Name: construction of an affordable and easy-to-build zebrafish facility
Uploaded: 2014-11-22T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 19 s
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Los autores desean agradecer a la Oficina de Investigación de la Facultad de Farmacia de la Escuela Presbiteriana de apoyo financiero de este proyecto a través de los Premios de la pequeña farmacia para la Investigación y Colaboración (SPARC) Premio. Los autores agradecen al Sr. John Smink, director del Laboratorio de Investigación de Animales Acuáticos de la Universidad de Clemson, Clemson, Carolina del Sur por su técnica de revisión de asistencia manuscrito.

NOTA: Estos protocolos siguen las directrices del IACUC de Presbyterian College. 1. Materiales Adquirir En la Tabla 1. 2. Montar el 5 Shelf Chrome Según las instrucciones del fabricante. Esto será utilizado para albergar el Mecanismo. 3. Construir el depósito de agua y sistema de filtración (Figuras 1A y 2). <ol><li> Utilizando la figura 1A como guía, Esquemas de los 18 galones cubo, bomba, filtros y lámpara UV para determinar la ubicación de la instalación final y el tamaño. </li><li> Una vez que las partes están dispuestas, medir y cortar el &quot;tubo de PVC de ¾ de la longitud necesaria para el montaje. Varíe las longitudes de todas las tuberías de acuerdo a las necesidades y limitaciones de espacio específicos. </li><li> Montar los tubos y accesorios según lo establecido previamente usando el cebador de PVC y cemento, véase más adelante (3.3.2 y 3.3.3). <ol><li> Lija los bordes de corte de la tubería con papel de lija hasta que estén suaves al tacto unad no hay escombros. </li><li> Primer el exterior de la tubería y el interior de la conexión con el cebador PVC comprado con el bastoncillo incluido desde el cebador PVC. </li><li> Cemente la tubería y el accesorio juntos mediante la aplicación del cemento de PVC en el exterior de la tubería usando el hisopo incluido. Repita para todos los pasos que se necesitan cementación PVC. </li><li> Coloque el cubo de 18 litros a un lado de la construcción estante. </li><li> Instalar un conector de cierre en el lado del tanque de depósito. </li><li> Adjuntar un &quot;tubo de PVC de ¾ al mamparo. </li><li> Conecte el otro extremo del ¾ &quot;tubo a la entrada de la bomba usando un ¾&quot; rosca hacer apropiado. </li><li> Conecte los filtros a la bomba utilizando dos codos de 90 grados y ¾ &quot;tubo de PVC. <ol><li> Utilice un filtro de papel seguido de uno filtros de carbón activado con el fin de filtrar los desechos y reducir los niveles de cloro y químicas en el agua. </li></ol></li><li> Conecte la lámpara UV a la filtros according a las instrucciones del fabricante. </li></ol></li><li> Coloque la bomba y el sistema de filtro a la parte superior de la primera plataforma de bastidor con lazos de alambre. Variar el orden del montaje y fijación según el tamaño y el diseño de la plataforma / estante elegido. </li><li> Añadir 1 bio-bolas por galón de agua al depósito de agua una vez que la bomba y el sistema de filtro se montan y se conectan a la plataforma. </li></ol> 4. Construir la línea principal de suministro (Figuras 1B y 2). <ol><li> Mida y corte un pedazo de ¾ &quot;tubo de PVC para conectar la lámpara UV para el suministro principal </li><li> Use un ¾ &quot;PVC tee iniciar la línea de alimentación principal conectando el tee hasta el ¾&quot; escape de PVC procedente del filtro UV. . <ol><li> Añadir una válvula on-off a la parte inferior de la T de PVC para servir como un drenaje para el lavado de mantenimiento del sistema. </li><li> Iniciar la línea de alimentación principal de la parte superior de la ¾ &quot;PVC tee mediante la medición y corte de ¾&quot; de PVCtubo a la longitud deseada para proporcionar tubos de alimentación para cada uno de los estantes en el bastidor. </li><li> Instale ¾ &quot;tees de PVC para las líneas horizontales que entrarán cada estante del bastidor. </li><li> Opcionalmente (y sugerido), añadir un ¾ &quot;on-off de la válvula para cada línea de suministro de plataforma para permitir el aislamiento de cada estante y un diseño modular del sistema. </li></ol></li><li> Use un &quot;tubo de PVC de ¾ como una reducción de presión de línea en el estante superior. Si esta línea se ejecuta en la parte posterior de la plataforma, utilice este estante para el almacenamiento. Poner fin a la reducción de presión de línea en la línea de escape principal (Figura 1B) con un ¾ &quot;válvula de cierre. </li><li> Una vez que los pasos anteriores se han completado, el primer y cementar la tubería de PVC juntos como hecho previamente en la construcción del sistema de presas y filtración. </li></ol> 5. Construir la línea principal de escape (figuras 1C y 2). <ol><li> Ejecutar la longitud vertical de la línea principal de escape hacia el otro lado de la cremallera fesde la línea de alimentación principal. Use un tubo de PVC de 2 &quot;para esta línea vertical para recibir la línea de alimentación principal en las líneas superior y drenaje de los tanques de peces de cada estante. </li><li> Cortar las piezas de 2 &quot;cañería de PVC para la línea principal de escape vertical y utilizar PVC de 2&quot; tees para recibir las líneas de drenaje del tanque de peces de cada estante. Poner fin a la línea principal de escape en el tanque de almacenamiento para expulsar el agua reciclada a través de un filtro de esponja. </li><li> Cortar una apertura de toda la longitud de los 2 &quot;piezas de tubería de PVC de una pulgada y adjuntar a la línea principal de escape vertical con PVC camisetas para el líneas de drenaje horizontales de los tanques de peces. </li><li> Tape los 2 &quot;líneas de drenaje horizontales con un 2&quot; tapa de PVC. </li><li> Primer y cimentar las piezas con los accesorios necesarios (conectores, pezones o codos). </li></ol> 6. Construir los tanques de peces (Figura 3). <ol><li> Con el taladro, corte un &quot;agujero en la parte posterior de la pecera 1&quot; 1 1/8 por debajo del borde superior con una sierra de perforación. </li><li&gt; deslizar un ¾ &quot;adaptador de PVC roscado macho (con un anillo de # 18 O adjunto) a través del orificio (desde el interior del tanque para el exterior). </li><li> Coloque y apriete una de 90 grados 3/4 &quot;rosca codo PVC al adaptador masculino para crear el tubo de escape pecera. Añadir un pedazo de malla fina antes de atornillar la tuerca de retención para evitar que el pez cebra a través del sistema de escape. </li><li> Coloque el tanque de peces con su final del tubo de escape en el espacio abierto de la línea de drenaje detrás de los tanques </li></ol> 7. Arranque del sistema de agua <ol><li> En varios recipientes, tales como el utilizado para el depósito, medir tres veces la cantidad de agua contenida dentro del sistema. Dejar reposar esta agua a temperatura ambiente durante acondicionado durante 48 horas. </li><li> Añadir agua al sistema y deje que circule durante un mínimo de 3 días. <ol><li> Cambiar el agua en el sistema vigorosamente durante los 3 primeros días de la circulación con el fin de eliminar el sistema de contaminantes That residen dentro de las tuberías. </li></ol></li><li> Añadir pez cebra de arranque y permitir que el ciclo del nitrógeno para establecerse. Normalizar el pH a un constante 7. Mantenga siete pez cebra por 1.8 L, y darles de comer dos veces al día durante los días de la semana y una vez al día durante los fines de semana como sugiere Linbo 4 y 6 McNabb. </li><li> Supervisar el nitrato (&lt;75 mg / L), nitritos (&lt;10 mg / L) y amonio (0 mg / L) al día durante la primera semana después de la adición de los peces, y los niveles de dos veces por semana, una vez deseados se han mantenido con los cambios regulares de agua . </li></ol>

