Un modelo porcino de embolia pulmonar autóloga aguda

En este estudio se presenta un modelo porcino de embolia pulmonar (EP) utilizando grandes émbolos autólogos que replican la embolia pulmonar aguda de riesgo intermedio. El modelo es adecuado para la evaluación tanto de la fisiopatología como de las respuestas al tratamiento.

La embolia pulmonar aguda (EP) es una afección potencialmente mortal que causa una obstrucción abrupta de las arterias pulmonares, lo que conduce a una insuficiencia cardíaca derecha aguda. Se están desarrollando rápidamente nuevos métodos de diagnóstico y terapias dirigidas por catéteres, y existe una necesidad obvia de un modelo animal de EP realista que pueda utilizarse para la evaluación fisiopatológica y las pruebas preclínicas.

Este protocolo introduce un modelo porcino que emplea grandes embolias pulmonares autólogas. Las instrumentaciones se realizan con técnicas mínimamente invasivas, creando un modelo de tórax cerrado que permite investigar diversas opciones de tratamiento con alta reproducibilidad. Tres horas después de la extracción de sangre para crear émbolos autólogos ex vivo, la inducción de EP provocó un aumento inmediato de la presión arterial pulmonar media (17 ± 3 mmHg a 33 ± 6 mmHg, p < 0,0001) y de la frecuencia cardíaca (50 ± 9 latidos·^min-1 a 63 ± 6 latidos·^min-1, p < 0,0003) acompañada de una disminución del gasto cardíaco (5,0 ± 0,8 L/min a 4,5 ± 0,9 L/min, p < 0,037) en comparación con el valor basal. La angiografía pulmonar por TC reveló émbolos múltiples y el porcentaje de obstrucción pulmonar aumentó en comparación con el basal (0% [0-0] a 57,1% [38,8-63,3], p < 0,0001). En la fase aguda, el fenotipo es comparable al de la EP de riesgo intermedio.

El modelo representa un fenotipo realista y bien caracterizado de EP de riesgo intermedio y crea una oportunidad para probar nuevos métodos de diagnóstico, tratamientos intervencionistas y farmacéuticos, y capacitación práctica para los trabajadores de la salud en procedimientos intervencionistas.

La embolia pulmonar aguda (EP) es la tercera causa más frecuente de muerte cardiovascular y es una manifestación de tromboembolismo venoso (TEV)¹. La incidencia de TEV oscila entre 75 y 269 por 100.000 habitantes al año y aumenta con los² años de edad. Los supervivientes iniciales se enfrentan a un riesgo de muerte a 30 días, que oscila entre el 0,5 % para los pacientes de bajo riesgo y el 22 % para los pacientes de alto riesgo³. La causa de la muerte es la insuficiencia del ventrículo derecho (VD), que ocurre predominantemente en cuestión de horas ^4,5. Incluso si los pacientes sobreviven, todavía existe el riesgo de una morbilidad significativa y enfermedades crónicas.

Las opciones de tratamiento en la fase aguda de la enfermedad incluyen embolectomía quirúrgica, trombólisis sistémica o basada en catéter, heparina de bajo peso molecular y anticoagulantes orales¹. El número y la variedad de opciones de tratamiento se están ampliando, y se están desarrollando continuamente nuevas técnicas y métodos para el diagnóstico y la evaluación de la gravedad. Antes de que se puedan realizar estudios clínicos, la viabilidad y la seguridad deben determinarse en una configuración reproducible y consistente, como se puede lograr en un modelo animal. Además, la investigación de la fisiopatología aguda de la EP requiere un modelo animal con una fisiología cardiovascular y pulmonar cercana a la humana. Se han desarrollado modelos tanto en roedores como en animales de mayor tamaño, es decir, cerdos⁶. La ventaja de un modelo animal grande es la posibilidad de utilizar técnicas clínicas y evaluar los equipos e intervenciones quirúrgicas utilizados en la práctica clínica. Sin embargo, la mayoría de estos modelos utilizan materiales artificiales, como esferas de plástico o globos oclusivos, o requieren procedimientos invasivos de gran tamaño para la colocación de bandas arteriales pulmonares para imitar la insuficiencia cardíaca derecha aguda ^7,8,9. En un estudio se utilizó un filtro de vena cava inferior para crear trombosis in situ¹⁰. Sin embargo, esto lleva mucho tiempo y la carga de coágulos es difícil de controlar. Otros estudios han creado émbolos autólogos ex vivo, pero la EP ha sido de menor tamaño^11,12. Por lo tanto, estos modelos podrían no ser adecuados para probar procedimientos intervencionistas.

