Un modello suino di embolia polmonare acuta autologa

Questo studio presenta un modello suino di embolia polmonare (EP) utilizzando grandi emboli autologhi che replicano l'EP acuta a rischio intermedio. Il modello è adatto per la valutazione sia della fisiopatologia che delle risposte al trattamento.

L'embolia polmonare acuta (EP) è una condizione potenzialmente pericolosa per la vita che causa un'ostruzione improvvisa delle arterie polmonari, con conseguente insufficienza cardiaca destra acuta. Nuovi metodi diagnostici e terapie dirette verso il catetere vengono sviluppati rapidamente e c'è un'ovvia necessità di un modello animale di EP realistico che possa essere utilizzato per la valutazione fisiopatologica e i test preclinici.

Questo protocollo introduce un modello suino che impiega grandi emboli polmonari autologhi. La strumentazione viene eseguita con tecniche minimamente invasive, creando un modello a torace chiuso che consente lo studio di varie opzioni di trattamento con un'elevata riproducibilità. Tre ore dopo il prelievo di sangue per creare emboli autologhi ex vivo, l'induzione dell'EP ha causato un aumento immediato della pressione arteriosa polmonare media (da 17 ± 3 mmHg a 33 ± 6 mmHg, p < 0,0001) e della frequenza cardiaca (da 50 ± 9 ^{battiti-min-1} a 63 ± 6 ^{battiti-min-1}, p < 0,0003) accompagnata da una diminuzione della gittata cardiaca (5,0 ± 0,8 L/min a 4,5 ± 0,9 L/min, p < 0,037) rispetto al basale. L'angiografia polmonare TC ha rivelato emboli multipli e la percentuale di ostruzione polmonare è aumentata rispetto al basale (da 0% [0-0] a 57,1% [38,8-63,3], p < 0,0001). Nella fase acuta, il fenotipo è paragonabile all'EP a rischio intermedio.

Il modello rappresenta un fenotipo realistico e ben caratterizzato di EP a rischio intermedio e crea un'opportunità per testare nuovi metodi diagnostici, trattamenti interventistici e farmaceutici e una formazione pratica per gli operatori sanitari nelle procedure interventistiche.

L'embolia polmonare acuta (EP) è la terza causa più comune di morte cardiovascolare ed è una manifestazione di tromboembolia venosa (TEV)¹. L'incidenza del TEV varia tra 75 e 269 per 100.000 abitanti all'anno e aumenta con l'età^{di 2} anni. I primi sopravvissuti corrono un rischio di morte di 30 giorni che varia dallo 0,5% per i pazienti a basso rischio e fino al 22% per i pazienti ad alto rischio³. La causa della morte è l'insufficienza ventricolare destra (RV), che si verifica prevalentemente entro poche ore ^4,5. Anche se i pazienti sopravvivono, c'è ancora il rischio di una morbilità significativa e di malattie croniche.

Le opzioni terapeutiche nella fase acuta della malattia comprendono l'embolectomia chirurgica, la trombolisi sistemica o transcatetere, l'eparina a basso peso molecolare e gli anticoagulanti orali¹. Il numero e la varietà delle opzioni di trattamento sono in espansione e vengono continuamente sviluppate nuove tecniche e metodi per la diagnosi e la valutazione della gravità. Prima di poter eseguire studi clinici, la fattibilità e la sicurezza devono essere determinate in una configurazione riproducibile e coerente, come può essere ottenuto in un modello animale. Inoltre, lo studio della fisiopatologia acuta dell'EP richiede un modello animale con fisiologia cardiovascolare e polmonare quasi umana. Sono^{stati sviluppati modelli} sia nei roditori che negli animali più grandi, ad esempio i maiali6. Il vantaggio di un modello animale di grandi dimensioni è la possibilità di utilizzare tecniche cliniche e di valutare le apparecchiature e gli interventi chirurgici utilizzati nella pratica clinica. Tuttavia, la maggior parte di questi modelli utilizza materiali artificiali, come sfere di plastica o palloni occlusivi, o richiede grandi procedure invasive per il bendaggio arterioso polmonare per imitare l'insufficienza cardiaca destra acuta ^7,8,9. Uno studio ha utilizzato un filtro per vena cava inferiore per creare trombosi in situ¹⁰. Tuttavia, questo richiede molto tempo e il carico di coaguli è difficile da controllare. Altri studi hanno creato emboli autologhi ex vivo, ma il PE è stato di dimensioni inferiori di^11,12. Pertanto, questi modelli potrebbero non essere adatti per testare le procedure interventistiche.

