Name: body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice
Uploaded: 2018-05-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 28 s
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Wir danken der Mitarbeiter von Alfred medizinische Forschung und Bildung Precinct Animal Services (AMREP AS) Team für ihre Hilfe und Pflege den Mäusen, die in dieser Studie verwendet und für die Unterstützung der betrieblichen Infrastruktur unterstützen Regelung des viktorianischen Staates Regierung.

Alle beschriebenen Experimente wurden von der Alfred medizinische Forschung Bildung Precinct Tier Ethikkommission (AMREP AEC) genehmigt und Mäuse wurden humane Pflege im Einklang mit der National Health and Medical Research Council (NHMRC) Australien-Leitlinien für Tierversuchen. Tiere waren ihre vorgeschriebenen Diät und Wasser Ad Libitum verabreicht und befindet sich in einer Umgebung mit kontrollierter Temperatur (~ 21-22 ° C) mit einem leichten 12 h und 12 h-Dunkel-Zyklus. Sieben Wochen alte männlichen Mäusen (auf C57Bl/6J Hintergrund) entweder regelmäßig normale Chow-Diät gefüttert wurden (Energie Inhalt 14,3 MJ/kg, bestehend aus 76 % der kJ aus Kohlenhydraten, 5 % Fett, 19 % Protein; siehe Tabelle der Materialien) oder für die hohen Fett-Fütterung-Gruppe, eine fettreiche Diät (HFD) () Energie Inhalt 19 MJ/kg, bestehend aus 36 % aus Kohlenhydraten, 43 % Fett, 21 % Eiweiß, Spezialität Feeds kJ) für 3 Wochen. Körpergewicht und Körpermaße Zusammensetzung mit einer EchoMRI Maschine wurden wöchentlich vorgenommen, während die Überwachung Stoffwechselanalyse in einem Muscheln nach 3 Wochen der Diät erfolgte.
(1) Körper Zusammensetzung Analyzer Verfahren
Hinweis: Um optimal zu funktionieren, sollten die EchoMRI 4-in-1-in diesem Protokoll verwendeten innerhalb eines Raumes enthalten sein, wo die Lufttemperatur ist stabil und schwankt nicht. Im Idealfall sollte dies ständig überwacht werden. An die Macht der Maschine und Unterbrechungen bewegen sollten wenn möglich vermieden werden. Wenn die Stromversorgung unterbrochen wurde und das System muss neu gestartet werden, können Sie mindestens 2-3 h für die Maschine zum Aufwärmen, bevor Sie es wieder verwenden. Bevor Sie beginnen, stellen Sie sicher, dass Sie korrekte persönlichen Schutzausrüstung tragen.
<ol><li>Vor dem Scannen Mäuse, führen Sie einen Systemtest auf den Körper Zusammensetzung Analyzer Maschine. Dabei wird mit einem Standard-Kalibrierung (bezeichnet als Canola Öl System Testprobe (Kosten)), die Genauigkeit des Instruments zu testen und um sicherzustellen, dass kein Drift in seiner Genauigkeit gegeben hat.<ol>
<li>Öffnen Sie die Systemsoftware, dann klicken Sie auf die Symbolleistenschaltfläche Systemtest oder drücken Sie "Alt + Y" gleichzeitig.</li>
		<li>Bevor der Systemtest durch den Computer durchgeführt wird, warten Sie auf eine Erinnerung zu überprüfen, ob die korrekten Kosten (in diesem Fall die Maus-spezifische Kosten) befindet sich im Inneren der Gantry des Systems ( Abbildung 1). Einmal bestätigt, dass dies tatsächlich der Fall ist, akzeptieren Sie, um mit dem Test fortzufahren, die einige Minuten in Anspruch nehmen wird.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sobald der Systemtest bestanden hat, weiter mit dem Scannen.<ol>
<li>Wenn der Systemtest fehlschlägt, wiederholen Sie den Systemtest.</li>
		<li>Wenn die Maschine weiterhin außerhalb des zulässigen Bereichs (d. h., dass eine Abweichung aufgetreten ist), möglicherweise Kalibrierung notwendig, die Situation zu bereinigen. Füllen Sie dieses, indem Sie die Anweisungen folgen oder wie beschrieben in der Bedienungsanleitung zum Zeitpunkt des Kaufs zur Verfügung gestellt. Wenn das Problem weiterhin besteht, überprüfen Sie die manuelle3 oder melden Sie das Problem an den Hersteller-Support-Team und suchen Sie weitere Anweisung.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie die Mäuse in einem kleinen Tier Probenhalter (lange Zylinder) zu halten, während in der Maschine enthalten. Um dies zu tun, bringen Sie die Halterung horizontal, heben Sie die Maus und zuerst in die Öffnung des Zylinderkopfes einführen. Bringen Sie langsam und vorsichtig die vertikale Position den Inhaber, so dass die Maus an der Unterseite des Zylinders und bereit für die Analyse ist.</li>
	<li>Legen Sie einmal innerhalb der Inhaber ein Trennzeichen um die Bewegung der Maus während der Messperiode zu begrenzen. In einigen Fällen mit sehr aktiven Mäusen kann es notwendig um das Trennzeichen mit der Fingerspitze zu halten sein. Hinweis: Die Mäuse damit vertraut, Platzierung in der Probenhalter vor ihrer ersten Analyse, Stress zu reduzieren. Die Verwendung von einem roten farbigen Tier Probenhalter kann auch die potentielle Stress-Reaktion reduzieren, da die Mäuse fühlen sich im Dunkeln.</li>
	<li>Innerhalb der Software wählen Sie einen Ordner (Ordner Symbolleiste) zum Speichern der Daten und erstellen Sie einen Dateinamen ein.</li>
	<li>Wenn nötig, reduzieren Sie das Rauschen in den Fetten und mageren Messungen durch Erhöhung der Anzahl der primären Ansammlungen des Scans. Sobald die Software gestartet wird, wird die primäre Ansammlungen auf eine empfohlene Standardwert für den allgemeinen täglichen Gebrauch festgelegt; es sei denn, es einen bestimmten Grund gibt, diese Parameter zu ändern, werden die Standard-Einstellungen Benutzer das erforderliche Maß an Präzision verleihen.</li>
	<li>Wenn kein Interesse bei der Beschaffung von Daten für freiem Wasser und Wasser, schalten Sie die Wasser-Phase durch Auswahl der Registerkarte, Nein zu sagen. Dadurch reduzieren die Scandauer deutlich und verbessern den Durchsatz.</li>
	<li>Den Scan zu initiieren, indem Sie "start Scan" auswählen oder durch Drücken von F5 auf der Tastatur. Geben Sie alle relevanten Daten über das Tier (z. B. Tier ID, Körpermasse, etc..) und bestätigen mit "ok" oder F5, um den Scan beginnt die ca. 1 min dauert.</li>
	<li>Nachdem Daten erhoben wurden, entfernen Sie den Tieren mit der Maus aus der Maschine und legen Sie das Tier zurück in seinen Käfig. Alle Tiere eingescannt haben, exportieren Sie die Daten zur weiteren Analyse und Sortierung.</li>
	<li>Reinigen Sie vor und nach Gebrauch gründlich die Tierhaltern gemäß den Anweisungen des Herstellers. Da diese Halter aus Acryl hergestellt werden, sollten Isopropyl-Alkohol und Ethylalkohol vermieden werden, da sie knacken der Inhaber und/oder rasche Verschlechterung des Inhabers, wodurch sich die Wahrscheinlichkeit eines Bruchs verursachen können. Stattdessen verwenden Sie warmes Spülwasser Lösung oder, wenn weitere Desinfektionsmittel erforderlich ist, verwenden Sie F10 (bei einem 1:125 Verdünnung) oder andere Desinfektionsmittel oder Reinigung Sprays (siehe Tabelle der Materialien) und dann abwischen.</li>
</ol>2. metabolische Tier Systemprozedur Überwachung
Hinweis: Das System benötigt ~ 2 h zum Aufwärmen und zu stabilisieren. Wenn die Maschine ausgeschaltet wurde, muss es eingeschaltet sein, um die Zirkonoxid-Zelle auf 725 ° c erhitzt werden können Auch legen wir in der Regel Mäuse im Körper Zusammensetzung Analyzer einen Tag vor dem Eintritt in das Tier, das monitoring-System, Probleme mit Zurückhaltung Stress zu vermeiden.
<ol><li>Der Computer angeschlossen an die Tier-monitoring-System eingeschaltet ist und öffnen Sie das Steuerprogramm zu gewährleisten. Wählen Sie die "Utility Oxymax" Option Menü Tool um die Pumpen zu initiieren.</li>
	<li>Füllen Sie Wasser in Flaschen mit entsprechenden Wasser, wiegen und die Gesundheit der Mäuse zu inspizieren und Essen zu organisieren. Sollten Sie Nahrungsaufnahme im System zu messen, das Essen Pudern. Füllen Sie die Lebensmittel-Hoppers durch Niederdrücken der gefederte Plattform und Spitze Essen in den Trichter. Sicherstellen Sie, dass Lebensmittel Trichter und Wasserflasche voll um sicherzustellen, dass es genügend Nahrung und Wasser zu die vorgesehene experimentelle Zeit dauern.</li>
	<li>Überprüfen Sie den Status der Drierite/Trockenmittel; Wenn ein Farbindikator verwenden, sollte es blau und daher trocken, aber wenn es Pink/lila ist, es hat erhebliche Feuchtigkeit Absorption und sollte ersetzt oder aufgestockt.</li>
