המחברים להכיר את הסיוע הטכני של אביגיל האריס. הם גם מכירים כהן פאולה, קים הולוויי שעזרת כדי למטב את הפרוטוקול של הכנת השטח-התפשטות גרעינים של העכבר spermatocytes. המחברים גם מעריך קריאה ביקורתית של כתב היד על-ידי קארן שינדלר.
עבודה זו נתמכה על ידי NIH R01 GM106262 כדי K.M.B.

כל השיטות מעורבים עכברים מנוצל אתיות גבוהה וסטנדרטים רווחה, אושרו על ידי טיפול בעלי חיים מוסדיים ועל שימוש הוועדה בבית הספר לרפואה של אוניברסיטת דרקסל.
1. הכנה של פתרונות וכלים הדרושים
<ol><li>להכין היפוטוניק החילוץ מאגר לייצוגית ב 50 מ של מים כיתה מעבדה הנדסה גנטית, pH 8.2-8.4 (טבלה 1). להפוך את הפתרון טרי כל הזמן, לשמור על הקרח, והשתמש בתוך 2 h הכנת כפולות; הדבר נחוץ למטב את הפחתת ואת פרוטאז עיכוב פעילות של DTT ושל PMSF, בהתאמה. השתמש 10 מ"ל של מצגת עבור כל זוג של העכבר האשכים.</li>
	<li>להכין פתרון סוכרוז 100 מ מ (טריים בכל פעם) על-ידי הוספת 0.342 גר' סוכרוז 10 מ"ל של הנדסה גנטית מעבדה כיתה מים. להתאים את ה-pH ל 8.2</li>
	<li>להכין פתרון מקבע (1% paraformaldehyde (PFA), 0.15% טריטון X-100, pH להתאים ל- 9.2 עם 1 N HCl או 1 N NaOH) חודשי טריים ומאגר זה בטמפרטורת החדר מוגן מפני אור. לדלל 16% זמינים מסחרית PFA המוצא מניה עד 4% ב- PBS 1 X לשימוש כמו מניה עבודה ולאחר מכן לאחסן 4% aliquots ב-20 ° C.<ol>
<li>כדי להכין את הפתרון מקבע, להוסיף 10 מ של פתרון PFA 4% ו- 600 µL של 10% טריטון X-100 30 מ של 1 X PBS, מערבבים היטב, ולהתאים את רמת ה-pH ל 9.2 עם 1 N HCl או 1 N NaOH. אחסן את הפתרון מקבע צינור חרוטי 50-mL עטוף בנייר אלומיניום בטמפרטורת החדר (עבור לא יותר מ 4 שבועות).</li>
	</ol>
</li>
	<li>להכין פתרונות כביסה (בעוד שקופיות מתייבשים על 30 דקות האחרונות) עם תמונה-פלו 200: 0.4% צילום-פלו 200/PBS (320 µL של צילום-פלו 200 ב- 80 מ של 1 X PBS) ו- 0.4%, פלו צילום 200/dH2O (160 µL של צילום-פלו 200 ב 40 מיליליטר מים כיתה מעבדה הנדסה גנטית). השתמש צנצנת Coplin 50 מ ל מלא עם 40 מ"ל של פתרונות כדי לשטוף את שקופית 10 או פחות בכל פעם.</li>
	<li>הכנת הכלים הבאים: 1. זוג מספריים כירורגיים (כדי פצעים וחתכים בעור), 1 זוג עצה בסדר מספריים כירורגיים (כדי פצעים וחתכים של הצפק), 2 זוגות של קצה ישר בסדר מלקחיים (לנתח את כל testis), 1 שוליים ישרים גילוח (כדי פצעים וחתכים כל testis), 2 זוגות של מעוקלים עצה מלקחיים (כדי לשתק כל testis) לסחוט בקוריאנית וכמה, צנצנות Coplin 50 מ ל, טפלון מודפס 3 מגלשות טבעת, האיזמל 1 עם להב מידה 11, תא humidified, צלחות פטרי 100 x 15 מ מ, סמן קבוע בסדר עצה או עיפרון, ו- a שאכר מסתובב פלטפורמה.<ol>
<li>המקום פרימיום לא טעונים precleaned שקופיות זכוכית חלבית סוף זקוף בתוך צנצנת Coplin 50 מ ל מלא עם מקבע פתרון עד השימוש. הערה: עיפרון היא עדיפה אם השקופיות ישמש לאחר מכן בהליכים הדורשים אתנול, כגון קרינה פלואורסצנטית בחיי עיר הכלאה.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. spermatocyte גרעינים מתפשטת
<ol><li>המתת חסד עכבר זכר בהתאם להנחיות מוסדיים (למשל צוואר הרחם פריקה עם או בלי חנק2 CO).</li>
	<li>שימוש P10 - P20 הזכרים כדי להעריך את התאים meiotic הגל הראשון של יצירת זרע; אנו משתמשים באופן שגרתי P15 - זכרים P17 להשיג תאים של כל substages של prophase ט האשכים למבוגרים תספק תאים מחלון prophase אני יותר מדי, אבל הם גם תניב תאים postmeiotic יותר, כמו spermatids.</li>
	<li>הקציר ולשקול את האשכים (להקליט את המשקולות מזווג); ואז למקם אותם לתוך צלחת פטרי המכילות מספר טיפות של מצגת קר כדי לשמור על לחות.</li>
	<li>להחזיק בזרמה בתחתית קערה עם קצה מעוגל מלקחיים ולהשתמש תער שוליים ישרים לעשות חתך קטן קו האמצע האנכי באמצעות הקפסולה של בזרמה. בעודו מחזיק בזרמה בתחתית קערה עם מלקחיים אחד, השתמש קבוצה שנייה של קצה מעוגל מלקחיים או שוליים ישרים גילוח לסחוט בעדינות את בקוריאנית וכמה מן בזרמה.<ol>
<li>מקם את בקוריאנית לתוך צינור חרוטי 15 מ"ל המכיל 10 מ"ל של מצגת קר, מקפיד להימנע לשים את החלקים של הקפסולה לתוך הצינור. חזור על שלבים אלה עם בזרמה השני.</li>
	</ol>
</li>
	<li>דגירה בקוריאנית וכמה את decapsulated בצינור חרוט המכילים מצגת על קרח למשך 30-60 דקות, בהתאם לגודל של האשכים. דגירה בקוריאנית וכמה מכל זוג של האשכים במשקל של 30 מ"ג או פחות במשך 30 דקות, בקוריאנית מזוג האשכים במשקל 31-50 מ"ג במשך 30-45 דקות, ועל האשכים גדולים יותר עבור 60 דקות. לא תשנה את זמני עבור מבחן יחיד. הערה: זמן הדגירה אופטימלית עשוי להשתנות בהתאם החוויה של הנסיין, ריאגנטים המשמש העכברים שעוברים ניתוח.</li>
	<li>בעוד בקוריאנית וכמה הם המקננת במצגת, השתמש הסמן או עיפרון לתייג את הקצוות עמומה של שקופיות precleaned עם העכבר מספר, מספר שקופית ותאריך. ואז למקם את השקופיות מראש נקי בתוך צנצנת Coplin המכיל את הפתרון מקבע.</li>
	<li>בעקבות דגירה, שופכים בקוריאנית, מצגת לתוך צלחת פטרי נקי, בקוריאנית נפרד לתוך כ 3 מ מ קוטר גושים. כל סבך מניב 2 מגלשות, מספר השקופיות הניב תלוי בגודל של האשכים. הערה: אנו משיגים 8 שקופיות של פראי סוג ושקופיות 6 מ- subfertile Chtf18-null P16 האשכים (שהם קטנים יותר עקב ירידה מספרים של תאי נבט meiotic ו mitotic8). Testis מבוגר אחד במשקל של 100 מ ג או יותר יהיה צפוי להניב שקופיות 16.</li>
	<li>23 מקום µL של 100 מ מ פתרון סוכרוז לתוך טבעת אחת ציפוי טפלון מודפס, 3 טבעת שקופיות ולהוסיף אחד קווצת בקוריאנית וכמה הטבעת.  ולאחר מכן שימוש מעוקל עצה מלקחיים להחזיק את סבך, מינצ בעדינות את בקוריאנית עם תער 11 גודל עד הפתרון הופך מעוננים. הערה: לא overmince כמו התוצאה תהיה כרומוזומים מפוצלים. שימו לב כי הכרומוזומים מפוצלים יכול להיות גם מעידה על הפנוטיפ המוטנטי.</li>
	<li>הסרת לכלוך, להוסיף עוד 23 µL של סוכרוז פתרון ולהשתמש micropipette כדי בעדינות pipette את התערובת למעלה ולמטה כמה פעמים כדי לסייע להפריד את התאים ההשעיה.</li>
	<li>הסר שקופית תטבול את הצנצנת Coplin המכילה מקבע פתרון, להטות את השקופית מעל הצנצנת אז זה droplet נדיב אחד אוסף בפינה התחתונה של השקופית.<ol>
<li>Pipet 20 µL של סוכרוז השעיה תא מטבעת של השקופית המודפסת טבעת 3 טפלון לתוך ה-droplet מקבע על פרמיה מזוגג שקופיות זכוכית, pipet המתלים לאורך 2 - 3 פעמים. הערה: ה-droplet מקבע צריך להיות גדול מספיק באמצעי אחסון כך תוספת של 20 μL של התליה תא סוכרוז אליו מאפשרת כיסוי על פני השקופית כולה כאשר התערובת היא התפשטה (ראה 2.11 להלן).</li>
	</ol>
</li>
	<li>לאט לאט להטות את השקופית לצד מול ה-droplet כדי להפיץ את התליה תא לאורכו של השקופית. ואז לאט לאט להטות את השקופית בחזרה כדי להפיץ את התליה תא לרוחב השקופית כדי לכסות את זה לחלוטין. הימנע שמתפשטת ההשעיה באותו האזור של השקופית יותר מאשר פעם אחת אחרת שהתאים יחפוף אחד עם השני.</li>
	<li>מיד למקם שקופית שטוח בתוך תא humidified, חזור על השלבים 2.8 ל 2.11 עד כל גושים של בקוריאנית וכמה שימשו כדי להפוך את שקופיות. חשוב לא להעביר תא humidified במהלך תהליך הייבוש כדי למנוע קורע חופפים תאים.</li>
	<li>לאפשר שהשקופיות דגירה בתוך תא humidified מכוסה בטמפרטורת החדר במשך 2.5 h כך הם יבש לאט, לא לגמרי. לחות גבוהה, ייבוש איטי בשלב זה הם חשובים להבטיח הפצה נאותה של כרומטין. לאחר מכן להסיר את הכיסוי של התא, לאפשר את השקופיות מילה נהדרת לחלוטין מינימום 30 נוספים.</li>
	<li>מקום שקופיות (גב אל גב או בתבנית זיגזג) בתוך צנצנת Coplin המכיל פתרון צילום-פלו 200/1 X PBS 0.4% לשטוף את השקופיות פעמיים, 5 דקות כל אחד, על-ידי בעדינות לזעזע את Coplin ג'אר על פלטפורמה מסתובבת שאכר. להשתמש בפתרון טריים עבור כל כביסה, למנוע שקופיות שונים עכברים בצנצנות נפרדות עבור כל אחד שוטף.</li>
	<li>לשטוף את השקופיות בצנצנת Coplin המכיל 200/dH2O 0.4% צילום-פלו לפתרון 5 דקות פעם תוך כדי לזעזע.</li>
	<li>הסר שקופיות מחלוקה Coplin ג'אר (שטיפה אחרונה), בזהירות לנגב את הקצוות ואת תחתית של השקופיות כדי להסיר עודפי נוזלים, ולמקם שקופיות במיקום זווית, כמעט זקוף יבש. נסיינית אשר בקיא בכל טכניקה זו ניתן לעבד ולהכין השטח-התפשטות גרעינים של 4 או 5 עכברים ביום אחד.</li>
	<li>פעם יבש (15-20 דקות), לעבד שקופיות מיד immunofluorescence מכתים או חנות ב-80 מעלות צלזיוס בתוך קופסת השקופיות סגורים היטב מוגן מפני אור לכל היותר 3 שבועות (בהתאם החלבונים היעד חישובו; תוצאות אופטימליות ניתן להשיג אם מוכתם באותו יום או תוך שבועיים).<ol>
<li>אם מאוחסן ב- 80 ° C, ואז אפשר שקופיות לבוא לטמפרטורת החדר, לשטוף בצנצנת Coplin המכיל 1 X PBS או בלוק במשך 5 דקות לפני צביעת. הערה: פרוטוקולים רבים מוכתמים immunofluorescence שונים תספק תוצאות טובות; מתייחסים אל ברקוביץ ואח עבור פרוטוקול immunostaining8.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Handel, M. A., Schimenti, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetics+of+mammalian+meiosis:+regulation,+dynamics+and+impact+on+fertility.">Genetics of mammalian meiosis: regulation, dynamics and impact on fertility.</a> Nat Rev Genet. 11, 124-136 (2010).</li><li>Peters, A. H., Plug, A. W., van Vugt, M. J., de Boer, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+drying-down+technique+for+the+spreading+of+mammalian+meiocytes+from+the+male+and+female+germline.">A drying-down technique for the spreading of mammalian meiocytes from the male and female germline.