Un modèle porcin d’embolie pulmonaire autologue aiguë

Cette étude présente un modèle porcin d’embolie pulmonaire (EP) utilisant de grandes embolies autologues qui reproduisent l’EP aiguë à risque intermédiaire. Le modèle est bien adapté à l’évaluation de la physiopathologie et des réponses au traitement.

L’embolie pulmonaire aiguë (EP) est une maladie potentiellement mortelle qui provoque une obstruction brutale des artères pulmonaires, entraînant une insuffisance cardiaque droite aiguë. De nouvelles méthodes de diagnostic et des thérapies dirigées par cathéter sont développées rapidement, et il existe un besoin évident d’un modèle animal réaliste d’EP pouvant être utilisé pour l’évaluation physiopathologique et les tests précliniques.

Ce protocole introduit un modèle porcin utilisant de grandes embolies pulmonaires autologues. Les instrumentations sont réalisées avec des techniques mini-invasives, créant un modèle de poitrine rapprochée qui permet d’étudier diverses options de traitement avec une grande reproductibilité. Trois heures après le prélèvement sanguin pour créer une embolie autologue ex vivo, l’induction de l’EP a provoqué une augmentation immédiate de la pression artérielle pulmonaire moyenne (17 ± 3 mmHg à 33 ± 6 mmHg, p < 0,0001) et de la fréquence cardiaque (50 ± 9 battements·^min-1 à 63 ± 6 battements·^min-1, p < 0,0003) accompagnée d’une diminution du débit cardiaque (5,0 ± 0,8 L/min à 4,5 ± 0,9 L/min, p < 0,037) par rapport à la ligne de base. L’angiographie pulmonaire par TDM a révélé de multiples emboles et le pourcentage d’obstruction pulmonaire a augmenté par rapport à la ligne de base (0 % [0-0] à 57,1 % [38,8-63,3], p < 0,0001). Dans la phase aiguë, le phénotype est comparable à celui de l’EP à risque intermédiaire.

Le modèle représente un phénotype réaliste et bien caractérisé de l’EP à risque intermédiaire et crée une opportunité pour tester de nouvelles méthodes de diagnostic, des traitements interventionnels et pharmaceutiques, et une formation pratique pour les travailleurs de la santé dans les procédures interventionnelles.

L’embolie pulmonaire aiguë (EP) est la troisième cause la plus fréquente de décès cardiovasculaire et est une manifestation de la thromboembolie veineuse (TEV)¹. L’incidence de la TEV varie entre 75 et 269 pour 100 000 habitants par an et augmente avec l’âge^{de 2} ans. Les premiers survivants sont confrontés à un risque de décès dans les 30 jours, allant de 0,5 % pour les patients à faible risque et jusqu’à 22 % pour les patients à haut risque³. La cause du décès est une insuffisance ventriculaire droite (VD), qui survient principalement dans les heures^{4 et 5}. Même si les patients survivent, il existe toujours un risque de morbidité importante et de maladie chronique.

Les options de traitement dans la phase aiguë de la maladie comprennent l’embolectomie chirurgicale, la thrombolyse systémique ou par cathéter, l’héparine de bas poids moléculaire et les anticoagulants oraux¹. Le nombre et la variété des options de traitement augmentent, et de nouvelles techniques et méthodes de diagnostic et d’évaluation de la gravité sont continuellement développées. Avant que des études cliniques puissent être réalisées, la faisabilité et l’innocuité doivent être déterminées dans une configuration reproductible et cohérente, comme cela peut être réalisé dans un modèle animal. De plus, l’étude de la physiopathologie aiguë de l’EP nécessite un modèle animal avec une physiologie cardiovasculaire et pulmonaire proche de celle de l’homme. Des modèles ont^{été développés chez} les rongeurs et les gros animaux, c’est-à-dire les porcs6. L’avantage d’un grand modèle animal est la possibilité d’utiliser des techniques cliniques et d’évaluer les équipements et les interventions chirurgicales utilisés dans la pratique clinique. Cependant, la plupart de ces modèles utilisent des matériaux artificiels, tels que des sphères en plastique ou des ballons occlusifs, ou nécessitent des procédures invasives de grande envergure pour l’anneau artériel pulmonaire afin d’imiter l’insuffisance cardiaque droite aiguë ^7,8,9. Une étude a utilisé un filtre de veine cave inférieure pour créer une thrombose in situ¹⁰. Cependant, cela prend du temps et la charge de caillots est difficile à contrôler. D’autres études ont créé des emboles autologues ex vivo, mais l’EP était plus petit en taille^11,12. Par conséquent, ces modèles pourraient ne pas convenir pour tester des procédures interventionnelles.