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	<li>Detrich, H., Westerfield, M., Zon, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Zebrafish: Cellular and Developmental Biology, Part A.. , (2010).</li><li>Grim, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemogen+(hemgn),+a+transcription+factor+that+regulates+erythropoiesis+and+skeletogenesis+in+zebrafish.">Hemogen (hemgn), a transcription factor that regulates erythropoiesis and skeletogenesis in zebrafish.</a> , (2013).</li><li>Kim, S., Carlson, R., Zafreen, L., Rajpurohit, S. K., Jagadeeswaran, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modular,+easy-to-assemble,+low-cost+facility.">Modular, easy-to-assemble, low-cost facility.</a> Zebrafish. 6 (3), 269-274 (2009).</li><li>Linbo, T. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+(Danio+rerio)+husbandry+and+colony+maintenance+at+the+Northwest+Fisheries+Science+Center.">Zebrafish (Danio rerio) husbandry and colony maintenance at the Northwest Fisheries Science Center.</a> U.S. Dept. Commer., NOAA Tech. Memo. 62, (2009).</li><li>Avdesh, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regular+care+and+maintenance+of+a+zebrafish+(Danio+rerio)+laboratory:+an+introduction.">Regular care and maintenance of a zebrafish (Danio rerio) laboratory: an introduction.</a> J Vis Exp. 69, 4196 (2012).</li><li>McNabb, A., Scott, K., Ochsenstein, E., Seufert, K., Carl, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Don't+be+afraid+to+set+up+your+fish+facility.">Don't be afraid to set up your fish facility.</a> Zebrafish. 9 (3), 120-125 (2012).</li><li>Garcia, R. L., Sanders, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+cleaning+and+disinfection+procedures+in+a+zebrafish+rerio)+facility.">Efficacy of cleaning and disinfection procedures in a zebrafish rerio) facility.</a> J Am Assoc Lab Anim Sci. 50 (6), 895-900 (2011).</li><li>Rivas-Boyero, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+characterization+of+a+nociceptin+receptor+from+zebrafish+(Danio+rerio).">Pharmacological characterization of a nociceptin receptor from zebrafish (Danio rerio).</a> J Mol Endocrinol. 46 (2), 111-123 (2011).</li><li>Sanchez-Simon, F. M., Zhang, X. X., Loh, H. H., Law, P. Y., Rodriguez, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Morphine+regulates+dopaminergic+neuron+differentiation+via+miR-133b.">Morphine regulates dopaminergic neuron differentiation via miR-133b.</a> Mol Pharmacol. 78 (5), 935-942 (2010).</li><li>Velasco, E. M., Law, P. Y., Rodr&#237;guez, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mu+opioid+from+the+zebrafish+exhibits+functional+characteristics+as+those+of+mammalian+mu+opioid+receptor.">Mu opioid from the zebrafish exhibits functional characteristics as those of mammalian mu opioid receptor.</a> Zebrafish. 6 (3), 259-268 (2009).</li></ol>