C'è bisogno di un modello animale in grado di replicare la patologia umana dell'EP. Sulla base di studi precedenti condotti dal nostro gruppo 13,14,15,16, miriamo a presentare un modello suino di EP acuta.

Questo studio è stato condotto con l'approvazione dell'Ispettorato danese degli animali (licenza n. 2021-15-0201-00944) e in conformità con le linee guida danesi e universitarie sul benessere e l'etica degli animali da laboratorio.

NOTA: Questo studio ha seguito le linee guida ARRIVE 2.0¹⁷. I principi delle 3R (Sostituzione, Riduzione e Raffinamento) sono stati rispettati valutando ripetutamente ogni animale per fungere da controllo personale, riducendo così il numero di animali necessari e massimizzando le informazioni raccolte. I suini utilizzati in questo modello animale erano femmine danesi da macello di 60 kg (un incrocio di Yorkshire, Duroc e Landrace danese). Tutti i suini hanno seguito il programma danese Specific Pathogen Free (SPF). I maiali sono stati acclimatati presso l'azienda di ricerca una settimana prima dello studio per addestrare il contatto umano. I maiali sono stati alloggiati in recinti con pavimenti in cemento massiccio e lettiera di paglia. Ogni recinto misurava 2,35 m x 2,9 m con penne adiacenti per consentire il contatto con il muso. I maiali avevano libero accesso all'acqua e venivano nutriti due volte al giorno con una dieta suina convenzionale, aggiungendo barbabietole sminuzzate per ridurre l'aumento di peso. La stalla aveva un ciclo luce-buio di 12:12 h (luci accese dalle 6 del mattino alle 6 del pomeriggio).