Il est nécessaire de disposer d’un modèle animal capable de reproduire la pathologie humaine de l’EP. Sur la base d’études antérieures menées par notre groupe 13,14,15,16, nous visons à présenter un modèle porcin d’EP aiguë.

Cette étude a été menée avec l’approbation de l’Inspection danoise des animaux (licence n° 2021-15-0201-00944) et conformément aux directives danoises et universitaires en matière de bien-être et d’éthique des animaux de laboratoire.

REMARQUE : Cette étude a suivi les directives ARRIVE 2.0¹⁷. Les principes des 3R (Remplacement, Réduction et Raffinement) ont été respectés en évaluant chaque animal à plusieurs reprises pour servir de son propre contrôle, réduisant ainsi le nombre d’animaux nécessaires et maximisant l’information recueillie. Les porcs utilisés dans ce modèle animal étaient des porcs d’abattage danois de 60 kg (un croisement de Yorkshire, Duroc et Danish Landrace). Tous les porcs ont suivi le programme danois Specific Pathogen Free (SPF). Les porcs ont été acclimatés à la ferme de recherche une semaine avant l’étude pour entraîner le contact humain. Les porcs ont été logés dans des enclos avec des sols en béton solide et une litière en paille. Chaque enclos mesurait 2,35 m x 2,9 m avec des enclos adjacents pour permettre le contact avec le museau. Les porcs avaient un accès libre à l’eau et étaient nourris deux fois par jour avec un régime porcin conventionnel, en ajoutant de la betterave râpée pour réduire la prise de poids. L’étable avait un cycle lumière-obscurité de 12h12 (lumières allumées de 6h à 18h).

1. Anesthésie, intubation et ventilation

1. Pré-anesthésier le porc au moyen d’une injection intramusculaire (0,1 mL/kg) composée de 2,5 mL de tilétamine (25 mg/mL), de 2,5 mL de zolazépam (25 mg/mL), de 2,5 mL de burophanol (10 mg/mL), de 1,25 mL de kétaminol (100 mg/mL) et de 6,25 mL de xylazine (20 mg/mL) afin de réduire la douleur, le stress et l’anxiété potentiels de l’animal avant de le transporter hors de l’animalerie.
2. Transportez l’animal dans une caisse de transport homologuée avec litière en paille de blé.
3. Établissez un accès intraveineux à l’arrivée.
   1. Placez un garrot sur la partie proximale de l’oreille et resserrez-le légèrement pour obtenir une stase sanguine veineuse. Désinfectez la peau au-dessus d’une veine deux fois avec un tampon d’éthanol.
   2. Utilisez un cathéter veineux de 20 G pour percer la veine. Relâchez le garrot. Fixez soigneusement l’accès correctement pour éviter le déplacement.
   3. Vérifiez le bon placement en rinçant l’accès avec de l’eau saline isotonique.
      REMARQUE : Un renflement sous-cutané apparaîtra si le cathéter n’est plus dans la veine. L’établissement d’un deuxième accès intraveineux dans l’oreille opposée peut être considéré comme une éventualité.
4. Déplacez l’animal sur une table d’opération et placez-le en décubitus dorsal.
5. Intuber le porc à l’aide d’une laryngoscopie directe avec une sonde trachéale de taille 7,5 et gonfler le ballonnet trachéal. Fixez le tube au museau/à la tête de l’animal. Cela permettra d’éviter l’extubation involontaire. Vérifiez le bon positionnement du tube en observant la valeur expiratoire de dioxyde de carbone sur l’écran du ventilateur.
6. Connectez le tube à un ventilateur pré-testé et commencez la ventilation mécanique.
   1. Choisissez le réglage de ventilation à pression contrôlée et à fonction du volume et réglez le volume courant (TV) à 8 mL/kg avec une ventilation à faible débit. Réglez la pression positive en fin d’expiration (PEP) à 5 cmH₂O.
   2. Réglez la fraction d’oxygène inspiré (FiO₂) à normoxie (0,21) ou plus, selon le protocole expérimental. La valeur cible de dioxyde de carbone en fin d’expiration (EtCO₂) est d’environ 5,0-5,5 kPa. Ajustez la fréquence respiratoire (RR) pour y parvenir.
7. Instaurer et maintenir l’anesthésie générale par voie intraveineuse dans l’oreille à l’aide de propofol à 4,0 mg/kg/h et de fentanyl à 12,5 μg/kg/h. Vérifiez l’absence de réflexes cornéens et de réponses à des stimuli douloureux pour vous assurer qu’une anesthésie suffisante est administrée. Augmentez le débit de perfusion si des réflexes ou des réponses sont présents et vérifiez la présence de réflexes à intervalles réguliers.
   ATTENTION : Ne laissez pas l’animal sans surveillance à aucun moment pendant le protocole. Évitez d’utiliser des agents bloquants neuromusculaires, car ils peuvent masquer les signes d’une anesthésie inadéquate.
8. Fixez des fils d’électrocardiogramme (ECG) à 3 dérivations et un capteur d’oxymétrie de pouls pour surveiller la fréquence cardiaque, le rythme cardiaque et la saturation en oxygène.
9. Surveillez la température centrale à l’aide d’un thermomètre rectal. Visez une température porcine normale de 38-39 °C. Si nécessaire, chauffez l’animal à l’aide d’une couverture chauffante à air pulsé.
10. Insérez un cathéter urinaire et connectez l’extrémité externe à une poche d’échantillon d’urine.
11. Appliquez une pommade oculaire vétérinaire pour prévenir la sécheresse.

2. Accès intravasculaires guidés par échographie

REMARQUE : Les accès intravasculaires sont établis comme décrit précédemment¹⁸.

1. Établissez un accès intravasculaire dans la veine jugulaire externe droite, la veine fémorale droite et l’artère fémorale gauche au minimum.
   REMARQUE : Un accès supplémentaire peut être obtenu en fonction du protocole expérimental.
   1. Rasez et désinfectez la peau avec de la chlorhexidine.
   2. Dans le cadre d’une procédure stérile, utilisez un appareil à ultrasons pour guider un cathéter veineux de 17 G en position intravasculaire.
   3. Retirez l’aiguille du cathéter veineux et utilisez la technique Seldinger pour insérer un fil-guide. Retirez le cathéter veineux et laissez le fil-guide en place.
   4. Au point d’accès, faites une petite incision dans la peau et insérez la gaine sur le fil-guide.
   5. Pour assurer le bon placement des gaines, prélevez du sang de chaque gaine à l’aide d’une seringue de 10 ml ou de 20 ml. Une gaine correctement placée n’aura aucune résistance lorsque le sang est aspiré ou que l’accès est rincé avec une solution saline.
2. Suturez les gaines à la peau (taille 4,0).
3. Connectez la gaine de l’artère fémorale à un transducteur de pression. Calibrez en fonction de la pression atmosphérique et observez l’écran pour une courbe de pression artérielle correcte.
4. Connectez les pompes à perfusion avec une solution saline isotonique aux gaines veineuses. Cela empêche la coagulation du sang intraluminal.
5. Pour contrer l’hypovolémie due au jeûne avant l’expérience et prélever du sang pour créer des emboles, commencez une perfusion en bolus de 800 ml sur 30 à 60 minutes sur la pompe connectée à la veine jugulaire externe droite.
6. Pour corriger la perte de liquide horaire due à la transpiration et à la miction, commencez une perfusion de 4 mL/kg/h sur la pompe reliée à la veine fémorale.

