Administration d’anesthésiques volatils à des larves de poisson-zèbre pour l’observation comportementale

Ce protocole présente une méthode accessible pour créer un environnement étanche aux gaz afin d’administrer des anesthésiques volatils aux larves de poisson-zèbre pour des expériences comportementales.

Cette étude décrit une méthode unique d’administration d’anesthésiques volatils, tels que l’isoflurane et le sévoflurane, aux larves de poisson-zèbre au cours d’expériences comportementales. Bien que le poisson-zèbre offre de nombreux avantages en tant qu’organisme modèle de vertébré - y compris des comportements complexes, une traçabilité génétique, des embryons transparents et un développement rapide - leur utilisation dans l’étude des anesthésiques volatils a été limitée. L’administration d’anesthésiques volatils nécessite souvent des appareils complexes ou encombrants qui peuvent ne pas être largement accessibles, créant des obstacles à l’étude pharmacologique des anesthésiques volatils dans des organismes modèles aqueux. Cette méthode présente une technique simple utilisant des feuilles de silicone adhésives pour créer un joint étanche au gaz sur des plaques de verre à 96 puits. La validation a été effectuée par l’évaluation du mouvement spontané, qui n’a montré aucune différence significative entre les puits scellés et ouverts sur une période de 90 minutes. De plus, la concentration de l’anesthésique est restée stable au fil du temps, telle que mesurée par HPLC. Les résultats représentatifs comprennent la détermination expérimentale des valeurs de concentration efficace médiane (EC₅₀) pour le sévoflurane. Cette étude fournit une approche simple et accessible pour les expériences pharmacologiques utilisant des anesthésiques volatils, qui peut être facilement adaptée pour étudier d’autres agents volatils et paramètres expérimentaux.

Les modèles d’animaux non aquatiques (vers, mouches, rongeurs, lapins, primates, etc.) ont toujours été les modèles les plus couramment utilisés pour étudier la pharmacologie anesthésique. Chez chacune de ces espèces, les anesthésiques volatils (administrés par inhalation de gaz) sont beaucoup moins difficiles que l’administration d’anesthésiques intraveineux (administrés par voie intraveineuse ou intrapéritonéale)¹. En plus du défi technique que représente la simple administration des médicaments par voie intraveineuse, il est beaucoup plus facile d’obtenir un état d’anesthésie stable avec des agents volatils qu’avec des agents intraveineux².

L’administration d’anesthésiques par voie intraveineuse aux espèces aquatiques larvaires peut être réalisée par diffusion à partir du milieu aqueux environnant ^3,4, et s’apparente donc davantage à l’administration d’anesthésiques volatils pour les espèces non aqueuses. Pendant de nombreuses années, les têtards (Xenopus laevis) ont été le modèle de choix pour l’étude des anesthésiques en raison de la facilité d’administration des médicaments et de la pharmacocinétique à l’état d’équilibre obtenue par simple ajout de l’anesthésique dans un bain à l’eau de leur étang artificiel ^5,6. Cependant, il y a relativement peu d’exemples d’étude des anesthésiques volatils dans ce modèle en raison de la nécessité d’appareils étanches aux gaz qui sont souvent spécialement conçus et peuvent être lourds à utiliser ^7,8.

Ces dernières années, le poisson-zèbre est devenu un modèle privilégié pour l’étude des anesthésiques intraveineux en raison de la même facilité d’administration des médicaments en plus d’autres avantages tels que leurs comportements complexes bien décrits et la disponibilité d’unités commerciales pour observer ces comportements⁹. De nombreuses études récentes ont utilisé de telles unités d’observation disponibles dans le commerce pour dépister les composés neuroactifs, y compris les anesthésiques, en utilisant des formats de plaques à 96 puits et à 24 puits pour quantifier le comportement des larves de poisson-zèbre 4,10,11,12,13,14,15 . Les stades larvaires sont particulièrement bien adaptés aux études pharmacologiques en raison de leur capacité à évaluer de nombreuses réponses comportementales, de leur petite taille, de leur compatibilité à haut débit et de leurs circuits neuronaux bien caractérisés ^9,16,17. Cependant, une limitation importante de ces études sur les anesthésiques dans le modèle du poisson-zèbre est la difficulté relative d’administrer des anesthésiques volatils. Cette limitation a conduit à de rares exemples de comparaison entre les agents volatils et intraveineux ^4,15,18. La possibilité d’étudier et de comparer facilement les deux classes d’anesthésiques dans un seul modèle animal ajoute un outil important pour faciliter l’étude de la pharmacologie anesthésique dans toutes les classes.