1. Anestetizzazione, intubazione e ventilazione

1. Pre-anestetizzare il suino con un'iniezione intramuscolare (0,1 ml/kg) composta da 2,5 ml di tiletamina (25 mg/mL), 2,5 ml di zolazepam (25 mg/mL), 2,5 ml di burofanolo (10 mg/mL), 1,25 ml di ketaminolo (100 mg/mL) e 6,25 ml di xilazina (20 mg/mL) per ridurre il dolore, lo stress e l'ansia potenziali dell'animale prima del trasporto dalla struttura di stabulazione per animali.
2. Trasportare l'animale in una scatola di trasporto omologata con lettiera di paglia di grano.
3. Stabilire l'accesso endovenoso all'arrivo.
   1. Posizionare un laccio emostatico nella parte prossimale dell'orecchio e stringerlo leggermente per ottenere la stasi del sangue venoso. Disinfettare la pelle su una vena due volte con un tampone di etanolo.
   2. Utilizzare un catetere venoso da 20 G per perforare la vena. Rilasciare il laccio emostatico. Fissare con cura l'accesso correttamente per evitare spostamenti.
   3. Verificare il corretto posizionamento sciacquando l'accesso con acqua salina isotonica.
      NOTA: Se il catetere non è più nella vena, apparirà un rigonfiamento sottocutaneo. Stabilire un secondo accesso endovenoso nell'orecchio opposto può essere considerato una contingenza.
4. Sposta l'animale su un tavolo operatorio e posizionalo supino.
5. Intubare il maiale utilizzando la laringoscopia diretta con un tubo tracheale di misura 7,5 e gonfiare la cuffia tracheale. Fissare il tubo al muso/testa dell'animale. Ciò impedirà l'estubazione involontaria. Verificare il corretto posizionamento del tubo osservando il valore di anidride carbonica espiratoria sullo schermo del ventilatore.
6. Collegare il tubo a un ventilatore pre-testato e iniziare la ventilazione meccanica.
   1. Scegliere l'impostazione della ventilazione a pressione controllata e a volume controllato e impostare il volume corrente (TV) su 8 ml/kg con ventilazione a basso flusso. Impostare la pressione positiva di fine espirazione (PEEP) a 5 cmH₂O.
   2. Impostare la frazione di ossigeno inspirato (FiO₂) su normossia (0,21) o superiore, a seconda del protocollo sperimentale. Il valore target di anidride carbonica di fine marea (EtCO₂) è di circa 5,0-5,5 kPa. Regolare la frequenza respiratoria (RR) per raggiungere questo obiettivo.
7. Iniziare e mantenere l'anestesia generale attraverso l'accesso endovenoso nell'orecchio utilizzando propofol a 4,0 mg/kg/h e fentanil a 12,5 μg/kg/h. Verificare la mancanza di riflessi corneali e risposte agli stimoli dolorosi per assicurarsi che venga somministrata un'anestesia sufficiente. Aumentare la velocità di infusione se sono presenti riflessi o risposte e verificare la presenza di riflessi a intervalli regolari.
   ATTENZIONE: Non lasciare l'animale incustodito in nessun momento durante il protocollo. Astenersi dall'uso di agenti bloccanti neuromuscolari, poiché potrebbero oscurare i segni di un'anestesia inadeguata.
8. Collegare i cavi dell'elettrocardiogramma (ECG) a 3 derivazioni e un sensore per pulsossimetria per monitorare la frequenza cardiaca, il ritmo cardiaco e la saturazione di ossigeno.
9. Monitorare la temperatura interna con un termometro rettale. Puntare a una temperatura suina normale di 38-39 °C. Se necessario, riscaldare l'animale utilizzando una coperta riscaldante ad aria forzata.
10. Inserire un catetere vescicale urinario e collegare l'estremità esterna a una sacca per campioni di urina.
11. Applicare un unguento per gli occhi veterinario per prevenire la secchezza.

2. Accessi intravascolari ecoguidati

NOTA: Gli accessi intravascolari sono stabiliti come precedentemente descritto¹⁸.

1. Stabilire almeno l'accesso intravascolare nella vena giugulare esterna destra, nella vena femorale destra e nell'arteria femorale sinistra.
   NOTA: È possibile ottenere un ulteriore accesso a seconda del protocollo sperimentale.
   1. Radere e disinfettare la pelle con clorexidina.
   2. Durante la procedura sterile, utilizzare un dispositivo a ultrasuoni per guidare un catetere venoso da 17 G in posizione intravascolare.
   3. Rimuovere l'ago dal catetere venoso e utilizzare la tecnica di Seldinger per inserire un filo guida. Rimuovere il catetere venoso e lasciare il filo guida in posizione.
   4. Nel punto di accesso, praticare una piccola incisione nella pelle e inserire la guaina sopra il filo guida.
   5. Per garantire il corretto posizionamento delle guaine, prelevare il sangue da ciascuna guaina utilizzando una siringa da 10 ml o 20 ml. Una guaina posizionata correttamente non avrà resistenza quando il sangue viene aspirato o l'accesso viene lavato con soluzione fisiologica.
2. Sutura le guaine alla pelle (misura 4.0).
3. Collegare la guaina nell'arteria femorale a un trasduttore di pressione. Calibrare la pressione atmosferica e osservare lo schermo per verificare la corretta curva della pressione arteriosa.
4. Collegare le pompe per infusione con soluzione salina isotonica alle guaine venose. Questo impedisce la coagulazione del sangue intraluminale.
5. Per contrastare l'ipovolemia da digiuno prima dell'esperimento e prelevare il sangue per creare emboli, iniziare un'infusione in bolo di 800 ml in 30-60 minuti sulla pompa collegata alla vena giugulare esterna destra.
6. Per correggere la perdita oraria di liquidi dovuta alla sudorazione e alla minzione, iniziare un'infusione di 4 ml/kg/h sulla pompa collegata alla vena femorale.