	<li>Überprüfen Sie den Zustand der Falle Ammoniak und Kalk-Natron und ggf. tauschen. Wenn die Ammoniak-Falle verbunden ist ersetzen zwei zu einem Zeitpunkt, als die zweite Falle Anzeichen für eine Farbänderung zeigt, den ersten zu. Ein Anstieg der CO2 -Offset kann auch die Notwendigkeit, die Kalk-Natron ersetzen bedeuten. Hinweis: Trockenmittel in einem Ofen getrocknet und wiederverwendet werden kann, aber wir folgen den Empfehlungen des Herstellers des Systems, jedes Mal frisch zu verwenden.</li>
	<li>Montieren Sie die Kammern. Hierzu legen Sie den Lebensmittel-Behälter auf die Waage, dann legen Sie die Kammer an der Spitze mit den perforierten Plattform, die der Boden der Kammer eingefügt wird. Sorgfältig platzieren Sie den Mauszeiger in der Kammer und bringen Sie den Deckel des Systems mit der Front und zurück Clips und zu sichern, bevor die Flasche Wasser Positionierung und Befestigung. Als Vorsichtsmaßnahme überprüfen Sie alle Kammer Deckel, Mäuse und Wasser (Abbildung 2A-D). Hinweis: Abhängig von der Größe der untersuchten Mäuse, kann es erforderlich sein die Höhe der Räume über den Lebensmittel-Behälter so anpassen, dass die Mäuse haben Zugriff auf das Essen aber nicht genug Platz, die sie direkt auf die Zuführung schlafen kann.</li>
	<li>Wie es empfohlen wird, dass die Gas-Sensoren vor jedem Experiment kalibriert werden, muss das System kalibriert.<ol>
<li>Verwenden Sie eine Gas bekannter Zusammensetzung (0,5 % CO2, 20,5 % O2, Gleichgewicht Stickstoff). Die Kalibrierung Gas-Tank über einen Regler und Schlauch an das System anschließen. Schalten und der tankdruck Ausgabe 5-10 Psi lesen ist zu gewährleisten. Hinweis: Einige Systeme haben einen zweiten Behälter, Schlauch und Regler für den Einsatz von reinem Stickstoff als ein "Offset" Gas. Das System von das uns betriebenen nutzt stattdessen Kalk-Natron um CO2 freie Luft zu erzeugen.</li>
		<li>Verfahren Sie um die O-2 und CO2 -Sensoren kalibrieren. Wählen Sie "Kalibrierung" aus dem Menü "Extras" und sequenziell kalibrieren Sie der O2 und CO2. Vor der Kalibrierung zu gewährleisten, dass (1) Probe und Referenz-Flows sind 0,400 LPM, (2) die sensortemperatur Zirkonia O2 725 ° C (± 1 ° C), 3) der Probe und Referenz trockener und Luftpumpen sind auf, und (4) die Kalibriergas angeschlossen und eingeschaltet ist.</li>
		<li>Passen Sie ggf. beim Kalibrieren des O2 -Sensors leicht versetzte Kontrolle auf der Vorderseite des Sauerstoffsensors Zirkonia, einen O-2 -Ratio-Wert von 1,0000 (± 0,0002) zu erreichen. Dies soll gewährleisten, dass sie innerhalb der zulässigen Grenzen (in grüner Schrift in der Software-Anzeige auf dem Bildschirm hervorgehoben).</li>
		<li>Schalten Sie nach erfolgreichen O2 und CO2 Sensorkalibrierung die Kalibrierung Gasflasche und trennen Sie den Schlauch vom Regler. Nach der Kalibrierung sollte O2 für Referenzluft (atmosphärische) 20.92 (± 00.02) lesen. Wenn die Kalibrierung außerhalb der Toleranz ist, wiederholen, und beziehen sich auf Fehlersuche, die Anleitungen des Herstellers. Geschieht dies nicht kontaktieren Sie den Hersteller für weitere Anweisungen.</li>
	</ol></li>
	<li>Fahren Sie mit der Versuchsanordnung. Wählen Sie "experimentelle Datei öffnen" aus dem Menü "Experiment". Wählen Sie die entsprechende Vorlage (z. B. Maus). Unter "Setup" im Menü "Experiment" definieren Sie die Parameter des Experiments, die aufgezeichnet werden sollen (z. B. Maus ID, Gewicht, Gruppe, etc.) abwählen alle Kammern nicht in Gebrauch und wählen Sie den Speicherort für das Experiment gespeichert werden.</li>
	<li>Stellen Sie sicher die Waage tariert worden haben, wenn Nahrungsaufnahme Messen und starten Sie die Erfassung von Daten durch die Auswahl "ausführen" im Menü "Experiment". Daten für verschiedene Zeiträume je nach Phänotyp, institutionellen Richtlinien auf tierische Isolation und Systemnutzung erfasst werden. Hinweis: In unseren Händen ist das Experiment routinemäßig für 48 h mit dem ersten 24 h als Anpassung an die neue Umgebung und die zweite 24 h für die Datenanalyse verwendet ausführen. Die Datenerhebung basiert auf wie lange die Ermittler behalten möchte, ihre Mäuse einzeln untergebracht und Tierethik Genehmigung abhängig. Alternativ, wenn Bestimmungen vorhanden, können Mäuse in den Kammern vor Aufnahme in das System akklimatisiert und verbunden. Jede Kammer wird etwa einmal alle 13 Minuten gemessen, wenn ein 12-Kammer-System verwendet wird.</li>
	<li>Regelmäßig überprüfen Sie und überwachen Sie die Ergebnisse, die erzielt werden, während die Mäuse in das System sind um den Tierschutz zu gewährleisten und die entsprechende Daten werden gesammelt. Jede Frage möglicherweise in diesem Stadium erkannt und behoben werden. Überprüfen Sie auf jede Maus jeden Morgen und Abend, wenn sie im System sind.</li>
	<li>Überprüfen Sie die metabolische Registerkarte am oberen Rand der Datei Datenseite für die erhobenen Daten in Echtzeit für jede Maus in Bezug auf die Sauerstoff-Verbrauch, RER und Energie-Ausgaben. Unterdessen bricht beamen und Daten über den Lebensmittelverzehr befinden sich auf den Registerkarten Aktivität und Fütterung bzw.. Prüfung, die rund um die "O2 In" liest 20.90-20.94, der "CO2 In" ist um 0,040 - 0.050, RER liegt zwischen 0,7 und 1, und der Durchfluss ist mit 0,5 - 0,6 L/min konstant.</li>
	<li>In regelmäßigen Abständen zu überprüfen, dass die Mäuse Zugang zu Nahrung und Wasser haben und dass sie jeweils in Anspruch nehmen. Stellen Sie sicher, dass sie keine Zeichen der Bedrängnisses wie Graben an der perforierten Böden unter Beweis stellen. Darüber hinaus überwachen Sie die Ergebnisse, die angezeigt werden.</li>
	<li>Nach Abschluss der Ihnen zugeteilten experimentelle Zeit, wählen Sie "stop" aus dem Menü "Experiment" und die Ergebnisse exportieren (als CSV-Dateien, Datei > Exportieren > generieren Thema CSV) für die Analyse.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Gesundheit der Mäuse, sie wiegen und dann zurück in ihre Heimat Käfige.<ol>
<li>Mäuse können feindlich zueinander nach der Trennung, also zu überwachen, sobald sie wieder zusammen untergebracht sind.</li>
		<li>Die Käfige zu zerlegen, entfernen Sie überschüssige Lebensmittel aus Trichtern und Kot, Urin, und Lebensmittel aus den Käfigen Tipp. Tauchen, Flaschen und Sippers in verdünnten T-bac-Lösung einweichen und reinigen Sie die anderen Teile in verdünnten Bleichmittel-Lösung. Mit klarem Wasser nachspülen und an der Luft trocknen lassen.</li>
	</ol></li>
	<li>Stoffwechselparameter mit der Software zu berechnen. Die Software nutzt eine Reihe von Gleichungen, die endgültigen Daten Ausgang4bereitzustellen. Für die Berechnung der Sauerstoff-Verbrauch und Kohlendioxid-Produktion: Sauerstoff-Verbrauch: VO2 (LPM)= VichO2i - VoO2o; Kohlendioxid-Produktion: VCO2 (LPM)= VoCO2o-VichCO2i Wo: Vich = Eingabe lüftungsrate (LPM), Vo = die Ausgaberate Belüftung (LPM), O2i = O2 Konzentration am Eingang, O2o = O2 Konzentration am Ausgang, CO2i = CO2 Konzentration am Eingang, CO2o = CO2 -Konzentration am Ausgang. Für die Berechnung der RER: RER = VCO2 / VO2. Beachten Sie, dass Protein Oxidation nicht gemessen wurde und der RER wurde daher nicht dafür angepasst. Für die Berechnung der Energieumsatz: Energieverbrauch: CV = 3.815 + 1.232* RER Wärme (Kcal/h)) = CV * VO2. Wo: Lebenslauf ist der Heizwert (die Beziehung zwischen Hitze und das Volumen des Sauerstoffverbrauchs). Dies leitet sich aus "Die Elemente von the Science of Nutrition" als das Lusk-Tabelle, zusammen mit Graham Lusk bezeichnet.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Chen, W., Wilson, J. L., Khaksari, M., Cowley, M. A., Enriori, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Abdominal+fat+analyzed+by+DEXA+scan+reflects+visceral+body+fat+and+improves+the+phenotype+description+and+the+assessment+of+metabolic+risk+in+mice.">Abdominal fat analyzed by DEXA scan reflects visceral body fat and improves the phenotype description and the assessment of metabolic risk in mice.</a> Am J Physiol Endocrinol Metab. 303 (5), E635-E643 (2012).</li><li>Kovner, I., Taicher, G. Z., Mitchell, A. 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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Wichtige Schritte
Die hierin beschriebenen Protokolle geben Sie ein Beispiel wie die Körperzusammensetzung Messen und verschiedenen Stoffwechselparameter in Mäusen mit einer Körperanalyse Zusammensetzung und eine metabolische Tier monitoring-System. Für beide Techniken ist es von entscheidender Bedeutung, um sicherzustellen, dass die Maschinen optimal arbeiten, und um dies zu tun, es unerlässlich ist, dass der Forscher einen Systemtest für Komposition Körperanalyse füh...

Viele Aspekte der normalen zellulären, Orgel und Ganzkörper-Physiologie, Stoffwechsel untermauert. Infolgedessen in der Einstellung verschiedener Krankheiten, Änderungen an den Stoffwechsel können direkt zu der zugrunde liegenden Erkrankung beitragen oder als Nebenwirkung der Pathologie beeinträchtigt werden. Traditionell haben metabolische Untersuchungen und Studien in der Energiebilanz auf dem Gebiet der Adipositas und damit verbundenen Bedingungen wie Insulinresistenz, prädiabetes, Glukoseintoleranz, Herz-Kreislauf-Erkrankungen und Diabetes konzentriert. Diese Forschung gerechtfertigt angesichts der steigende Prävalenz von solchen Bedingungen weltweit und die individuellen, gesellschaftlichen, und wirtschaftlichen Kosten diese Bedingungen verursachen. So, die Entwicklung von Präventionsstrategien und neuer Therapeutika zu Ziel Übergewicht ist ein ständiges Ziel in der Forschungslabors auf der ganzen Welt und präklinischen Mausmodellen sind stark für diese Studien berufen.
Mit einem Gewicht von Mäusen bietet eine zuverlässige Bewertung der Gewichtszunahme oder Verlust, bietet es keine Aufschlüsselung der verschiedenen Komponenten, aus denen sich Ganzkörper-Zusammensetzung (Fettmasse, Magermasse, freies Wasser sowie andere Komponenten wie Fell und Krallen). Das Wiegen von Fettpölsterchen an den Abschluss des Studiums, sobald die Maus verstorben ist bietet eine genaue Messung der verschiedenen Fettdepots aber kann nur für einen einzigen Zeitpunkt Daten liefern. Infolgedessen ist es oft notwendig, mehrere Kohorten untersuchen die Entwicklung von Übergewicht über Zeit, deutlich steigende Tierzahlen, Zeit und Kosten zu registrieren. Die Verwendung von Dual-Energy x-ray Absorptiometry (DEXA) bietet einen Ansatz zur Beurteilung der Körper Fett und magerem Gewebe Inhalt und den Forscher zum Abrufen von Daten in einer longitudinal Mode ermöglicht. Das Verfahren benötigt jedoch Mäuse zu betäubten1, und wiederholte Anfälle von Anästhesie können Auswirkungen auf die Ansammlung von Fettgewebe oder Auswirkungen auf andere Aspekte der Stoffwechselregulation. EchoMRI nutzt Magnetische Kernresonanz relaxometrie Fetten und mageren Masse, kostenlos Wasser und total Wassergehalt zu messen. Dies ist möglich durch die Schaffung der Kontrast zwischen den verschiedenen gewebeanteile, mit Unterschieden in der Dauer, die Amplitude und die räumliche Verteilung der erzeugten Frequenzen ermöglicht die Darstellung und Quantifizierung der einzelnen Gewebe. Dieses Verfahren ist vorteilhaft, da es nicht-invasiv, schnell, einfach ist, keine Anästhesie oder Strahlung erfordert und, vor allem gegen chemische Analyse2positiv bestätigt wurde.
Ein wichtiger Aspekt von Fettleibigkeit und damit verbundene Forschung ist die Energiegleichung Gleichgewicht. Während Fettansammlung komplizierter als reine Energie (Nahrungsaufnahme) versus Energie heraus (Energieverbrauch), sind sie wichtige Faktoren zu messen zu können. Täglichen Energieverbrauch ist die Summe aus vier verschiedenen Teilen: (1) basale Energieverbrauch (Grundumsatz); (2) der Energieaufwand durch die thermische Wirkung der Verzehr von Lebensmitteln; (3) der Energiebedarf zur Thermoregulierung; und (4) die Energie für körperliche Aktivität ausgegeben. Energieaufwand erzeugt Wärme, Wärmeerzeugung durch ein Tier (bekannt als direkte Kalorimetrie) messen lässt sich Energieaufwand zu beurteilen. Alternativ, Messung der inspiriert und abgelaufen Konzentrationen von O2 und CO2, so dass zur Bestimmung der Ganzkörper-O2 Verbrauchs- und CO2 , kann als eine Möglichkeit, indirekt (indirekte Messen genutzt werden Kalorimetrie) Wärmeerzeugung und somit Energieverbrauch zu berechnen. Eine Erhöhung der Nahrungsaufnahme oder eine Abnahme der Energieaufwand wird prädisponieren Mäuse zu Gewichtszunahme und Beobachtungen von Änderungen dieser Parameter können nützliche Informationen von wahrscheinlich Wirkmechanismen in bestimmten Modellen von Fettleibigkeit. Ein verwandter metabolische Parameter von Interesse ist die Atemwege Umtauschverhältnis (RER), ein Indikator für den Anteil der Substrat-Kraftstoff (d.h., Kohlenhydrate oder Fett), die Stoffwechsel und wird genutzt, um Energie zu produzieren durchmacht. Infolgedessen bieten Messung der Nahrungsaufnahme (verbrauchte Energie) in Kombination mit körperlicher Bewegung, O2 Verbrauch, RER und Energieaufwand ein umfassendes Verständnis der metabolischen Profils eines Organismus. Eine Methode, um solche Daten zu sammeln ist mit einer umfassenden Versuchstieres monitoring-System (Muscheln), basiert auf die indirekte Kalorimetrie-Methode zur Messung von Energieverbrauch und hat die zusätzlichen Möglichkeiten zur Bestimmung der körperlichen Bewegungsstufen (Strahl Pausen) und Nahrungsaufnahme über Skalen in der Messkammer eingearbeitet.
In diesem Protokoll bieten wir eine unkomplizierte Beschreibung des Einsatzes von einer Körperanalyse Zusammensetzung zur Bewertung der Körperzusammensetzung bei Mäusen und eine metabolische Tier Überwachungssystem, Aspekte des Stoffwechsels zu messen. Überlegungen und Einschränkungen für diese Techniken werden neben vorgeschlagenen Methoden der Analyse, Interpretation und Darstellung der Daten diskutiert.