Traditionnellement, l’étude des anesthésiques intraveineux chez une espèce aquatique nécessite un équipement spécialisé, souvent personnalisé, qui peut être difficile à utiliser ou ne pas être suffisamment étanche aux gaz pour empêcher la perte de l’anesthésique pendant la durée de l’expérience. La procédure décrite ici présente un moyen alternatif facilement accessible de produire un joint étanche aux gaz dans une chambre en verre qui convient à l’observation du comportement des larves de poisson-zèbre à l’aide d’une unité d’observation commerciale (voir le tableau des matériaux).

Toutes les expériences sur le poisson-zèbre ont été menées conformément aux protocoles d’utilisation des animaux approuvés par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Les poissons-zèbres adultes ont été maintenus dans l’installation aquatique de l’Université de Pennsylvanie sous la supervision de l’University Laboratory Animal Resources (ULAR). Les poissons-zèbres sauvages à longues nageoires de Tübingen ont été élevés en interne pour toutes les expériences et maintenus dans des conditions d’élevage standard avec un cycle lumière/obscurité de 13/11 h jusqu’à ce qu’ils atteignent 5 jours après la fécondation (dpf). Les expériences ont été menées à l’aide de réplicats biologiques, avec des couvées dérivées de couples d’accouplement distincts pour assurer une diversité biologique adéquate. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Fabrication de feuilles de silicone adhésives

REMARQUE : Les équivalents de ce matériau (feuille de silicone et adhésif) peuvent être d’origine commerciale, mais souvent à un coût plus élevé et une disponibilité moindre.

1. Disposez la feuille de silicone de 0,5 mm sur une surface propre et plane.
2. Inspectez les feuilles pour détecter tout pli et évitez-les dans la mesure du possible.
   REMARQUE : Les feuilles de silicone avec des plis peuvent ne pas adhérer adéquatement au ruban et peuvent entraîner une étanchéité inadéquate des puits et/ou une mauvaise visualisation du poisson-zèbre.
3. Nettoyez les feuilles avec de l’alcool à 70 % pour enlever l’huile ou les débris et laissez-les sécher.
4. À l’aide d’un applicateur, tel qu’un pinceau, appliquez une couche mince et uniforme d’apprêt adhésif sur la feuille de silicone. Pour éviter une application excessive, travaillez par sections plus petites car le promoteur de colle sèche rapidement (durcit en 1 à 5 s).
   REMARQUE : Sans ce promoteur d’adhérence, le ruban n’adhérera pas correctement à la feuille de silicone.
5. Une fois le promoteur d’adhésif appliqué, alignez le ruban adhésif double face avec la feuille de silicone avec le support en papier vers le haut.
6. Appliquez progressivement le ruban sur le silicone à l’aide d’un rouleau pour lisser la surface et éliminer les bulles d’air (après l’application initiale, le travail du côté silicone vers le haut aidera à visualiser et à éliminer les bulles d’air).
7. Laisser le promoteur de l’adhésif durcir complètement pendant 24 h sur une surface plane.
8. Coupez le silicone adhésif en bandes d’au moins 10 mm de large (7,5 mm de diamètre de puits plus chevauchement de chaque côté).
   REMARQUE : Lorsque vous utilisez une rangée sur deux de la plaque de puits, une plus grande variance des bandes n’aura pas d’impact négatif sur les puits des rangées adjacentes, ce qui peut non seulement faciliter l’application, mais aussi être nécessaire pour obtenir une étanchéité sur toute la circonférence du puits.
   1. Assurez-vous que les bandes sont suffisamment longues pour couvrir au moins la largeur d’une rangée de la plaque de puits.
      REMARQUE : Si vous utilisez une plaque de puits qui n’est pas de 96 puits, telle qu’une plaque de 24 puits ou de 48 puits, les tailles de bande peuvent être ajustées ou coupées pour s’adapter aux dimensions spécifiques de la plaque, assurant ainsi une couverture appropriée quelle que soit la taille de la plaque.

2. Préparation des solutions

REMARQUE : Toutes les solutions mères et d’essai d’anesthésiques volatils ont été préparées juste avant l’expérience pour éviter la perte de concentration des composés volatils.