Los autores declaran no tener conflictos de interés por este papel.

El propósito principal de este artículo es demostrar que la construcción de una instalación de pez cebra funcional no es complicado y puede ser construido por investigadores noveles peces con un mínimo conocimiento de la construcción. Además, este artículo muestra que los materiales de este centro de pez cebra funcional se pueden adquirir fácilmente y asequible de las tiendas de mascotas locales o ferreterías. Una vez que todos los materiales y herramientas que se hayan adquirido la construcción del sistema y...

En modelos in vivo son esenciales en la realización de la investigación biomédica integral, ya que permiten la investigación in vitro para ser traducido a nivel del sistema y del organismo. Por ejemplo, la investigación con mamíferos pequeños, es decir, los roedores, se ha demostrado necesaria en el desarrollo de fármacos y en la mejora de los medicamentos disponibles. Sin embargo, la complejidad (financiero y logístico) podría hacer que sea prácticamente imposible construir y mantener instalaciones de roedores de experimentación propone en pequeñas instituciones académicas de investigación. Sin embargo, la investigación in vivo se puede realizar utilizando otras especies de animales que requieren la logística menos elaboradas. El pez cebra (Danio rerio) se han utilizado con éxito como un modelo in vivo para estudiar la genética, el desarrollo, fisiopatología, y 1,2,10,11,12 farmacología. Las instalaciones necesarias para albergar el pez cebra para la experimentación son relativamente simples y significativamente menos costoso en comparación con rinstalaciones Odent. Kim et al. 3 han descrito recientemente con detalle un sistema de vivienda pez cebra 80 del tanque que se puede construir por aproximadamente $ 1.500, que incluye las piezas y la mano de obra. Esto está en marcado contraste con los casi $ 8.500 que serían necesarios para comprar un sistema de 80 tanque de ready-made de cualquier número de proveedores comerciales. Sin embargo, la descripción dada por Kim et al. puede ser complicado y difícil de seguir para los novatos de la investigación de pescado. Creemos que una instalación de pez cebra se puede construir de manera simplificada para una inversión de $ 1.500. El establecimiento de una instalación en vivo a las pequeñas instituciones académicas ofrece sus facultades una herramienta adicional con la que producir investigación más potente y completa. Los datos in vitro apoyados por resultados in vivo generalmente producen la investigación biomédica más completo que los datos obtenidos utilizando sólo en enfoques in vitro. Por lo tanto, laimplementación de un centro de investigación in vivo mejorará significativamente el éxito institución en sus esfuerzos globales de investigación (exposición de los estudiantes a la investigación, publicaciones, comunicaciones, búsqueda de financiación externa, etc.). La construcción de una instalación de pez cebra como el que se describe en este estudio es ideal para las instituciones académicas de investigación con instalaciones limitadas (o instituciones sin in vivo instalaciones de investigación) durante la constricción de tiempos financieros.