</a> Chromosome Res. 5, 66-68 (1997).</li><li>Counce, S. J., Meyer, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiation+of+the+synaptonemal+complex+and+the+kinetochore+in+Locusta+spermatocytes+studied+by+whole+mount+electron+microscopy.">Differentiation of the synaptonemal complex and the kinetochore in Locusta spermatocytes studied by whole mount electron microscopy.</a> Chromosoma. 44, 231-253 (1973).</li><li>Speed, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Meiosis+in+the+foetal+mouse+ovary.+I.+An+analysis+at+the+light+microscope+level+using+surface-spreading.">Meiosis in the foetal mouse ovary. I. An analysis at the light microscope level using surface-spreading.</a> Chromosoma. 85, 427-437 (1982).</li><li>Ashley, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dynamic+changes+in+Rad51+distribution+on+chromatin+during+meiosis+in+male+and+female+vertebrates.">Dynamic changes in Rad51 distribution on chromatin during meiosis in male and female vertebrates.</a> Chromosoma. 104, 19-28 (1995).</li><li>Baker, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Involvement+of+mouse+mLh1+in+DNA+mismatch+repair+and+meiotic+crossing+over.">Involvement of mouse mLh1 in DNA mismatch repair and meiotic crossing over.</a> Nat Genet. 13, 336-342 (1996).</li><li>Plug, A. W., Xu, J., Reddy, G., Golub, E. I., Ashley, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Presynaptic+association+of+Rad51+protein+with+selected+sites+in+meiotic+chromatin.">Presynaptic association of Rad51 protein with selected sites in meiotic chromatin.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 93, 5920-5924 (1996).</li><li>Berkowitz, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Disruption+of+CHTF18+causes+defective+meiotic+recombination+in+male+mice.">Disruption of CHTF18 causes defective meiotic recombination in male mice.</a> PLoS Genet. 8, e1002996 (2012).</li><li>Gomez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sororin+loads+to+the+synaptonemal+complex+central+region+independently+of+meiotic+cohesin+complexes.">Sororin loads to the synaptonemal complex central region independently of meiotic cohesin complexes.</a> EMBO Rep. 17, 695-707 (2016).</li><li>Brooker, A. S., Berkowitz, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+roles+of+cohesins+in+mitosis,+meiosis,+and+human+health+and+disease.">The roles of cohesins in mitosis, meiosis, and human health and disease.</a> Methods Mol Biol. 1170, 229-266 (2014).</li><li>McNicoll, F., Stevense, M., Jessberger, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cohesin+in+gametogenesis.">Cohesin in gametogenesis.</a> Curr Top Dev Biol. 102, 1-34 (2013).</li><li>Rankin, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+elaboration:+making+sense+of+meiotic+cohesin+dynamics.">Complex elaboration: making sense of meiotic cohesin dynamics.</a> FEBS J. 282, 2426-2443 (2015).</li><li>Holloway, J. K., Sun, X., Yokoo, R., Villeneuve, A. M., Cohen, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mammalian+CNTD1+is+critical+for+meiotic+crossover+maturation+and+deselection+of+excess+precrossover+sites.">Mammalian CNTD1 is critical for meiotic crossover maturation and deselection of excess precrossover sites.</a> J Cell Biol. 205, 633-641 (2014).</li><li>La Salle, S., Sun, F., Handel, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+and+short-term+culture+of+mouse+spermatocytes+for+analysis+of+meiosis.">Isolation and short-term culture of mouse spermatocytes for analysis of meiosis.</a> Methods Mol Biol. 558, 279-297 (2009).</li><li>Wiltshire, T., Park, C., Caldwell, K. A., Handel, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+premature+G2/M-phase+transition+in+pachytene+spermatocytes+includes+events+unique+to+meiosis.">Induced premature G2/M-phase transition in pachytene spermatocytes includes events unique to meiosis.</a> Dev Biol. 169, 557-567 (1995).</li></ol>

