Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يعد تصفية الأنسولين الكبدي أمرا بالغ الأهمية لتنظيم توازن الجلوكوز. توضح هذه المقالة إجراء سهل الاستخدام للتروية الكبدية لتقييم معدل تصفية الأنسولين الكبدي في الموقع مباشرة في الفئران.

Abstract

يعد تصفية الأنسولين الكبدي أمرا ضروريا للحفاظ على توازن الجلوكوز ويرتبط ارتباطا وثيقا باضطرابات التمثيل الغذائي مثل السمنة ومقاومة الأنسولين ومرض السكري. يعد القياس الدقيق لتصفية الأنسولين أمرا حيويا لفهم الآليات الكامنة وراء هذه الحالات. يقدم هذا البروتوكول إجراء مباشرا وسهل الاستخدام للتروية الكبدية في الفئران ، مصمما خصيصا لتقييم معدل تصفية الأنسولين الكبدي بشكل مباشر. تتضمن الطريقة قنية دقيقة للوريد البابي والوريد الأجوف السفلي فوق الإيجابي لإنشاء نظام نضح في الموقع يحاكي الظروف الفسيولوجية. يوجه البروتوكول الباحثين خلال كل مرحلة من مراحل الإجراء ، من التحضير الجراحي وإعداد نظام التروية إلى جمع العينات وتحليلها. يتم توفير تعليمات مفصلة ، جنبا إلى جنب مع النتائج التمثيلية والنصائح المهمة لتحسين الإجراء. ويرافق البروتوكول المكتوب فيديو تعليمي، ويقدم تعليمات ورسوم توضيحية متعمقة بصريا، مما يجعله مرجعا شاملا ومتاحا للعلماء لاستكشاف الآليات الجزيئية الكامنة وراء استقلاب الأنسولين الكبدي وإزالته.

Introduction

أصبح اكتشاف الأنسولين أحد المعالم البارزة في القرن الماضي. يعرف الكثير عن تنظيم تخليق الأنسولين وإفرازه ووظائفه الفسيولوجية في الأنسجة الأيضية. ومع ذلك، كان هناك تركيز أقل على تحلل الأنسولين وآلياته التنظيمية. يمكن فهم استقلاب الأنسولين على أنه التفاعل بين وظيفة خلايا بيتا ومقاومة الأنسولين (IR) أو الحساسية وتصفية الأنسولين. إلى جانب إفراز الأنسولين ، يلعب تصفية الأنسولين الكبدي دورا مهما في الحفاظ على مستوى الأنسولين الاستتبابي الضروري للوصول إلى الأنسجة المستهدفة المحيطية وتسهيل عمل الأنسولين المناسب1. حددت دراسات متعددة ضعف تصفية الأنسولين كعامل حاسم في التسبب في فرط أنسولين الدم في متلازمة التمثيل الغذائي ، وكذلك في حالات أخرى مثل مرض السكري من النوع2،3 ، والتهاب الكبد الدهني غير الكحولي4 ، ومتلازمة المبيضالمتعدد الكيسات 5. وبالتالي ، فإن فرط أنسولين الدم الثانوي إلى انخفاض التصفية قد يلعب دورا في التسبب في مرض التمثيل الغذائي. الاستراتيجيات التي تعمل على تحسين تصفية الأنسولين لديها القدرة على عكس الآثار غير المواتية لفرط الأنسولين في الدم لدى هؤلاء الأفراد.

الأنسولين له نمط فريد من نوعه في التوزيع. يعتمد مستوى الأنسولين البلازما المتداول على التوازن بين إفراز الأنسولين وإزالته. يفرز البنكرياس الأنسولين في الوريد البابي بطريقة نابضة ، ويوجهه إلى خلايا الكبد. باعتباره أول عضو يواجه إفراز الأنسولين ، يحلل الكبد غالبية الأنسولين خلال مروره الأول ، وهو ما يمثل 60٪ -70٪ من إجمالي الأنسولين6. يخرج الأنسولين المتبقي من الكبد عبر الوريد الكبدي ، ويدخل الدورة الدموية الجهازية ، حيث يتم استخدامه جزئيا بواسطة الأنسجة الطرفية (العضلات والأنسجة الدهنية والكلى) قبل أن يتم استخراجه بواسطة الكبد خلال مروره الثاني عبر الشريان الكبدي7.

يعد القياس الدقيق لتصفية الأنسولين أمرا بالغ الأهمية. يعد القياس المباشر لتصفية الأنسولين الكبدي في الدراسات البشرية أمرا صعبا لأن الحصول على عينات دم من البوابة والأوردة الكبدية أمر صعب. تستخدم كل من الطرق المباشرة وغير المباشرة لتقدير تصفية الأنسولين في البشر والنماذج الحيوانية. يتم استخدام ما يقرب من ثلاث استراتيجيات لقياس تصفية الأنسولين بشكل غير مباشر. تتضمن التقييمات الأكثر استخداما في الممارسة السريرية طرقا تستند إلى نسبة المولار C / الأنسولين8. يرتكز هذا النهج على الإفراز متساوي المولار لكل من الببتيدات وغياب استخراج الببتيد C بواسطة الكبد9. تعتمد المجموعة الثانية من الطرق على التحليل الرياضي لمنحنيات اضمحلال البلازما للأنسولين بعد إدخال معروف ومحدد: الهرمون في الدورةالدموية 2،10،11. تعتمد الطريقة الثالثة على حقيقة أن ضخ الأنسولين بمعدل ثابت يؤدي إلى مستويات ثابتة من الهرمون في الدم ، حيث يتطابق معدل الإزالة مع معدل الإعطاء12. تعكس هذه الطرق غير المباشرة في المقام الأول تصفية الأنسولين بشكل عام في الجسم. بالنظر إلى أن الكبد هو الموقع الأساسي لتصفية الأنسولين ويلعب دورا مهما في هذه العملية ، فمن الضروري إجراء تقييم مباشر لإزالة الأنسولين الكبدي.

قامت الدراسات السابقة بقياس استخراج الأنسولين الكبدي بشكل مباشر في السليمة13،14. استخدمت الدراسات أيضا نموذجا معزولا لكبد الفئران المنغمس لتقييم استخراج الأنسولين من الكبد15،16. نظرا للتوافر العالي للسلالات المعدلة وراثيا ، تعمل الفئران كنماذج قيمة للتحقيق في المسارات الجزيئية. استخدمت بعض الدراسات17 تروية الكبد لتقييم تصفية الأنسولين الكبدي مباشرة في نموذج الفأر. في هذه الدراسات ، يتم حقن مادة تحتوي على الأنسولين البشري في الوريد البابي ويتم جمعها من الوريد الأجوف السفلي. تشير نسبة الأنسولين التي يمتصها الكبد إلى خلوصه. تحافظ تقنية نضح الكبد على الكبد في ظل ظروف شبه فسيولوجية عن طريق تدوير إنشاءات دافئة ومؤكسجة وغنية بالمغذيات عبر الأوعية الدموية في الكبد. ومع ذلك ، لا توجد إرشادات عملية كافية ونصائح أساسية لتطوير هذه التقنية ونشرها.

وبالتالي ، في حين أن تصفية الأنسولين الكبدي قد حظيت باهتمام متزايد ، فإن دورها في الاضطرابات ، وكذلك آلياته الجزيئية ، لا يزال غير واضح18. لذلك ، هناك حاجة ماسة إلى التقنيات المتقدمة في مجال البحث العلمي. يحدد هذا البروتوكول إجراء مفصل معدل للتروية الكبدية في الفئران لتقييم تصفية الأنسولين الكبدي. بالإضافة إلى ذلك ، يمكن أيضا استخدام هذه الطريقة لدراسة آثار الأدوية على الكبد ، بما في ذلك تأثير المرور الأول ، وعمليات نقل الأدوية ، وجوانب أخرى مختلفة.

Protocol

تمت الموافقة على هذا البروتوكول من قبل لجنة رعاية واستخدامه بجامعة نانجينغ الطبية (IACUC-2105018) واتبع إرشادات اللجنة المؤسسية لرعاية واستخدامها. تم الحفاظ على جميع الفئران C57BL / 6N في دورة إضاءة / ظلام مدتها 12 ساعة مع حرية الوصول إلى الطعام والماء. تم تقسيم الفئران البالغة من العمر ستة أسابيع بشكل عشوائي إلى مجموعة نظام تشاو الغذائي (CD) ومجموعة نظام غذائي غني بالدهون (HFD). تم تغذية مجموعة HFD بنظام غذائي غني بالدهون بنسبة 60٪ واستمرت في هذا النظام الغذائي حتى عمر 10 أسابيع. كان متوسط وزن الجسم 28.55 جم ± 1.2 غرام لمجموعة HFD و 24.3 غرام ± 0.48 غرام للمجموعة الشاهدة. تفاصيل الكواشف والمعدات المستخدمة في هذه الدراسة مدرجة في جدول المواد.

1. التحضير

  1. إجراء التعقيم المطلوب للأدوات الجراحية والمواد الاستهلاكية من خلال التعقيم.
  2. ضع الأدوات الجراحية ، وخياطة الحرير 6-0 ، وقضيب القطن الصغير المعقم ، وحقن كلوريد الصوديوم (500 مل) ، ومسحات القطن ، والإسفنج بشكل مناسب على طاولة العملية.
  3. تحضير 30 مل من المحلول الملحي الهيباريني بتركيز نهائي 200 وحدة دولية / مل.
  4. تحضير أنبوبين من السيليكون بقطر داخلي 0.31 مم وقطر خارجي 0.64 مم ؛ أحدهما بطول 4 سم للاستخدام كقسطرة للوريد البابي ، والآخر بطول 10 سم لاستخدامه كقسطرة الوريد الأجوف السفلي.
  5. تحضير المخزن المؤقت للتروية Krebs-Henseleit (KRBH) الذي يحتوي على 5.0 مليمول / لتر جلوكوز و 0.25٪ BSA.
  6. تحضير المخزن المؤقت للتروية Krebs-Henseleit (KRBH) الذي يحتوي على 5.0 مليمول / لتر جلوكوز ، و 0.25٪ BSA ، و 4.0 نانوغرام / مل من الأنسولين البشري.
  7. قم بإعداد نظام تروية الكبد. يوضح الشكل 1 المكونات الرئيسية لنظام نضح الكبد.

2. القسطرة الجراحية

  1. تحضير خليط التخدير باتباع الخطوات التالية:
    1. مخفف زوليتيل 50 (250 مجم / 5 مل) 10 مرات بمحلول كلوريد الصوديوم 0.9٪.
    2. يخفف زيلازين هيدروكلوريد (200 مجم / 2 مل) 10 مرات بمحلول كلوريد الصوديوم 0.9٪.
    3. امزج محلول Zoletil 50 0.5٪ مع محلول هيدروكلوريد زيلازين 1٪ بنسبة 1: 1.
  2. تخدير الفئران.
    1. تحقق من وزن جسم الماوس وسجله. يتم تطبيق خليط المخدر عن طريق الحقن داخل الصفاق بجرعة 5 مل/كغ من وزن الجسم (2.5 ملغ/مل زوليتيل 50؛ 5 ملغ/مل زيلازين هيدروكلوريد). يحدث ظهور التخدير عادة في غضون 5-10 دقائق بعد الحقن ، ويشار إليه بفقدان المنعكس الصحيح وانخفاض الاستجابة للمنبهات الخارجية.
    2. انقل الماوس إلى جدول التشغيل. تأمين الأطراف باستخدام شريط لاصق. قم بإدارة 2.5 U / g الهيبارين داخل الصفاق لتحقيق الهيبارين.
    3. استخدم ماكينة حلاقة كهربائية لتقليم الفراء على جلد البطن وتطهير المنطقة بمحلول بوفيدون اليود.
  3. إجراء قسطرة الوريد البابي.
    1. قم بعمل شق طولي 4 سم من أسفل البطن باتجاه عملية الخنجري على طول خط منتصف البطن. قم بقص الصفاق بعناية بالمقص لتجنب إتلاف الأعضاء الحشوية. أدخل ضام البطن للفأر لكشف المجال الجراحي.
    2. حرك الأمعاء إلى اليمين للكشف عن الوريد البابي والكلية اليمنى والوريد الأجوف السفلي (الشكل 2 أ). استخدم ملقط الشريان لتثبيت الوريد الأجوف في الحافة العلوية للكلى.
    3. اعزل الوريد البابي (الشكل 2 أ) واربط الطرف البعيد بخيطة حريرية 6-0. اربط خياطة أخرى بشكل غير محكم على الطرف القريب من الوعاء المكشوف.
    4. قم بعمل شق بالقرب من الطرف المربوط بمقص زنبركي وأدخل القسطرة. تقدم القسطرة عبر الشق حتى مستوى تشعب البوابة.
    5. قم بتأمين كلا الرباطين حول القسطرة وتأكد من أخذ العينات المناسبة عن طريق توصيل الطرف الحر للقسطرة بحقنة أخذ العينات. اغسل بمحلول ملحي هيبارين وقم بتثبيت القسطرة (الشكل 2 ج).
    6. قم بإزالة جهاز الجر وإعادة ضبط الأمعاء. قم بتغطية المنطقة الجراحية بشاش معقم مبلل بالمحلول الملحي أو القطن.
  4. إجراء قسطرة الوريد الأجوف السفلي فوق الهيباتيك.
    1. قم بعمل شق على طول القص من عملية الخنجري ، مع تعريض القص.
    2. قم بقطع القص عموديا وقطع الحجاب الحاجز على طول هامش الضلع لفضح التجويف الصدري.
    3. كشف وعزل الوريد الأجوف السفلي فوق الهيباتيك (الشكل 2 ب). اربط الطرف البعيد بعناية بخياطة حريرية 6-0. اربط خياطة أخرى بشكل غير محكم على الطرف القريب من الوعاء.
    4. قم بعمل شق أسفل الطرف المربوط مباشرة بمقص زنبركي وأدخل قسطرة مقاس 10 سم. ادفع القسطرة حتى يقترب طرف القسطرة من الكبد واربط كلا الرباطين بإحكام. تأكد من أخذ العينات المناسبة وقم بتثبيت الطرف الحر للقسطرة (الشكل 2 د).
    5. اشطف المنطقة الجراحية بمحلول ملحي. قم بتغطية السطح بشاش معقم مبلل بالمحلول الملحي.

3. نضح الكبد

  1. القتل الرحيم للفأر باستخدام جرعة زائدة من التخدير وبضع الصدر وفقا للإرشادات المؤسسية لرعاية واستخدامها ، مما يضمن تنفيذ جميع الإجراءات بطريقة تقلل من المعاناة.
  2. قم بإعداد نظام تروية الكبد ، والذي يتضمن جهاز أكسجين ، وجهاز تعديل درجة الحرارة ، ومضخة تسريب ، وأنابيب تسريب ، كما هو موضح في الشكل 1.
  3. توفير تدفق غاز مستمر بنسبة 95٪ أكسجين و 5٪ ثاني أكسيد الكربون إلى الأكسجين.
  4. قم بتشغيل الحمام المائي وقم بتسخين حجرة الأعضاء مسبقا إلى 37 درجة مئوية.
  5. تحضير المخزن المؤقت للتروية KRBH مع الأنسولين وبدونه. قم بتجهيز نظام الأنابيب باستخدام عازلة التروية المحتضنة في حمام مائي عند 37 درجة مئوية.
    ملاحظة: KRBH خالي من BSA والجلوكوز. يحتوي المخزن المؤقت للتروية KRBH بدون الأنسولين البشري على 5.0 مليمول / لتر جلوكوز و 0.25٪ BSA ، بينما يحتوي المخزن المؤقت للتروية KRBH مع الأنسولين البشري على 5.0 مليمول / لتر جلوكوز ، و 0.25٪ BSA ، و 4.0 نانوغرام / مل من الأنسولين البشري.
  6. ضع الماوس في وعاء مع الحفاظ على درجة الحرارة البيئية عند 37 درجة مئوية تقريبا. استخدم وسادة تسخين للحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 درجة مئوية.
  7. قم بغرس المخزن المؤقت KRBH من خلال قسطرة الوريد البابي. اضبط معدل التسريب على 0.2 مل / دقيقة عبر مضخة صغيرة.
  8. لاحظ أن الكبد يصبح شاحبا في غضون ثوان ، مما يشير إلى أن التروية المؤقتة تتدفق عبر الكبد. لطرد المزيد من خلايا الدم المتبقية في الكبد ، أوقف التسريب مؤقتا لمدة دقيقة واحدة عند النقاط الزمنية التي تبلغ 4 دقائق و 8 دقائق ، وابدأ التوقيت في بداية التروية.
  9. قم بتنقية الكبد باستخدام المخزن المؤقت KRBH لمدة 10 دقائق (باستثناء الفترتين المؤقتتين لمدة دقيقة واحدة) ، مما يمثل فترة التوازن. اجمع العينة القاعدية من قسطرة الوريد الأجوف السفلي.
  10. قم بتفرغ الكبد بنفس المحلول المخصب بالأنسولين (4.0 نانوغرام / مل من الأنسولين البشري) لمدة 30 دقيقة إضافية.
  11. اجمع جميع العينات من أنبوب الوريد الأجوف السفلي كل 2 دقيقة.
  12. سجل وزن الكبد بعد التروية. اجمع عينات الكبد من فصوص مختلفة ، وقم بتجميدها على الفور في النيتروجين السائل ، ثم انقلها إلى -80 درجة مئوية للتخزين.
  13. أجهزة الطرد المركزي جميع عينات التروية التي جمعت عند ~ 1,000 × جم لمدة 10 دقائق عند 4 درجات مئوية. اجمع المواد الطافية وانقلها إلى -80 درجة مئوية للتخزين.
    ملاحظة: يتم قياس تركيز الأنسولين في عينات التروية باستخدام مجموعات مقايسة الممتز المناعي المرتبط بإنزيم الأنسولين البشري (ELISA).
  14. بعد الإجراء ، تأكد من التخلص من جميع النفايات البيولوجية وفقا للوائح السلامة.

4. تحليل البيانات

  1. اعرض البيانات في الرسوم البيانية XY التي توضح ناتج تركيز الأنسولين بمرور الوقت.
  2. احسب متوسط معدل تصفية الأنسولين الكبدي (HICRAVE) باستخدام الصيغة التالية:
    HICRAVE = (1−Cf / Ci) × 100٪
    حيث Ci = تركيز الأنسولين الأولي للمخزن المؤقت للتسريب ، Cf = المتوسط النهائي لتركيز الأنسولين في آخر 10 دقائق من الوريد الأجوف السفلي فوق الرحميد.

النتائج

يحدد هذا البروتوكول إجراء تسريب الكبد لحساب تصفية الأنسولين الكبدي مباشرة. هذا النموذج موثوق به وقابل للتكرار. يظهر مثال على النتائج التي تم الحصول عليها من تجربة في الشكل 3. بعد فترة توازن مدتها 10 دقائق ، تم ترشيح عازلة KRBH المكملة ب 4.0 نانوغرام / مل من الأن...

Discussion

الخطوات الحاسمة في البروتوكول
يجب إجراء العمليات الجراحية الموصوفة أعلاه بعناية لطيفة لتجنب حدوث أي آفات في الكبد. علاوة على ذلك ، فإن البنية الهشة لجدار الأوعية الدموية في الكبد تجعله عرضة للثقب والنزيف اللاحق إذا لم يتم التعامل معه بحذر أثناء القنية. يتم اس...

Disclosures

ولم يعلن عن أي تضارب في المصالح.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل المؤسسة الوطنية للعلوم الطبيعية في الصين (82200948 و 82270921 و 82170882).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
60% high-fat dietResearch Diets, USAD12492
Alanine aminotransferase Assay KitNanjing Jiancheng Bioengineering InstituteC009-2-1
Anhydrous GlucoseSangon Biotech50-99-7500 G
Aspartate aminotransferase Assay KitNanjing Jiancheng Bioengineering InstituteC010-2-1
Bovine Serum AlbuminGeminiBio700-107PFatty Acid-Free
Contour TS Blood Glucose MeterBayerPH220800019
Contour TS Blood Glucose Test StripsBayerDP38M3F05A
Heparin Sodium Changzhou Qian hong Bio-pharmaH3202208812500 U/2mL
Human insulinNovo NordiskS20191007300 U/3mL
Human insulin immunoassay kitEzassay BiotechnologyHM200
KRBH buffer (Sugar, BSA free)coolaberSL65501500 mL
Membrane oxygenatorXi'an Xijing Medical Appliance5
Microscopic scissorsShanghai JinzhongYBC020
Micro-serrefine clampNingbo Medical Needle180709
Microsurgery forcepsShanghai JinzhongWA3010, WA3020
Needle type filterN-bulivLG05-133-2
Povidone-iodine SolutionShanghai likang Disinfectant Hi-Tech20231016J
pump 11 EliteHarvard ApparatusPC5 70-4500
RetractorGlobalebio (Beijing) TechnologyGEKK-10mm10 mm
Silicone Tubingscientific commodities#BB518-120.31 mm × 0.64 mm
Silicone TubingFisher Scientific#11-189-15AID 0.5 mm
Sodium Chloride InjectionBaxterS24020234.5 g/500 mL
Surgical silk sutureYangzhou Huanyu Medical Equipment6-0
Temperature modulationXi'an Xijing Medical Appliance6
Thermostatic water bathJiaxing Junsi ElectronicsHIH-1220 V 50 HZ
Three-way JointYISAIAQTCY1.6ID 0.4 mm
Xylazine Hydrochloride InjectionShengXin20240106200 mg/2mL
Zoletil 50VirbacWK001250 mg/5mL

References

  1. Najjar, S. M., Perdomo, G. Hepatic insulin clearance: Mechanism and physiology. Physiology (Bethesda). 34 (3), 198-215 (2019).
  2. Fu, Z., et al. Impaired insulin clearance as the initial regulator of obesity-associated hyperinsulinemia: Novel insight into the underlying mechanism based on serum bile acid profiles. Diabetes Care. 45 (2), 425-435 (2022).
  3. Koh, H. E., Cao, C., Mittendorfer, B. Insulin clearance in obesity and type 2 diabetes. Int J Mol Sci. 23 (2), 596 (2022).
  4. Bril, F., et al. Relationship between disease severity, hyperinsulinemia, and impaired insulin clearance in patients with nonalcoholic steatohepatitis. Hepatology. 59 (6), 2178-2187 (2014).
  5. Herman, R., Sikonja, J., Jensterle, M., Janez, A., Dolzan, V. Insulin metabolism in polycystic ovary syndrome: Secretion, signaling, and clearance. Int J Mol Sci. 24 (4), 3140 (2023).
  6. Najjar, S. M., Caprio, S., Gastaldelli, A. Insulin clearance in health and disease. Annu Rev Physiol. 85, 363-381 (2023).
  7. Polidori, D. C., Bergman, R. N., Chung, S. T., Sumner, A. E. Hepatic and extrahepatic insulin clearance are differentially regulated: Results from a novel model-based analysis of intravenous glucose tolerance data. Diabetes. 65 (6), 1556-1564 (2016).
  8. Castillo, M. J., Scheen, A. J., Letiexhe, M. R., Lefebvre, P. J. How to measure insulin clearance. Diabetes Metab Rev. 10 (2), 119-150 (1994).
  9. Rubenstein, A. H., Pottenger, L. A., Mako, M., Getz, G. S., Steiner, D. F. The metabolism of proinsulin and insulin by the liver. J Clin Invest. 51 (4), 912-921 (1972).
  10. Terris, S., Steiner, D. F. Binding and degradation of 125i-insulin by rat hepatocytes. J Biol Chem. 250 (21), 8389-8398 (1975).
  11. Ooms, H. A., Arnould, Y., Rosa, U., Pennisi, G. F., Franckson, J. R. Total metabolic clearance of crystalline insulin and radio-iodide substitued insulin. Pathol Biol. 16 (5), 241-245 (1968).
  12. Defronzo, R. A., Tobin, J. D., Andres, R. Glucose clamp technique: A method for quantifying insulin secretion and resistance. Am J Physiol. 237 (3), E214-E223 (1979).
  13. Asare-Bediako, I., et al. Assessment of hepatic insulin extraction from in vivo surrogate methods of insulin clearance measurement. Am J Physiol Endocrinol Metab. 315 (4), E605-E612 (2018).
  14. Kim, S. P., Ellmerer, M., Kirkman, E. L., Bergman, R. N. Beta-cell "rest" accompanies reduced first-pass hepatic insulin extraction in the insulin-resistant, fat-fed canine model. Am J Physiol Endocrinol Metab. 292 (6), E1581-E1589 (2007).
  15. Kotsis, T., et al. Insulin metabolism and assessment of hepatic insulin extraction during liver regeneration. A study in a rat model. J Invest Surg. 33 (1), 69-76 (2020).
  16. Mondon, C. E., Olefsky, J. M., Dolkas, C. B., Reaven, G. M. Removal of insulin by perfused rat liver: Effect of concentration. Metabolism. 24 (2), 153-160 (1975).
  17. Tamaki, M., et al. The diabetes-susceptible gene SLC30A8/ZnT8 regulates hepatic insulin clearance. J Clin Invest. 123 (10), 4513-4524 (2013).
  18. Ghadieh, H. E., Gastaldelli, A., Najjar, S. M. Role of insulin clearance in insulin action and metabolic diseases. Int J Mol Sci. 24 (8), 7156 (2023).
  19. Winther-Sorensen, M., Kemp, I. M., Bisgaard, H. C., Holst, J. J., Wewer Albrechtsen, N. J. Hepatic glucose production, ureagenesis, and lipolysis quantified using the perfused mouse liver model. J Vis Exp. 200, e65596 (2023).
  20. Rydell-Tormanen, K., Johnson, J. R. The applicability of mouse models to the study of human disease. Methods Mol Biol. 1940, 3-22 (2019).
  21. Zaidi, S., et al. Loss of ceacam1 in hepatocytes causes hepatic fibrosis. Eur J Clin Invest. 54 (7), e14177 (2024).
  22. Piccinini, F., Bergman, R. N. The measurement of insulin clearance. Diabetes Care. 43 (9), 2296-2302 (2020).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved