Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا ، نقدم بروتوكولا لإنشاء نموذج حيواني لإصابة الرأس المغلق يكرر نتيجة الصورة العصبية لإصابات الدماغ الرضحية الخفيفة غير المعقدة مع بنية الدماغ المحفوظة في المرحلة الحادة وضمور الدماغ طويل المدى. التصوير بالرنين المغناطيسي الطولي هو الطريقة الأساسية المستخدمة للحصول على الأدلة.

Abstract

تمثل إصابات الدماغ الرضحية الخفيفة (mTBI) ، والمعروفة باسم الارتجاج ، أكثر من 85٪ من إصابات الدماغ على مستوى العالم. على وجه التحديد ، يظهر mTBI غير المعقد النتائج السلبية في التصوير السريري الروتيني في المرحلة الحادة يعيق الرعاية المبكرة والمناسبة لهؤلاء المرضى. لقد تم الاعتراف بأن معلمات التأثير المختلفة قد تؤثر بل وتسرع تقدم الأعراض النفسية العصبية اللاحقة بعد mTBI. ومع ذلك ، لم يتم فحص ارتباط معلمات التأثير أثناء الارتجاج بالنتيجة على نطاق واسع. في الدراسة الحالية ، تم وصف نموذج حيواني مصاب بإصابة الرأس المغلقة (CHI) تم تعديله من نموذج إصابة انخفاض الوزن وعرضه بالتفصيل. تم تعيين ذكور فئران Sprague-Dawley البالغة (ن = 20) بشكل عشوائي إلى مجموعات CHI ذات معلمات تأثير مختلفة (ن = 4 لكل مجموعة). تم إجراء دراسات التصوير بالرنين المغناطيسي الطولية ، بما في ذلك التصوير المرجح T2 وتصوير موتر الانتشار ، والتقييمات السلوكية المتسلسلة ، مثل درجة الشدة العصبية المعدلة (mNSS) واختبار المشي الشعاعي ، على مدار فترة دراسة مدتها 50 يوما. تم إجراء تلطيخ كيميائي مناعي للداء النجمي في اليوم 50 بعد الإصابة. لوحظ أداء سلوكي أسوأ في بعد CHI المتكرر مقارنة بمجموعة الإصابة الفردية والزائفة. باستخدام التصوير بالرنين المغناطيسي الطولي (MRI) ، لم يلاحظ أي كدمة كبيرة في الدماغ بعد 24 ساعة من الإصابة. ومع ذلك ، تم إثبات الضمور القشري وتغيير تباين الخواص القشرية الجزئية (FA) في اليوم 50 بعد الإصابة ، مما يشير إلى التكرار الناجح ل mTBI السريري غير المصحب. الأهم من ذلك ، أن التغييرات في النتائج السلوكية العصبية وميزات الصورة التي لوحظت بعد mTBI كانت تعتمد على رقم التأثير ، والفترات الفاصلة بين الإصابات ، وموقع التأثير المحدد في. يوفر نموذج mTBI في الجسم الحي جنبا إلى جنب مع التصوير بالرنين المغناطيسي قبل السريري وسيلة لاستكشاف إصابات الدماغ على نطاق الدماغ بالكامل. كما يسمح بفحص المؤشرات الحيوية للتصوير الحساسة ل mTBI عبر معلمات التأثير المختلفة ومستويات الشدة.

Introduction

لوحظت إصابات الدماغ الرضحية الخفيفة (mTBI) بشكل أساسي في الرياضيين المشاركين في الرياضات التي تتطلب الاحتكاك الجسدي ، والمحاربين القدامى العسكريين ، والأفراد المتورطين في حوادث المرور1. وهو يمثل أكثر من 85٪ من جميع إصابات الرأس المبلغ عنها2. تؤكد المسببات الواسعة ل mTBI وزيادة حدوثها العالمي على إدراج mTBI كعامل خطر بيئي مؤقت للمرض التنكسي العصبي المتأخر3. يتميز إصابات الدماغ الرضية الخفيفة غير المعقدة بدرجة غيبوبة غلاسكو (GCS) من 13-15 ، مع عدم ملاحظة أي تشوهات هيكلية في التصوير المقطعي المحوسب (CT) أو التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI). تشمل الأعراض الشائعة التي يعاني منها المرضى الذين يعانون من mTBI غير المصحوب بمضاعفات الصداع والدوخة والغثيان أو القيء والتعب. ومع ذلك ، فإن التقييم الطولي للنتائج بعد mTBI غير المعقد يمثل تحديات كبيرة بسبب ارتفاع معدل التسرب لدى المرضى4.

زادت مخاوف mTBI المتكرر ، لا سيما داخل مجتمع الرياضيين المحترفين في الدوري الوطني لكرة القدم (NFL) ، مما أدى لاحقا إلى زيادة الوعي بين الرياضيين غير المحترفين5. من المفترض أن يزداد ضعف الدماغ بعد mTBI الأولي ، مع احتمال أن تؤدي الإهانات اللاحقة إلى تفاقم نتائج الإصابة. لم تشر النتائج الحديثة من أكبر مجموعة من لاعبي كرة القدم المتبرع بها إلى المشاركة السابقة لكرة القدم في شدة الاعتلال الدماغي الرضحي المزمن (CTE) فحسب ، بل اقترحت أيضا وجود علاقة بين العوامل المختلفة المتعلقة بكرة القدم وخطر وشدة الاعتلال الدماغي الرضحيالمزمن 6. ومن ثم ، فإن القلق بشأن تأثير عدد الارتجاجات والنظام المتكرر على نتائج الإصابة آخذ في الازدياد. استكشفت الأبحاث قبل السريرية التغيرات العصبية المرضية ، والتسلسل الالتهابي العصبي ، والضعف النفسي العصبي بعد mTBI المتكرر باستخدام نماذج مختلفة من إصابات الرأس المغلقة (CHI)7،8،9،10،11،12،13،14. ومع ذلك ، فإن التحقيق في معلمات التأثير على نموذج mTBI غير المعقد ، والذي قد يحاكي عن كثب تأثيرات الرأس الارتجاجية المتكررة المرتبطة بالرياضة مما يؤدي إلى ضعف وظيفي في المرحلة الحادة وضمور الدماغ في المرحلة المزمنة ، لم يتم فحصه جيدا.

تم استخدام تصوير موتر الانتشار (DTI) ، وهي تقنية لتقييم انتشار جزيئات الماء ، بشكل شائع في الدراسات التي تبحث في تأثيرات mTBI. تباين الخواص الجزئي (FA) ، وهو مقياس رئيسي مشتق من DTI ، يحدد درجة تماسك انتشار الماء ويوفر معلومات تتعلق بالتنظيم الهيكلي للمحاور وحزم الألياف العصبية. تم اقتراح اضطراب قيم FA في المادة البيضاء (WM) بعد mTBI في نماذج مختلفة8،10،11،15،16،17. بالإضافة إلى ذلك ، تغير الانتشار المحوري (AD) والانتشار الشعاعي (RD) ، اللذين يشيران إلى سلامة المحور والمايلين ، بعد mTBI في الدراسات قبل السريرية10،15،16،18،19،20. ومع ذلك ، من المحتمل أن تكون التناقضات في نتائج DTI بين الدراسات السابقة ناتجة عن الاختلافات في شدة mTBI ، والاختلافات في معلمات التأثير ، ونماذج mTBI المتنوعة ، والنقاط الزمنية غير المتسقة لمتابعة ما بعدالإصابة 9.

وبالتالي ، تهدف ورقة البروتوكول الحالية إلى إنشاء نموذج حيواني ل mTBI مصمم لتقييم التأثيرات التراكمية ل mTBI الفردي والمتكرر. قمنا بدمج تقييمات شاملة وطولية ، بما في ذلك تقييمات رفاهية ، والنتائج السلوكية ، ومعلمات DTI ، والحجم القشري ، لالتقاط التغييرات الديناميكية بعد الإصابة واستكشاف تأثيرات معلمات التأثير المختلفة. من خلال إظهار كل من الضعف الوظيفي الحاد والتغيرات المجهرية طويلة المدى ، يكرر هذا النموذج بشكل فعال السمات الرئيسية ل mTBI غير المعقد التي لم يتم تناولها بالكامل في الدراسات السابقة على. هنا ، قدمنا بروتوكولا مفصلا لتطوير نموذج mTBI غير معقد باستخدام طريقة إسقاط الوزن ذات الرأس المغلقالمعدلة 8،11 وإجراء تقييم طولي بعد mTBI.

Protocol

أجريت الدراسة وفقا لتوصيات المعاهد الوطنية للصحة للمبادئ التوجيهية للأبحاث الحيوانية (دليل رعاية واستخدام المختبر) وإرشادات البحوث على: الإبلاغ عن التجارب في الجسم الحي . تمت الموافقة على جميع التجارب على من قبل اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامه (IACUC) التابعة لجامعة يانغ مينغ تشياو تونغ الوطنية. تم تعيين عشرين بشكل عشوائي إلى 5 مجموعات (ن = 4 لكل مجموعة): (ط) تأثير واحد في القشرة الحسية الحركية (SMCx / مفرد) ، (ثانيا) تأثيرات مزدوجة في SMCx مع فاصل 1 ساعة (SMCx / 2 ضربات / 1 ساعة) ، (ثالثا) تأثيرات مزدوجة في SMCx مع فاصل 10 دقائق (SMCx / 2 ضربات / 10 دقائق) ، (رابعا) تأثيرات مزدوجة في الدماغ المركزي مع فاصل 1 ساعة (مركزي / 2 ضربات / 1 ساعة) ، و (v) المجموعة الوهمية مع الجراحة فقط ولكن لا تؤثر مباشرة على الرأس ، لتقييم النتائج الطولية (الشكل 1). وتجدر الإشارة إلى أن الفواصل الزمنية بين الإصابات المختارة لهذه الدراسة (1 ساعة مقابل 10 دقائق) تم تصميمها لتقليد التأثيرات المتكررة تحت الارتجاج8،10،11،13،21 ، والتي يمكن أن تصل إلى ألف مرة خلال موسم واحد ، من قبل الرياضيين الذين يشاركون في الرياضات التي تتطلب الاحتكاكالجسدي 22،23.

1. تحريض إصابة الرأس المغلقة (CHI)

ملاحظة: يتم إيواء ذكور فئران Sprague-Dawley البالغة التي تتراوح أعمارهم بين 10 و 12 أسبوعا ووزنها أكثر من 250 جراما تحت دورة إضاءة / مظلمة مدتها 12/12 ساعة مع إمكانية الوصول إلى الطعام والماء.