המחברים אין לחשוף.

כדי לקבל מספר גבוה של איכות להפיץ. ובכן, טוב spermatocyte גרעינים, השלבים הקריטיים ביותר של פרוטוקול זה לכלול זמן הדגירה המתאים של בקוריאנית וכמה מצגת, המתאימה הא של וכמה בקוריאנית, והעסיק הטכניקה כדי התפזר התליה תא סוכרוז השקופיות מצופה מקבע. אנחנו דגירה בקוריאנית וכמה מן האשכים של הזכרים פראי ?...

עכברים הם בשימוש נרחב כאורגניזם מודל ללמוד מיוזה ביונקים. ניתן להעריך תהליכים התפתחותיים רגילים והן פגמים להתרחש במהלך המיוזה. ניתן לאפיין את ציר הזמן ואת ההתקדמות של תכונות בולטות להתרחש במהלך prophase ו- substages, כמו גם שפע של חלבונים ספציפיים המעורבים בתהליכים מכריע רגולציה של מיוזה פראי סוג ועכברים מוטנטים. מספר תהליכים מיוחדים המתרחשים במהלך המיוזה שניתן יהיה ללמוד בפירוט (נבדקה הנדל ו Schimenti1). אלה כוללות מערך כפול-strand break (DSB) ה-DNA ותיקון, רקומבינציה, היווצרות קומפלקס synaptonemal, ו כרומוזום סגרגציה.
היבט חשוב של הלומדים תהליכים meiotic הוא היכולת לבחון גרעינים המכילים כרומוזום הומולוגי הנפתרות חזותי, שטיחות טוב יותר להבחין ולזהות את substages של prophase אני Prophase אני מורכבת 5 substages זה מאופיינים בתכונות ספציפיות, כולל הקמת המתחם synaptonemal (SC). SC הוא חלבון ה-tripartite לגרדום המאפשר שיוך ו DNA כפול-strand break לתקן של homologs. במהלך leptonema, homologs ישר כפי צירית יסודות SC ברורים. אז מצורף של אלמנטים מרכזיים למתחם synaptonemal במהלך zygonema מקלה על שיוך ופיזית חיבור (synapsis) בין זוגות של homologs. במהלך pachynema, synapsis של homologs הופך מוחלט, הדי ג'יי ג'יי אברהמס נוצרות מתוך תיקון של אוכלוסיה בחירה של מעברי כפול-גדיל DNA באמצעות רקומבינציה הומולוגית. SC פירוק במהלך diplonema, ומאפשר homologs desynapse אבל יישארו מצורפים centromeres שלהם ועל אתרים של הדי ג'יי ג'יי אברהמס. בסופו של דבר במהלך diakinesis, homologs recondense ומתרחשת המעבר מפה של1.
מבחינה היסטורית, השמת השטח של כרומטין meiotic הניב כמה גרעינים, במיוחד אלה של שלבים המוקדמים של prophase אני2. כתוצאה מכך, שונו שיטות אלה כדי לשפר את ההפרדה של תאים ברקמות (קרי testis או שחלה), בטכניקה של כרומטין meiotic מתפשטת, את התשואה של גרעינים meiotic באיכות גבוהה עבור הערכה2,3, 4. בנוסף, שיטה זו הוכיחה להיות שימושי בשימור גרעינית, כרומטין כרוך חלבונים גרעינים meiotic כפי שמגלה immunolocalization שפורסמו טכניקות5,6,7. לכן, השיטה בתחילה מתוארת על ידי פיטרס2 והפגינו כאן תשואות הרבה גרעינים spermatocyte פרץ נפרד המכיל homologs שעברו את substages leptotene, zygotene, pachytene, diplotene ו diakinesis של prophase אני.
בטכניקה של הכנת השטח-התפשטות גרעינים (נקרא גם ניתוח התפשטות כרומטין) נעשה שימוש נרחב ללמוד מיוזה בתחומי ביולוגיה הרבייה של התא. שקופיות המכילה השטח-התפשטות הגרעינים ניתן לאחר מכן immunostained עם נוגדנים חלבונים עניין או נתון צביעת כסף, ולאחר מכן נותחו עם מיקרוסקופ. השיטה זו דומה עבור עכברים גם זכר וגם נקבה, למרות השינויים שתוארו עבור עכברים הנשי2. חשוב להימנע overmince וכמה בקוריאנית. הגרעינים חייב גם להיות להתפשט כך בעקבות immunostaining homologs, חלבונים הקשורים נראים בבירור עם מיקרוסקופ. השטח-התפשטות הגרעינים ניתן מוכן תוך שעות ספורות גם immunostained מיד או המאוחסנים ב-80 מעלות צלזיוס לכל היותר 3 שבועות לפני מפשיר ו- immunostaining. עם זאת, תוצאות אופטימליות מתקבלים בצורה הטובה ביותר עבור חלבונים מסוימים אם immunostaining מתבצע באופן מיידי או בתוך 2 שבועות של הכנת השטח-התפשטות גרעינים. שקופיות יכול להיות immunostained עם פרוטוקול תקני באמצעות נוגדנים חלבונים של עניין, ואחריו הדגירה עם חלבונים מצומדת כדי פלורסנט נוגדנים משניים או צבע, ולאחר מכן עם תמונה עם פלורסצנטיות מיקרוסקופ8. ב 21-15 יום לאחר הלידה יש רקמות מספיקות לכל זוג של האשכים פראי סוג להניב שקופיות 6-10, עכברים בוגרים (כולל מבוגרים) תניב עוד שקופיות. עם זאת, פראי סוג עכברים 6 שבועות של גיל ומעלה גם תניב התאים יותר פוסט-meiotic (קרי spermatids) בשקופיות בעקבות immunostaining. בנוסף, כל substages של prophase אני יכול להיות שנצפו בעכברים לנוער ומבוגרים. האשכים מן הזכרים כמחנכת ימים 10 15 תניב הרבה יותר תאים leptotene ו- zygotene. עכברים שגילם יום כמחנכת 14 עד 15 תניב יותר גרעינים pachytene ו- diplotene.
כאן אנחנו מתארים ומדגימים שיטה בשימוש נרחב של הכנת השטח-התפשטות גרעינים של העכבר spermatocytes.

