelial progenitor cells (EPCs)4. By implanting Ti tubes containing a confluent layer of porcine EPCs in the inferior vena cava (IVC) of pigs, we tested the improved biocompatibility of the cell-seeded surface in the prothrombotic environment of a large animal model and compared it to unmodified bare metal surfaces5,6,7 (Figure 1). This method can be used to endothelialize devices within minutes of implantation and test their antithrombotic function in vivo. 
Peripheral blood was obtained from 50 kg Yorkshire swine and its mononuclear cell fraction cultured to isolate EPCs4,8. Ti tubes (9.4 mm ID) were pre-cut into three 4.5 cm longitudinal sections and reassembled with heat-shrink tubing. A seeding device was built, which allows for slow rotation of the Ti tubes. 
We performed a laparotomy on the pigs and externalized the intestine and urinary bladder. Sharp and blunt dissection was used to skeletonize the IVC from its bifurcation distal to the right renal artery proximal. The Ti tubes were then filled with fluorescently-labeled autologous EPC suspension and rotated at 10 RPH x 30 min to achieve uniform cell-coating9. After administration of 100 USP/ kg heparin, both ends of the IVC and a lumbar vein were clamped. A 4 cm veinotomy was performed and the device inserted and filled with phosphate-buffered saline. As the veinotomy was closed with a 4-0 Prolene running suture, one clamp was removed to de-air the IVC. At the end of the procedure, the fascia was approximated with 0-PDS (polydioxanone suture), the subcutaneous space closed with 2-0 Vicryl and the skin stapled closed. 
After 3 - 21 days, pigs were euthanized, the device explanted en-block and fixed. The Ti tubes were disassembled and the inner surfaces imaged with a fluorescent microscope.
We found that the bare metal Ti tubes fully occluded whereas the EPC-seeded tubes remained patent. Further, we were able to demonstrate a confluent layer of EPCs on the inside blood-contacting surface.
Concluding, our technology can be used to endothelialize Ti tubes within minutes of implantation with autologous EPCs to prevent thrombosis of the device. Our surgical method allows for testing the improved biocompatibility of such modified devices with minimal blood loss and EPC-seeded surface disruption.

A method for seeding titanium blood-contacting biomaterials with autologous cells and testing biocompatibility is described. This method uses endothelial progenitor cells and titanium tubes, seeded within minutes of surgical implantation into porcine venae cavae. This technique is adaptable to many other implantable biomedical devices.

大動物モデルにおける心血管デバイス用自家血管内皮前駆細胞播種技術と生体適合性試験

Implantable cardiovascular devices are manufactured from artificial materials (e.g. titanium (Ti), expanded polytetrafluoroethylene), which pose the risk ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

人間の3次元の組織工学<em&gt; in vitroで</em&gt;腫瘍テストシステム

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Generation and Grafting of Tissue-engineered Vessels in a Mouse Model

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. The current protocol presents an efficient and reproducible strategy in which functional tissue engineered vessel grafts can be generated using partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) from human fibroblasts. We designed a decellularized vessel scaffold bioreactor, which closely mimics the matrix protein structure and blood flow that exists within a native vessel, for seeding of PiPSC-endothelial cells or smooth muscle cells prior to grafting into mice. This approach was demonstrated to be advantageous because immune-deficient mice engrafted with the PiPSC-derived grafts presented with markedly increased survival rate 3 weeks after surgery. This protocol represents a valuable tool for regenerative medicine, tissue engineering and potentially patient-specific cell-therapy in the near future.

Here, we present a protocol to generate tissue engineered vessel grafts that are functional for grafting into mice by double seeding partially induced pluripotent stem cell (PiPSC) - derived smooth muscle cells and PiPSC - derived endothelial cells on a decellularized vessel scaffold bioreactor.

マウスモデルにおける組織工学血管の生成とグラフト

The construction of vascular conduits is a fundamental strategy for surgical repair of damaged and injured vessels resulting from cardiovascular diseases. ...