1. Pour chaque solution (mère ou solution de travail), ajoutez un volume de solvant non volatil (eau d’embryon E3, DMSO, etc.) à un flacon HPLC ou à scintillation qui, combiné à la dilution finale de l’anesthésique volatil, remplira suffisamment le flacon en laissant un espace libre minimal (voir Figure 1A).
2. Ajoutez un anesthésique volatil à l’aide d’une seringue étanche au gaz Hamilton et scellez rapidement le flacon.
   REMARQUE : Des solutions mères dans des flacons avec des couvercles de septum peuvent être utilisées pour faciliter les dilutions ultérieures via le transfert de la solution avec des seringues étanches aux gaz.
3. Ensuite, mélangez les flacons (vortex, sonication) au besoin et stockez-les temporairement pendant la préparation des assiettes de poisson-zèbre.

3. Mise en place de l’expérience comportementale

REMARQUE : Cette étape du protocole peut demander un peu de pratique. Il est recommandé de travailler sans poissons ou solutions contenant des matériaux précieux jusqu’à ce qu’ils soient à l’aise avec la technique.

1. Transférez une larve de poisson-zèbre (5 dpf) dans toutes les autres rangées de la plaque de verre à 96 puits.
   REMARQUE : Le fait de laisser une rangée sur deux vide permet de réduire le risque de contamination des puits adjacents par débordement, car les puits sont scellés à l’étape 3.4.
2. Retirez délicatement la solution E3 de chaque puits. Cela peut être fait une rangée à la fois ou sur toute la plaque s’il est capable de travailler rapidement.
   REMARQUE : La durée pendant laquelle les larves sont sorties de la solution a été réduite au minimum afin de réduire le stress potentiel. D’autres procédures peuvent être utilisées en fonction de différents besoins expérimentaux, y compris l’élimination partielle de la solution avant l’ajout de la solution contenant le médicament pour minimiser le stress. Le protocole doit être adapté pour répondre aux besoins de l’expérience, y compris le temps d’équilibrage accordé aux animaux pour compenser tout stress potentiel, l’efficacité du mélange de la solution et la précision des concentrations d’une solution contenant du médicament, si la totalité de l’E3 n’est pas éliminée avant l’ajout de la solution de travail.
3. Ensuite, utilisez une pipette de transfert pour remplir chaque puits de la rangée avec la solution expérimentale. Veillez à ne pas introduire de bulles. Remplissez trop chaque puits (figure 1B).
4. À l’aide des bandes de silicone adhésives fabriquées à l’étape 1, appuyez rapidement sur la bande vers le bas (Figure 1C). Cela permet d’éviter la formation de bulles et d’empêcher les poissons de déborder dans les puits adjacents.
5. Appuyez fermement sur le dessus de la plaque pour vous assurer que chaque puits est scellé.
6. Répétez les étapes 2 à 5 jusqu’à ce que la solution soit remplacée et que les puits de chaque rangée sur deux de la plaque de puits soient scellés (figure 1D).
7. Retournez doucement la plaque et vérifiez qu’il n’y a pas de bulles d’air.
   REMARQUE : La présence de bulles d’air obscurcira la visualisation du mouvement du poisson-zèbre.
8. Placez la plaque dans l’unité d’observation du comportement (adhésif silicone vers le bas) et effectuez l’expérience comportementale (voir la section Résultats pour plus de détails).