Existe la necesidad de un modelo animal que pueda replicar la patología humana de la EP. Con base en estudios previos realizados por nuestro grupo 13,14,15,16, nos propusimos presentar un modelo porcino de EP aguda.

Este estudio se llevó a cabo con la aprobación de la Inspección Animal danesa (n.º de licencia 2021-15-0201-00944) y de conformidad con las directrices danesas y universitarias sobre el bienestar y la ética de los animales de laboratorio.

NOTA: Este estudio siguió las directrices ARRIVE 2.0¹⁷. Se respetaron los principios de las 3R (Reemplazo, Reducción y Refinamiento) evaluando a cada animal repetidamente para que sirviera como su propio control, reduciendo así el número de animales necesarios y maximizando la información recopilada. Los cerdos utilizados en este modelo animal fueron hembras de matanza danesas de 60 kg (un cruce de Yorkshire, Duroc y Landrace danés). Todos los cerdos siguieron el programa danés libre de patógenos específicos (SPF). Los cerdos fueron aclimatados en la granja de investigación una semana antes del estudio para entrenar el contacto humano. Los cerdos fueron alojados en corrales con pisos de concreto sólido y camas de paja. Cada corral medía 2,35 m x 2,9 m con corrales contiguos para permitir el contacto con el hocico. Los cerdos tenían libre acceso al agua y fueron alimentados dos veces al día con una dieta convencional para cerdos, añadiendo remolacha triturada para disminuir el aumento de peso. El establo tenía un ciclo de luz-oscuridad de 12:12 h (luces encendidas de 6 a 18 horas).