3. Formazione di coaguli

1. Disimballare un sistema di ossigenazione cardiopolmonare e individuare i tubi in cloruro di polivinile (PVC) non rivestiti di eparina con un diametro esterno e interno rispettivamente di 1/2 pollice e 3/32 pollici. Tagliare a pezzi di ~30 cm di lunghezza. Fabbricare sette tubi in totale.
   NOTA: È possibile utilizzare tubi in PVC di diametro inferiore se si preferiscono emboli più sottili.
2. Chiusura di un'estremità dei tubi con una grande pinza emostatica.
3. Mettere in pausa l'infusione di soluzione salina isotonica su una delle guaine venose e prelevare un totale di 180 ml di sangue.
4. Suddividere il sangue in sei provette in PVC (30 ml x 6) e chiudere la parte superiore del tubo in PVC con un'altra pinza per emosta. Appendere i tubi verticalmente per un minimo di 3 ore a temperatura ambiente (RT) (Figura 1A).
5. Lavare la soluzione salina nella guaina e riavviare l'infusione di soluzione salina.

4. Inserimento guidato dalla fluoroscopia della guaina 26 F

ATTENZIONE: Gli indumenti protettivi, come grembiuli di piombo e collari tiroidei, contro le radiazioni ionizzanti, devono essere indossati ogni volta che la fluoroscopia è in uso.

1. Mettere in pausa la pompa di infusione collegata alla guaina nella vena giugulare esterna destra.
2. Inserire un lungo filo guida extra rigido attraverso la guaina. Utilizzare la fluoroscopia per osservare il filo che esce dalla guaina. Far avanzare il filo, guidato dalla fluoroscopia, caudale attraverso le vene centrali superiori, la vena cava superiore (SVC), l'atrio destro (RA) e nella vena cava inferiore (IVC).
   NOTA: Possono verificarsi eventi sistolici prematuri quando il filo passa attraverso l'artrite reumatoide. Non si deve avvertire alcuna resistenza in nessun punto durante l'avanzamento del filo.
3. Estrarre lentamente la guaina osservando mediante fluoroscopia che il filo guida rimanga nell'IVC. Comprimere il punto di ingresso con un tovagliolo sterile quando si ritrae la guaina.
4. Utilizzare la tecnica di Seldinger per sostituire la guaina con un dilatatore 16 F. Estendere l'incisione cutanea se c'è troppa resistenza. Far avanzare la guaina nella circolazione venosa guidata dalla fluoroscopia. Pre-immergere con soluzione fisiologica per ridurre al minimo la resistenza (Figura 2B).
   NOTA: È estremamente importante seguire il percorso del filo guida con il dilatatore e assicurarsi che il dilatatore non si discosti dal filo e, quindi, dal lume del vaso.
5. Utilizzare la tecnica di Seldinger per sostituire il dilatatore 16 F con la guaina 26 F. Estendere l'incisione cutanea di almeno 10 mm. Far avanzare lentamente la guaina 26 F, guidati dalla fluoroscopia, attraverso le grandi vene fino a quando la punta della guaina, indicata da un marcatore radiopaco (non dal dilatatore), raggiunge la SVC (Figura 2D). Aspettati una certa resistenza quando avanzi attraverso strati di muscoli.
   NOTA: Se la resistenza è troppo grande, la guaina può essere retratta e viene praticata un'incisione più grande e profonda che abbraccia il tessuto muscolare vicino al punto di ingresso.
6. Sotto la guida della fluoroscopia, ritrarre con cautela il dilatatore e il filo guida dal maiale, assicurandosi che la guaina rimanga in posizione.
7. Prelevare il sangue per assicurarsi che la guaina sia ancora in posizione. Sciacquare con 90 mL di soluzione fisiologica per assicurarsi che l'intera lunghezza della guaina sia lavata.
8. Posizionare una pila di tovaglioli sterili sotto l'estremità esterna della guaina (e sotto il telo sterile) per sollevarla al di sopra del livello del cuore ed evitare di riempire nuovamente il sangue nella guaina (Figura 2C).
9. Ricollegare la pompa di infusione e riprendere l'infusione di soluzione salina.