<table><tbody><tr><td>4 in 1 system</td><td>EchoMRI</td><td>4 in 1 system</td><td>Whole body composition analyser</td></tr><tr><td>Canola oil test sample (COSTS)</td><td>EchoMRI</td><td>Mouse-specific (contact company for cat number)</td><td></td></tr><tr><td>Animal specimen holder&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>103-E56100R</td><td></td></tr><tr><td>Delimiter&amp;nbsp;</td><td>EchoMRI</td><td>600-E56100D</td><td></td></tr><tr><td>12 chamber system</td><td>Columbus Instruments</td><td>Custom built</td><td>Metabolic Caging System; includes control program</td></tr><tr><td>Drierite</td><td>Fisher Scientific</td><td>238988</td><td>CLAMS consumable</td></tr><tr><td>Calibration gas tank</td><td>Air Liquide</td><td>Mixed to order</td><td>Gas calibration (0.5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, 20.5% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;, balance nitrogen).&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Normal chow diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>Irradiated mouse and rat diet</td><td></td></tr><tr><td>High fat diet</td><td>Specialty Feeds</td><td>SF04-001</td><td></td></tr><tr><td>Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>PL202-S</td><td>Balance for weighing mice</td></tr><tr><td>TexQ Disinfectant spray</td><td>TexWipe</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen Peroxide cleaning solution</td><td>TexWipe</td><td>TX684</td><td></td></tr></tbody></table>