1. Anestesia, intubación y ventilación

1. Preanestesiar al cerdo con una inyección intramuscular (0,1 mL/kg) que consiste en 2,5 mL de tiletamina (25 mg/mL), 2,5 mL de zolazepam (25 mg/mL), 2,5 mL de burofanol (10 mg/mL), 1,25 mL de ketaminol (100 mg/mL) y 6,25 mL de xilacina (20 mg/mL) para reducir el dolor, el estrés y la ansiedad potenciales del animal antes del transporte desde el establo de animales.
2. Transportar al animal en una caja de transporte homologada con lecho de paja de trigo.
3. Establecer acceso intravenoso a la llegada.
   1. Colocar un torniquete en la parte proximal de la oreja y apriétalo ligeramente para obtener estasis sanguínea venosa. Desinfecte la piel sobre una vena dos veces con un hisopo de etanol.
   2. Utilice un catéter venoso de 20 G para perforar la vena. Suelte el torniquete. Fije con cuidado el acceso correctamente para evitar desplazamientos.
   3. Compruebe la correcta colocación enjuagando el acceso con agua salina isotónica.
      NOTA: Aparecerá una protuberancia subcutánea si el catéter ya no está en la vena. El establecimiento de un segundo acceso intravenoso en el oído opuesto puede considerarse como una contingencia.
4. Mueva al animal a una mesa de operaciones y colóquelo en decúbito supino.
5. Intuble al cerdo mediante laringoscopia directa con un tubo traqueal de tamaño 7,5 e inflar el manguito traqueal. Fije el tubo al hocico/cabeza del animal. Esto evitará la extubación involuntaria. Verifique la posición correcta del tubo observando el valor de dióxido de carbono espiratorio en la pantalla del ventilador.
6. Conecte el tubo a un ventilador previamente probado y comience la ventilación mecánica.
   1. Elija la configuración de ventilación controlada por presión y dependiente por volumen y ajuste el volumen corriente (TV) a 8 mL/kg con ventilación de bajo flujo. Ajuste la presión positiva al final de la espiración (PEEP) a 5 cmH₂O.
   2. Ajuste la fracción de oxígeno inspirado (FiO₂) a normoxia (0,21) o superior, dependiendo del protocolo experimental. El valor objetivo de dióxido de carbono (EtCO₂) al final de la espiración es de aproximadamente 5,0-5,5 kPa. Ajuste la frecuencia respiratoria (RR) para lograr esto.
7. Iniciar y mantener la anestesia general a través del acceso intravenoso en el oído utilizando propofol a 4,0 mg/kg/h y fentanilo a 12,5 μg/kg/h. Verifique la falta de reflejos corneales y respuestas a estímulos dolorosos para asegurarse de que se esté administrando suficiente anestesia. Aumente la velocidad de infusión si hay reflejos o respuestas y compruebe si hay reflejos a intervalos regulares.
   PRECAUCIÓN: No deje al animal desatendido en ningún momento durante el protocolo. Abstenerse de utilizar agentes bloqueantes neuromusculares, ya que pueden oscurecer los signos de una anestesia inadecuada.
8. Conecte cables de electrocardiograma (ECG) de 3 derivaciones y un sensor de oximetría de pulso para controlar la frecuencia cardíaca, el ritmo cardíaco y la saturación de oxígeno.
9. Controle la temperatura central con un termómetro rectal. Apunte a una temperatura porcina normal de 38-39 °C. Si es necesario, caliente al animal con una manta térmica de aire forzado.
10. Inserte un catéter de vejiga urinaria y conecte el extremo externo a una bolsa de muestras de orina.
11. Aplique ungüento veterinario para los ojos para prevenir la sequedad.

2. Accesos intravasculares ecoguiados

NOTA: Los accesos intravasculares se establecen como se ha descrito anteriormente¹⁸.

1. Establecer el acceso intravascular en la vena yugular externa derecha, la vena femoral derecha y la arteria femoral izquierda como mínimo.
   NOTA: Se puede obtener más acceso dependiendo del protocolo experimental.
   1. Afeitar y desinfectar la piel con clorhexidina.
   2. Bajo un procedimiento estéril, use un dispositivo de ultrasonido para guiar un catéter venoso de 17 G a la posición intravascular.
   3. Retire la aguja del catéter venoso y utilice la técnica de Seldinger para insertar una guía. Retire el catéter venoso y deje la guía en su lugar.
   4. En el punto de acceso, haga una pequeña incisión en la piel e inserte la funda sobre la guía.
   5. Para asegurar la colocación correcta de las vainas, extraiga sangre de cada vaina con una jeringa de 10 mL o 20 mL. Una vaina correctamente colocada no tendrá resistencia cuando se aspire sangre o se enjuague el acceso con solución salina.
2. Suturar las vainas a la piel (talla 4.0).
3. Conecte la vaina de la arteria femoral a un transductor de presión. Calibre a la presión atmosférica y observe la pantalla para ver si la curva de presión arterial es correcta.
4. Conecte las bombas de infusión con solución salina isotónica a las vainas venosas. Esto evita la coagulación de la sangre intraluminal.
5. Para contrarrestar la hipovolemia del ayuno previo al experimento y extraer sangre para crear émbolos, iniciar una infusión en bolo de 800 ml durante 30-60 min en la bomba conectada a la vena yugular externa derecha.
6. Para corregir la pérdida horaria de líquidos por la transpiración y la micción, iniciar una infusión de 4 mL/kg/h en la bomba conectada a la vena femoral.