5. Cateterismo cardiaco destro

1. Sciacquare entrambe le porte di un catetere Swan-Ganz (SG) con acqua fisiologica. Controlla se il palloncino si gonfia correttamente.
2. Collegare ciascuna delle porte del catetere SG a un rubinetto a 3 o 4 vie. Collegare una porta inutilizzata del rubinetto ai trasduttori di pressione. La porta rimanente di ciascun rubinetto può essere successivamente utilizzata per il prelievo di gas nel sangue venoso centrale e polmonare arterioso.
3. Reimpostare i trasduttori alla pressione atmosferica tenendo le porte distali del catetere SG a livello medio-ascellare del maiale.
4. Inserire il catetere SG attraverso la guaina 26 F (Figura 2C).
5. Utilizzare la fluoroscopia per osservare quando l'estremità distale del catetere SG lascia la guaina. Osservare che il palloncino si gonfi correttamente. L'inflazione dovrebbe essere priva di resistenza.
   NOTA: Il palloncino può danneggiarsi se gonfiato all'interno della guaina. Per tutte le procedure viene utilizzata una vista antero-posteriore. Non ritrarre mai il catetere mentre il palloncino è gonfiato. Ciò potrebbe causare lo spostamento del palloncino o danneggiare le valvole e le corde.
6. Con il palloncino gonfiato, far avanzare lentamente il palloncino attraverso le vene centrali, l'artrite reumatoide, il ventricolo destro (RV) e l'arteria polmonare principale (MPA) (Figura 2E).
7. Osservare che il segnale di pressione e la forma della curva di pressione cambiano quando la porta distale si sposta nel RV e di nuovo nell'MPA.
   1. Assicurarsi che il segnale di pressione cambi da 2-8 mmHg nella circolazione venosa centrale a una pressione sistolica e diastolica del ventricolo destro rispettivamente di 20-30 mmHg e 0-5 mmHg. Quando si avanza nell'MPA, assicurarsi che la pressione sistolica sia di 25-35 mmHg e quella diastolica di 10-15 mmHg.
8. Sgonfiare il palloncino. Assicurarsi che il catetere SG sia ancora in posizione utilizzando la fluoroscopia e sovraccaricando i segnali e le curve di pressione.
   NOTA: A questo punto l'esperimento può essere messo in pausa.

6. Assemblaggio del dispositivo di erogazione dell'embolo (Figura 3)

NOTA: Il dispositivo embolo è composto da due parti, che d'ora in poi vengono indicate come parte A e parte B (Figura 3).

1. Disimballare il resto del sistema di ossigenazione cardiopolmonare con una linea di cardioplegia integrata e la cannula per perfusione aortica in condizioni sterili.
2. Dal set per autotrasfusione, individuare il tubo in silicone lungo 10 cm (diametro esterno di 3/8 di pollice e interno di 3/32 di pollice) attaccato al fondo del contenitore per cardiotomia e il pezzo di connettore da 3/8 a 1/4 di pollice attaccato al tubo di silicone (Figura 3A).
3. Tagliare il tubo di silicone in due tubi di uguali dimensioni. Metti da parte la metà senza il connettore per ora.
4. Individua la linea di prima scelta rapida. Tagliare la linea a circa 20 cm dall'estremità Luer lock e collegare l'estremità aperta della linea di adescamento rapido all'estremità da 1/4 di pollice del pezzo di connessione (Figura 3A).
5. Individuare un connettore da 3/8 di pollice a 1/2 pollice. Collegarlo all'estremità aperta del tubo in silicone. La parte A è ora completa (Figura 3A, C).
6. Collegare la metà rimanente del tubo di silicone all'estremità distale della cannula di perfusione aortica. Individuare e collegare qualsiasi connettore da 3/8 di pollice a 1/2 pollice all'estremità aperta del tubo in silicone. La parte B è ora completa (Figura 3B, C).

7. Valutazione di base

NOTA: È importante ottenere la stabilizzazione emodinamica dopo la strumentazione e prima della valutazione di base. Si raccomandano le seguenti misure. L'ambito della misurazione di base può essere regolato in base al protocollo specifico.