body composition and metabolic caging analysis in high fat fed mice

Veränderungen in der Körperzusammensetzung (Fett oder mager-Masse), metabolische Parameter wie Ganzkörper-Sauerstoffverbrauch, Energieumsatz, und Substrat Auslastung und Verhaltensweisen wie Nahrungsaufnahme und körperliche Aktivität können liefern wichtige Informationen in Bezug auf die zugrunde liegenden Mechanismen der Krankheit. Angesichts der Bedeutung der Körperzusammensetzung und des Stoffwechsels, die Entwicklung von Übergewicht und seine spätere Folgeerscheinungen, ist es notwendig, genaue Maßnahmen dieser Parameter in der präklinischen Forschung zu machen. Fortschritte in der Technologie in den letzten Jahrzehnten haben diese Maßnahmen in Nager-Modelle in einem nicht-invasiv und longitudinal Mode ableiten ermöglicht. Infolgedessen haben diese metabolischen Maßnahmen nützlich erwiesen, bei der Beurteilung der Reaktion von genetischen Manipulationen (z. B. Knockout oder Transgene Mäuse, virale Knock-Down oder Überexpression von Genen), experimentelle Droge/Verbund-Screening und diätetische, Verhaltens- oder körperliche Aktivität Interventionen. Hier beschreiben wir die Protokolle zur Messung der Körperzusammensetzung und metabolischen Parameter mithilfe eines Tieres Überwachungssystem in Chow gefüttert und hohen Fett-Diät gefüttert Mäuse.

Die Ergebnisse in Abbildung 3 zu sehen anzuzeigen eine typische Veränderung in Zusammensetzung Körperparameter auf hohen Fett füttern, gemessen über EchoMRI. Zu Beginn gab es keinen Unterschied in jedem Parameter gemessen (Abb. 3A-F). Jedoch nach nur 1 Woche fettreiche Fütterung, gab es ein deutlichen Anstieg des Körpergewichts, Fettmasse und Masse Fettanteil in der Gruppe HFD (Abb. 3A<...