<table><tbody><tr><td>Item</td><td>Brand</td><td>Quantity</td><td></td></tr><tr><td>74-in H x 48-in W x 18-in D 5-shelf Steel Freestanding Shelving Unit</td><td>Style Selections</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>18-Gallon General Bucket/Tote</td><td>Centrex Plastics: LLC&amp;nbsp;Rugged Tote</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>6-Outlet Power Strip With 15-Ft. Cord</td><td>Master Electrician</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>9-Watt UV Water Garden Clarifier FiIter and UV lamp</td><td>Smartpond&amp;nbsp;</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Whole House Water Replacement Filter</td><td>Whirlpool</td><td>6</td><td></td></tr><tr><td>Opaque Whole-House Pre-Filtration Housing</td><td>Whirlpool</td><td>2</td><td></td></tr><tr><td>Thread Seal Tape</td><td>William H Harvey</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>8-fl oz LO-VOC PVC Cement</td><td>Oatey&amp;nbsp;</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>8-fl oz LO-VOC Primer</td><td>Oatey&amp;nbsp;</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>1/4-in x 100-ft Vinyl Drip Irrigation Distribution Tubing</td><td>Mister Landscaper&amp;nbsp;</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>1/4-in Barbed Drip Irrigation On/Off Valve</td><td>Mister Landscaper</td><td>33</td><td></td></tr><tr><td>9-Port NPT Irrigation Manifold with Filter</td><td>&amp;nbsp;Mister Landscaper</td><td>6</td><td></td></tr><tr><td>Drop-In Filter with House&amp;nbsp;</td><td>Whirlpool</td><td>6</td><td></td></tr><tr><td>2-in Dia 90-Degree PVC Elbow</td><td>LASCO</td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>2-in Dia 90-Degree Tee</td><td>LASCO</td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>3/4-in Dia 90-Degree Slip Elbow</td><td>LASCO</td><td>15</td><td></td></tr><tr><td>3/4-in Dia PVC Adapter</td><td>LASCO</td><td>7</td><td></td></tr><tr><td>3/4-in Dia PVC Tee</td><td>LASCO</td><td>12</td><td></td></tr><tr><td>2-in Dia PVC Cap</td><td>LASCO</td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>1-in Dia x 3/4-in Dia PVC Adapter</td><td>LASCO</td><td>2</td><td></td></tr><tr><td>3/4-in PVC Socket In-Line Ball Valve</td><td>American Valve</td><td>5</td><td></td></tr><tr><td>1/2-in Dia x 3/4-in Dia PVC Adapter</td><td>Lasco</td><td>8</td><td></td></tr><tr><td>3/4-in Dia PVC Cap</td><td>Lasco</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>2-In x 5-Ft Pvc Pipe</td><td>Charlotte Pipe</td><td>4</td><td></td></tr><tr><td>&amp;frac34;-In x 10-Ft Pvc pipe</td><td>Charlotte Pipe</td><td>3</td><td></td></tr><tr><td>11/16x1-7/80 PVC ring</td><td>SXT</td><td>10</td><td></td></tr><tr><td>&amp;frac12;&amp;rdquo; PVC male adapter</td><td>SXT</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>&amp;frac34;&amp;rdquo; PVC coupling&amp;nbsp;</td><td>SXT</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>&amp;frac12;&amp;rdquo; PVC female adapter&amp;nbsp;</td><td>SXT</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>link</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1.8 L Dual Beta Keeper</td><td>Top Fin</td><td>27</td><td></td></tr><tr><td>&amp;frac34;&amp;rdquo; PVC male adapter (w/ #18 O-ring)</td><td>SXT</td><td>28</td><td></td></tr><tr><td>90-degree &amp;frac34;&amp;rdquo; threaded PVC elbow</td><td>SXT</td><td>27</td><td></td></tr><tr><td>Fine Mesh</td><td>N/A</td><td>1 yard</td><td></td></tr><tr><td>Bulkhead Connector</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Hacksaw</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Hole saw</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Adjustable Wrench</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Pliers&amp;nbsp;</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Tape Measure</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Safety Glasses</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr><tr><td>Work Gloves</td><td>N/A</td><td>1</td><td></td></tr></tbody></table>