3. Formation de caillots

1. Déballez un système d’oxygénation cardiorespiratoire et localisez les tubes en polychlorure de vinyle (PVC) non recouverts d’héparine d’un diamètre externe et intérieur de 1/2 pouce et 3/32 de pouce, respectivement. Couper en morceaux de ~30 cm de longueur. Fabriquer sept tubes au total.
   REMARQUE : N’importe quel tube en PVC de plus petit diamètre peut être utilisé si des emboles plus minces sont préférés.
2. Fermeture d’une extrémité des tubes avec une grande pince hémostatique.
3. Interrompre la perfusion de solution saline isotonique sur l’une des gaines veineuses et prélever un total de 180 ml de sang.
4. Répartissez le sang dans six tubes en PVC (30 ml x 6) et fermez le haut du tube en PVC à l’aide d’une autre pince à hémostacle. Suspendez les tubes verticalement pendant au moins 3 h à température ambiante (Figure 1A).
5. Rincer la solution saline dans la gaine et redémarrer l’infusion de solution saline.

4. Insertion guidée par fluoroscopie d’une gaine de 26 F

ATTENTION : Un équipement de protection, tel que des tabliers de plomb et des colliers thyroïdiens, contre les rayonnements ionisants, doit être porté chaque fois que la fluoroscopie est utilisée.

1. Mettez en pause la pompe à perfusion reliée à la gaine dans la veine jugulaire externe droite.
2. Insérez un long fil-guide extra-rigide dans la gaine. Utilisez la fluoroscopie pour observer le fil sortant de la gaine. Faites avancer le fil, guidé par fluoroscopie, caudal à travers les veines centrales supérieures, la veine cave supérieure (SVC), l’oreillette droite (RA) et dans la veine cave inférieure (IVC).
   REMARQUE : Des événements systoliques prématurés peuvent se produire lorsque le fil passe à travers l’AR. Aucune résistance ne doit être ressentie à aucun moment lors de l’avancement du fil.
3. Extrayez lentement la gaine tout en observant par fluoroscopie que le fil-guide reste dans l’IVC. Comprimez le point d’entrée avec une serviette stérile lors de la rétraction de la gaine.
4. Utilisez la technique Seldinger pour remplacer la gaine par un dilatateur de 16 F. Prolongez l’incision cutanée s’il y a trop de résistance. Avancez la gaine dans la circulation veineuse guidée par fluoroscopie. Prétremper avec une solution saline pour minimiser la résistance (figure 2B).
   REMARQUE : Il est extrêmement important de suivre le parcours du fil-guide avec le dilatateur et de s’assurer que le dilatateur ne s’écarte pas du fil et, par conséquent, de la lumière du vaisseau.
5. Utilisez la technique Seldinger pour remplacer le dilatateur 16 F par la gaine 26 F. Prolongez l’incision cutanée d’au moins 10 mm. Avancez lentement la gaine 26 F, guidée par fluoroscopie, à travers les grosses veines jusqu’à ce que l’extrémité de la gaine, indiquée par un marqueur radio-opaque (et non le dilatateur), atteigne le SVC (figure 2D). Attendez-vous à une certaine résistance lorsque vous avancez à travers des couches de muscles.
   REMARQUE : Si la résistance est trop grande, la gaine peut être rétractée et une incision plus grande et plus profonde peut être pratiquée qui englobe le tissu musculaire près du point d’entrée.
6. Sous la direction de la fluoroscopie, rétractez soigneusement le dilatateur et le fil-guide hors du porc tout en vous assurant que la gaine reste en place.
7. Prélevez du sang pour vous assurer que la gaine est toujours en place. Rincer avec 90 mL de solution saline pour s’assurer que toute la longueur de la gaine est rinçée.
8. Placez une pile de serviettes stériles sous l’extrémité externe de la gaine (et sous le champ stérile) pour l’élever au-dessus du niveau du cœur et éviter de remplir à nouveau la gaine de sang (Figure 2C).
9. Rebranchez la pompe à perfusion et reprenez l’infusion saline.

5. Cathétérisme cardiaque droit

1. Rincez les deux orifices d’un cathéter Swan-Ganz (SG) avec de l’eau salée. Vérifiez si le ballon se gonfle correctement.
2. Connectez chacun des ports du cathéter SG à un robinet d’arrêt à 3 ou 4 voies. Connectez un orifice inutilisé du robinet d’arrêt aux transducteurs de pression. L’orifice restant de chaque robinet d’arrêt peut être utilisé ultérieurement pour l’échantillonnage des gaz du sang veineux et artériel pulmonaire central.
3. Réinitialisez les transducteurs à la pression atmosphérique en maintenant les orifices distaux du cathéter SG au niveau axillaire moyen du racleur.
4. Insérez le cathéter SG dans la gaine 26 F (Figure 2C).
5. Utilisez la fluoroscopie pour observer quand l’extrémité distale du cathéter SG quitte la gaine. Observez que le ballon se gonfle correctement. L’inflation devrait être sans résistance.
   REMARQUE : Le ballon peut être endommagé s’il est gonflé à l’intérieur de la gaine. Une vue antéro-postérieure est utilisée pour toutes les procédures. Ne rétractez jamais le cathéter lorsque le ballonnet est gonflé. Cela peut déloger le ballon ou endommager les valves et les cordes.
6. Une fois le ballonnet gonflé, faites avancer lentement le ballonnet dans les veines centrales, la polyarthrite rhumatoïde, le ventricule droit et l’artère pulmonaire principale (artère pulmonaire principale) (figure 2E).
7. Observez que la forme du signal de pression et de la courbe de pression change lorsque le port distal se déplace dans le RV et à nouveau dans le MPA.
   1. Assurez-vous que le signal de pression passe de 2 à 8 mmHg dans la circulation veineuse centrale à une pression systolique et diastolique RV de 20 à 30 mmHg et 0 à 5 mmHg, respectivement. Lorsque vous avancez dans la ZPM, assurez-vous que la pression systolique est de 25 à 35 mmHg et diastolique de 10 à 15 mmHg.
8. Dégonflez le ballon. Assurez-vous que le cathéter SG est toujours en place en utilisant la fluoroscopie et en surservant les signaux et les courbes de pression.
   REMARQUE : L’expérience peut être interrompue à ce stade.

6. Assemblage du dispositif d’administration de l’embolie (Figure 3)

REMARQUE : Le dispositif d’embole se compose de deux parties, qui sont appelées partie A et partie B à partir de maintenant (Figure 3).

1. Déballez le reste du système d’oxygénation cardiopulmonaire avec une ligne de cardioplégie intégrée et la canule de perfusion aortique dans des conditions stériles.
2. À partir de l’appareil d’autotransfusion, repérez le tube en silicone de 10 cm de long (3/8 de pouce de diamètre externe et 3/32 de pouce de diamètre interne) fixé au bas du récipient de cardiotomie et le connecteur de 3/8 à 1/4 de pouce fixé au tube de silicone (Figure 3A).
3. Coupez le tube de silicone en deux tubes de taille égale. Mettez la moitié sans connecteur de côté pour l’instant.
4. Localisez la ligne première rapide. Coupez la ligne à environ 20 cm de l’extrémité du verrou Luer et fixez l’extrémité ouverte de la ligne d’amorçage rapide à l’extrémité de 1/4 de pouce de la pièce de connecteur (Figure 3A).
5. Localisez un connecteur de 3/8 pouce à 1/2 pouce. Connectez-le à l’extrémité ouverte du tube en silicone. La partie A est maintenant terminée (figure 3A, C).
6. Fixez la moitié restante du tube en silicone à l’extrémité distale de la canule de perfusion aortique. Localisez et fixez n’importe quel connecteur de 3/8 pouce à 1/2 pouce à l’extrémité ouverte du tube en silicone. La partie B est maintenant terminée (figures 3B et C).

7. Évaluation de base

REMARQUE : Il est important d’obtenir une stabilisation hémodynamique après l’instrumentation et avant l’évaluation de base. Les mesures suivantes sont recommandées. La portée de la mesure de référence peut être ajustée en fonction du protocole spécifique.

1. Enregistrez les valeurs des pressions artérielles systémique et pulmonaire, ainsi que de la pression veineuse centrale.
   REMARQUE : Les pressions artérielles pulmonaires acceptables sont une pression systolique < 40 mmHg et une pression artérielle pulmonaire moyenne (mPAP) ≤ 20 mmHg.
2. Enregistrez la température centrale du corps, la saturation périphérique et la fréquence cardiaque.
3. Sur le respirateur, notez les valeurs de FiO₂, EtCO₂, TV, volume minute (MV), RR et pression de pointe (Ppeak).
4. Prélever des échantillons de sang de 1 mL dans la gaine artérielle et l’orifice distal (jaune) du cathéter SG (veineux mixte) pour l’analyse des gaz du sang.
   1. Le cas échéant, corrigez tout déséquilibre électrolytique et/ou hypoglycémie pour atteindre des valeurs dans la plage normale.
5. Selon le protocole expérimental, prélever des échantillons de sang veineux dans des récipients appropriés pour une analyse plus approfondie.
6. Obtenir le débit cardiaque (CO) par thermodilution à travers le cathéter SG. Assurez-vous d’obtenir une moyenne de trois mesures avec une marge de 10 %.
7. Obtenez la pression capillaire pulmonaire (PAWP) à travers le cathéter SG.

8. Évaluation du caillot

REMARQUE : Après un minimum de 3 h, les emboles sont prêts à être induits. Le tube en PVC contiendra l’embole formée et le surnageant liquide. Si le sang n’a pas coagulé, attendez encore 30 minutes avant de récupérer une autre embolie.

1. Récupérez l’un des tubes en PVC contenant une embolie complètement formée et placez doucement l’embole sur une serviette chirurgicale, en jetant le surnageant. Assurez-vous que l’embole est rigide et stable pour l’injection (Figure 1B).

9. Induire une embolie pulmonaire aiguë (Figure 4)

1. Placez un sac de 1000 ml de solution saline isotonique dans un sac de perfusion sous pression. Insérez un dispositif de perfusion et gonflez le sac sous pression à au moins 200 mmHg (mais pas au-delà de la pression recommandée).
2. Prenez la partie A du dispositif d’administration de l’embole et connectez-la à l’orifice latéral du robinet d’arrêt à 3 voies (Figure 4A).
3. Connectez le dernier tube en PVC à l’extrémité ouverte de la partie A.
4. Placez un embole dans le tube et remplissez le système de solution saline (Figure 4B).
5. Fixez la partie B à l’autre extrémité du tube en PVC (Figure 4C).
   REMARQUE : Assurez-vous que tout le système est rempli de solution saline.
6. Insérez le dispositif d’embolie dans la gaine de 26 F et perférez l’embole en ouvrant le flux salin sous pression pendant environ 5 s (Figure 4D).
   ATTENTION : Observez attentivement les paramètres vitaux avant et après l’injection d’une embolie. Si aucune réponse n’est observée, l’embolie peut encore être en transit et rincer la solution saline pendant 3 s supplémentaires.

10. Modèle d’EP aiguë (figure 5 et figure 6)

1. Induire l’embolie jusqu’à ce que la mPAP ait doublé par rapport à la ligne de base ou jusqu’à ce que les six emboles soient induites. Surveillez la réponse hémodynamique et attendez la stabilisation avant d’induire une autre embolie.
   ATTENTION : Le porc peut devenir hémodynamiquement instable lors de l’induction d’une embole. Si la pression artérielle systémique moyenne diminue à 50 mmHg, un bolus de 0,02 mg de noradrénaline peut être nécessaire. Répétez l’opération en bolus si nécessaire.
2. Après avoir injecté le nombre approprié d’emboles, le porc est stable pendant 30 min.
   REMARQUE : La manifestation de l’EP est une condition hyperdynamique. Par conséquent, la mPAP doit être à un plateau avant de passer à la section 11.

11. Hémodynamique

1. Après 30 min de stabilisation, effectuer une évaluation aiguë de l’EP en consignant l’évaluation de base effectuée à la section 7.
2. Selon le protocole, les interventions peuvent maintenant commencer.

12. Angiographie pulmonaire par tomodensitométrie (CTPA) (Figure 7)

REMARQUE : Cette partie du protocole peut être exclue en fonction de la portée scientifique.

1. Pendant qu’il est encore intubé et anesthésié, raccordez le porc à un ventilateur mécanique transportable et transportez-le vers les installations du CTPA.
2. Effectuez la CTPA pendant l’apnée inspiratoire avant l’induction de l’EP dans le cadre de l’évaluation de base.
   1. Utilisez le contrôle automatique de l’exposition à 120 KV avec une collimation réglée sur 0,5 x 80 mm.
   2. Via une veine de l’oreille à l’aide d’une pompe d’injection automatisée, injecter 75 mL de solution de contraste d’Iomeron (350 mg/mL) avec un débit de 0,5 mL/s suivi de 30 mL de solution saline injectée à 3,0 mL/s.
3. Ramenez le porc à la salle d’opération et poursuivez le protocole.
4. Après l’induction de l’EP, répétez les étapes 12.1 et 12.2 pour une évaluation de l’EP.

13. Autres méthodes

1. En fonction de l’étendue du travail scientifique, évaluez le porc en conséquence.
   REMARQUE : De nombreuses méthodes d’évaluation, non décrites en détail dans ce protocole, peuvent être appliquées dans le modèle : l’imagerie par résonance magnétique, l’échocardiographie transœsophagienne, l’enregistrement de la boucle bi-ventriculaire de pression-volume, l’analyse biochimique, la physiologie ex vivo et l’analyse histologique ont été utilisées dans les travaux précédents 13,14,15,16,18,19,20.

14. Euthanasie et nécropsie

1. Euthanasier le porc avec une dose létale de pentobarbital (1,5 mL/kg, 400 mg/mL) à la fin du protocole.
   REMARQUE : Selon le protocole, une nécropsie peut être effectuée et un échantillonnage histologique peut être obtenu (figure 8).

Dans une analyse groupée de porcs inclus dans des études précédentes, nous présentons les résultats caractérisant le modèle d’EP aiguë décrit dans ce protocole^15,16. Deux porcs sont morts d’une insuffisance cardiaque aiguë droite à la suite d’une EP. Au total, nous avons inclus 24 porcs.

Hémodynamique
La réponse après chaque embolie est évidente sur

Cet article décrit un modèle porcin d’EP aiguë à risque intermédiaire utilisant des embolies autologues peu invasives et reproductibles.

Ce protocole comporte quelques étapes critiques. Tout d’abord, la dilatation de l’accès dans la veine jugulaire externe droite est cruciale pour le modèle car elle sert de point d’accès pour l’embolie. Lors de l’avancement de la grande gaine, il est essentiel de respecter le guidage du fil rigide sous flu...

AA a reçu des honoraires de conférencier (ABBOTT, Gore Medical, Angiodynamics, EPS Vascular et Jannsen), et il est consultant pour Inari Medical.

Nous tenons à exprimer notre sincère gratitude pour l’immense dévouement et le travail acharné dont a fait preuve le personnel du Département de médecine clinique de l’Université d’Aarhus pour mener à bien les expériences. De plus, nous tenons à remercier nos collaborateurs du Département de médecine légale de l’Université d’Aarhus et du Département de radiologie du Massachusetts General Hospital pour leur aide précieuse dans la réalisation et l’analyse de l’angiographie pulmonaire par tomodensitométrie. Le travail a été soutenu par l’Aarhus University Graduate School, la Fondation Karen Elise Jensen, la Danish Heart Foundation, NIH-grant no. 1R01HL168040-01, la Fondation Novo Nordisk [NNF17OC0024868], Holger og Ruth Hesse’s Mindefond, Laerdal Foundation [3374], Alfred Benzons Foundation, A.P. Møller Fonden, Direktør Emil C. Hertz og hustru Inger Hertz Fond, P.A. Messerschmidt og Hustrus fond, et Helga og Peter Kornings Fond.