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Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

Körperzusammensetzung und festsetzende Stoffwechselanalyse bei hohen Fett Fed Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer Zusammensetzung Körperanalyse und metabolische Tier Überwachungssystem Körperzusammensetzung und metabolischen Parametern bei Mäusen zu charakterisieren. Eine Adipositas-Modell induziert durch fettreiche Fütterung dient als Beispiel für die Anwendung dieser Techniken.

Alterations to body composition (fat or lean mass), metabolic parameters such as whole-body oxygen consumption, energy expenditure, and substrate ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

15.3K Aufrufe.  Baker Heart and Diabetes Institute. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung einer Zusammensetzung Körperanalyse und metabolische Tier Überwachungssystem Körperzusammensetzung und metabolischen Parametern bei Mäusen zu charakterisieren. Eine Adipositas-Modell induziert durch fettreiche Fütterung dient als Beispiel für die Anwendung dieser Techniken.

Serie: Body Composition and Metabolic Caging Analysis in High Fat Fed Mice

A Protocol for Housing Mice in an Enriched Environment

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent studies demonstrate that environmental enrichment decreases adiposity, increases energy expenditure, resists diet induced obesity, and causes cancer remission and inhibition in mice. EE typically consists of larger living space, a variety of &#8216;toys&#8217; to interact with, running wheels, and can include a number of other novel environmental changes. All of this fosters a more complex social engagement, cognitive and physical stimulations. Importantly, the toy location and type of toy is changed regularly, which encourages the mice to adapt to a frequently changing and novel environment. Many variables can be manipulated in EE to promote health effects in mice. Thus these approaches are difficult to control and must be properly managed to successfully replicate the associated phenotypes. Therefore, the goal of this video is to demonstrate how EE is properly set up and maintained to assure a complex, challenging, and controlled environment so that other researchers can easily reproduce the protective effects of EE against obesity and cancer.

Environmental enrichment for mice requires a complex and challenging setup, as well as comprehensive husbandry and handling techniques to assure robust metabolic and anti-cancer effects in the mice. This protocol provides detailed procedures to reproduce the above mentioned effects in mice.

Ein Protokoll für die Housing Mäuse in einer angereicherten Umwelt

Environmental enrichment (EE) is a housing environment for mice that boosts mental and physical health compared to standard laboratory housing. Our recent ...

Forschung

Verhalten

Hyperinsulinemic-euglycemic Clamps in Conscious, Unrestrained Mice

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold standard" method for assessing insulin action in vivo. During an insulin clamp, hyperinsulinemia is achieved by a constant insulin infusion. Euglycemia is maintained via a concomitant glucose infusion at a variable rate. This variable glucose infusion rate (GIR) is determined by measuring blood glucose at brief intervals throughout the experiment and adjusting the GIR accordingly. The GIR is indicative of whole-body insulin action, as mice with enhanced insulin action require a greater GIR. The insulin clamp can incorporate administration of isotopic 2[14C]deoxyglucose to assess tissue-specific glucose uptake and [3-3H]glucose to assess the ability of insulin to suppress the rate of endogenous glucose appearance (endoRa), a marker of hepatic glucose production, and to stimulate the rate of whole-body glucose disappearance (Rd).
The miniaturization of the insulin clamp for use in genetic mouse models of metabolic disease has led to significant advances in diabetes research. Methods for performing insulin clamps vary between laboratories. It is important to note that the manner in which an insulin clamp is performed can significantly affect the results obtained. We have published a comprehensive assessment of different approaches to performing insulin clamps in conscious mice1 as well as an evaluation of the metabolic response of four commonly used inbred mouse strains using various clamp techniques2. Here we present a protocol for performing insulin clamps on conscious, unrestrained mice developed by the Vanderbilt Mouse Metabolic Phenotyping Center (MMPC; URL: www.mc.vanderbilt.edu/mmpc). This includes a description of the method for implanting catheters used during the insulin clamp. The protocol employed by the Vanderbilt MMPC utilizes a unique two-catheter system3. One catheter is inserted into the jugular vein for infusions. A second catheter is inserted into the carotid artery, which allows for blood sampling without the need to restrain or handle the mouse. This technique provides a significant advantage to the most common method for obtaining blood samples during insulin clamps which is to sample from the severed tip of the tail. Unlike this latter method, sampling from an arterial catheter is not stressful to the mouse1. We also describe methods for using isotopic tracer infusions to assess tissue-specific insulin action. We also provide guidelines for the appropriate presentation of results obtained from insulin clamps.

The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is the gold standard for assessing insulin action in vivo. A method for performing insulin clamps in mice is described. This includes a method for arterial catheterization that permits experiments to be performed in conscious, unrestrained mice with minimal stress.

Hyperinsulinämische-euglykämische Schellen in dem Bewusstsein, Unrestrained Mäuse

Type 2 diabetes is characterized by a defect in insulin action. The hyperinsulinemic-euglycemic clamp, or insulin clamp, is widely considered the "gold ...

Medizin

Segmentation and Measurement of Fat Volumes in Murine Obesity Models Using X-ray Computed Tomography

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are associated with obesity, though the precise underlying mechanisms that contribute to the disease are currently being delineated.2,3 Several small animal models of obesity have been developed and are employed in a variety of studies.4 A critical component to these experiments involves the collection of regional and/or total animal fat content data under varied conditions.
Traditional experimental methods available for measuring fat content in small animal models of obesity include invasive (e.g. ex vivo measurement of fat deposits) and non-invasive (e.g. Dual Energy X-ray Absorptiometry (DEXA), or Magnetic Resonance (MR)) protocols, each of which presents relative trade-offs. Current invasive methods for measuring fat content may provide details for organ and region specific fat distribution, but sacrificing the subjects will preclude longitudinal assessments. Conversely, current non-invasive strategies provide limited details for organ and region specific fat distribution, but enable valuable longitudinal assessment. With the advent of dedicated small animal X-ray computed tomography (CT) systems and customized analytical procedures, both organ and region specific analysis of fat distribution and longitudinal profiling may be possible. Recent reports have validated the use of CT for in vivo longitudinal imaging of adiposity in living mice.5,6 Here we provide a modified method that allows for fat/total volume measurement, analysis and visualization utilizing the Carestream Molecular Imaging Albira CT system in conjunction with PMOD and Volview software packages.