3. Formación de coágulos

1. Desempaque un sistema de oxigenación cardiopulmonar y ubique los tubos de cloruro de polivinilo (PVC) no recubiertos de heparina con un diámetro externo e interno de 1/2 pulgadas y 3/32 pulgadas, respectivamente. Cortar en trozos de ~30 cm de longitud. Fabrica siete tubos en total.
   NOTA: Se pueden usar tubos de PVC de menor diámetro si se prefieren émbolos más delgados.
2. Cierre de un extremo de los tubos con pinzas hemostáticas grandes.
3. Pausa la infusión de solución salina isotónica en una de las vainas venosas y extrae un total de 180 mL de sangre.
4. Divida la sangre en seis tubos de PVC (30 mL x 6) y cierre la parte superior del tubo de PVC con otra pinza de hemostático. Cuelgue los tubos verticalmente durante un mínimo de 3 h a temperatura ambiente (RT) (Figura 1A).
5. Enjuague la solución salina en la vaina y reinicie la infusión de solución salina.

4. Inserción guiada por fluoroscopia de la vaina 26 F

PRECAUCIÓN: Se debe usar equipo de protección, como delantales de plomo y collarines tiroideos, contra la radiación ionizante siempre que se use fluoroscopia.

1. Detenga la bomba de infusión conectada a la vaina en la vena yugular externa derecha.
2. Inserte una guía larga y extra rígida a través de la funda. Utilice la fluoroscopia para observar el alambre que sale de la vaina. Avance el alambre, guiado por fluoroscopia, caudal a través de las venas centrales superiores, la vena cava superior (VCS), la aurícula derecha (AR) y hacia la vena cava inferior (VCI).
   NOTA: Pueden ocurrir eventos sistólicos prematuros a medida que el cable pasa a través de la AR. No se debe sentir resistencia en ningún punto mientras se avanza el cable.
3. Extraiga la vaina lentamente mientras observa por fluoroscopia que la guía permanece en la VCI. Comprima el punto de entrada con una servilleta estéril al retraer la funda.
4. Utilice la técnica de Seldinger para cambiar la vaina por un dilatador de 16 F. Extienda la incisión en la piel si hay demasiada resistencia. Avance de la vaina hacia la circulación venosa guiado por fluoroscopia. Remoje previamente con solución salina para minimizar la resistencia (Figura 2B).
   NOTA: Es extremadamente importante seguir el curso de la guía con el dilatador y asegurarse de que el dilatador no se desvíe del alambre y, por lo tanto, de la luz del vaso.
5. Utilice la técnica de Seldinger para cambiar el dilatador 16 F por la vaina 26 F. Extienda la incisión cutánea al menos 10 mm. Avance la vaina 26 F lentamente, guiada por fluoroscopia, a través de las venas grandes hasta que la punta de la vaina, indicada por un marcador radiopaco (no el dilatador), llegue a la VCS (Figura 2D). Espere algo de resistencia al avanzar a través de capas de músculo.
   NOTA: Si la resistencia es demasiado grande, se puede retraer la vaina y hacer una incisión más grande y profunda que abarque el tejido muscular cerca del punto de entrada.
6. Bajo la guía de la fluoroscopia, retraiga con cuidado el dilatador y la guía fuera del cerdo mientras se asegura de que la vaina permanezca en su lugar.
7. Extraiga sangre para asegurarse de que la vaina aún esté en su lugar. Enjuague con 90 ml de solución salina para asegurarse de que se enjuague toda la longitud de la vaina.
8. Coloque una pila de servilletas estériles debajo del extremo externo de la funda (y debajo de la cortina estéril) para elevarla por encima del nivel del corazón y evitar volver a llenar la sangre en la funda (Figura 2C).
9. Vuelva a conectar la bomba de infusión y reanude la infusión de solución salina.

5. Cateterismo cardíaco derecho

1. Enjuague ambos puertos de un catéter Swan-Ganz (SG) con agua salina. Comprueba si el globo se infla correctamente.
2. Conecte cada uno de los puertos del catéter SG a una llave de paso de 3 o 4 vías. Conecte un puerto no utilizado de la llave de paso a los transductores de presión. El puerto restante de cada llave de paso se puede utilizar posteriormente para la toma de muestras de gases en sangre venosa y pulmonar arterial.
3. Restablezca los transductores a la presión atmosférica sosteniendo los puertos distales del catéter SG en el nivel axilar medio del cerdo.
4. Inserte el catéter SG a través de la vaina 26 F (Figura 2C).
5. Utilice la fluoroscopia para observar cuándo el extremo distal del catéter SG sale de la vaina. Observa que el globo se infla correctamente. La inflación debe estar libre de resistencias.
   NOTA: El globo puede dañarse si se infla dentro de la funda. Se utiliza una vista antero-posterior para todos los procedimientos. Nunca retraiga el catéter mientras el balón está inflado. Esto puede hacer que el globo se desprenda o dañe las válvulas y las cuerdas.
6. Con el balón inflado, avance lentamente el balón a través de las venas centrales, la AR, el ventrículo derecho (VD) y hasta la arteria pulmonar principal (AMP) (Figura 2E).
7. Observe que la señal de presión y la forma de la curva de presión cambian a medida que el puerto distal se mueve hacia el RV y nuevamente hacia el MPA.
   1. Asegúrese de que la señal de presión cambie de 2-8 mmHg en la circulación venosa central a una presión sistólica y diastólica del VD de 20-30 mmHg y 0-5 mmHg, respectivamente. Al avanzar hacia el MPA, asegúrese de que la presión sistólica sea de 25-35 mmHg y la diastólica de 10-15 mmHg.
8. Desinfla el globo. Asegúrese de que el catéter SG aún esté en su lugar mediante el uso de fluoroscopia y la sobrerradiación de las señales y curvas de presión.
   NOTA: El experimento se puede pausar en este punto.

6. Montaje del dispositivo de administración de émbolo (Figura 3)

NOTA: El dispositivo de émbolo consta de dos partes, que a partir de ahora se denominan parte A y parte B (Figura 3).

1. Descomprima el resto del sistema de oxigenación cardiopulmonar con una línea de cardioplejia integrada y la cánula de perfusión aórtica en condiciones estériles.
2. Del equipo de autotransfusión, ubique el tubo de silicona de 10 cm de largo (3/8 de pulgada de diámetro externo y 3/32 de pulgada interno) conectado al fondo del recipiente de cardiotomía y la pieza de conexión de 3/8 a 1/4 de pulgada conectada al tubo de silicona (Figura 3A).
3. Corta el tubo de silicona en dos tubos del mismo tamaño. Deje la mitad sin el conector a un lado por ahora.
4. Localiza la línea principal rápida. Corte la línea aproximadamente a 20 cm del extremo de la cerradura Luer y conecte el extremo abierto de la línea de cebado rápido al extremo de 1/4 de pulgada de la pieza del conector (Figura 3A).
5. Ubique una pieza de conector de 3/8 de pulgada a 1/2 pulgada. Conéctalo al extremo abierto del tubo de silicona. La Parte A ya está completa (Figura 3A, C).
6. Conecte la mitad restante del tubo de silicona al extremo distal de la cánula de perfusión aórtica. Ubique y conecte cualquier conector de 3/8 de pulgada a 1/2 pulgada al extremo abierto del tubo de silicona. La parte B ya está completa (Figura 3B, C).

7. Evaluación de referencia

NOTA: Es importante lograr la estabilización hemodinámica después de la instrumentación y antes de la evaluación basal. Se recomiendan las siguientes medidas. El alcance de la medición de referencia se puede ajustar de acuerdo con el protocolo específico.