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal hyperplasia (IH) that eventually leads to vessel occlusion and graft failure. Mechanical forces, particularly low shear stress and high wall tension, are thought to initiate and to sustain these cellular and molecular changes, but their exact contribution remains to be unraveled. To selectively evaluate the role of pressure and shear stress on the biology of IH, an ex&#160;vivo perfusion system (EVPS) was created to perfuse segments of human saphenous veins under arterial regimen (high shear stress and high pressure). Further technical innovations allowed the simultaneous perfusion of two segments from the same vein, one reinforced with an external mesh. Veins were harvested using a no-touch technique and immediately transferred to the laboratory for assembly in the EVPS. One segment of the freshly isolated vein was not perfused (control, day 0). The two others segments were perfused for up to 7 days, one being completely sheltered with a 4 mm (diameter) external mesh. The pressure, flow velocity, and pulse rate were continuously monitored and adjusted to mimic the hemodynamic conditions prevailing in the femoral artery. Upon completion of the perfusion, veins were dismounted and used for histological and molecular analysis. Under ex&#160;vivo conditions, high pressure perfusion (arterial, mean = 100 mm Hg) is sufficient to generate IH and remodeling of human veins. These alterations are reduced in the presence of an external polyester mesh.

Procedure for Human Saphenous Veins Ex Vivo Perfusion and External Reinforcement

The mechanisms leading to the development of intimal hyperplasia (IH) and vein graft failure are still poorly understood. This study describes an ex&#160;vivo system to perfuse human veins under controlled flow and pressure. Furthermore the efficiency of external mesh reinforcement to limit the development of IH was evaluated.

人間の伏在静脈のための手順<em&gt;生体外</em&gt;灌流および外部補強

The mainstay of contemporary therapies for extensive occlusive arterial disease is venous bypass graft. However, its durability is threatened by intimal ...

医学

Procurement and Perfusion-Decellularization of Porcine Vascularized Flaps in a Customized Perfusion Bioreactor

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction can be performed using autologous free flap transfer or vascularized composite allotransplantation (VCA), such methods also have disadvantages. Issues such as donor site morbidity and tissue availability limit autologous free flap transfer, while immunosuppression is a significant limitation of VCA. Engineered tissues in reconstructive surgery using decellularization/recellularization methods represent a possible solution. Decellularized tissues are generated using methods that remove native cellular material while preserving the underlying extracellular matrix (ECM) microarchitecture. These acellular scaffolds can then be subsequently recellularized with recipient-specific cells.
This protocol details the procurement and decellularization methods used to achieve acellular scaffolds in a pig model. In addition, it also provides a description of the perfusion bioreactor design and setup. The flaps include the porcine omentum, tensor fascia lata, and the radial forearm. Decellularization is performed via ex vivo perfusion of low concentration sodium dodecyl sulfate (SDS) detergent followed by DNase enzyme treatment and peracetic acid sterilization in a customized perfusion bioreactor.
Successful tissue decellularization is characterized by a white-opaque appearance of flaps macroscopically. Acellular flaps show the absence of nuclei on histological staining and a significant reduction in DNA content. This protocol can be used efficiently to generate decellularized soft tissue scaffolds with preserved ECM and vascular microarchitecture. Such scaffolds can be used in subsequent recellularization studies and have the potential for clinical translation in reconstructive surgery.

The protocol describes the surgical procurement and subsequent decellularization of vascularized porcine flaps by the perfusion of sodium dodecyl sulfate detergent through the flap vasculature in a customized perfusion bioreactor.

カスタマイズされた灌流バイオリアクターにおけるブタ血管化フラップの調達と灌流-脱細胞化

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction ...

Procurement and Decellularization of Rat Hindlimbs Using an Ex Vivo Perfusion-Based Bioreactor for Vascularized Composite Allotransplantation

Patients with severe traumatic injuries and tissue loss require complex surgical reconstruction. Vascularized composite allotransplantation (VCA) is an evolving reconstructive avenue for transferring multiple tissues as a composite subunit. Despite the promising nature of VCA, the long-term immunosuppressive requirements are a significant limitation due to the increased risk of malignancies, end-organ toxicity, and opportunistic infections. Tissue engineering of acellular composite scaffolds is a potential alternative in reducing the need for immunosuppression. Herein, the procurement of a rat hindlimb and its subsequent decellularization using sodium dodecyl sulfate (SDS) is described. The procurement strategy presented is based upon the common femoral artery. A machine perfusion-based bioreactor system was constructed and used for ex vivo decellularization of the hindlimb. Successful perfusion decellularization was performed, resulting in a white translucent-like appearance of the hindlimb. An intact, perfusable, vascular network throughout the hindlimb was observed. Histological analyses showed the removal of nuclear contents and the preservation of tissue architecture across all tissue compartments.

Procurement and Decellularization of Rat Hindlimbs Using an Ex Vivo Perfusion-Based Bioreactor for Vascularized Composite Allotransplantation

We describe the surgical technique and decellularization process for composite rat hindlimbs. Decellularization is conducted using low-concentration sodium dodecyl sulfate through an ex vivo machine perfusion system.