Fat content analysis is routinely conducted in studies utilizing murine obesity models. Emerging methods in small animal CT imaging and analysis are providing for longitudinal detail rich fat content analysis. Here we detail step by step procedures for performing small animal CT imaging, analysis, and visualization.

Segmentierung und Messung von FAT-Volumes in Murine Obesity Modellen mithilfe von Röntgen-Computertomographie

Obesity is associated with increased morbidity and mortality as well as reduced metrics in quality of life.1 Both environmental and genetic factors are ...

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic study in the liver. Here, numerous assays are described to comprehensively measure the phenotype and parameters of hepatic steatosis in mouse and hepatocyte models. 
Combining the physiological, histological, and biochemical methods, this system can be used to assess the progress of hepatic steatosis. In vivo, the measurements of body weight and nuclear magnetic resonance (NMR) provide a general understanding of mice in a non-invasive manner. Hematoxylin and Eosin (H&amp;E) and Oil Red O staining determine the histological morphology and lipid deposition of liver tissue under nutrient overload conditions, such as high-fat diet feeding. Next, the total lipid contents are isolated by chloroform/methanol extraction, which are followed by a biochemical analysis for triglyceride and cholesterol. Moreover, mouse primary hepatocytes are treated with high glucose plus insulin to stimulate lipid accumulation, an efficient in vitro model to mimic diet-induced hyperglycemia and hyperinsulinemia in vivo. Then, the lipid deposition is measured by Oil Red O staining and chloroform/methanol extraction. Oil Red O staining determines intuitive hepatic steatotic phenotypes, while the lipid extraction analysis determines the parameters that can be analyzed statistically. The present protocols are of interest to scientists in the fields of fatty liver diseases, insulin resistance, and type 2 diabetes.

Optimized Analysis of In Vivo and In Vitro Hepatic Steatosis

Here, optimized methods to generate in vivo and in vitro models of hepatic steatosis and to analyze the steatotic phenotypes and related physiological parameters are described.

Optimierte Analyse von<em&gt; In Vivo</em&gt; und<em&gt; In Vitro</em&gt; Hepatosteatose

Establishing a system of procedures to qualitatively and quantitatively characterize in vivo and in vitro hepatic steatosis is important for metabolic ...

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test (OGTT) and Insulin Tolerance Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to insulin-stimulated glucose uptake and a gross decompensation of systemic glucose metabolism. Despite considerable progress in the understanding of glucose metabolism, the molecular mechanisms of its regulation in health and disease remain under-investigated, while novel approaches to prevent and treat diabetes are urgently needed. Diet derived glucose stimulates the pancreatic secretion of insulin, which serves as the principal regulator of cellular anabolic processes during the fed-state and thus balances blood glucose levels to maintain systemic energy status. Chronic overfeeding triggers meta-inflammation, which leads to alterations in peripheral insulin receptor-associated signaling and thus reduces the sensitivity to insulin-mediated glucose disposal. These events ultimately result in elevated fasting glucose and insulin levels as well as a reduction in glucose tolerance, which in turn serve as important indicators of insulin resistance. Here, we present a protocol for the generation and metabolic characterization of high-fat diet (HFD)-fed mice as a frequently used model of diet-induced insulin resistance. We illustrate in detail the oral glucose tolerance test (OGTT), which monitors the peripheral disposal of an orally administered glucose load and insulin secretion over time. Additionally, we present a protocol for the insulin tolerance test (ITT) to monitor whole-body insulin action. Together, these methods and their downstream applications represent powerful tools to characterize the general metabolic phenotype of mice as well as to specifically assess alterations in glucose metabolism. They may be especially useful in the broad research field of insulin resistance, diabetes and obesity to provide a better understanding of pathogenesis as well as to test the effects of therapeutic interventions.

Study of In Vivo Glucose Metabolism in High-fat Diet-fed Mice Using Oral Glucose Tolerance Test OGTT and Insulin Tolerance Test ITT

The current article describes the generation and metabolic characterization of high-fat diet-fed mice as a model of diet-induced insulin resistance and obesity. It further features detailed protocols to perform the oral glucose tolerance test and the insulin tolerance test, monitoring whole-body alterations of glucose metabolism in vivo.

Studie von In Vivo Metabolismus von Glukose in fettreichen Diät gefüttert Mäuse mit oralen Glukosetoleranztest (OGTT) und Insulin-Toleranz-Test (ITT)

Obesity represents the most important single risk factor in the pathogenesis of type 2 diabetes, a disease which is characterized by a resistance to ...

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

The nematode C. elegans has emerged as an important model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as it relates to human obesity and its associated pathologies. Several previous methodologies developed for the visualization of C. elegans triglyceride-rich fat stores have proven to be erroneous, highlighting cellular compartments other than lipid droplets. Other methods require specialized equipment, are time-consuming, or yield inconsistent results. We introduce a rapid, reproducible, fixative-based Nile red staining method for the accurate and rapid detection of neutral lipid droplets in C. elegans. A short fixation step in 40% isopropanol makes animals completely permeable to Nile red, which is then used to stain animals. Spectral properties of this lipophilic dye allow it to strongly and selectively fluoresce in the yellow-green spectrum only when in a lipid-rich environment, but not in more polar environments. Thus, lipid droplets can be visualized on a fluorescent microscope equipped with simple GFP imaging capability after only a brief Nile red staining step in isopropanol. The speed, affordability, and reproducibility of this protocol make it ideally suited for high throughput screens. We also demonstrate a paired method for the biochemical determination of triglycerides and phospholipids using gas chromatography mass-spectrometry. This more rigorous protocol should be used as confirmation of results obtained from the Nile red microscopic lipid determination. We anticipate that these techniques will become new standards in the field of C. elegans metabolic research.