<table><tbody><tr><td>Photo-Flo 200</td><td>Kodak</td><td>1464510</td><td></td></tr><tr><td>16% Paraformaldehyde (formaldehyde aqueous solution)</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>RT 15710</td><td>Dilute 16% solution into 4% working stocks with 1X PBS and freeze aliquots at -20 &amp;deg;C</td></tr><tr><td>Teflon printed 3 ring slides</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>63418-11</td><td></td></tr><tr><td>Premium uncharged frosted end glass slides</td><td>Several commercial brands</td><td></td><td>Clean slides in ethyl or isopropyl alcohol and allow to drip dry prior to use; label slides on frosted end with a permanent marker or pencil depending on subsequent use of slides</td></tr><tr><td>Surgical scissors (sharp and blunt tips)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14001-12</td><td>Different brand of a similar type will work</td></tr><tr><td>Fine tip surgical scissors (sharp tips)</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td>Different brand of a similar type will work</td></tr><tr><td>Straight fine tip forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11050-10</td><td>Different brand of a similar type will work</td></tr><tr><td>Curved medium tip forceps</td><td>Fisher</td><td>16100110</td><td>Different brand of a similar type will work</td></tr><tr><td>Scalpel handle</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td>Different brand of a similar type will work</td></tr><tr><td>Mouse anti-SYCP3</td><td>Abcam</td><td>ab97672</td><td>Use at 1:300</td></tr><tr><td>Anti-centromere protein (derived from human CREST patient serum)</td><td>Antibodies Incorporated</td><td>15-234-0001</td><td>Use at 1:50</td></tr><tr><td>Humidified chamber</td><td></td><td></td><td>We use Nunc square culture dishes 500 cm2/well with moistened paper towels</td></tr><tr><td>Widefield microscope with epifluorescence</td><td>Leica microsystems</td><td></td><td>Any standard model</td></tr><tr><td>Coplin jars</td><td>Several commercial brands</td><td></td><td>50 ml capacity; 40 mm (1.6 in.) diameter, holds 10 slides (back to back)</td></tr><tr><td>Petri dishes</td><td>Several commercial brands</td><td></td><td>100 x 15 mm diameter, polystyrene sterile untreated</td></tr></tbody></table>

preparation of meiotic chromosome spreads from mouse spermatocytes

בתרבית של המיוזה היא תהליך התפתחותי דינמי כי מתרחשת בתאי הנבט, ניתן ללמוד מאופיין. באמצעות שיטה כדי להפיץ את הגרעינים על פני השטח של שקופיות (ולא לזרוק אותם מגובה), נדגים שיטת אופטימיזציה על העכבר spermatocytes אשר תוארה לראשונה בשנת 1997. בשיטה זו נעשה שימוש נרחב במעבדות ללמוד בתרבית של המיוזה כי זה מניב שפע של גרעינים איכותיים שעברו substages של prophase אני וכמה בקוריאנית ממוקמים תחילה בתמיסה היפוטוניק להתנפח spermatocytes. ואז spermatocytes משתחררים אל פתרון סוכרוז ליצירת השעיה תא, גרעינים פזורים על גבי מדרון זכוכית ספוג מקבע. בעקבות immunostaining, מגוון של חלבונים שהם נוגעים לתהליכים meiotic יכולים להיבדק. לדוגמה, חלבונים של המתחם synaptonemal, מבנה התלת-צדדי המחבר בין כרומוזום הצירים/הליבות של homologs יחד, ניתן בקלות לאבחן. רקומבינציה meiotic חלבונים, אשר מעורבים תיקון של מעברי כפול-גדיל ה-DNA על ידי רקומבינציה הומולוגית, יכול להיות גם immunostained כדי להעריך את ההתקדמות של prophase אני. כאן אנחנו מתארים ומדגימים בפירוט טכניקה בשימוש נרחב ללמוד בתרבית של מיוזה ב spermatocytes של נער או מבוגר זכר עכברים.

היכולת של שיטה זו לספק מספר רב של השטח להפיץ גרעינים המכילים homologs שלם תלוי בשלושה גורמים עיקריים: 1) זמן הדגירה המתאים של בקוריאנית וכמה במאגר היפוטוניק (דהיינו האם) כדי להשיג שלמאחה מתנפח spermatocyte הגרעינים פרץ, אך לא מתפוררות מ ממושך דגירה של מצגת, 2) micropipetting טיפות סוכרוז של ?...