  1. ضع الجرذ في غرفة حث صغيرة وقم بتخديره بمزيج من الأيزوفلوران (5٪) والهواء الطبي (2.5-3 لتر / دقيقة). أخرج الجرذ من الغرفة حتى لا يستجيب لقرص مخلب أو ذيل.
  2. ضع الجرذ على وسادة التدفئة.
    ملاحظة: قم بتشغيل وسادة التدفئة أثناء الجراحة للحفاظ على درجة حرارة جسم الفئران.
  3. أحضر الجرذ إلى إطار تجسيمي وقم بتثبيته بقضيب أسنان. تطبيق الأيزوفلوران بنسبة 2٪ باستخدام مخروط الأنف المتصل بهواء طبي بمعدل تدفق 1.5-2 لتر/دقيقة للصيانة أثناء الجراحة.
  4. ضع قضبان الأذن. تأكد من أن الجرذ متمركز ومتناظر على الإطار التجسيمي.
    ملاحظة: يجب إجراء جميع العمليات الجراحية في ظل ظروف معقمة. تم تعقيم الأدوات قبل الجراحة باستخدام الأوتوكلاف بالبخار ، وتم تعقيم أطرافها أيضا باستخدام معقم الخرز أثناء العملية. لمنع التلوث ، تم وضع ستارة جراحية فوق. ارتدى الجراح قبعة لتغطية شعرهم ، وقناعا لتغطية وجوههم ، وكان مجهزا بمعطف مختبر وقفازات جراحية أثناء العملية24.
  5. ضع مستشعر مقياس التأكسج النبضي على مخلب الخلفي لمراقبة معدل التنفس ومعدل ضربات القلب ومستوى الأكسجين في الدم ودرجة حرارة جسم.
  6. حقن 1 مل / كجم من وزن الجسم من الليدوكائين (20 مجم / مل) تحت الجلد في عنق الجرذ كمسكن.
  7. ضعي كريم إزالة الشعر على رأس وانتظري لمدة 3 دقائق. امسحي الكريم بمسحات كحول الأيزوبروبيل بنسبة 70٪.
  8. نظف المنطقة المحلوقة عدة مرات باستخدام قطعة قطن معقمة مبللة باليود. قم بإزالة بقايا اليود باستخدام قطعة قطن مبللة ب 70٪ من الإيثانول.
  9. قم بعمل شق خط الوسط بطول 2-2.5 سم تقريبا في الجلد المحلوق باستخدام شفرة جراحية معقمة للوصول إلى سطح الجمجمة.
  10. قم بإزالة الأنسجة الموجودة على العظم باستخدام وسادة قطنية لكشف الجمجمة. نظف سطح الجمجمة باستخدام قطعة قطن مبللة بمحلول ملحي بنسبة 0.9٪ ، ثم نظفها بقطعة قطن جافة.
    ملاحظة: يمكن الآن التعرف بسهولة على خيوط الجمجمة وكل من بريجما ولامدا.
  11. حدد البريجما كنقطة مرجعية لمعرفة منطقة التأثير بناء على الإحداثيات.
    ملاحظة: في هذا البروتوكول ، يتم استخدام مجموعتين من الإحداثيات لتحريض CHI: (-2.5 ، -2.0) (2.5 مم جانبي 2.0 مم خلف البرجما) أعلى القشرة الحسية الحركية (SMCx) ، وكذلك (0 ، -3.0) أعلى الدماغ المركزي (المركزي).
  12. تحديد الإحداثيات المختارة على سطح الجمجمة وتثبيت خوذة دائرية من الفولاذ المقاوم للصدأ (قطرها 10 مم وسمك 1 مم) فوق المنطقة المخصصة باستخدام الأسمنت الأسنان. قم بإزالة وسادة التدفئة ومقياس التأكسج النبضي.
  13. حرك الجهاز التجسيمي والجرذ على طاولة الرفع (طول 14 سم وعرض 8 سم وعمق 6.15 سم) أسفل مصطدم CHI.
  14. ارفع جسم الجرذ باستخدام إسفنجة رغوية (طولها 19 سم وعرضها 10 سم وعمقها 4 سم بكثافة 18 كجم /م 3).
  15. قم بإزالة الجرذ من قضبان الأذن في الإطار التجسيمي. حافظ على ثبات الجرذ على قضيب الأسنان المتصل بمخروط الأنف ، مما يوفر 2٪ من الأيزوفلوران. تأكد من محاذاة الرأس والجسم في الاتجاه الذيلي.
  16. اضبط طاولة الرفع لضمان عدم وجود مسافة بين مصطدم CHI والخوذة. قم بإيقاف تشغيل الأيزوفلوران 5 ثوان قبل الاصطدام مباشرة.
    ملاحظة: لتحديد منعكس التصحيح بسبب إصابة الدماغ ، تم إجراء توقف مؤقت عن الأيزوفلوران25.
  17. قم بإسقاط 600 جم من النحاس الأصفر من ارتفاع 1 متر من خلال أنبوب من الفولاذ المقاوم للصدأ (ارتفاع 1 متر بقطر داخلي 20 مم لتنظيف عمود من الأوزان النحاسية غير القابل للصدأ) إلى المصدم الآمن برأس دائري موجه إلى الخوذة المعدنية.
    ملاحظة: لم تتعرض في المجموعة الوهمية لتأثير ، حيث تم إطلاق قطرة النحاس دون ملامسة الخوذة على رأس الفئران.
  18. اخفض طاولة الرفع. قم بإزالة الجرذ من الإطار التجسيمي وضع الجرذ في وضع ضعيف على وسادة تدفئة.
  19. سجل وقت المنعكس الصحيح ، وهو الوقت الذي يحاول فيه التغيير من وضع الاستلقاء إلى وضع الانبطاح26،27.
    ملاحظة: تم تخدير التي تعرضت ل CHI المتكرر مرة أخرى قبل 3 دقائقمن التأثير الثاني . بالنسبة للحيوانات في مجموعة SMCx / مزدوجة / 10 دقائق التي لم تعود إلى وضع الانبطاح في الوقت المناسب ، تم تسجيل الوقت المقابل لتصحيح المنعكس على أنه 420 ثانية.
  20. بعد التسجيل المنعكس الصحيح ، قم بتخدير الجرذ بالأيزوفلوران مرة أخرى باستخدام الخطوة 1.1.
  21. شل حركة الجرذ بالإطار التجسيمي باستخدام الخطوة 1.2.
    ملاحظة: بعد التأكد من ثبات الخوذة أعلى اللوحة ، كرر الخطوات 1.13-1.17 مرة أخرى لأداءالتأثير الثاني .
  22. قم بإزالة الخوذة. قم بإزالة كل الأنسجة الضامة والأسمنت فوق الجمجمة.
  23. غطي الجمجمة بأسمنت الأسنان واتركيها تجف. تأكد من أن أسمنت الأسنان صلب وصعب باستخدام الملقط الخلفي.
    ملاحظة: تم وضع أسمنت الأسنان فوق الجمجمة للتخلص من القطع الأثرية الحساسية الناتجة عن واجهات الجمجمة والهواء أو الجمجمة والدم بين الجمجمة وفروة الرأس بعد الجراحة.
  24. أغلق الشق باستخدام 4-0 خيوط جراحية من النايلون مع 4-5 عقدة مستقلة.
    ملاحظة: يبلغ طول الجرح حوالي 2-2.5 سم. تأكد من أن الغرز الجراحية ليس لها تأثير شعري ومصنوعة من مادة الحرير أو النايلون. لا تخيط الشق باستخدام عقدة واحدة لمنع فتح الجرح عن طريق خدش.
  25. ضع المضادات الحيوية الموضعية (كريم ديرمانست) على موقع الجراحة لمنع العدوى.
  26. حقن 1 مل / كجم من وزن الجسم من الكاربروفين (50 مجم / مل) تحت الجلد في الرقبة كمسكنات ما بعد الجراحة.
  27. ضع الجرذ في قفص نظيف على وسادة تدفئة حتى يستعيد وعيه. بمجرد أن يجلس الجرذ في وضع مستقيم ، أعده إلى قفص المنزل.
  28. يتم إعطاء 5 مل من الأسيتامينوفين (24 ملغ/مل) ممزوجا بمقدار 200 مل من الماء للحيوان يوميا كمسكن لمدة 3 أيام متتالية بعد الجراحة.

2. التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)

ملاحظة: يتم إجراء الصورة المرجحة T2 وتصوير موتر الانتشار باستخدام نظام PET / MR 7T المتسلسل قبل CHI ، وكذلك في 1 و 50 يوما بعد الإصابة (الشكل 1). تم إجراء التصوير بالرنين المغناطيسي الأساسي في غضون أسبوع واحد قبل إجراء CHI. بالنسبة للتقييمات في 1 و 50 يوما بعد CHI ، تم إجراء التقييمات السلوكية في الصباح ، تليها فحوصات التصوير بالرنين المغناطيسي في فترة ما بعد الظهر في نفس اليوم.

  1. قم بتخدير الفئران في غرفة حث صغيرة مملوءة بمزيج من الأيزوفلوران (5٪) والهواء الطبي (2.5-3 لتر / دقيقة).
  2. بمجرد أن لا يستجيب الجرذ لقرص المخلب أو الذيل ، قم بتعليق التخدير مؤقتا عند الانتقال إلى مهد في وضع الانبطاح للرأس أولا.
  3. ضع الجرذ في حامل الرأس المتصل بمخروط الأنف ، مما يوفر 2٪ إيزوفلوران مع هواء طبي بمعدل تدفق 1.5-2 لتر / دقيقة للصيانة أثناء الحصول على الصورة.
  4. ثبت الرأس بقطعة صغيرة من الشريط لتجنب الحركة أثناء المسح.
    ملاحظة: ضع بعض معجون الأسنان على رأس الفئران في اليوم الأول بعد CHI لمنع القطع الأثرية للحساسية المغناطيسية بسبب إزالة فروة الرأس28،29.
  5. ضع وسادة ضغط تحت صدر الفئران لمراقبة التنفس. ألصق مشابك مقياس التأكسج على الطرف الخلفي لمراقبة معدل ضربات القلب.
  6. أدخل مسبار المستقيم لقياس درجة حرارة المستقيم. قم بتغطية الجرذ ببطانية تدفئة بالماء الدافئ المتداولة ولف المناديل أثناء التجربة للحفاظ على درجة حرارة الجسم.
    ملاحظة: خلال التجربة ، راقب الحالات الفسيولوجية ، بما في ذلك معدل ضربات القلب ومعدل التنفس ودرجة حرارة المستقيم. قبل المسح ، تحقق من جميع الإشارات الفسيولوجية للفئران للتأكد من جودة جهاز مراقبة العلامات الحيوية.
  7. استخدم نظام تحديد المواقع بالليزر للماسح الضوئي PET / MR لتحديد مركز الرأس لمحاذاة دقيقة.
  8. انقل إلى تجويف التصوير بالرنين المغناطيسي تلقائيا باستخدام نظام نقل الآلي حتى يتماشى مركز الرأس مع مركز ISO للماسح الضوئي.
    ملاحظة: يضمن نظام نقل الآلي المدمج في نظام PET / MR تحديد المواقع بدقة للحيوانات ويبسط سير العمل عند الانتقال بين طرق التصوير.
  9. الحصول على تسلسل التصوير بالرنين المغناطيسي.
    1. إجراء الترجمة الأولية والتعديل الشامل.
    2. استخدم الشريحة السهمية الوسطى وقم بمحاذاةالشريحة 8 من الأمام مع فك المفوض الأمامي.
      ملاحظة: يتم وضع الشرائح الإكليلية بشكل عمودي على المستوى الأفقي المحدد بواسطة الخط الذي يربط بين المجمع الأمامي وقاعدة المخيخ ، وهو ما يتوافق مع زاوية 15 درجة تقريبا بالنسبة للمحور الطويل للجسم الثفني. المعلمات الرئيسية لمسح T2-RARE للشريحة السهمية الوسطى هي كما يلي: وقت التكرار (TR) = 2500 مللي ثانية ، وقت الصدى (TE) = 44 مللي ثانية ، مجال الرؤية (FOV) = 3.5 سم ، حجم المصفوفة = 256 256 ، سمك الشريحة = 1 مم ، عدد الشرائح = 1 ، عامل RARE = 8 ، عرض النطاق الترددي = 75 كيلو هرتز ، عدد المتوسطات = 1 ، وقت الاستحواذ = 1 دقيقة و 20 ثانية.
    3. استخدم الاكتساب السريع مع تعزيز الاسترخاء (RARE) مع قمع الدهون وشريط التشبع أسفل الدماغ للحصول على صور مرجحة T2 للرجوع إليها (الشكل 2).
      ملاحظة: المعلمات الرئيسية للمسح الضوئي T2-RARE هي كما يلي: وقت التكرار (TR) = 3600 مللي ثانية ، وقت الصدى (TE) = 40 مللي ثانية ، مجال الرؤية (FOV) = 2 سم ، حجم المصفوفة = 256 256 ، سمك الشريحة = 1 مم ، عدد الشرائح = 16 ، عامل RARE = 8 ، عرض النطاق الترددي = 75 كيلو هرتز ، عدد المتوسطات = 8 ، وقت الاستحواذ = 7 دقائق و 40 ثانية.
    4. استخدم EPI صدى الدوران المكون من 4 لقطات للحصول على صور موتر الانتشار (الشكل 2).
      ملاحظة: المعلمات الرئيسية لفحص DTI هي كما يلي: TR = 3000 مللي ثانية ، TE = 28 مللي ثانية ، مجال الرؤية (FOV) = 2 سم ، حجم المصفوفة = 96 96 ، سمك = 1 مم ، عدد الشرائح = 16 ، مدة النبضة (δ) = 5 مللي ثانية ، الوقت بين النبضتين (Δ) = 15 مللي ثانية ، عدد B0 = 5 ، عدد الاتجاهات = 30 ، قيمة b = 1000 ثانية / مم3 ، عرض النطاق الترددي = 150 كيلو هرتز ، عدد المتوسط = 4 ، وقت الاستحواذ = 14 دقيقة.
    5. قم بإنهاء بروتوكول المسح. حرك مهد من المغناطيس. أخرج من المهد.
    6. انقل الجرذ إلى قفص نظيف مع وسادة تدفئة تحتها للحفاظ على درجة حرارة جسمه. أعد الجرذ إلى قفص منزله بمجرد أن يستعيد وعيه.
  10. المعالجة المسبقة للصور
    ملاحظة: استخدم MRtrix3 وبرنامج التعيين الإحصائي البارامتري (SPM) ونصوص MATLAB المخصصة لمعالجة البيانات وتحليلها.
    1. قم بإزالة تشويش صور DTI باستخدام الأمر MRtrix3 (dwidenoise)30.
    2. قم بإزالة القطع الأثرية رنين Gibb من صور DTI باستخدام الأمر MRtrix (mrdegibbs)30.
    3. شارك في تسجيل صور DTI على صور مرجحة T2 للموضوع الفردي عبر عمليات المسح الطولية باستخدام وظائف SPM (spm_coreg.m و spm_powell.m).
    4. قم بإجراء تجريد الجمجمة على الصور المرجحة T2 عن طريق تحديد منطقة الدماغ يدويا شريحة تلو الأخرى ، متبوعا بإزالة وحدات البكسل بكثافة أقل من العتبة المحسوبة التي تحددها طريقةOtsu 31 (نص MATLAB المخصص thr_otsu2.m).
    5. إجراء التسجيل المشترك بين في نفس المجموعة التجريبية باستخدام وظائف SPM (spm_coreg.m و spm_powell.m). ضع قناع الدماغ على صور DTI المقابلة.
      ملاحظة: يتم إجراء تجريد الجمجمة لتقليل وقت معالجة الكمبيوتر.
    6. احسب خرائط الموتر بناء على DTI (نص MATLAB المخصص ، tensormap.m).
    7. حساب خرائط FA (برنامج MATLAB النصي المخصص ، calFA.m)
      ملاحظة: تتوفر جميع البرامج النصية المخصصة ل MATLAB عبر قاعدة البيانات التالية (https://doi.org/10.57770/9ZESXD).
  11. تحليل الصور - FA
    1. ارسم مناطق الاهتمام (ROIs) في القشرة والجسم الثفني (CC) لشرائح الصورة الثلاث المتتالية أسفل إحداثيات CHI.
      ملاحظة: تم رسم جميع عائد الاستثمار يدويا وفحصه بصريا بحثا عن الأخطاء الجسيمة من قبل 2 من المحققين ذوي الخبرة الذين أعمى عن المجموعات التجريبية.
    2. استخراج قيمة FA ومتوسطها من عائد الاستثمار.
      ملاحظة: بالنسبة للجسم الثفني الموجود أسفل القشرة، تم استبعاد وحدات البكسل بقيم FA < 0.35 في عائد الاستثمار المحدد للتخلص من تأثيرات الحجم الجزئية. بالنسبة للقشرة ، تم تجنيد جميع وحدات البكسل ذات قيم FA < 0.35 في عائد الاستثمار للتحليل.
  12. تحليل الصور - الحجم
    1. ارسم يدويا عائد الاستثمار الذي يغطي المناطق القشرية ل 11 شريحة صورة متتالية في Bregma -7 إلى +3 مم.
      ملاحظة: تم رسم جميع عائد الاستثمار يدويا من قبل 2 من المحققين ذوي الخبرة الذين أعمى عن المجموعات التجريبية.
    2. لخص إجمالي وحدات البكسل لعائد الاستثمار عبر الشرائح وقم بتحويلها إلى حجم بضرب سمك الشريحة (1 مم).
    3. تطبيع الحجم القشري بعد CHI بالحجم المقابل قبل CHI لكل.
      ملاحظة: تطبيع البيانات للتخلص من الاختلافات الفردية في حجم الدماغ عبر قبل العرض.