1. Registrare i valori della pressione arteriosa sistemica e polmonare, nonché della pressione venosa centrale.
   NOTA: Le pressioni arteriose polmonari accettabili sono una pressione sistolica < 40 mmHg e la pressione arteriosa polmonare media (mPAP) ≤ 20 mmHg.
2. Registra la temperatura corporea centrale, la saturazione periferica e la frequenza cardiaca.
3. Sul respiratore, registrare i valori di FiO₂, EtCO₂, TV, volume minuto (MV), RR e pressione di picco (Ppeak).
4. Prelevare campioni di sangue da 1 mL dalla guaina arteriosa e dalla porta distale (gialla) del catetere SG (venoso misto) per l'analisi dei gas ematici.
   1. Se presente, correggere eventuali squilibri elettrolitici e/o bassi livelli di glucosio nel sangue per raggiungere valori entro l'intervallo normale.
5. A seconda del protocollo sperimentale, prelevare campioni di sangue venoso in contenitori appropriati per ulteriori analisi.
6. Ottenere la gittata cardiaca (CO) mediante termodiluizione attraverso il catetere SG. Assicurarsi di ottenere una media di tre misurazioni entro un margine del 10%.
7. Ottenere la pressione di incuneamento capillare polmonare (PAWP) attraverso il catetere SG.

8. Valutazione del coagulo

NOTA: Dopo un minimo di 3 ore, gli emboli sono pronti per essere indotti. Il tubo in PVC conterrà l'embolo formato e il surnatante liquido. Se il sangue non si è coagulato, attendere altri 30 minuti prima di recuperare un altro embolo.

1. Recuperare uno dei tubi in PVC contenenti un embolo completamente formato e posizionare delicatamente l'embolo su un tovagliolo chirurgico, scartando il surnatante. Assicurarsi che l'embolo sia rigido e stabile per l'iniezione (Figura 1B).

9. Induzione di embolia polmonare acuta (Figura 4)

1. Inserire una sacca da 1000 ml di soluzione salina isotonica in una sacca per infusione a pressione. Inserire un set per infusione e gonfiare la sacca a pressione ad almeno 200 mmHg (ma non oltre la pressione consigliata).
2. Prendere la parte A del dispositivo di erogazione dell'embolo e collegarlo alla porta laterale del rubinetto a 3 vie (Figura 4A).
3. Collegare l'ultimo tubo in PVC all'estremità aperta della parte A.
4. Posizionare un embolo nella provetta e riempire il sistema con soluzione fisiologica (Figura 4B).
5. Fissare la parte B all'altra estremità del tubo in PVC (Figura 4C).
   NOTA: Assicurarsi che l'intero sistema sia riempito di soluzione fisiologica.
6. Inserire il dispositivo embolo nella guaina 26 F e infondere l'embolo aprendo il flusso salino pressurizzato per circa 5 s (Figura 4D).
   ATTENZIONE: Osservare attentamente i parametri vitali prima e dopo l'iniezione di un embolo. Se non si osserva alcuna risposta, l'embolia potrebbe essere ancora in transito e lavare la soluzione salina per altri 3 s.

10. Modello di EP acuta (Figura 5 e Figura 6)

1. Indurre gli emboli fino a quando l'mPAP non è raddoppiato rispetto al basale o fino a quando tutti e sei gli emboli sono stati indotti. Monitorare la risposta emodinamica e attendere la stabilizzazione prima di indurre un altro embolo.
   ATTENZIONE: Il maiale può diventare emodinamicamente instabile durante l'induzione di un embolo. Se la pressione arteriosa sistemica media scende a 50 mmHg, può essere necessario un bolo di 0,02 mg di noradrenalina. Ripetere il bolo se necessario.
2. Dopo aver iniettato il numero adatto di emboli, il maiale è stabile per 30 minuti.
   NOTA: La manifestazione dell'EP è una condizione iperdinamica. Pertanto, l'mPAP dovrebbe essere a un plateau prima di procedere alla sezione 11.

11. Emodinamica

1. Dopo 30 minuti di stabilizzazione, eseguire una valutazione acuta dell'EP nella registrazione alla valutazione basale eseguita nella sezione 7.
2. A seconda del protocollo, ora possono iniziare gli interventi.

12. Tomografia computerizzata angiografia polmonare (CTPA) (Figura 7)

NOTA: Questa parte del protocollo può essere esclusa a seconda dell'ambito scientifico.

1. Mentre è ancora intubato e anestetizzato, collegare il suino a un ventilatore meccanico trasportabile e trasportare il suino alle strutture CTPA.
2. Eseguire CTPA durante l'apnea inspiratoria prima dell'induzione dell'EP come parte della valutazione di base.
   1. Utilizzare il controllo automatico dell'esposizione a 120 KV con una collimazione impostata su 0,5 x 80 mm.
   2. Attraverso una vena auricolare con una pompa di iniezione automatizzata, iniettare 75 mL di soluzione di contrasto di Iomeron (350 mg/mL) con un flusso di 0,5 mL/s seguiti da 30 mL di soluzione salina iniettata a 3,0 mL/s.
3. Trasporta il maiale nella sala operatore e continua con il protocollo.
4. Dopo l'induzione dell'EP, ripetere i passaggi 12.1-12.2 per una valutazione dell'EP.

13. Altri metodi

1. A seconda dell'ambito del lavoro scientifico, valutare il maiale di conseguenza.
   NOTA: Numerosi metodi di valutazione, non descritti in dettaglio in questo protocollo, possono essere applicati nel modello: risonanza magnetica, ecocardiografia transesofagea, registrazioni bi-ventricolari di loop pressione-volume, biochimica, fisiologia ex vivo e analisi istologica sono state utilizzate nei precedenti lavori 13,14,15,16,18,19,20.

14. Eutanasia e necroscopia

1. Sopprimere il maiale con una dose letale di pentobarbital (1,5 ml/kg, 400 mg/ml) alla fine del protocollo.
   NOTA: A seconda del protocollo, è possibile eseguire un'autopsia e ottenere un campionamento istologico (Figura 8).

In un'analisi aggregata di suini inclusa in studi precedenti, presentiamo i risultati che caratterizzano il modello di EP acuta descritto in questo protocollo^15,16. Due suini sono morti per insufficienza cardiaca destra acuta a seguito di EP. In totale, abbiamo incluso 24 maiali.

Emodinamica
La risposta dopo ogni embolo è evidente nella Figura 5. L'ind...

Questo articolo descrive un modello suino di EP acuta a rischio intermedio utilizzando emboli autologhi minimamente invasivi e riproducibili.

Ci sono alcuni passaggi critici in questo protocollo. In primo luogo, la dilatazione dell'accesso nella vena giugulare esterna destra è cruciale per il modello in quanto funge da punto di accesso per gli emboli. Quando si avanza la guaina grande, è essenziale attenersi alla guida del filo rigido in fluoroscopia continu...

AA ha ricevuto onorari di relatore (ABBOTT, Gore Medical, Angiodynamics, EPS Vascolarar e Jannsen) ed è consulente di Inari Medical.

Desideriamo esprimere la nostra sincera gratitudine per l'enorme dedizione e il duro lavoro dimostrato dal personale del Dipartimento di Medicina Clinica dell'Università di Aarhus, nel completare gli esperimenti. Inoltre, vogliamo ringraziare i nostri collaboratori del Dipartimento di Medicina Legale dell'Università di Aarhus e del Dipartimento di Radiologia del Massachusetts General Hospital, per la preziosa assistenza nella conduzione e nell'analisi dell'angiografia polmonare TC. Il lavoro è stato sostenuto dalla Aarhus University Graduate School, dalla Karen Elise Jensen's Foundation, dalla Danish Heart Foundation, dal NIH-grant n. 1R01HL168040-01, dalla Novo Nordisk Foundation [NNF17OC0024868], dal Holger og Ruth Hesse's Mindefond, dalla Laerdal Foundation [3374], dalla Alfred Benzons Foundation, da A.P. Møller Fonden, dal Direktør Emil C. Hertz og hustru Inger Hertz Fond, dal P.A. Messerschmidt og Hustrus fond e dal Helga og Peter Kornings Fond.