Watch this Scientific Journal Video about Preparation of Meiotic Chromosome Spreads from Mouse Spermatocytes at JoVE.com

Preparation of Meiotic Chromosome Spreads from Mouse Spermatocytes

מיוזה הוא תהליך התפתחותי שבו נוצרות גמטות דרך סבב אחד של שכפול ה-DNA, שני סיבובים רצופים של כרומוזום סגרגציה. מיוזה יונקים יכולים להיבדק על ידי ניצול טכניקה כדי להכין ממרחים כרומוזום meiotic. . הנה, נדגים שיטה של הכנת השטח-התפשטות גרעינים של העכבר spermatocytes.

הכנה של כרומוזום Meiotic מתפשטת העכבר Spermatocytes

Mammalian meiosis is a dynamic developmental process that occurs in germ cells and can be studied and characterized. Using a method to spread nuclei on ...

preparation-of-meiotic-chromosome-spreads-from-mouse-spermatocytes

Universidad de Cartagena UDEC

Research

Education

JoVE Journal

JoVE Core

Cell Biology

Biology

Unit 1

Meiosis

SCIENTISTS IN ACTION

11.7K Views.  Drexel University College of Medicine. מיוזה הוא תהליך התפתחותי שבו נוצרות גמטות דרך סבב אחד של שכפול ה-DNA, שני סיבובים רצופים של כרומוזום סגרגציה. מיוזה יונקים יכולים להיבדק על ידי ניצול טכניקה כדי להכין ממרחים כרומוזום meiotic. . הנה, נדגים שיטה של הכנת השטח-התפשטות גרעינים של העכבר spermatocytes.

Video: Preparation of Meiotic Chromosome Spreads from Mouse Spermatocytes

Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to the next generation. So far, molecular studies of this morphological transition have been hampered by the lack of a method allowing adequate separation of these important steps of spermatid differentiation for subsequent analyses. Earlier attempts at proper gating of these cells using flow cytometry may have been difficult because of a peculiar increase in DNA fluorescence in spermatids undergoing chromatin remodeling. Based on this observation, we provide details of a simple flow cytometry scheme, allowing reproducible purification of four populations of mouse spermatids fixed with ethanol, each representing a different state in the nuclear remodeling process. Population enrichment is confirmed using step-specific markers and morphological criterions. The purified spermatids can be used for genomic and proteomic analyses.

We describe a sorting strategy for mouse spermatids using flow cytometry. Spermatids are sorted into four highly pure populations, including round (spermiogenesis steps 1-9), early elongating (spermiogenesis steps 10-12), late elongating (spermiogenesis steps 13-14) and elongated spermatids (spermiogenesis steps 15-16). DNA staining, size and granulosity are used as selection parameters.

שלב מסוים מיון של Spermatids העכבר על ידי cytometry הזרימה

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to ...

Developmental Biology

Chromatin Spread Preparations for the Analysis of Mouse Oocyte Progression from Prophase to Metaphase II

Chromatin spread techniques have been widely used to assess the dynamic localization of various proteins during gametogenesis, particularly for spermatogenesis. These techniques allow for visualization of protein and DNA localization patterns during meiotic events such as homologous chromosome pairing, synapsis and DNA repair. While a few protocols have been described in the literature, general chromatin spread techniques using mammalian prophase oocytes are limited and difficult due to the timing of meiosis initiation in fetal ovaries. In comparison, prophase spermatocytes can be collected from juvenile male mice with higher yields without the need for microdissection. However, it is difficult to obtain a pure synchronized population of cells at specific stages due to the heterogeneity of meiotic and post-meiotic germ cell populations in the juvenile and adult testis. For later stages of meiosis, it is advantageous to assess oocytes undergoing meiosis I (MI) or meiosis II (MII), because groups of mature oocytes can be collected from adult female mice and stimulated to resume meiosis in culture. Here, methods for meiotic chromatin spread preparations using oocytes dissected from fetal, neonatal and adult ovaries are described with accompanying video demonstrations. Chromosome missegregation events in mammalian oocytes are frequent, particularly during MI. These techniques can be used to assess and characterize the effects of different mutations or environmental exposures during various stages of oogenesis. As there are distinct differences between oogenesis and spermatogenesis, the techniques described within are invaluable to increase our understanding of mammalian oogenesis and the sexually dimorphic features of chromosome and protein dynamics during meiosis.

Oogenesis in mammals is known to be error-prone, particularly due to chromosome missegregation. This manuscript describes chromatin spread preparation methods for mouse prophase, metaphase I and II-staged oocytes. These fundamental techniques allow for the study of chromatin-bound proteins and chromosome morphology throughout mammalian oogenesis.

כרומטין להפיץ את ההכנות לניתוח של העכבר Oocyte התקדמות מן Prophase כדי מפה של השני

Chromatin spread techniques have been widely used to assess the dynamic localization of various proteins during gametogenesis, particularly for ...

Genetics

Preparation of Meiotic Chromosome Spreads from Zebrafish Spermatocytes

Meiosis is the key cellular process required to create haploid gametes for sexual reproduction. Model organisms have been instrumental in understanding the chromosome events that take place during meiotic prophase, including the pairing, synapsis, and recombination events that ensure proper chromosome segregation. While the mouse has been an important model for understanding the molecular mechanisms underlying these processes, not all meiotic events in this system are analogous to human meiosis. We recently demonstrated the exciting potential of the zebrafish as a model of human spermatogenesis. Here we describe, in detail, our methods to visualize meiotic chromosomes and associated proteins in chromosome spread preparations. These preparations have the advantage of allowing high resolution analysis of chromosome structures. First, we describe the procedure for dissecting testes from adult zebrafish, followed by cell dissociation, lysis, and spreading of the chromosomes. Next, we describe the procedure for detecting the localization of meiotic chromosome proteins, by immunofluorescence detection, and nucleic acid sequences, by fluorescence in situ hybridization (FISH). These techniques comprise a useful set of tools for the cytological analysis of meiotic chromatin architecture in the zebrafish system. Researchers in the zebrafish community should be able to quickly master these techniques and incorporate them into their standard analyses of reproductive function.

Nuclear surface spreads are an indispensable tool for studying chromosome events during meiosis. Here we demonstrate a method to prepare and visualize meiotic chromosomes during prophase I from zebrafish spermatocytes.

הכנת כרומוזום מיוסטי כפולות מדגים בזימטציטים

Meiosis is the key cellular process required to create haploid gametes for sexual reproduction. Model organisms have been instrumental in understanding ...

A Seminiferous Tubule Squash Technique for the Cytological Analysis of Spermatogenesis Using the Mouse Model

Meiotic progression in males is a process that requires the concerted action of a number of highly regulated cellular events. Errors occurring during meiosis can lead to infertility, pregnancy loss or genetic defects. Commencing at the onset of puberty and continuing throughout adulthood, continuous semi-synchronous waves of spermatocytes undergo spermatogenesis and ultimately form haploid sperm. The first wave of mouse spermatocytes undergoing meiotic initiation appear at day 10 post-partum (10 dpp) and are released into the lumen of seminiferous tubules as mature sperm at 35 dpp. Therefore, it is advantageous to utilize mice within this developmental time-window in order to obtain highly enriched populations of interest. Analysis of rare cell stages is more difficult in older mice due to the contribution of successive spermatogenic waves, which increase the diversity of the cellular populations within the tubules. The method described here is an easily implemented technique for the cytological evaluation of the cells found within the seminiferous tubules of mice, including spermatogonia, spermatocytes, and spermatids. The tubule squash technique maintains the integrity of isolated male germ cells and allows examination of cellular structures that are not easily visualized with other techniques. To demonstrate the possible applications of this tubule squash technique, spindle assembly was monitored in spermatocytes progressing through the prophase to metaphase I transition (G2/MI transition). In addition, centrosome duplication, meiotic sex chromosome inactivation (MSCI), and chromosome bouquet formation were assessed as examples of the cytological structures that can be observed using this tubule squash method. This technique can be used to pinpoint specific defects during spermatogenesis that are caused by mutation or exogenous perturbation, and thus, contributes to our molecular understanding of spermatogenesis.

The goal of this tubule squash technique is to rapidly assess cytological features of developing mouse spermatocytes while preserving cellular integrity. This method allows for the study of all stages of spermatogenesis, and can be easily implemented alongside other biochemical and molecular biological approaches for the study of mouse meiosis.

טכניקה סקווש צנורית וכמה לניתוח Cytological של יצירת זרע שימוש במודל עכבר

Meiotic progression in males is a process that requires the concerted action of a number of highly regulated cellular events. Errors occurring during ...

Chromosomal Spread Preparation of Human Embryonic Stem Cells for Karyotyping

Although human embryonic stem cells (hESC) have been shown to present a stable diploid karyotype 1, many studies have reported that depending on culture conditions they become prone to acquire chromosomal anomalies such as addition of whole or parts of chromosomes. Indeed, during long-term culture, karyotypic alterations are observed when enzymatic or chemical dissociation are used 2,3,4, while manual dissection of colonies for passaging retains a stable karyotype 5. Besides, changes in the environment such as the removal of feeder cells also seem to compromise the genetic integrity of hESC 3,6. Once chromosomal alterations could affect cellular physiology, the characterization of the genetic integrity of hESC in vitro is crucial considering hESC as an essential tool in embryogenesis studies and drug testing. Furthermore, for future therapeutic purposes chromosomal changes are a real concern as it is frequently associated to carcinogenesis.
Here we show a simple and useful method to obtain high quality chromosome spreads for subsequent analysis of chromosome set by G-banding, FISH, SKY or CGH techniques 7,8. We recommend checking the chromosomal status routinely with intervals of 5 passages in order to monitor the appearance of translocations and aneuploidies
Priscila Britto and Rafaela Sartore contributed equally to the paper.

Karyotyping is a simple and useful technique widely used for detecting genetic alterations. Here we describe a step by step protocol for chromosome spread preparation of human embryonic stem cells for monitoring the chromosomal status of these cells maintained in culture.

מורחים הכנה כרומוזומלית של בתאי גזע עובריים אנושיים עבור Karyotyping

Although human embryonic stem cells (hESC) have been shown to present a stable diploid karyotype 1, many studies have reported that depending on culture ...

Enrichment of Pachytene Spermatocytes and Spermatids from Mouse Testes Using Standard Laboratory Equipment

To characterize each step of spermatogenesis, researchers must separate different subpopulations of germ cells from testes. However, isolating discrete populations is challenging, because the adult testis contains a complex mix of germ cells from all steps of spermatogenesis along with certain populations of somatic cells. Over the past few decades, different techniques such as centrifugal elutriation, fluorescence-activated cell sorting (FACS), and STA-PUT have been successfully applied to the isolation of germ cells. A drawback is that they all require dedicated devices and specialized training. Following principles underlying the STA-PUT method, a simple protocol has been developed for the isolation of pachytene spermatocytes, round spermatids, and elongating spermatids from mouse testes. After preparing a single cell suspension of testicular cells, specific cell populations are enriched by gravity sedimentation through a discontinuous bovine serum albumin (BSA) density gradient. The cell fractions are then manually collected and microscopically analysed. This modified density gradient for round spermatids (MDR) sedimentation protocol can be widely applied, because it requires only standard laboratory equipment. Furthermore, the protocol requires minimal starting materials, reducing its cost and use of laboratory animals.

Presented here is a protocol for enriching pachytene spermatocytes, round spermatids, and elongating spermatids from adult mouse testes using a discontinuous bovine serum albumin density gradient with standard laboratory equipment.

העשרה של פכיטנא ספרציטים וספרטידים מאשכים עכבר באמצעות ציוד מעבדה סטנדרטית

To characterize each step of spermatogenesis, researchers must separate different subpopulations of germ cells from testes. However, isolating discrete ...

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with development, tissue homeostasis, and disease processes. Drosophila spermatocytes undergoing meiosis are ideal for this analysis because (1) whole Drosophila testes containing spermatocytes are relatively easy to prepare for microscopy, (2) the spermatocytes&#8217; large size makes them well suited for high resolution imaging, and (3) powerful Drosophila genetic tools can be integrated with in vivo analysis. Here, we present a readily accessible protocol for the preparation of whole testes from Drosophila third instar larvae and early pupae. We describe how to identify meiotic spermatocytes in prepared whole testes and how to image them live by time-lapse microscopy. Protocols for fixation and immunostaining whole testes are also provided. The use of larval testes has several advantages over available protocols that use adult testes for spermatocyte analysis. Most importantly, larval testes are smaller and less crowded with cells than adult testes, and this greatly facilitates high resolution imaging of spermatocytes. To demonstrate these advantages and the applications of the protocols, we present results showing the redistribution of the endoplasmic reticulum with respect to spindle microtubules during cell division in a single spermatocyte imaged by time-lapse confocal microscopy. The protocols can be combined with expression of any number of fluorescently tagged proteins or organelle markers, as well as gene mutations and other genetic tools, making this approach especially powerful for analysis of cell division mechanisms in the physiological context of whole tissues and organs.

Preparation of Drosophila Larval and Pupal Testes for Analysis of Cell Division in Live, Intact Tissue

The goal of this protocol is to analyze cell division in intact tissue by live and fixed cell microscopy using Drosophila meiotic spermatocytes. The protocol demonstrates how to isolate whole, intact testes from Drosophila larvae and early pupae, and how to process and mount them for microscopy.

הכנת מדרוזופילה זחל ופופל אשכים לניתוח חטיבת תאים בשידור חי, רקמה שלמה

Experimental analysis of cells dividing in living, intact tissues and organs is essential to our understanding of how cell division integrates with ...

Isolation of Murine Spermatogenic Cells using a Violet-Excited Cell-Permeable DNA Binding Dye

Isolation of meiotic spermatocytes is essential to investigate molecular mechanisms underlying meiosis and spermatogenesis. Although there are established cell isolation protocols using Hoechst 33342 staining in combination with fluorescence-activated cell sorting, it requires cell sorters equipped with an ultraviolet laser. Here we describe a cell isolation protocol using the DyeCycle Violet (DCV) stain, a low cytotoxicity DNA binding dye structurally similar to Hoechst 33342. DCV can be excited by both ultraviolet and violet lasers, which improves the flexibility of equipment choice, including a cell sorter not equipped with an ultraviolet laser. Using this protocol, one can isolate three live-cell subpopulations in meiotic prophase I, including leptotene/zygotene, pachytene, and diplotene spermatocytes, as well as post-meiotic round spermatids. We also describe a protocol to prepare single-cell suspension from mouse testes. Overall, the procedure requires a short time to complete (4-5 hours depending on the number of needed cells), which facilitates many downstream applications.

Here we present a simple and efficient method to isolate live meiotic and post-meiotic germ cells from adult mouse testes. Using a low-cytotoxicity, violet-excited DNA binding dye and fluorescence-activated cell sorting, one can isolate highly enriched spermatogenic cell populations for many downstream applications.

בידוד של תאי זרע מורין באמצעות צבע מחייב DNA סגול-נרגש תא חרוש

Isolation of meiotic spermatocytes is essential to investigate molecular mechanisms underlying meiosis and spermatogenesis. Although there are established ...

Flow Cytometry Purification of Mouse Meiotic Cells

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the unique differentiation programs that are manifest during meiosis. Two principal methods have been developed to purify, to varying degrees, various meiotic fractions from both adult and immature animals: elutriation or Staput (sedimentation) using BSA and/or percoll gradients. Both of these methods rely on cell size and density to separate meiotic cells1-5. Overall, except for few cell populations6, these protocols fail to yield sufficient purity of the numerous meiotic cell populations that are necessary for detailed molecular analyses. Moreover, with such methods usually one type of meiotic cells can be purified at a given time, which adds an extra level of complexity regarding the reproducibility and homogeneity when comparing meiotic cell samples.
Here, we describe a refined method that allows one to easily visualize, identify, and purify meiotic cells, from germ cells to round spermatids, using FACS combined with Hoechst 33342 staining7,8. This method provides an overall snapshot of the entire meiotic process and allows one to highly purify viable cells from most stage of meiosis. These purified cells can then be analyzed in detail for molecular changes that accompany progression through meiosis, for example changes in gene expression9,10and the dynamics of nucleosome occupancy at hotspots of meiotic recombination11.

An efficient method to obtain highly purified viable meiotic fractions from mouse testis is described, which combines a refined cell dissociation protocol with fluorescent activated cell sorting (FACS). This method takes advantage of differences in the DNA content and nuclear density of discrete meiotic fractions.

Cytometry זרימה טיהור תאים עכבר meiotic

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the ...

<meta charset="utf8"></head><body>הליך הזרקת זרע עגול Murine לחקר התפתחות עוברית

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>הזרקת זרע עגולה לעכבר

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

הזרקת זרע עגולה לעכבר

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...