3. تقييم السلوك

ملاحظة: يتم إجراء التجارب السلوكية باستخدام اختبار توازن المشي الشعاعي و mNSS قبل CHI ، وكذلك في 1 و 50 يوما بعد CHI (الشكل 1). تم إجراء جميع التقييمات من قبل مراقبين اثنين على الأقل لضمان دقة واتساق وموضوعية البيانات التي تم جمعها.

  1. اختبار توازن المشي الشعاعي
    1. قم بتشغيل كاميرا الفيديو وابدأ المؤقت.
    2. ضع الفئران في أحد طرفي شعاع التوازن (بعمق 3 سم ، وعرض 3 سم ، وطول 80 سم ، وارتفاع 60 سم فوق الأرض).
    3. أوقف المؤقت بمجرد أن يكمل الجرذ رحلة ذهابا وإيابا أو يسقط أو يتجمد لأكثر من 3 دقائق.
      1. أثناء التجربة ، راقب حالة للتقييم باستخدام mNSS11،32،33،34. اتبع هذه المعايير للتقييم:
      2. إذا حافظ الجرذ على التوازن بوضعية ثابتة على العارضة ، فقم بتعيين درجة 0.
      3. إذا أمسك الجرذ بجانب الحزمة ، فقم بتعيين درجة 1.
      4. إذا سقط الجرذ بطرف واحد بعيدا عن العارضة ، فقم بتعيين درجة 2.
      5. إذا سقط الجرذ بطرفين أو دوران على العارضة (>60 ثانية) ، فقم بتعيين درجة 3.
      6. إذا حاول الجرذ التوازن على الحزمة لكنه سقط (>40 ثانية) ، فقم بتعيين درجة 4.
      7. إذا حاول الجرذ التوازن على الحزمة لكنه سقط (>20 ثانية) ، فقم بتعيين درجة 5.
      8. إذا لم يحاول الجرذ التوازن أو التعليق على العارضة وسقط في غضون 20 ثانية ، فقم بتعيين درجة 6.
      9. إذا فشل الجرذ في إكمال المهمة ، فاعتبره قد استغرق الحد الأقصى للوقت البالغ 3 دقائق وقم بتعيين درجة 6.
    4. جدولة أيام الاختبار في نقاط زمنية محددة.
      ملاحظة: استبعد الفئران التي لا تكمل المشي ذهابا وإيابا لتجربتين قبل CHI من الجراحة اللاحقة والتقييم السلوكي للمتابعة.
  2. درجة الشدة العصبية المعدلة (mNSS)
    ملاحظة: يشمل تقييم mNSS الاختبارات الحركية ، والاختبارات الحسية ، وغياب المنعكس ، والحركات غير الطبيعية ، وتوازن الحزمة ، والمشي على الأرض 32،33 ، والتي تم إجراؤها بسرعة على أساس يومي.
    1. إجراء اختبارات الحركة.
      1. ارفع الجرذ من قاعدة الذيل وراقب ردود أفعال أطرافه لمدة 15 ثانية تقريبا لتقييم الانثناء والتمدد المناسبين.
      2. إذا لوحظ انثناء طبيعي في الطرف الأمامي ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لم يلاحظ أي انثناء ، فقم بتعيين درجة 1.
      3. إذا لوحظ انثناء طبيعي في الطرف الخلفي ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لم يلاحظ أي انثناء ، فقم بتعيين درجة 1.
      4. إذا تحرك الرأس >10 درجات إلى المحور الرأسي في غضون 30 ثانية بعد رفع الجرذ من الذيل ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لم يكن الأمر كذلك ، فقم بتعيين درجة 1.
        ملاحظة: سيتم تخصيص 3 درجات كحد أقصى في هذه الجلسة من الاختبار.
    2. إجراء اختبارات وضع الأطراف.
      ملاحظة: يتم إجراء اختبار التنسيب لتقييم التنسيق بين الحسي (البصري والإحساس باللمس والحس العميق) والوظيفة الحركية.
      1. اخفض الفئران ببطء نحو سطح الطاولة. لاحظ ما إذا كانت أقدام الفئران قد وصلت وتمتد نحو السطح.
      2. إذا وصلت الفئران إلى السطح مع تمديد كلا الطرفين وإلى الأمام ، فقم بتعيين درجة 0. إذا كان هناك تأخير أو عدم الرد، فقم بتعيين درجة 1.
      3. ضع الفئران على السطح واسحب المخلب على حافة الطاولة. لاحظ ما إذا كان مخلبه يعود إلى الوضع الطبيعي على سطح الطاولة.
      4. إذا لوحظت استجابات وضع فورية وطبيعية ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لوحظت تأخر وضع الردود، فقم بتعيين درجة 1. إذا لم يكن هناك رد، فقم بتعيين درجة 2.
        ملاحظة: سيتم تخصيص 3 درجات كحد أقصى في هذه الجلسة من الاختبار.
    3. لاحظ عكس الغياب والحركات غير الطبيعية.
      1. راقب اهتزازات الرأس لتقييم منعكس الصيوان عند لمس الصماخ السمعي بنهاية قطنية من قطعة قطن.
      2. إذا لوحظ رد فعل طبيعي ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لم يلاحظ أي رد فعل ، فقم بتعيين درجة 1.
      3. قم بتقييم وجود منعكس القرنية عن طريق لمس القرنية بنهاية قطنية من قطعة قطن.
      4. إذا تم استنباط استجابة طبيعية ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لم يتم استنباط استجابة وميض العين، فقم بتعيين درجة 1.
      5. قم بتصفيق قصير وقوي من اليدين. لاحظ وجود منعكس الذهول.
      6. إذا لوحظ رد فعل ، فقم بتعيين درجة 0. إذا لم يلاحظ أي رد فعل ، فقم بتعيين درجة 1.
      7. لاحظ ما إذا كان الجرذ يعاني من نوبات أو رمع عضلي أو موديستوني.
      8. في حالة حدوث أي منها ، قم بتعيين درجة 1.
        ملاحظة: سيتم تخصيص 4 درجات كحد أقصى في هذه الجلسة من الاختبار.
    4. قم بإجراء اختبار توازن الحزمة، كما هو موضح سابقا (الخطوة 3.1).
      ملاحظة: سيتم تخصيص 6 درجات كحد أقصى في هذه الجلسة من الاختبار.
    5. قم بإجراء اختبار المشي على الأرض.
      1. تجهيز ساحة الملعب المفتوح (طول 75 سم وعرض 50 سم وعمق 40 سم). تأكد من أنها نظيفة وخالية من أي إشارات رائحة سابقة.
      2. ضع فأرا في وسط ساحة الحقل المفتوح ولاحظ كيف يمشي الجرذ في الساحة.
      3. إذا كان الجرذ يقوم بالمشي المنتظم ، فقم بتعيين درجة 0.
      4. إذا لم يستطع الجرذ المشي بشكل مستقيم ، فقم بتعيين درجة 1.
      5. إذا سقط الجرذ على الجانب الصغير بعد وضعه على الأرض ، فقم بتعيين درجة 3.
        ملاحظة: سيتم تخصيص 3 درجات كحد أقصى في هذه الجلسة من الاختبار.
    6. لخص كل الدرجات. الحد الأقصى للدرجة الممكنة هو 18.
      ملاحظة: تشير الدرجة الأعلى إلى نتيجة أسوأ.