construction of an affordable and easy-to-build zebrafish facility

En vivo la investigación biomédica es fundamental para traducir en hallazgos in vitro a los avances clínicos. Instituciones académicas pequeñas con recursos limitados les resulta prácticamente imposible construir y mantener instalaciones de roedores típicos para la investigación. El pez cebra investigación ha demostrado ser una alternativa valiosa para la investigación in vivo en farmacología, la fisiología, el desarrollo y los estudios genéticos. En este artículo se demuestra que una instalación de pez cebra funcional puede construirse de una manera fácil y asequible. Demostramos que una instalación de este tipo podría ser construido en alrededor de un día de trabajo con un mínimo de herramientas y conocimientos. El costo de la instalación de pez cebra pecera 27 1.8 L construido en este estudio fue de aproximadamente $ 1,500. Estimamos que el mantenimiento de una colonia inicial peces de trabajo 150 por 3 meses es de $ 1.000. Este proyecto consistió en los estudiantes, que se introdujeron a la acuacultura del pez cebra para la investigación propone.

La construcción del sistema de bomba y fltros Una vez que el bastidor está montado y configurado el primer paso es construir el sistema de la bomba y el filtro. Los filtros están conectados a la bomba del sistema y se encuentran por encima del nivel inferior de la primera plataforma, lo que permite el mantenimiento del filtro fácil y reemplazo. Del mismo modo, la lámpara UV está conectada con tubo de PVC para el filtro y sujeta con lazos de alambre de plástico para permitir la fácil sustitución ...

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Construction of an Affordable and Easy-to-Build Zebrafish Facility

A Zebrafish facility suitable for breeding and in vivo research is built in an easy and affordable manner. Maintenance is minimal. This facility is ideal for student involvement and independent research.

Construcción de un Build-Fácil-Fondo de pez cebra asequible y

In vivo biomedical research is pivotal to translate in vitro findings into clinical advances. Small academic institutions with limited resources find it ...

construction-of-an-affordable-and-easy-to-build-zebrafish-facility

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

16.3K vistas.  Presbyterian College School of Pharmacy. A Zebrafish facility suitable for breeding and in vivo research is built in an easy and affordable manner. Maintenance is minimal. This facility is ideal for student involvement and independent research.

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A 3-dimensional (3D)-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related research fields. Thanks to its unique features, including large fecundity, embryo translucency, rapid and simultaneous development, etc., zebrafish embryos are often used for large scale toxicity assessment of chemicals and drug/compound screening. A typical screening procedure involves adult zebrafish spawning, embryos selection, and arraying the embryos into multi-well plates. From there, embryos are subjected to exposure and the toxicity of chemical, or the effectiveness of the drugs/compounds can be evaluated relatively quickly based on phenotypic observations. Among these processes, embryos arraying is one of the most time-consuming and labor-intensive steps that limits the throughput level. In this protocol, we present an innovative approach that makes use of a 3D-printed arraying template coupled with vacuum manipulation to speed up this laborious step. The protocol herein describes the overall design of the arraying template, a detailed experimental setup and step-by-step procedure, followed by representative results. When implemented, this approach should prove beneficial in a variety of research applications using zebrafish embryos as testing subjects.

A 3-dimensional 3D-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

Here, we present a protocol to design and fabricate a zebrafish embryo arraying template, followed by a detailed procedure on the use of such template for high throughput zebrafish embryo arraying into a 96-well plate.

3 dimensiones (3D)-impreso la plantilla para alto rendimiento embrión de pez cebra matriz

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related ...

Investigación

Medio ambiente

Microstructured Devices for Optimized Microinjection and Imaging of Zebrafish Larvae

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning fundamental developmental biology through to large-scale genetic and chemical screens. However, many experiments, especially those related to infection and xenograft models, rely on microinjection and imaging of embryos and larvae, which are laborious techniques that require skill and expertise. To improve the precision and throughput of current microinjection techniques, we developed a series of microstructured devices to orient and stabilize zebrafish embryos at 2 days post fertilization (dpf) in ventral, dorsal, or lateral orientation prior to the procedure. To aid in the imaging of embryos, we also designed a simple device with channels that orient 4 zebrafish laterally in parallel against a glass cover slip. Together, the tools that we present here demonstrate the effectiveness of photolithographic approaches to generate useful devices for the optimization of zebrafish techniques.