血管化複合同種移植のための 生体外 灌流ベースのバイオリアクターを用いたラット後肢の調達と脱細胞化

Patients with severe traumatic injuries and tissue loss require complex surgical reconstruction. Vascularized composite allotransplantation (VCA) is an ...

Synergizing Antegrade Endoscopic with Bridging Vein Harvesting for Improvement of Great Saphenous Vein Graft Quality from the Lower Leg

Antegrade endoscopic harvesting of autografts for bypass grafting may be an optimal strategy addressing excellent graft quality and reduced post-operative wound complications. This standardized protocol for antegrade endoscopic vein harvesting (EVH) from the lower leg has the potential to be introduced to routine coronary artery bypass grafting (CABG). Patients undergoing CABG surgery are positioned on a surgical table with two additional foam rollers below the extended legs, enabling antegrade EVH from the lower leg. Following minimally invasive surgical access through a bridging vein harvest technique, an endoscopic optical dissector is inserted antegrade into the wound. The main vessel and side branches are dissected under continuous optical control of vein quality status and the working channel. After, an endoscopic optical retractor is inserted with an internal bipolar electrocoagulation device for precise, safe, and tissue-protective interruption of side branches. After release of the vein, the vessel is cut off at the proximal and distal ends under optical control, retrieved from the wound, then cannulated and flushed with heparinized saline. Finally, all side branches of the vein graft are double-clipped. Vascular histology is analyzed in a randomized selection of vein samples. After applying this standardized EVH protocol, the learning curve was shown to be steep, and graft quality was sufficient for coronary artery bypass grafting in every case. There was no conversion to surgical harvesting and low risks for tissue damage and bleeding. Leg positioning and synergizing EVH with bridging vein harvesting improved procedural success and vein graft quality. In our hands, antegrade EVH from the lower leg was feasible, demonstrating straightforward graft dissection as well as adequate macroscopic and microscopic graft quality with preserved endothelial integrity. In conclusion, the introduced technique is safe, shows excellent vein autograft quality, and illustrates feasibility for elective and urgent isolated CABG and combined CABG scenarios.

Presented here is a protocol for antegrade endoscopic vein harvesting from the lower leg, which can safely be introduced in routine coronary artery bypass grafting. Vein grafts present excellent graft quality following this standardized protocol with positioning of the legs, minimally invasive access to the vein, and antegrade endoscopic vein harvesting.

下肢からの大きなサフェノス静脈移植品質の向上のための橋渡し静脈収穫と前立腺内視鏡を相乗的に

Antegrade endoscopic harvesting of autografts for bypass grafting may be an optimal strategy addressing excellent graft quality and reduced post-operative ...

A Training and Testing System for Performing Vascular Reconstruction In Vitro

Manual vascular reconstruction training is essential for a beginner surgeon. However, an optimal training system for vascular reconstruction in vitro has yet to be developed. In this study, we introduce an in vitro training and testing system using a magnetic anchoring technique with which a trainee can practice manual vascular reconstruction individually. Additionally, this system can also be used to test the quality of the reconstruction. The described system includes a vascular reconstruction training machine, magnetic tractors, and a magnetic suture puller. In this manuscript, we detail an end-to-end vein anastomosis using porcine right and left iliac veins. To identify the potential damage caused by a magnetic suture puller on the suture, we created three groups with six segments of 4-0 polypropylene sutures each: a control group with no intervention on the polypropylene suture, a group in which the polypropylene suture is manually pulled with sterile gloves 20x, and a magnetic puller group in which the magnetic puller pulled the polypropylene suture 20x. These groups were tested by light microscopy and breaking strength tests, and the effect of reconstruction was assessed. In the light microscopy test, the control group was less likely to be damaged (p &#60; 0.05) and the number of damaged points of the manual group and magnetic puller group were similar (p &#62; 0.05). The results of the breaking strength test were compared across groups and no significant difference was observed (p &#62; 0.05). The end-to-end anastomosis of the porcine iliac veins was successfully performed using this training system, and the reconstructed veins could undergo 2.0 kPa perfusion pressure. Using this training and testing system the trainee can practice manual vascular reconstruction in vitro individually with the aid of magnetic tractors and a magnetic suture puller, and the quality of the reconstruction can be tested.

Here we present a training and testing system where a trainee can complete manual vascular reconstruction in vitro individually using a magnetic anchoring technique. The system can also be used to test the quality of reconstruction.

インビトロにおける血管再建を行うためのトレーニングと検査システム

Manual vascular reconstruction training is essential for a beginner surgeon. However, an optimal training system for vascular reconstruction in vitro has ...

Occlusion of the Great and Small Saphenous Vein Using Copolymeric Glue Based on N-Butyl Cyanoacrylate and Methacryloxy Sulfolane

We present the preliminary results of a longitudinal observational study aimed at evaluating the effectiveness and safety at different short- and long-term follow-ups of vascular occlusion of the great saphenous vein (GSV) and small saphenous vein (SSV) affected by severe pathological reflux, using an innovative modified cyanoacrylate surgical glue composed of N-butyl cyanoacrylate and methacryloxy sulfolane (NBCA+MS). Ninety patients, prospectively recruited for 1 year, underwent the study with EcoColor-Doppler (ECD) to evaluate the maximum diameters of the GSV and SSV in the orthostatic position and the reflux time (RT). An RT greater than 0.5 s was considered pathologic. Clinical, etiology, anatomy, and pathophysiology (CEAP) assessment was used for the complete evaluation of each patient in the study. All the patients were treated by NBCA+MS glue to obtain vein occlusion and observed before treatment (baseline; T0), within 6 h after treatment (T1), 1 month after treatment (T2), 3 months after treatment (T3), 6 months after treatment (T4), and 1 year after treatment (T5). Chi-square (&#967;) analysis was performed to evaluate the effectiveness and safety of the treatment. All the patients participated in the entire duration of the study. Complete occlusion was maintained in 100% of patients at T1, 98.9% at T2 and T3, and 97.8% at T4 and T5 (p &lt; 0.001). None of the patients suffered from post-surgical thrombosis. No blue hyperpigmentation, or paresthesia was observed during the entire observation period. Immediately after treatment, 7.7% of patients needed painkillers; 1 week after treatment, 100% of patients returned to normal life. Vascular occlusion of the great or small saphenous vein using NBCA+MS glue is a safe procedure with persistent benefits after a 1 year follow-up. This procedure can be performed with local anesthesia, allowing a quick return to normal life. Thanks to its low invasiveness, the treatment is not painful.

Here, we present a protocol to treat the great saphenous vein (GSV) and the small saphenous vein (SSV) affected by severe pathological reflux, using an original sclerosing and embolizing cyanoacrylate-based glue composed of N-butyl cyanoacrylate and methacryloxy sulfolane (NBCA+MS).

Decellularization とひと伏在静脈の Recellularization 方法

要約

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全肝臓の細胞化とRecellularization

大動物モデルにおける心血管デバイス用自家血管内皮前駆細胞播種技術と生体適合性試験

人間の3次元の組織工学

マウスモデルにおける組織工学血管の生成とグラフト

人間の伏在静脈のための手順

カスタマイズされた灌流バイオリアクターにおけるブタ血管化フラップの調達と灌流-脱細胞化

血管化複合同種移植のための生体外灌流ベースのバイオリアクターを用いたラット後肢の調達と脱細胞化

下肢からの大きなサフェノス静脈移植品質の向上のための橋渡し静脈収穫と前立腺内視鏡を相乗的に

インビトロにおける血管再建を行うためのトレーニングと検査システム

n-ブチルシアノアクリレートとメタクリロキシスルホランをベースとした共重合接着剤を用いた大小伏在静脈の閉塞

Decellularization とひと伏在静脈の Recellularization 方法

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全肝臓の細胞化とRecellularization

大動物モデルにおける心血管デバイス用自家血管内皮前駆細胞播種技術と生体適合性試験

人間の3次元の組織工学

マウスモデルにおける組織工学血管の生成とグラフト

人間の伏在静脈のための手順

カスタマイズされた灌流バイオリアクターにおけるブタ血管化フラップの調達と灌流-脱細胞化

血管化複合同種移植のための 生体外 灌流ベースのバイオリアクターを用いたラット後肢の調達と脱細胞化

下肢からの大きなサフェノス静脈移植品質の向上のための橋渡し静脈収穫と前立腺内視鏡を相乗的に

インビトロにおける血管再建を行うためのトレーニングと検査システム

n-ブチルシアノアクリレートとメタクリロキシスルホランをベースとした共重合接着剤を用いた大小伏在静脈の閉塞

血管化複合同種移植のための生体外灌流ベースのバイオリアクターを用いたラット後肢の調達と脱細胞化