4. علم الأنسجة المناعية

  1. إجراء التروية عبر القلب35.
    ملاحظة: يتم إجراء التروية عبر القلب بعد فحص التصوير بالرنين المغناطيسي بعد 50 يوما من CHI (الشكل 1).
    1. ضع الفئران في غرفة حث صغيرة وقم بتخديرها بالأيزوفلوران (5٪) حتى لا تستجيب لقرص المخلب أو الذيل.
    2. يجب تطبيق 50 ملغ/كغ من وزن الجسم من الزوليتيل (50 ملغ/مل) و10 ملغ/كغ من وزن الجسم من الزيلازين (رومبون، 23.32 ملغ/مل) عن طريق الحقن داخل الصفاق للتخدير العميق.
    3. ضع الجرذ في وضع ضعيف.
    4. قم بعمل شق عرضي بطول 4-5 سم تقريبا تحت الصدر باستخدام المقص.
    5. حدد موقع الحجاب الحاجز واقطعه لكشف القلب.
    6. استخدم ملقطا مرقئا لتثبيت الشريان الرئوي ثم قم بعمل شق بطول 0.5-1 سم تقريبا في الأذين الأيمن.
    7. قم بتوصيل الإبرة بخط الأنابيب المتصل بمضخة التسريب.
    8. أدخل الإبرة في البطين الأيسر.
    9. اشطف من خلال التروية عبر القلب (40 مل / دقيقة) مع 500 مل من محلول ملحي 0.9٪ حتى يتم تصفية الدم.
    10. قم بنشر من خلال التروية عبر القلب (40 مل / دقيقة) مع 500 مل من 4٪ بارافورمالدهيد (PFA) للتثبيت.
    11. قم بإزالة رأس الفئران ، وقشر أنسجة المخ بعناية من الجمجمة.
    12. الحفاظ على الدماغ في حوالي 20 مل من 4٪ PFA في الزجاجة لمدة 48 ساعة لما بعد التثبيت.
  2. إجراء معالجة الأنسجة وتلوين IHC36،37.
    ملاحظة: قم بإجراء تلطيخ كيميائي مناعي على أقسام الأنسجة المثبتة بالفورمالين والبارافين باستخدام مجموعة نظام الكشف الثانوي للبيروكسيداز المناعي.
    1. استخدم أقسام الأنسجة الثابتة بالفورمالين والبارافين.
    2. قم بإجراء إزالة البارافينات ومعالجة الشرائح بنسبة 3٪ H2O2 لمنع نشاط البيروكسيديز الداخلي. قم بإجراء استرجاع المستضد باستخدام عازلة السترات عند 90 درجة مئوية.
    3. قم بإجراء تلطيخ كيميائي مناعي باستخدام مجموعة نظام الكشف الثانوي عن البيروكسيداز المناعي.
      ملاحظة: يتم تنفيذ إجراءات التلوين باتباع توصيات الشركة المصنعة.
    4. استخدم الهيماتوكسيلين لمواجهة العينات.
    5. قم بتركيب العينات بكاشف مضاد للبهتان.
    6. استخدم الأجسام المضادة للبروتين الحمضي الليفي الدبقي (GFAP) للتلوين الكيميائي المناعي.
    7. احصل على صور عائد الاستثمار باستخدام ماسح ضوئي للشرائح المجهر الضوئي (الشكل 6).

5. التحليل الإحصائي للسلوك ونتائج الصورة

ملاحظة: في الدراسة الحالية ، تم إجراء التحليل الإحصائي في SPSS. ومع ذلك ، يمكن إجراء التحليل الإحصائي في صناديق أدوات إحصائية أخرى.

  1. قم بتحميل البيانات بتنسيق عريض في ملف SPSS *.sav.
  2. إجراء تحليل التباين بالمقاييس المتكررة (ANOVA) لمقارنة النتائج السلوكية (الوزن الطبيعي ، mNSS ، ومدة المشي في الحزمة) والنتائج السلوكية (قيم FA في القشرة و CC) بمرور الوقت بين المجموعات.
    1. انقر فوق تحليل > النموذج الخطي العام > المقاييس المتكررة.
    2. قم بتعيين اسم في مربع اسم العامل داخل الموضوع (على سبيل المثال ، الوقت) وضع "3" في مربع عدد المستويات (ثلاثة مستويات بنقاط زمنية مختلفة للمتابعة). قم بتعيين اسم في مربع اسم القياس (على سبيل المثال، mNSS) في مربع الحوار تحديد عامل (عوامل) المقاييس المتكررة .
    3. قم بتحميل المتغيرات داخل الموضوع (البيانات التي تم الحصول عليها في ما قبل D1 و D50 بعد CHI) التي تحتاج إلى اختبار وحدد العامل بين الموضوعات (على سبيل المثال ، مجموعات ذات معلمات التأثير المختلفة) في مربع حوار المقاييس المتكررة .
    4. حدد Bonferroni كاختبار لاحق للعامل (العوامل) (على سبيل المثال ، مجموعات) في مربع الحوار المقارنات المتعددة اللاحقة للوسائل المرصودة .
      ملاحظة: لتصحيح المقارنات المتعددة ، تم تعديل خطأ النوع الأول باستخدام تصحيحات Bonferroni (0.05 / 3) للمقارنات بمرور الوقت. تم تعريف الدلالة الإحصائية ب p < 0.05 (تم تعديل SPSS).
  3. قم بإجراء تحليل ANOVA أحادي الاتجاه لمقارنة المنعكس الصحيح وتغيير الحجم القشري بين المجموعات.
    1. انقر فوق تحليل > مقارنة يعني > ANOVA أحادي الاتجاه.
    2. قم بتحميل المتغيرات (المنعكس الصحيح وتغيير الحجم القشري) في القائمة التابعة والمجموعات كعامل في مربع حوار ANOVA أحادي الاتجاه .
    3. حدد Bonferroni كاختبار لاحق في مربع الحوار ANOVA أحادي الاتجاه: مقارنات متعددة لاحقة .
      ملاحظة: لتصحيح المقارنات المتعددة ، تم تعديل خطأ النوع الأول باستخدام تصحيحات Bonferroni (0.05 / 5) للمقارنات بين المجموعات. تم تعريف الدلالة الإحصائية ب p < 0.05 (تم تعديل SPSS).