Microinjection of zebrafish embryos and larvae is a crucial but challenging technique used in many zebrafish models. Here, we present a range of microscale tools to aid in the stabilization and orientation of zebrafish for both microinjection and imaging.

Dispositivos microestructurados para microinyección optimizado y la proyección de imagen de larvas de pez cebra

Zebrafish have emerged as a powerful model of various human diseases and a useful tool for an increasing range of experimental studies, spanning ...

Biología del Desarrollo

Automated High-throughput Behavioral Analyses in Zebrafish Larvae

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system measures spontaneous behaviors and the response to an aversive stimulus, which is shown to the larvae via a PowerPoint presentation. The recorded images are analyzed with an ImageJ macro, which automatically splits the color channels, subtracts the background, and applies a threshold to identify individual larvae placement in the lanes. We can then import the coordinates into an Excel sheet to quantify swim speed, preference for edge or side of the lane, resting behavior, thigmotaxis, distance between larvae, and avoidance behavior. Subtle changes in behavior are easily detected using our system, making it useful for behavioral analyses after exposure to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Our laboratory developed a novel high-throughput automated imaging system that is useful for the detection of several different behaviors in 7-day-old zebrafish larvae. The system can be used for detecting subtle changes in behavior after the larvae have been exposed to environmental toxicants or pharmaceuticals.

Automatizados análisis de comportamiento de alto rendimiento en larvas de pez cebra

We have created a novel high-throughput imaging system for the analysis of behavior in 7-day-old zebrafish larvae in multi-lane plates. This system ...

Neurociencias

The Zebrafish Tol2 System: A Modular and Flexible Gateway-Based Transgenesis Approach

Fetal alcohol spectrum disorders (FASD) are characterized by a highly variable set of structural defects and cognitive impairments that arise due to prenatal ethanol exposure. Due to the complex pathology of FASD, animal models have proven critical to our current understanding of ethanol-induced developmental defects. Zebrafish have proven to be a powerful model to examine ethanol-induced developmental defects due to the high degree of conservation of both genetics and development between zebrafish and humans. As a model system, zebrafish possess many attributes that make them ideal for developmental studies, including large numbers of externally fertilized embryos that are genetically tractable and translucent. This allows researchers to precisely control the timing and dosage of ethanol exposure in multiple genetic contexts. One important genetic tool available in zebrafish is transgenesis. However, generating transgenic constructs and establishing transgenic lines can be complex and difficult. To address this issue, zebrafish researchers have established the transposon-based Tol2 transgenesis system. This modular system uses a multisite Gateway cloning approach for the quick assembly of complete Tol2 transposon-based transgenic constructs. Here, we describe the flexible Tol2 system toolbox and a protocol for generating transgenic constructs ready for zebrafish transgenesis and their use in ethanol studies.

This work describes a protocol for the modular Tol2 transgenesis system, a gateway-based cloning method to create and inject transgenic constructs into zebrafish embryos.

El sistema Zebrafish Tol2: un enfoque de transgénesis modular y flexible basado en pasarelas

Fetal alcohol spectrum disorders (FASD) are characterized by a highly variable set of structural defects and cognitive impairments that arise due to ...

Investigando el desarrollo de la manipulación de la señalización optogenética en el pez cebra

Optogenetic Signaling Activation in Zebrafish Embryos

Signaling pathways orchestrate fundamental biological processes, including development, regeneration, homeostasis, and disease. Methods to experimentally manipulate signaling are required to understand how signaling is interpreted in these wide-ranging contexts. Molecular optogenetic&#160;tools can provide reversible, tunable manipulations of signaling pathway activity with a high degree of spatiotemporal control and have been applied in vitro, ex vivo, and in vivo. These tools couple light-responsive protein domains, such as the blue light homodimerizing light-oxygen-voltage sensing (LOV) domain, with signaling effectors to confer light-dependent experimental control over signaling. This protocol provides practical guidelines for using the LOV-based bone morphogenetic protein (BMP) and Nodal signaling activators bOpto-BMP and bOpto-Nodal in the optically accessible early zebrafish embryo. It describes two control experiments: A quick phenotype assay to determine appropriate experimental conditions, and an immunofluorescence assay to directly assess signaling. Together, these control experiments can help establish a pipeline for using optogenetic tools in early zebrafish embryos. These strategies provide a powerful platform to investigate the roles of signaling in development, health, and physiology.