Comparaison avec l’observation traditionnelle en puits ouverts
Afin d’évaluer si l’étanchéité adhésive a un effet sur les mouvements spontanés, une comparaison a été faite entre les témoins dans les puits ouverts et les puits scellés. Comme le montre la figure 2A, aucune différence statistiquement significative dans le mouvement n’a été observée entre ces groupes pour la durée standard de ~30 minutes utilisée dans les expériences décrites dans cet article. Reconnaissant que d’autres paradigmes expérimentaux pourraient nécessiter une exposition expérimentale plus longue, un parcours temporel de 2 heures a été effectué, ne révélant aucune différence statistique de mouvement jusqu’à la marque des 2 heures (voir la figure 2B). Une durée expérimentale plus longue entraînerait probablement une différence de mouvement encore plus grande. Des études antérieures ont quantifié l’effet néfaste de l’hypoxie sur le comportement de^nage19, compromettant finalement l’intégrité des résultats expérimentaux. Ainsi, on suppose que l’hypoxie et/ou la production de CO₂ sont les causes les plus probables de cet écart de MS par rapport aux témoins à ciel ouvert. Malheureusement, le joint étanche aux gaz qui empêche la perte d’anesthésique volatil du puits fermé empêche également la diffusion d’autres gaz dans ou hors de la solution fermée. Cela signifie bien sûr une diffusion limitée du_CO2 et de l’oxygène car ils sont respectivement produits et consommés par les poissons. Il s’agit d’une limitation importante par rapport à la durée d’expérimentation possible avec cette méthode. Il est également important de noter qu’avec le temps, de petites bulles commencent à se former dans des puits auparavant sans bulles, probablement en raison du métabolisme. Cependant, lors des tests, ces bulles n’ont pas entravé le suivi du poisson-zèbre par le logiciel. Les expériences allant jusqu’à 1,5 h (plus le temps d’équilibre) ne semblent pas avoir d’effet significatif sur le suivi MS de ces poissons-zèbres de type sauvage, mais les poissons qui présentent plus de mouvement ou qui ont d’autres exigences métaboliques accrues peuvent ne pas convenir à des expériences de cette durée.

Concentration d’anesthésiques volatils dans le temps
Pour assurer une concentration constante d’anesthésique volatil au fil du temps, des puits sans poisson-zèbre ont été utilisés pour mesurer l’évolution temporelle de la concentration d’anesthésique déterminée par HPLC. La même solution a été ajoutée à chaque puits, et la concentration de sévoflurane ou d’isoflurane a été mesurée toutes les 15 minutes pendant 3 h (chaque mesure provenant d’un puits différent, par opposition aux mesures répétées du même puits). Comme on peut le voir sur la figure 3, pratiquement aucun anesthésique n’a été perdu tout au long de la période avec le sévoflurane (pression de vapeur de 197 mmHg à 25 °C), qui a une pression de vapeur plus basse que l’isoflurane (pression de vapeur de 238 mmHg à 25 °C) qui a montré une perte de 4 % à 3 h. Aucun des deux anesthésiques volatils n’a montré de perte appréciable dans l’intervalle de 30 à 60 minutes, ce qui est typique de nombreuses expériences comportementales.

Puissance du sévoflurane chez les larves de poisson-zèbre
Cette technique a été utilisée pour mesurer la puissance des anesthésiques volatils chez le poisson-zèbre¹⁵, et peut être supérieure à d’autres méthodologies précédemment utilisées⁴. La concentration efficace médiane (EC₅₀) pour le sévoflurane par les mesures du mouvement spontané (MS) et du mouvement provoqué (EM) est illustrée à la figure 4. Avec la technique du puits scellé, des valeurs de EC₅₀ de 62 μM (IC à 95 % : 49-81) pour le SM et de 126 μM (IC à 95 % : 81-193) pour l’EM ont été déterminées. La valeur MS est comparable à la CE₅₀ de 76 μM précédemment rapportée (IC à 95 % : 50-114). Cependant, la valeur précédemment rapportée de 240 μM (IC à 95 % : 169-328) pour EM est près du double de la valeur obtenue ici⁴. Sans effectuer une étude HPLC similaire de cette méthodologie (graisse sous vide et lamelle en verre pour créer un joint étanche à l’air), on ne peut pas dire avec certitude si cette différence est due à une perte d’anesthésique volatil au fil du temps. Cependant, il s’agit d’une hypothèse rationnelle, d’autant plus que le stimulus pour EM (tapage acoustique) est enregistré à la fin du temps d’observation comportementale. Quelle que soit la méthode de scellement du puits, toute perte de concentration de sévoflurane aurait le plus grand effet à des moments ultérieurs. Bien sûr, ces différences pourraient être dues à d’autres facteurs sous-jacents, tels que le patrimoine génétique du poisson-zèbre.