1. Registre los valores de la presión arterial sistémica y pulmonar, así como la presión venosa central.
   NOTA: Las presiones arteriales pulmonares aceptables son una presión sistólica < 40 mmHg y una presión arterial pulmonar media (mPAP) ≤ 20 mmHg.
2. Registre la temperatura corporal central, la saturación periférica y la frecuencia cardíaca.
3. En el respirador, registre los valores de FiO₂, EtCO₂, TV, volumen por minuto (MV), RR y presión máxima (Ppeak).
4. Extraiga muestras de sangre de 1 mL de la vaina arterial y del puerto distal (amarillo) del catéter SG (venoso mixto) para el análisis de gases en sangre.
   1. Si está presente, corrija cualquier desequilibrio electrolítico y/o glucosa baja en sangre para alcanzar valores dentro del rango normal.
5. Dependiendo del protocolo experimental, se extraigan muestras de sangre venosa en recipientes apropiados para su posterior análisis.
6. Obtención del gasto cardíaco (CO) por termodilución a través del catéter SG. Asegúrese de obtener un promedio de tres mediciones dentro de un margen del 10%.
7. Obtener presión en cuña capilar pulmonar (PAWP) a través del catéter SG.

8. Evaluación de coágulos

NOTA: Después de un mínimo de 3 h, los émbolos están listos para ser inducidos. El tubo de PVC contendrá el émbolo formado y el sobrenadante líquido. Si la sangre no se ha coagulado, espere otros 30 minutos antes de extraer otro émbolo.

1. Recupere uno de los tubos de PVC que contiene un émbolo completamente formado y colóquelo suavemente en una servilleta quirúrgica, desechando el sobrenadante. Asegúrese de que el émbolo se sienta rígido y estable para la inyección (Figura 1B).

9. Inducir embolia pulmonar aguda (Figura 4)

1. Coloque una bolsa de 1000 ml de solución salina isotónica en una bolsa de infusión a presión. Inserte un equipo de infusión e infle la bolsa de presión hasta al menos 200 mmHg (pero no más allá de la presión recomendada).
2. Tome la parte A del dispositivo de administración de émbolo y conéctelo al puerto lateral de la llave de paso de 3 vías (Figura 4A).
3. Conecte el último tubo de PVC al extremo abierto de la pieza A.
4. Coloque un émbolo en el tubo y llene el sistema con solución salina (Figura 4B).
5. Conecte la pieza B al otro extremo del tubo de PVC (Figura 4C).
   NOTA: Asegúrese de que todo el sistema esté lleno de solución salina.
6. Inserte el dispositivo de émbolo en la vaina de 26 F e infunda el émbolo abriendo el flujo de solución salina presurizado durante aproximadamente 5 s (Figura 4D).
   PRECAUCIÓN: Observe cuidadosamente los parámetros vitales antes y después de la inyección de un émbolo. Si no se observa ninguna respuesta, es posible que la embolia aún esté en tránsito y que se lave la solución salina durante 3 s adicionales.

10. Modelo de EP aguda (Figura 5 y Figura 6)

1. Induzca los émbolos hasta que la mPAP se haya duplicado desde el inicio o hasta que se induzcan los seis émbolos. Monitorizar la respuesta hemodinámica y esperar a que se estabilice antes de inducir otro émbolo.
   PRECAUCIÓN: El cerdo puede volverse hemodinámicamente inestable durante la inducción de un émbolo. Si la presión arterial sistémica media disminuye a 50 mmHg, puede ser necesario un bolo de 0,02 mg de norepinefrina. Repita el bolo si es necesario.
2. Después de inyectar el número adecuado de émbolos, el cerdo está estable durante 30 min.
   NOTA: La manifestación de la EP es una condición hiperdinámica. Por lo tanto, el mPAP debe estar en una meseta antes de proceder a la sección 11.

11. Hemodinamia

1. Después de 30 min de estabilización, realizar una evaluación de EP aguda en el registro de la evaluación basal realizada en la sección 7.
2. Dependiendo del protocolo, ahora pueden comenzar las intervenciones.

12. Angiografía pulmonar por tomografía computarizada (CTPA) (Figura 7)

NOTA: Esta parte del protocolo puede ser excluida dependiendo del alcance científico.

1. Mientras aún está intubado y anestesiado, conecte el cerdo a un ventilador mecánico transportable y transpórtelo a las instalaciones del CTPA.
2. Realizar la CTPA durante la apnea inspiratoria antes de la inducción de la EP como parte de la evaluación basal.
   1. Utilice el control automático de exposición a 120 KV con una colimación ajustada a 0,5 x 80 mm.
   2. A través de una vena del oído mediante una bomba de inyección automatizada, inyecte 75 mL de solución de contraste de Iomeron (350 mg/mL) con un flujo de 0,5 mL/s seguido de 30 mL de solución salina inyectada a 3,0 mL/s.
3. Transporta el cerdo de vuelta a la sala del operador y continúa con el protocolo.
4. Después de la inducción de la EP, repita los pasos 12.1-12.2 para una evaluación de la EP.

13. Otros métodos

1. Dependiendo del alcance del trabajo científico, evalúe al cerdo en consecuencia.
   NOTA: En el modelo se pueden aplicar numerosos métodos de evaluación, no descritos en detalle en este protocolo: resonancia magnética, ecocardiografía transesofágica, registros biventriculares del bucle presión-volumen, análisis bioquímicos, fisiológicos ex vivo e histológicos 13,14,15,16,18,19,20.

14. Eutanasia y necropsia

1. Eutanasiar al cerdo con una dosis letal de pentobarbital (1,5 mL/kg, 400 mg/mL) al final del protocolo.
   NOTA: Dependiendo del protocolo, se puede realizar una necropsia y obtener un muestreo histológico (Figura 8).

En un análisis agrupado de cerdos incluido en estudios previos, presentamos los resultados que caracterizan el modelo de EP aguda descrito en este protocolo^15,16. Dos cerdos murieron por insuficiencia cardíaca derecha aguda después de la embolia pulmonar. En total, incluimos 24 cerdos.

Hemodinámica
La respuesta después de cada émbolo es evidente en la Figu...

En este trabajo se describe un modelo porcino de EP aguda de riesgo intermedio utilizando émbolos autólogos que es mínimamente invasivo y reproducible.

Hay algunos pasos críticos en este protocolo. En primer lugar, la dilatación del acceso en la vena yugular externa derecha es crucial para el modelo, ya que sirve como punto de acceso para los émbolos. Al avanzar la vaina grande, es esencial seguir la guía del alambre rígido bajo fluoroscopia continua p...

AA ha recibido honorarios de orador (ABBOTT, Gore Medical, Angiodynamics, EPS Vascular y Jannsen), y es consultor de Inari Medical.

Deseamos expresar nuestro más sincero agradecimiento por la tremenda dedicación y el arduo trabajo demostrado por el personal del Departamento de Medicina Clínica de la Universidad de Aarhus para completar los experimentos. Además, queremos agradecer a nuestros colaboradores del Departamento de Medicina Forense de la Universidad de Aarhus y del Departamento de Radiología del Hospital General de Massachusetts, por la inestimable ayuda en la realización y análisis de la angiografía pulmonar por TC. El trabajo ha sido apoyado por la Escuela de Graduados de la Universidad de Aarhus, la Fundación Karen Elise Jensen, la Fundación Danesa del Corazón, la subvención NIH nº 1R01HL168040-01, la Fundación Novo Nordisk [NNF17OC0024868], el Mindefond de Holger og Ruth Hesse, la Fundación Laerdal [3374], la Fundación Alfred Benzons, A.P. Møller Fonden, Direktør Emil C. Hertz og hustru Inger Hertz Fond, P.A. Messerschmidt og Hustrus fond, y Helga og Peter Kornings Fond.