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

We present robust biochemical and microscopic methods for studying Caenorhabditis elegans lipid stores. A rapid, simple, fixing-staining procedure for fluorescent lipid droplet imaging leverages the spectral properties of the lipophilic dye Nile red. We then present biochemical measurement of triglycerides and phospholipids using solid phase extraction and gas chromatography-mass spectrometry.

Biochemische und High Throughput Mikroskopische Beurteilung der Fettmasse in<em&gt; Caenorhabditis elegans</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

Biologie

Palatable Western-style Cafeteria Diet as a Reliable Method for Modeling Diet-induced Obesity in Rodents

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health burden of obesity and its comorbid conditions highlight the need for better understanding of its pathogenesis, yet ethical constraints limit studies in humans. To this end externally valid models of obesity in laboratory animals are essential for the understanding of being overweight and obesity.&#160;While many species have been used to model the range of changes that accompany obesity in humans, rodents are most commonly used. Our laboratory has developed a western-style cafeteria diet that consistently leads to considerable weight gain and markers of metabolic disease in rodents. The diet exposes rodents to a variety of highly palatable foods to induce hyperphagia, modeling the modern western food environment. This diet rapidly induces weight gain and body fat accumulation in rats allowing for the study of effects of overeating and obesity. While the cafeteria diet may not provide the same control over macronutrient and micronutrient profile as purified high-fat or high-fat, high-sugar diets, the cafeteria diet typically induces a more severe metabolic phenotype than that observed with purified diets and is more in line with metabolic disturbances observed in the overweight and obese human population.

This protocol describes the use of a highly palatable, western-style cafeteria diet to model overeating and obesity in rodents. Here, we provide a detailed outline of food selection, preparation and measurement, and explain methodological factors that assist in generating a robust and reproducible phenotype.

Palatable Western-Stil Cafeteria Diät als zuverlässige Methode zur Modellierung Diät-induzierte Adipositas bei Nagetieren

Obesity is rapidly increasing in incidence in developed and developing countries and is known to induce or exacerbate many diseases.&#160;The health ...

Assessing Whole-Body Lipid-Handling Capacity in Mice

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a class of many different molecules with many pathways involved in their synthesis and metabolism. A starting point for evaluating lipid hemostasis for nutrition and obesity research is needed. This paper describes three easy and accessible methods that require little expertise or practice to master, and that can be adapted by most labs to screen for lipid-metabolism abnormalities in mice. These methods are (1) measuring several fasting serum lipid molecules using commercial kits (2) assaying for dietary lipid-handling capability through an oral intralipid tolerance test, and (3) evaluating the response to a pharmaceutical compound, CL 316,243, in mice. Together, these methods will provide a high-level overview of lipid handling capability in mice.

This paper provides three easy and accessible assays for assessing lipid metabolism in mice.

Beurteilung der Ganzkörper-Lipid-Handling-Kapazität bei Mäusen

Assessing lipid metabolism is a cornerstone of evaluating metabolic function, and it is considered essential for in vivo metabolism studies. Lipids are a ...

Identification and Dissection of Diverse Mouse Adipose Depots

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, uncoupling of metabolism to generate heat, and secretion of adipokines to regulate whole-body homeostasis and immune responses. Emerging research is identifying important regional differences in the developmental, molecular, and functional profiles of adipocytes located in discrete depots throughout the body. Different properties of the depots are medically relevant since metabolic diseases often demonstrate depot-specific effects. This protocol will provide investigators with a detailed anatomic atlas and dissection guide for the reproducible and accurate identification and excision of diverse mouse adipose tissues. Standardized dissection of discrete adipose depots will allow detailed comparisons of their molecular and metabolic characteristics and contributions to local and systemic pathologic states under various nutritional and environmental conditions.

Adipocytes exist in discrete depots and have diverse roles within their unique microenvironments. As regional differences in adipocyte character and function are uncovered, standardized identification and isolation of depots is crucial for advancement of the field. Herein, we present a detailed protocol for the excision of various mouse adipose depots.

Identifizierung und Zerlegung von diversen Maus-Adipose-Depots

Adipose tissues are complex organs with a wide array of functions, including storage and mobilization of energy in response to local and global needs, ...

Assessment of the Metabolic Effects of Isocaloric 2:1 Intermittent Fasting in Mice

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract metabolic abnormalities. So far, different types of IF models with varying durations of fasting and feeding periods have been documented. However, interpreting the outcomes is challenging, as many of these models involve multifactorial contributions from both time- and calorie-restriction strategies. For example, the alternate day fasting model, often used as a rodent IF regimen, can result in underfeeding, suggesting that health benefits from this intervention are likely mediated via both caloric restriction and fasting-refeeding cycles. Recently, it has been successfully demonstrated that 2:1 IF, comprising 1 day of fasting followed by 2 days of feeding, can provide protection against diet-induced obesity and metabolic improvements without a reduction in overall caloric intake. Presented here is a protocol of this isocaloric 2:1 IF intervention in mice. Also described is a pair-feeding (PF) protocol required to examine a mouse model with altered eating behaviors, such as hyperphagia. Using the 2:1 IF regimen, it is demonstrated that isocaloric IF leads to reduced body weight gain, improved glucose homeostasis, and elevated energy expenditure. Thus, this regimen may be useful to investigate the health impacts of IF on various disease conditions.

The current article describes a detailed protocol for isocaloric 2:1 intermittent fasting to protect and treat against obesity and impaired glucose metabolism in wild-type and ob/ob mice.

Bewertung der metabolischen Wirkungen des isokalorischen 2:1 Intermittierendes Fasten bei Mäusen

Intermittent fasting (IF), a dietary intervention involving periodic energy restriction, has been considered to provide numerous benefits and counteract ...

Körperzusammensetzung und festsetzende Stoffwechselanalyse bei hohen Fett Fed Mäusen

Zusammenfassung

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