Figure 1 : Principales étapes de la procédure. (A) Lorsque l’on travaille avec des solutions volatiles, la planification de la dilution est effectuée de manière à minimiser l’espace libre dans chaque flacon. (B) Le remplissage excessif des puits est effectué lors de l’ajout de solutions expérimentales à celles contenant du poisson-zèbre pour éliminer les bulles d’air. (C) Des bandes adhésives en silicone sont appliquées d’un côté à l’autre de la plaque pour éviter le piégeage de l’air. (D) Une rangée sur deux est utilisée pour des expériences visant à prévenir la contamination des puits adjacents. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Comparaison du mouvement dans les puits scellés et ouverts. (A) Le mouvement spontané total de 0 min à 4 min après une équilibration de 15 minutes dans l’unité comportementale est comparé. Le déplacement du poisson-zèbre 5 jours après la fécondation (dpf) dans les puits ouverts (254 mm, IC à 95 % : 185-322) et les puits scellés (257 mm, IC à 95 % : 186-326) ne montre pas de différence significative (P = 0,374). (B) Après une période d’acclimatation de 15 minutes dans le système comportemental du poisson-zèbre, les poissons (N ≥ 36) sont observés pour un mouvement spontané (distance totale parcourue) sur une période de 4 minutes au début de chaque demi-heure. Les données sont présentées sous forme de pourcentage de contrôle (puits ouverts), avec des comparaisons statistiques (ANOVA) effectuées jusqu’au point temporel 0-h. À l’aide d’un seuil de valeur P de <0,05, une différence significative de mouvement entre les puits ouverts et scellés est observée à la marque des 2 h (P = 0,0139), surlignée en rouge. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Récupération du sévoflurane au fil du temps. Les concentrations de sévoflurane et d’isoflurane dans les plaques de verre scellées par un adhésif silicone sont déterminées par chromatographie liquide à haute performance (HPLC) sur une période de 3 heures. Le pourcentage de récupération, calculé comme la moyenne de trois répétitions, est illustré dans la partie inférieure du graphique. L’isoflurane présente une perte de concentration allant jusqu’à 4 % à 3 h, probablement en raison de sa pression de vapeur plus élevée (238 mmHg à 25 °C) que celle du sévoflurane (197 mmHg à 25 °C). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Courbes du sévoflurane EC₅₀. Une courbe EC₅₀ du sévoflurane dans les puits scellés est déterminée sur la base du mouvement spontané (sur une période de 4 minutes) et du mouvement provoqué (1 seconde après un tapotement acoustique) de 5 dpf de poisson-zèbre. Le mouvement est adapté aux commandes DMSO uniquement. La valeur finale de la CE₅₀ est calculée comme suit : 62 μM (IC à 95 % : 49-81) pour le mouvement spontané (SM) et 126 μM (IC à 95 % : 81-193) pour le mouvement provoqué (EM). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Cet article décrit une méthode permettant d’administrer facilement des anesthésiques volatils, comme le sévoflurane, aux larves de poisson-zèbre, qui a été utilisée pour quantifier le pouvoir anesthésique volatil chez les poissons de type sauvage. Bien que cette technique soit simple sur le plan conceptuel, il faut de la pratique pour assurer une rangée de puits correctement scellée et sans bulles dans un court laps de temps afin de minimiser la perte d’agents volatils. Étant donné que cette méthode est destinée aux composés volatils, elle nécessite non seulement une application soigneuse de l’adhésif silicone sur la plaque de puits, mais également une préparation minutieuse des solutions expérimentales pour optimiser la précision des concentrations de composés volatils.

Le piégeage de l’air peut empêcher une visualisation et un suivi précis. En plus de la pratique du scellement, le remplissage et l’inspection soigneux de chaque puits sont essentiels, car il est peu probable que les bulles présentes avant le scellement soient éliminées pendant le processus de scellement. Le remplissage excessif des puits permet également d’éviter l’emprisonnement de l’air dans chaque puits. Cependant, un débordement trop important peut entraîner le transfert involontaire de poissons dans les puits adjacents. Si cela se produit, essayez de moins remplir. Réduire au minimum le débordement excessif facilitera non seulement le transfert involontaire de poissons vers les puits adjacents, mais pourrait également améliorer l’efficacité de l’adhésif utilisé pour sceller en présence de grandes quantités d’excès de solution. Bien que l’adhésif ait été spécifiquement choisi en partie pour sa capacité à adhérer aux surfaces humides, commencer par une plaque propre et sèche garantit qu’aucune autre substance n’interfère avec l’adhérence, améliorant ainsi l’intégrité globale du dispositif expérimental. Si les bulles persistent malgré l’absence de bulles bien avant l’application de l’adhésif, l’optimisation du surremplissage et la technique d’application de l’adhésif silicone, cela peut être dû à l’utilisation de bandes adhésives trop étroites. Les bandes qui ne sont pas assez larges peuvent ne pas être scellées ou être mal scellées pour empêcher l’introduction d’air pendant ou après le processus d’application. Une autre introduction potentielle d’erreur avec cette technique est la qualité de l’étanchéité produite par les bandes de silicone adhésives, qui peut être causée par des plis dans le silicone, une étanchéité inadéquate de l’adhésif (apprêt adhésif insuffisant, temps de durcissement ou nettoyage des surfaces avant l’application du silicone). Bien que l’adhésif lui-même semble fournir un joint suffisamment étanche, sans le silicone comme support protecteur, l’adhésif seul peut ne pas fournir une résistance à l’eau adéquate pour protéger contre le bain d’eau en circulation pendant la durée d’une expérience.