Autor destacado: Manipulación de la señalización en embriones de pez cebra para decodificar las decisiones sobre el destino de las células 

Optogenetic manipulation of signaling pathways can be a powerful strategy to investigate how signaling is decoded in development, regeneration, homeostasis, and disease. This protocol provides practical guidelines for using light-oxygen-voltage sensing domain-based Nodal and bone morphogenic protein (BMP) signaling activators in the early zebrafish embryo.

Activación de la señalización optogenética en embriones de pez cebra

Signaling pathways orchestrate fundamental biological processes, including development, regeneration, homeostasis, and disease. Methods to experimentally ...

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Cuidado y mantenimiento regulares de un pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratorio: Introducción

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biología

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is now commonly used for basic and biomedical research to investigate the genetic control of developmental processes and to model congenital abnormalities. During the first day of life, the zebrafish embryo progresses through many developmental stages including fertilization, cleavage, gastrulation, segmentation, and the organogenesis of structures such as the kidney, heart, and central nervous system. The anatomy of a young zebrafish embryo presents several challenges for the visualization and analysis of the tissues involved in many of these events because the embryo develops in association with a round yolk mass. Thus, for accurate analysis and imaging of experimental phenotypes in fixed embryonic specimens between the tailbud and 20 somite stage (10 and 19 hours post fertilization (hpf), respectively), such as those stained using whole mount in situ hybridization (WISH), it is often desirable to remove the embryo from the yolk ball and to position it flat on a glass slide. However, performing a flat mount procedure can be tedious. Therefore, successful and efficient flat mount preparation is greatly facilitated through the visual demonstration of the dissection technique, and also helped by using reagents that assist in optimal tissue handling. Here, we provide our WISH protocol for one or two-color detection of gene expression in the zebrafish embryo, and demonstrate how the flat mounting procedure can be performed on this example of a stained fixed specimen. This flat mounting protocol is broadly applicable to the study of many embryonic structures that emerge during early zebrafish development, and can be implemented in conjunction with other staining methods performed on fixed embryo samples.

Flat Mount Preparation for Observation and Analysis of Zebrafish Embryo Specimens Stained by Whole Mount In situ Hybridization

The zebrafish embryo is an excellent model for developmental biology research. During embryogenesis, zebrafish develop with a yolk mass, which presents three-dimensional challenges for sample observation and analysis. This protocol describes how to create two-dimensional flat mount preparations of whole mount in situ (WISH) stained zebrafish embryo specimens.

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A Manual Small Molecule Screen Approaching High-throughput Using Zebrafish Embryos

Zebrafish have become a widely used model organism to investigate the mechanisms that underlie developmental biology and to study human disease pathology due to their considerable degree of genetic conservation with humans. Chemical genetics entails testing the effect that small molecules have on a biological process and is becoming a popular translational research method to identify therapeutic compounds. Zebrafish are specifically appealing to use for chemical genetics because of their ability to produce large clutches of transparent embryos, which are externally fertilized. Furthermore, zebrafish embryos can be easily drug treated by the simple addition of a compound to the embryo media. Using whole-mount in situ hybridization (WISH), mRNA expression can be clearly visualized within zebrafish embryos. Together, using chemical genetics and WISH, the zebrafish becomes a potent whole organism context in which to determine the cellular and physiological effects of small molecules. Innovative advances have been made in technologies that utilize machine-based screening procedures, however for many labs such options are not accessible or remain cost-prohibitive. The protocol described here explains how to execute a manual high-throughput chemical genetic screen that requires basic resources and can be accomplished by a single individual or small team in an efficient period of time. Thus, this protocol provides a feasible strategy that can be implemented by research groups to perform chemical genetics in zebrafish, which can be useful for gaining fundamental insights into developmental processes, disease mechanisms, and to identify novel compounds and signaling pathways that have medically relevant applications.

The zebrafish is an excellent experimental organism to study vertebrate developmental processes and model human disease. Here, we describe a protocol on how to perform a manual high-throughput chemical screen in zebrafish embryos with a whole-mount in situ hybridization (WISH) read-out.

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