النتائج

يوضح الشكل 2 التصوير بالرنين المغناطيسي الطولي من تمثيلي مع CHI زائف ومتكرر في SMCx. لم يتم العثور على كسر كبير في الجمجمة أو كدمة في الدماغ في الصور المرجحة T2 في 1 و 50 يوما بعد CHI. لم يتم العثور على وذمة أو تشوه كبير في WM في خرائط FA في 1 و 50 يوما بعد CHI. نجت جميع الت?...

Discussion

تهدف هذه الدراسة إلى إنشاء نموذج حيواني لإصابات الدماغ الرضحية الخفيفة غير المعقدة (mTBI) لتقييم الآثار التراكمية للإصابات الفردية والمتكررة ، بالإضافة إلى نتائج التأثيرات على مناطق الدماغ المختلفة. تم تصميم نموذج إصابة الرأس المغلقة (CHI) ، المقتبس من نموذج إصابات إنزال ا...

Disclosures

ليس لدى المؤلفين تضارب محتمل في المصالح للإفصاح عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل بمنحة بحثية من المجلس الوطني للعلوم والتكنولوجيا (NSTC) في تايوان (NSTC 113-2314-B-A49-047).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AcetaminophenCenter Laboratories IncN02BE01
Antibiotics (Dermanest cream)Commwell Pharmaceutial Co., Ltd49391
Antigen Retrival buffer (100x Citrate buffer)AbcamAB93678
Anti-glial fibrillary acidic protein (GFAP) antibodyBioworld Technology, IncBS6460
Balance beamCustom madeCustom made3 cm depth, 3 cm width, 80 cm length, and 60 cm above the floor
Behavior apparatus
Circular helmetCustom madeCustom madeStainless steel, 10-mm diameter, 1-mm thickness
Closed-head injury
Closed-Head injury impactorCustom madeCustom madeA stainless steel tube (1-m height with 20-mm inner diameter), a secured impactor with a round tip (stainless steel, 10-mm tip diameter) at the bottom of the tube, a weight (stainless steel, 600 g). 
FormalinBioworld Technology, IncC72
Gas Anesthesia Instrument (Vaporizer)RWD Life Science Co.R580S Animal Anesthesia Vaporizers and Accessories
HematoxylinBioman Scientific Co., Ltd17372-87-1
Immunohistology
Immunoperoxidase Secondary Detection system kitBio-Check Laboratories LtdK5007
Isoflurane Panion & BF Biotech Inc.8547
LidocaineStep Technology Co., LtdN01BB02
light microscope slide scannerOlympusBX63
MR-compatible small animal monitoring and gating systemSA InstrumentsModel 1025 The monitoring kit with the respiratory pillow, ECG electrodes, and rectal probe 
MRI
MRI operating councilBrukerBiospecParavision 360 software.
MRI SystemBrukerBiospecPET/MR scanner (PET inline), 7 T, 105 cm  inner bore diameter with gradient set. 
Open field arenaCustom madeCustom made75 cm length, 50 cm width, and 40 cm depth
Pulse oximeterSTARR Life Sciences Corp. MouseOx PlusMouse & Rat Pulse Oximeter
Rat AdaptorsRWD Life Science Co.68021
SPSS Statistics 29IBMVersion 29.0
Stereotaxic frameRWD Life Science Co.G1124901-001
Volume coilBrukerBiospec40-mm inner diameter, transceiver for radiofrequency excitation and signal receiving.
XylazineBayer Taiwan Company Ltd
ZoletilVirbacBN8M3YA