Les plaques de verre sont bien adaptées à cette application car, contrairement à de nombreux plastiques²⁰, elles sont compatibles avec les substances hydrophobes comme les anesthésiques volatils, leur surface est plate (contrairement aux plaques en plastique typiques), permettant l’adhérence de la bande de silicone, et ont des fonds transparents (contrairement au téflon et à certaines plaques en plastique). Les plaques de puits de quartz peuvent offrir une clarté optique accrue pour les expériences où une imagerie à plus haute résolution est justifiée. Tous les exemples de données présentés ici ont été obtenus dans des plaques de verre à 96 puits, et d’autres plaques similaires sont disponibles dans le commerce dans des formats de puits plus grands, mais celles-ci n’ont pas été testées par les auteurs. Un plus grand nombre de solutions dans un puits plus grand peut augmenter la durée potentielle d’une expérience avec cette technique en raison d’une plus grande disponibilité de l’oxygène et peut également faciliter les expériences avec des poissons-zèbres plus anciens, mais la modification d’une expérience de cette manière nécessiterait une validation supplémentaire. D’autres modifications de cette technique incluent l’application de cette technique à d’autres paradigmes comportementaux (par exemple, des stimuli tels que la lumière)²¹, divers modèles génétiques, d’autres types d’études pharmacologiques (par exemple, l’administration concomitante de médicaments), et peut-être même l’adaptation pour des études d’imagerie.

Cette méthode fournit une méthode simple et accessible pour l’administration de composés volatils au poisson-zèbre à des fins d’observation comportementale. Le poisson-zèbre est un modèle de plus en plus populaire pour l’étude des anesthésiques, en particulier des anesthésiques intraveineux (IV) (propofol, étomidate, kétamine, etc.). Cela s’explique en partie par la facilité d’administration des médicaments, mais il y a aussi des considérations pharmacocinétiques réduites par rapport à l’administration d’anesthésiques IV à des modèles animaux non aquatiques (vers, mouches, rongeurs, humains, etc.) qui nécessitent des modèles de perfusion contrôlés par cible pour une administration à l’état d’équilibre². Ceci est comparable à l’administration d’agents volatils chez ces animaux, ce qui est aussi simple que de mettre l’animal dans une boîte et de lui faire respirer l’agent mélangé à de l’oxygène et de l’air. L’administration d’agents volatils aux animaux aquatiques (poissons-zèbres, têtards) est plus compliquée puisqu’elle nécessite un environnement aqueux scellé. Cette différence tend à diviser l’utilisation de certains modèles animaux pour certains anesthésiques, mais avec la méthode présentée ici, les deux classes d’anesthésiques peuvent être facilement administrées au même modèle animal. Être capable de comparer facilement divers paradigmes expérimentaux dans un seul modèle malgré des voies d’administration disparates. Cela pourrait également être adapté à l’utilisation d’anesthésiques volatils d’une manière qui utilise les autres forces du poisson-zèbre, y compris leur traçabilité génétique, leur développement rapide et leurs embryons transparents, qui facilitent l’observation en temps réel des réponses physiologiques. Comprendre l’impact des anesthésiques volatils, tels que l’isoflurane et le sévoflurane, chez le poisson-zèbre peut améliorer la compréhension de leurs mécanismes d’action et de leurs effets secondaires. Cette nouvelle méthodologie fournit un cadre solide pour l’étude des anesthésiques volatils chez le poisson-zèbre.

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Ce travail a été financé par la Fondation pour l’enseignement et la recherche en anesthésie (FAER). La figure 1 est créée en BioRender.com.