References

  1. Roozenbeek, B., Maas, A. I., Menon, D. K. Changing patterns in the epidemiology of traumatic brain injury. Nat Rev Neurol. 9 (4), 231-236 (2013).
  2. Sosin, D. M., Sniezek, J. E., Thurman, D. J. Incidence of mild and moderate brain injury in the United States, 1991. Brain Inj. 10 (1), 47-54 (1996).
  3. Hayes, J. P., et al. Mild traumatic brain injury is associated with reduced cortical thickness in those at risk for Alzheimer's disease. Brain. 140 (3), 813-825 (2017).
  4. Richter, S., et al. Handling of missing outcome data in traumatic brain injury research: A systematic review. J Neurotrauma. 36 (19), 2743-2752 (2019).
  5. Aungst, S. L., Kabadi, S. V., Thompson, S. M., Stoica, B. A., Faden, A. I. Repeated mild traumatic brain injury causes chronic neuroinflammation, changes in hippocampal synaptic plasticity, and associated cognitive deficits. J Cereb Blood Flow Metab. 34 (7), 1223-1232 (2014).
  6. Mez, J., et al. Clinicopathological evaluation of chronic traumatic encephalopathy in players of American football. JAMA. 318 (4), 360-370 (2017).
  7. Bodnar, C. N., Roberts, K. N., Higgins, E. K., Bachstetter, A. D. A systematic review of closed head injury models of mild traumatic brain injury in mice and rats. J Neurotrauma. 36 (11), 1683-1706 (2019).
  8. Cheng, C., Lu, C. F., Hsieh, B. Y., Huang, S. H., Kao, Y. J. Anisotropy component of DTI reveals long-term neuroinflammation following repetitive mild traumatic brain injury in rats. Eur Radiol Exp. 8 (1), 82 (2024).
  9. Hoogenboom, W. S., Branch, C. A., Lipton, M. L. Animal models of closed-skull, repetitive mild traumatic brain injury. Pharmacol Ther. 198, 109-122 (2019).
  10. Hoogenboom, W. S., et al. Evolving brain and behaviour changes in rats following repetitive subconcussive head impacts. Brain Commun. 5 (6), fcad316 (2023).
  11. Kao, Y. J., et al. Behavioral and structural effects of single and repeat closed-head injury. AJNR Am J Neuroradiol. 40 (4), 601-608 (2019).
  12. Yu, F., et al. Repetitive model of mild traumatic brain injury produces cortical abnormalities detectable by magnetic resonance diffusion imaging, histopathology, and behavior. J Neurotrauma. 34 (7), 1364-1381 (2017).
  13. Mountney, A., et al. Functional and molecular correlates after single and repeated rat closed-head concussion: Indices of vulnerability after brain injury. J Neurotrauma. 34 (19), 2768-2789 (2017).
  14. Prins, M. L., Alexander, D., Giza, C. C., Hovda, D. A. Repeated mild traumatic brain injury: mechanisms of cerebral vulnerability. J Neurotrauma. 30 (1), 30-38 (2013).
  15. Obenaus, A., et al. Progressive lifespan modifications in the corpus callosum following a single juvenile concussion in male mice monitored by diffusion MRI. bioRxiv. , (2023).
  16. Obenaus, A., et al. A single mild juvenile TBI in male mice leads to regional brain tissue abnormalities at 12 months of age that correlate with cognitive impairment at the middle age. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 32 (2023).
  17. Soni, N., Mohamed, A. Z., Kurniawan, N. D., Borges, K., Nasrallah, F. Diffusion magnetic resonance imaging unveils the spatiotemporal microstructural gray matter changes following injury in the rodent brain. J Neurotrauma. 36 (8), 1306-1317 (2019).
  18. Clement, T., et al. Juvenile mild traumatic brain injury elicits distinct spatiotemporal astrocyte responses. Glia. 68 (3), 528-542 (2020).
  19. Tu, T. W., et al. Radiological-pathological correlation of diffusion tensor and magnetization transfer imaging in a closed head traumatic brain injury model. Ann Neurol. 79 (6), 907-920 (2016).
  20. Zamani, A., et al. White matter changes following experimental pediatric traumatic brain injury: an advanced diffusion-weighted imaging investigation. Brain Imaging Behav. 15 (6), 2766-2774 (2021).
  21. Lavender, A. P., et al. Repeated long-term sub-concussion impacts induce motor dysfunction in rats: A potential rodent model. Front Neurol. 11, 491 (2020).
  22. Bailes, J. E., Petraglia, A. L., Omalu, B. I., Nauman, E., Talavage, T. Role of subconcussion in repetitive mild traumatic brain injury. J Neurosurg. 119 (5), 1235-1245 (2013).
  23. Nowak, M. K., et al. Neuro-ophthalmologic response to repetitive subconcussive head impacts: A randomized clinical trial. JAMA Ophthalmol. 138 (4), 350-357 (2020).
  24. Pritchett-Corning, K. R., Luo, Y., Mulder, G. B., White, W. J. Principles of rodent surgery for the new surgeon. J Vis Exp. 47, e2586 (2011).
  25. Dewitt, D. S., Perez-Polo, R., Hulsebosch, C. E., Dash, P. K., Robertson, C. S. Challenges in the development of rodent models of mild traumatic brain injury. J Neurotrauma. 30 (9), 688-701 (2013).
  26. Masse, I. O., et al. A novel and translational rat model of concussion combining force and rotation with in vivo cerebral microdialysis. J Vis Exp. (149), e59585 (2019).
  27. Mychasiuk, R., et al. A novel model of mild traumatic brain injury for juvenile rats. J Vis Exp. (94), e51820 (2014).
  28. Li, R., et al. Restoring susceptibility induced MRI signal loss in rat brain at 9.4 T: A step towards whole brain functional connectivity imaging. PLoS One. 10 (4), e0119450 (2015).
  29. Mandeville, J. B., et al. Dynamic functional imaging of relative cerebral blood volume during rat forepaw stimulation. Magn Reson Med. 39 (4), 615-624 (1998).
  30. Braeckman, K., Descamps, B., Vanhove, C. Advanced diffusion imaging in the hippocampus of rats with mild traumatic brain injury. J Vis Exp. 150, e60012 (2019).
  31. Otsu, N. A threshold selection method from gray-level histograms. Automatica. 11 (285-296), 23-27 (1975).
  32. Chen, J., et al. Therapeutic benefit of intravenous administration of bone marrow stromal cells after cerebral ischemia in rats. Stroke. 32 (4), 1005-1011 (2001).
  33. Li, Z., et al. Progesterone increases circulating endothelial progenitor cells and induces neural regeneration after traumatic brain injury in aged rats. J Neurotrauma. 29 (2), 343-353 (2012).
  34. Moreira, N., et al. Ivermectin reduces motor coordination, serum testosterone, and central neurotransmitter levels but does not affect sexual motivation in male rats. Reprod Toxicol. 74, 195-203 (2017).
  35. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. 65, e3564 (2012).
  36. Kalman, M., Hajos, F. Distribution of glial fibrillary acidic protein (GFAP)-immunoreactive astrocytes in the rat brain. I. Forebrain. Exp Brain Res. 78 (1), 147-163 (1989).
  37. Takamiya, Y., Kohsaka, S., Toya, S., Otani, M., Tsukada, Y. Immunohistochemical studies on the proliferation of reactive astrocytes and the expression of cytoskeletal proteins following brain injury in rats. Brain Res. 466 (2), 201-210 (1988).
  38. Chary, K., et al. Microstructural tissue changes in a rat model of mild traumatic brain injury. Front Neurosci. 15, 746214 (2021).
  39. Neale, K. J., et al. Repeated mild traumatic brain injury causes sex-specific increases in cell proliferation and inflammation in juvenile rats. J Neuroinflammation. 20 (1), 250 (2023).
  40. Bolton-Hall, A. N., Hubbard, W. B., Saatman, K. E. Experimental designs for repeated mild traumatic brain injury: Challenges and considerations. J Neurotrauma. 36 (8), 1203-1221 (2019).
  41. Marmarou, A., et al. A new model of diffuse brain injury in rats. Part I: Pathophysiology and biomechanics. J Neurosurg. 80 (2), 291-300 (1994).
  42. Berman, R., et al. Loss of consciousness and righting reflex following traumatic brain injury: Predictors of post-injury symptom development (a narrative review). Brain Sci. 13 (5), 750 (2023).
  43. LaPlaca, M. C., et al. Preclinical common data elements for traumatic brain injury research: progress and use cases. J Neurotrauma. 38 (10), 1399-1410 (2021).
  44. Shultz, S. R., et al. Clinical relevance of behavior testing in animal models of traumatic brain injury. J Neurotrauma. 37 (22), 2381-2400 (2020).
  45. Mandino, F., et al. Animal functional magnetic resonance imaging: Trends and path toward standardization. Front Neuroinform. 13, 78 (2019).
  46. Kahriman, A., Bouley, J., Bosco, D. A., Shazeeb, M. S., Henninger, N. Differential association of baseline body weight and body-weight loss with neurological deficits, histology, and death after repetitive closed head traumatic brain injury. Neurosci Lett. 771, 136430 (2022).
  47. Choi, S., et al. DTI at 7 and 3 T: systematic comparison of SNR and its influence on quantitative metrics. Magn Reson Imaging. 29 (6), 739-751 (2011).
  48. Yao, X., et al. Effect of increasing diffusion gradient direction number on diffusion tensor imaging fiber tracking in the human brain. Korean J Radiol. 16 (2), 410-418 (2015).
  49. Bielanin, J. P., Metwally, S. A. H., Paruchuri, S. S., Sun, D. An overview of mild traumatic brain injuries and emerging therapeutic targets. Neurochem Int. 172, 105655 (2024).
  50. Kim, E., Yoo, R. E., Seong, M. Y., Oh, B. M. A systematic review and data synthesis of longitudinal changes in white matter integrity after mild traumatic brain injury assessed by diffusion tensor imaging in adults. Eur J Radiol. 147, 110117 (2022).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

JoVE 218

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved