Bu araştırma için maddi destek Ulusal Anahtar Araştırma ve Geliştirme Programı (2016YFC1200601) ve Çin Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı (31390421) tarafından sağlanmıştır.

1. Beyaz sinek yetiştiriciliği ve şifreli türlerin teşhisi <ol><li> 27 ± 1 ° C,% 70 ± 10 nem ve 14 saatlik ışık koşullarında kafeslerde pamuk Gossypium hirsutum (Malvaceae) (cv. Zhe-Mian 1973) üzerindeki beyaz sinek türlerini 10 saat karanlık rejimde muhafaza edin. </li><li> Tek bir erişkin beyaz sinek toplayın ve 30 uL liziz tamponunda (10 mM Tris, pH 8.4, 50 mM KCI,% 0.45 [ağ / hacim] Tween-20,% 0.2 [ağ / hacim] jelatin,% 0.45 [hac / hac] Hacim] Nonidet P 40, 60 g / mL Proteinaz K). </li><li> Homojenatı 65 ° C&#39;de 1 saat inkübe edin ve daha sonra 100 ° C&#39;de 10 dakika inkübe edin. NOT: Gerekirse, 65 ° C&#39;de inkübasyon süresi arttırılabilir. 100 ° C&#39;de inkübasyon süresi, Proteinaz K&#39;yi yeterince inaktive etmek ve DNA hasarını önlemek için kritik bir şekilde kontrol edilmelidir. </li><li> Mitokondrial sitokrom oksidaz primerlerine dayanan beyaz sinek DNA&#39;sını (bölüm 1.3&#39;te edinilen) kullanarak polimeraz zincir reaksiyonu (PCR) gerçekleştirin. COI-F: 5&#39;-TTGATTTTTTGGTCATCCAGAAGT-3 &#39; COI-R: 5&#39;-TAATATGGCAGATTAGTGCATTGGA-3 &#39; <ol><li> PCR reaksiyonlarını, 1 U Taq DNA polimeraz, 2.5 uL 10x Tampon, 0.2 mM dNTP, her primerin 0.2 mM&#39;si ve beyaz sinek DNA&#39;sının 2 uL&#39;si içeren 25 uL&#39;lik bir son hacimde gerçekleştirin. </li><li> Aşağıdaki PCR prosedür koşullarını kullanın: 95 ° C&#39;de 3 dakika ilk denatürasyon ardından 45 saniye için 95 ° C&#39;de (denatürasyon), 45 saniye boyunca 50 ° C&#39;de (tavlama) ve 1 dakika süreyle 72 ° C&#39;de (uzatma) 35 devir döngüsü ve Daha uzatmak için 72 ° C&#39;de 10 dakika. </li></ol></li><li> PCR ile güçlendirilmiş ürünü bir DNA jel özütleme kiti ile önerilen protokolle temizleyin. </li><li> Saflaştırılmış DNA örneklerini üreticinin talimatlarını izleyerek bir DNA numune sıralama sistemi ile sıralayın. </li><li> Beyazilin kriptik türlerini tanımlamak ve diğer spesifikasyonların bulaşmasını önlemek için, Temel Yerel Hizalama Arama Aracını (BLAST) kullanarak dizileri analiz edines. </li></ol> 2. Endosymbiont Tanımlama ve Yerelleştirme <ol><li> Beyaz sineğin içindeki her endozimbiyonun spesifik genlerini yükseltmek için beyaz sinek DNA&#39;sında (Adım 1.3&#39;te edinilen) PCR yapın (PCR tarifi Bölüm 1.4&#39;te anlatılmıştır ve PCR prosedürleri ve primerler Tablo 1&#39;de listelenmiştir). </li><li> Güçlendirilmiş numuneyi, her bir bakterinin spesifik genini tanımlamak için önceden yayınlanmış protokol 20&#39;ye (1% agaroz jel, çalışma tamponu olarak Tris-asetat-EDTA, voltaj 5 V / cm) göre agaroz jel elektroforezine tabi tutun. </li><li> Beyaz sinek içindeki bakteri türünü belirlemek için her bandı kurtarın ve sekanslayın (bkz. Bölüm 1.5-1.7). </li><li> Daha önce yayınlanmış olan protokole göre endozimbiyonların yerlerini tanımlamak için beyaz sinekler üzerinde yerinde melezleşmeleri (FISH) gerçekleştirin 19 . NOT: Gerekirse floresan problarının konsantrasyonunu artırın. </li></ol&gt; 3. İletim Elektron Mikroskopisi (TEM) <ol><li> Beyaz sinekler,% 2.5 [hac / hacim] glutaraldehit içeren fosfat tamponunda (0.1 M, pH 7.0) 4 saat boyunca daldırıp sabitleyin. </li><li> Numuneleri fosfat tamponu (0.1 M, pH 7.0) içinde üç kez yıkayın, her seferinde 15 dakika yıkayın. </li><li> Numuneleri, 2 saat boyunca% 1 [ağırlık / hacim] OsO 4 içeren fosfat tamponunda (0.1 M, pH 7.0) tekrar batırın ve sabitleyin. </li><li> Numuneleri her seferinde 15 dk dereceli bir etanol serisi (% 30,% 50,% 70,% 80,% 90,% 95 ve% 100) ile kurutun. </li><li> Numuneleri 20 dk için% 100 aseton içine aktarın ve daldırın. </li><li> Numuneleri, oda sıcaklığında 1 saat boyunca% 100 aseton ve% 100 Spurr reçinesi (1: 1) karışımı içine yerleştirin. </li><li> Numuneleri oda sıcaklığında 3 saat boyunca% 100 aseton ve% 100 Spurr reçinesi (1: 3) karışımına aktarın. </li><li> Numuneleri, 9 saatten fazla süreyle% 100 Spurr reçinesine (70 ° C&#39;de inkübe edin) aktarın ve daldırın. </li><li> Beyaz sinek numunelerini bir mikrobana göre. </li><li> 5-10 dakika boyunca mutlak uranyil asetata daldırarak ultra ince filmleri (bölüm 3.9&#39;da edinilen), ardından 5-10 dakika süreyle% 50 alkalin kurşun sitrat içine daldırın. NOT: Bölüm 3.1-3.10&#39;da kullanılan reaktiflerin hacimleri numunelere bağlıdır. Numunelerin reaktiflere batırıldığından emin olun. </li><li> Bakteri lokalizasyonunu, şeklini ve büyüklüğünü belirlemek için transmisyon elektron mikroskopisi (15,000X) altında örnekleri inceleyin (bkz. Bölüm 4.6). </li></ol> 4. Whitefly Bakteriomunun Diseksiyonu ve Saflaştırılması <ol><li> Bir mikroskop lamı üzerine 100 uL 1x PBS solüsyonu ekleyin. Pamuk yapraklarından 3. veya 4. talaş nimflerini seçin ve onları PBS solüsyonuna daldırın. </li><li> Bir stereomikroskop altında ince entomolojik iğneler kullanın ve bakteriomları beyaz sinek cisiminden çekin. <ol><li> Nimfin bir tarafındaki bir deliği yavaşça kesip diğerine hafifçe bastırınBakterilerin dışarı çıkmasına izin verin. </li></ol></li><li> 0.5-10 μL&#39;lik bir pipette 20 μL&#39;lik bir mikro yükleyici (bakteriomun boyutunu karşılamak için ön uç kesilmiş olarak) monte edin. Tekli bakteriyi PBS solüsyonundan mikro yükleyiciye çıkarın. </li><li> Bakteriyi PBS solüsyonuna pipetle atarak ve bakteri özütleyerek diğer beyaz sinir dokularının kontaminasyonunu gidermek için bakteri yıkayın. Üç kez tekrarlayın. </li><li> Hemen yıkanmış bakteri 60 μL 1x PBS çözeltisi içeren bir santrifüj tüpüne pipetleyin. </li><li> Şırınga-monte edilen bakteri 5 μm filtre membranı ile filtrelenir (beyaz sinekte bakteriositlerinin bakteri ve çekirdek boyutlarına göre belirlenir). Karışık sıvıyı filtre zarından iyice geçirmek için defalarca tekrarlayın. NOT: Daha iyi bir amplifikasyon ve sıralama sonucu elde etmek için, 100&#39;den fazla bakteriomu bir araya getirin. Bakteri kaybını azaltmak için önce 1x PBS çözeltisi kullanarak filtre zarını ıslatın.Membrana bağlanma. </li></ol> 5. Endozymbiont Genomlarının Amplifikasyonu <ol><li> Süzüntüyü (esas olarak beyaz sinek endozimiviyonlarını içeren) bir DNA amplifikasyon kiti kullanarak, önerilen protokol ile bir miktar değişikliğe uğratarak büyütün. <ol><li> Kan veya hücrelerden genomik DNA amplifikasyonunun önerilen protokolünü seçin ve sonraki deneyler için D2 tamponu hazırlayın. </li><li> Direkt olarak 1.5 μL süzüntü (bkz. Bölüm 4.6) santrifüj tüpüne, ardından 1.5 μL Tampon D2 ilave edin ve iyice karıştırın. </li><li> 10 dakika boyunca buz üzerinde inkübe edin ve 1.5 mcL durdurma solüsyonu ekleyin. </li><li> Reaksiyon tamponu ve 1 μL DNA polimeraz&#39;dan 15 uL ekleyin ve hafifçe karıştırın. </li><li> Karışımı 30 ° C&#39;de 16 saat inkübe edin, bunu takiben 65 ° C&#39;de 3 dakika inkübe edin. </li></ol></li><li> Doğrudan amplifiye süzüntü üzerinde PCR gerçekleştirin (gerekirse amplifiye edilmiş numuneleri seyreltin), bac için tasarlanmış spesifik primerler kullanarakTeria&#39;nın bakteri türlerini teyit etmesi için (bkz. Bölüm 2.1). </li><li> Daha önce yayınlanmış yöntem 21&#39;e göre beyaz sinek gen beta-Aktin ve EF1 primerler kullanılarak konukçu genomunun kontaminasyon olup olmadığı teyit etmek için PCR uygulayın (PCR tarifi, bölüm 1.4&#39;te tanımlanmıştır). </li></ol> 6. Endosymbiont Metagenom Dizilemesi <ol><li> Numunelerin kalitesini test etmek için sekanslandınlmadan önce amplifiye filtrat bir spektrofotometreye ve bir florometreye (imalatçının talimatlarına göre) tabi tutulur ve numunelerin sıralama için kriterleri karşılayıp karşılamayacağına karar verilir. </li><li> Üretici üreticinin talimatlarına göre amplifikatı bir genom dizisine tabi tutun. </li></ol>

<ol>
	<li>Buchner, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endosymbiosis+of+animals+with+plant+microorganisms.">Endosymbiosis of animals with plant microorganisms.</a> J. Basic Microbiol. 7 (2), (1967).</li><li>Sloan, D. B., Moran, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endosymbiotic+bacteria+as+a+source+of+carotenoids+in+whiteflies.">Endosymbiotic bacteria as a source of carotenoids in whiteflies.</a> Biol. Letters. 8 (6), 986-989 (2012).</li><li>Stouthamer, R., Breeuwer, J. A., Hurst, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wolbachia+pipientis:+microbial+manipulator+of+arthropod+reproduction.">Wolbachia pipientis: microbial manipulator of arthropod reproduction.</a> Annu. Rev. Microbiol. 53, 71-102 (1999).</li><li>Brumin, M., Kontsedalov, S., Ghanim, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rickettsia+influences+thermotolerance+in+the+whitefly+Bemisia+tabaci+B+biotype.">Rickettsia influences thermotolerance in the whitefly Bemisia tabaci B biotype.</a> Insect Sci. 18 (1), 57-66 (2011).</li><li>Hansen, A. K., Degnan, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Widespread+expression+of+conserved+small+RNAs+in+small+symbiont+genomes.">Widespread expression of conserved small RNAs in small symbiont genomes.</a> ISME J. 8, 2490-2502 (2014).</li><li>Moran, N. A., McCutcheon, J. P., Nakabachi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomics+and+evolution+of+heritable+bacterial+symbionts.">Genomics and evolution of heritable bacterial symbionts.</a> Annu. Rev. Genet. 42, 165-190 (2008).</li><li>Shigenobu, S., Watanabe, H., Hattori, M., Sakaki, Y., Ishikawa, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+sequence+of+the+endocellular+bacterial+symbiont+of+aphids+Buchnera+sp.+APS.">Genome sequence of the endocellular bacterial symbiont of aphids Buchnera sp. APS.</a> Nature. 407, 81-86 (2000).</li><li>Nikoh, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+origin+of+insect-Wolbachia+nutritional+mutualism.">Evolutionary origin of insect-Wolbachia nutritional mutualism.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111 (28), 10257-10262 (2014).</li><li>Sloan, D. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parallel+histories+of+horizontal+gene+transfer+facilitated+extreme+reduction+of+endosymbiont+genomes+in+sap-feeding+insects.">Parallel histories of horizontal gene transfer facilitated extreme reduction of endosymbiont genomes in sap-feeding insects.</a> Mol. Biol. Evol. 31 (4), 857-871 (2014).</li><li>Xue, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomes+of+the+rice+pest+brown+planthopper+and+its+endosymbionts+reveal+complex+complementary+contributions+for+host+adaptation.">Genomes of the rice pest brown planthopper and its endosymbionts reveal complex complementary contributions for host adaptation.</a> Genome Biol. 15 (12), 521 (2014).</li><li>Campbell, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+expansion+via+lineage+splitting+and+genomereduction+in+the+cicada+endosymbiont+Hodgkinia.">Genome expansion via lineage splitting and genomereduction in the cicada endosymbiont Hodgkinia.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112 (33), 10192-10199 (2015).</li><li>Wilson, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomic+insight+into+the+amino+acid+relations+of+the+pea+aphid,+Acyrthosiphon+pisum,+with+its+symbiotic+bacterium+Buchnera+aphidicola.">Genomic insight into the amino acid relations of the pea aphid, Acyrthosiphon pisum, with its symbiotic bacterium Buchnera aphidicola.</a> Insect Mol. Biol. 19, 249-258 (2010).</li><li>Degnan, P. H., Ochman, H., Moran, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequence+conservation+and+functional+constraint+on+intergenic+spacers+in+reduced+genomes+of+the+obligate+symbiont+Buchnera.">Sequence conservation and functional constraint on intergenic spacers in reduced genomes of the obligate symbiont Buchnera.</a> PLoS Genet. 7 (9), e1002252 (2011).</li><li>Nakabachi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+160-kilobase+genome+of+the+bacterial+endosymbiont+Carsonella.">The 160-kilobase genome of the bacterial endosymbiont Carsonella.</a> Science. 314 (5797), 267 (2006).</li><li>De Barro, P. J., Liu, S. S., Boykin, L. M., Dinsdale, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bemisia+tabaci:+a+statement+of+species+status.">Bemisia tabaci: a statement of species status.</a> Annu. Rev. Entomol. 56, 1-19 (2011).</li><li>Himler, A. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+spread+of+a+bacterial+symbiont+in+an+invasive+whitefly+is+driven+by+fitness+benefits+and+female+bias.">Rapid spread of a bacterial symbiont in an invasive whitefly is driven by fitness benefits and female bias.</a> Science. 332 (6026), 254-256 (2011).</li><li>Bing, X. L., Ruan, Y. M., Rao, Q., Wang, X. W., Liu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+secondary+endosymbionts+among+different+putative+species+of+the+whitefly+Bemisia+tabaci.">Diversity of secondary endosymbionts among different putative species of the whitefly Bemisia tabaci.</a> Insect Sci. 20 (2), 194-206 (2013).</li><li>Bing, X. L., Yang, J., Zchori-Fein, E., Wang, X. W., Liu, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+newly+discovered+symbiont+of+the+whitefly+Bemisia+tabaci+(Hemiptera:+Aleyrodidae).">Characterization of a newly discovered symbiont of the whitefly Bemisia tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae).</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (2), 569-575 (2013).</li><li>Kliot, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence+in+situ+hybridizations+(FISH)+for+the+localization+of+viruses+and+endosymbiotic+bacteria+in+plant+and+insect+tissues.">Fluorescence in situ hybridizations (FISH) for the localization of viruses and endosymbiotic bacteria in plant and insect tissues.</a> J. Vis. Exp. (84), e51030 (2014).</li><li>Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+gel+electrophoresis+for+the+separation+of+DNA+fragments.">Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments.</a> J. Vis. Exp. (62), e3923 (2012).</li><li>Rao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+reduction+and+potential+metabolic+complementation+of+the+dual+endosymbionts+in+the+whitefly+Bemisia+tabaci.">Genome reduction and potential metabolic complementation of the dual endosymbionts in the whitefly Bemisia tabaci.</a> BMC Genomics. 16 (1), 226 (2015).</li><li>Thao, L. L., Baumann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+relationships+of+primary+prokaryotic+endosymbionts+of+whiteflies+and+their+hosts.">Evolutionary relationships of primary prokaryotic endosymbionts of whiteflies and their hosts.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70 (6), 3401-3406 (2004).</li><li>Zhu, D. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequencing+and+comparison+of+the+Rickettsia+genomes+from+the+whitefly+Bemisia+tabaci+Middle+East+Asia+Minor+I.">Sequencing and comparison of the Rickettsia genomes from the whitefly Bemisia tabaci Middle East Asia Minor I.</a> Insect Sci. 23 (4), 531-542 (2016).</li><li>Gottlieb, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+localization+of+a+Rickettsia+sp.+in+Bemisia+tabaci+(HomopteraAleyrodidae).">Identification and localization of a Rickettsia sp. in Bemisia tabaci (HomopteraAleyrodidae).</a> Appl. Environ. Microbiol. 72 (5), 3646-3652 (2006).</li><li>Zhang, C. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+temporal+changes+of+primary+and+secondary+bacterial+symbionts+and+whitefly+host+fitness+following+antibiotic+treatments.">Differential temporal changes of primary and secondary bacterial symbionts and whitefly host fitness following antibiotic treatments.</a> Sci. Rep. 5, 15898 (2015).</li><li>Shan, H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+of+symbiont+density+and+host+fitness+after+rifampicin+treatment+in+a+whitefly+of+the+Bemisia+tabaci+species+complex.">Temporal changes of symbiont density and host fitness after rifampicin treatment in a whitefly of the Bemisia tabaci species complex.</a> Insect Sci. 23 (2), 200-214 (2016).</li><li>Zchori-Fein, E., Brown, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diversity+of+prokaryotes+asscociated+with+Bemisia+tabaci+(Gennadius)+(Hemiptera:+Aleyrodidae).">Diversity of prokaryotes asscociated with Bemisia tabaci (Gennadius) (Hemiptera: Aleyrodidae).</a> Ann. Entomol. Soc. Am. 95 (6), 711-718 (2002).</li><li>Thao, M. L., Baumann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+relationships+of+primary+prokaryotic+endosymbionts+of+whiteflies+and+their+hosts.">Evolutionary relationships of primary prokaryotic endosymbionts of whiteflies and their hosts.</a> Appl. Environ. Microbiol. 70 (6), 3401-3406 (2004).</li><li>Zchori-Fein, E., Perlman, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distribution+of+the+bacterial+symbiont+Cardinium+in+arthropods.">Distribution of the bacterial symbiont Cardinium in arthropods.</a> Mol. Ecol. 13 (7), 2009-2016 (2004).</li><li>O'Neill, S. L., Giordano, R., Colbert, A. M., Karr, T. L., Robertson, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=116S+rRNA+phylogenetic+analysis+of+the+bacterial+endosymbionts+associated+with+cytoplasmic+incompatibility+in+insects.">116S rRNA phylogenetic analysis of the bacterial endosymbionts associated with cytoplasmic incompatibility in insects.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 89 (7), 2699-2702 (1992).</li><li>Nirgianaki, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Wolbachia+infections+of+the+whitefly+Bemisia+tabaci.">Wolbachia infections of the whitefly Bemisia tabaci.</a> Curr. Microbiol. 47 (2), 93-101 (2003).</li><li>Everett, K. D., Thao, M. L., Horn, M., Dyszynski, G. E., Baumann, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+chlamydiae+in+whiteflies+and+scale+insects:+endosymbionts+'Candidatus+Fritschea+bemisiae'+strain+Falk+and+'Candidatus+Fritschea+eriococci'+strain+Elm.">Novel chlamydiae in whiteflies and scale insects: endosymbionts 'Candidatus Fritschea bemisiae' strain Falk and 'Candidatus Fritschea eriococci' strain Elm.</a> Int. J. Syst. Evol. Micr. 55, 1581-1587 (2005).</li></ol>

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Since the endosymbionts within whiteflies cannot be cultured in vitro, dissection and assembling bacteriocytes is an effective way to obtain enough genetic material of endosymbionts. Before dissection, the species of whitefly and endosymbionts involved should be explicitly confirmed. The whitefly B. tabaci is a species complex with more than 35 morphologically indistinguishable species and different cryptic species may contain different endosymbionts. Portiera is uniformly harbored as an obliga...

Nispeten konaklarla yakın bir simbiyotik ilişki oluşturan bakteriler eklembacaklılarda yaygın 1 . Beslenme metabolizması, reprodüksiyon, çevresel streslere verilen cevaplar 2 , 3 , 4 vb. Gibi neredeyse her gelişme evresindeki endosymbionların konukçuların özelliklerini etkilediği gösterilmiştir 5 . Bununla birlikte, derneklerin altında yatan mekanizma halen bilinmiyor. Bakterilerin potansiyel işlevleri ve rolleri incelendiğinde genomik öncelik ve önem taşır. Bazı temel bilgiler, yani taksonomik durum, fonksiyonel genler, metabolizma yolları, salgı sistemleri, simbiyozlarda sembiyonların potansiyel rollerini aydınlatan genom dizilerinden çıkarılabilir. Yüksek verimli sekanslama geliştirildiğinde, çok sayıda bakteri genomu dizilenmiştir.Çeşitli işlevler gösterdi 6 . Endosymbionts, hemipteranlarda yaprak bitleri 7 , bedbugs 8 , psyllids 9 , kahverengi planthoppers 10 ve cicadas 11 gibi hayati öneme sahiptir. Örneğin, zorunlu sembiyot olan yaprak bitleri içindeki Buchnera&#39;nın , yaprak biti genomundan genler ile birlikte gerekli amino asitler biyosentezine karıştığı gösterilmiştir. Dahası, 13 Buchnera&#39;nın transkripsiyonel düzenlenmesi de ortaya çıkarılmıştır 13 . Psyllids&#39;de, Carsonella sıralanır ve şimdiye kadar bulunan en küçük bakteri genomasına 14 puan yerleşmiştir. Endozimbiyonların tüm bu belirteçleri genom dizilerinden kaynaklanır ve çıkarılır. Bu endozimbiyonlar in vitro ortamda kültürlenemediğinden, sıra için yeterli bakteri izole etmek için çeşitli yaklaşımlar uygulanmıştıruencing. Yaprak bitlerinde, endozimbiyonlar santrifüjleme ve filtrasyon yoluyla ekstrakte edilir ve daha ileri genomik ve transkriptomik analizlere tabi tutulur 5 . Kahverengi plantopperlerde endozimbiyonlar bütün böcek genomu 10 ile birlikte dizilir. Whitefly B. tabaci , 35&#39;den fazla morfolojik olarak ayırt edilemez türü (kriptik türler) içeren bir tür kompleksidir ve bunların arasında iki istilacı tür tüm dünyayı işgal etti ve tarımsal üretime büyük zarar verdi 15 . Dikkat edin, B. tabaci türleri içerisindeki endosimiviyonlar zararlıların gelişiminde önem taşırlar 16 . Bugüne kadar, zorunlu sembiyot , Candidatus Portiera aleyrodidarum ve yedi sekonder sembiyot dahil olmak üzere , beyaz sinekte sekiz endonimviyon belirlendi Hamiltonella , Rickettsia , Arsenophonus , Cardinium ,Em&gt; Wolbachia, Fritschea ve Hemipteriphilus 17 , 18&#39;i tanımladı . Daha önce tarif edilen hemipteranlardan farklı olarak, beyaz sinek B. tabaci sadece 1 mm uzunluğunda çok küçük bir böcektir. Çoğu endozimbiyon, bakteriositler 19 (B. tabaci&#39;de bakteri oluşturan simbiyon içeren özel hücreler) ile sınırlandırılmıştır. Buna ek olarak, bu endozimbiyonlar in vitro kültürlenemezler. B. tabaci&#39;den endozimbiyon elde etmenin tek yolu bakteriyi ayırmaktır. Bununla birlikte, diseksiyonda zorluk vardır. Öncelikle, kırılgan bakteriom her zaman whitefly&#39;un diğer dokuları ile birbirine bağlanır ve bu da ayrılması zor olur. İkincisi, beyaz sinekin küçük boyutu, yeterli bakteri oluşumunu sınırlar. Üçüncü olarak, endozimbiyonlar bakteride birleşir, tek bir bakteri türü edinmek son derece karmaşık hale gelir. <p clAss = &quot;jove_content&quot;&gt; Burada, whitefly endosimbiyonlarını izleyen metagenome dizilimi için basit ve ucuz bir protokol bildirdik. Diseksiyon, arıtma ve amplifikasyon yoluyla yeterli endozimivyon DNA elde edilebilir ve bakteri türleri teyit edilebilir. Tarif edilen protokol, diğer eklembacaklılarda benzer şekilde kullanılabilir.

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;Taq&lt;/em&gt; DNA polymerase</td><td>Takara</td><td>R001A</td><td>including rTaq, 10&amp;times;Buffer and dNTP</td></tr><tr><td>Gel DNA extraction kit</td><td>Qiagen</td><td>28704</td><td></td></tr><tr><td>DNA sample sequencing system</td><td>ABI</td><td>ABI-3730XL</td><td></td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Leica</td><td>EM UC7</td><td></td></tr><tr><td>Transmission electron microscopy</td><td>Hitachi</td><td>H-7650 TEM</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>Zeiss</td><td>Stemi 2000-C</td><td></td></tr><tr><td>20 &amp;mu;L microloader</td><td>Eppendorf</td><td>F2771951</td><td></td></tr><tr><td>Filter holder</td><td>Millipore</td><td>SX0001300</td><td></td></tr><tr><td>Filter membrane filter</td><td>Millipore</td><td>SMWP001300</td><td>5.0 &amp;mu;m SMWP</td></tr><tr><td>REPLI-g UltraFast Mini Kit</td><td>Qiagen</td><td>150033</td><td>DNA amlification kit</td></tr><tr><td>NanoDrop</td><td>Thermo Scientific</td><td>NanoDrop 2000</td><td></td></tr><tr><td>Qubit Fluorometer</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Q33216</td><td></td></tr><tr><td>Genome Sequencer</td><td>Illumina</td><td>Hiseq 2000</td><td></td></tr></tbody></table>

methods for the extraction of endosymbionts from the whitefly bemisia tabaci

Bakteriyel sembiyonlar ev sahipleri ile samimi bir ilişki kurarlar ve çoğu durumda ev sahiplerine avantaj sağlarlar. Genomik bilgi, konukçularındaki bakteri sembiyonlarının işlevlerini ve evrimini incelemek için kritik önem taşır. Çoğu simbiyon, in vitro ortamda kültürlenemediğinden, genom dizilimi için yeterli sayıda bakteri izole etme yöntemleri çok önemlidir. Beyaz sinek Bemisia tabaci&#39;de, çeşitli endozimbiyonlar tespit edilmiş ve zararlıların gelişimi ve çoğaltılmasında çoklu yaklaşımlarla önemi olması öngörülmüştür. Bununla birlikte, derneklerin altında yatan mekanizma halen bilinmiyor. Engel, kısmen bakteriositlerle sınırlandırılmış beyaz sinir hücrelerindeki endozimbiyonların konukçu hücrelerden ayrılması zor olmasından kaynaklanmaktadır. Burada beyaz sinek B. tabaci&#39;den başta dissekte olmak üzere endozimbiyonların tanımlanması, ekstraksiyonu ve saflaştırılması için bir adım adım protokol bildirilmektedirVe filtrasyon. Bu yöntemle hazırlanan endosymbiont örnekleri, yine de farklı endosimbit türünün bir karışımı olmasına rağmen, B. tabaci&#39;de endozimbiyonların olası rollerinin analizi ve izlenmesi için uygundur. Bu yöntem aynı zamanda endozimiviyonları diğer böceklerden ayırmak için de kullanılabilir.

B. tabaci kompleksinin Ortadoğu Küçük Asya 1 (MEAM1) türü, açıklama için bir örnek olarak alınmıştır. Beyaz sinekler ve beyazlatıcıların birkaç gelişme evresi için pamuk, bir pamuk bitkisi, yetişkin beyaz sinek ve beyaz sinekin 1., 2. ve 4. talaş nimfleri dahil olmak üzere Şekil 1&#39;de gösterilmektedir ( 3. yaş çiçekleri, 4. talaş perdesine benzer şekilde görünür ). 4. in...

Watch this Scientific Journal Video about Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci at JoVE.com

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Burada, beyaz sinek Bemisia tabaci&#39;den endosimiviyonları diseksiyon ve filtrasyon yoluyla izole etmek için bir protokol sunuyoruz. Büyütmeden sonra DNA örnekleri, endosimbiyonlar ile beyaz sinek arasındaki karşılıklı etkileşimin izlenmesi ve izlenmesi için uygundur.

Beyaz sinekten Endosimbonların Çıkarılması İçin Yöntemler<em&gt; Bemisia tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

methods-for-extraction-endosymbionts-from-whitefly-bemisia

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

9.8K Görüntüleme.  Zhejiang University.  Burada, beyaz sinek Bemisia tabaci'den endosimiviyonları diseksiyon ve filtrasyon yoluyla izole etmek için bir protokol sunuyoruz. Büyütmeden sonra DNA örnekleri, endosimbiyonlar ile beyaz sinek arasındaki karşılıklı etkileşimin izlenmesi ve izlenmesi için uygundur. 

Video: Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

Toprak Örnekleme ve Entomopatojenik Nematodlar İzolasyonu (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Çevre

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and rates of mortality in populations, which has a variety of applications in ecology, including agricultural ecosystems. Horizontal, or cohort-based, life tables provide for the most direct and accurate method of quantifying vital population rates because they follow a group of individuals in a population from birth to death. Here, protocols are presented for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field that takes advantage of the sessile nature of the immature life stages of a global insect pest, Bemisia tabaci. Individual insects are located on the underside of cotton leaves and are marked by drawing a small circle around the insect with a non-toxic pen. This insect can then be observed repeatedly over time with the aid of hand lenses to measure development from one stage to the next and to identify stage-specific causes of death associated with natural and introduced mortality forces. Analyses explain how to correctly measure multiple mortality forces that act contemporaneously within each stage and how to use such data to provide meaningful population dynamic metrics. The method does not directly account for adult survival and reproduction, which limits inference to dynamics of immature stages. An example is presented that focused on measuring the impact of bottom-up (plant quality) and top-down (natural enemies) effects on the mortality dynamics of B. tabaci in the cotton system.

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Life tables allow quantification of the sources and rates of mortality in insect populations and contribute to understanding, predicting and manipulating population dynamics in agroecosystems. Methods for conducting and analyzing cohort-based life tables in the field for an insect with sessile immature life stages are presented.

Metodoloji geliştirme yaşam tabloları alanını kullanarak Whitefly, Bemisia tabaci, pamuk gibi bir Model sistemi içinde sesil böcekler için için

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Maintaining Biological Cultures and Measuring Gene Expression in Aphis nerii: A Non-model System for Plant-insect Interactions

Aphids are excellent experimental models for a variety of biological questions ranging from the evolution of symbioses and the development of polyphenisms to questions surrounding insect's interactions with their host plants. Genomic resources are available for several aphid species, and with advances in the next-generation sequencing, transcriptomic studies are being extended to non-model organisms that lack genomes. Furthermore, aphid cultures can be collected from the field and reared in the laboratory for the use in organismal and molecular experiments to bridge the gap between ecological and genetic studies. Last, many aphids can be maintained in the laboratory on their preferred host plants in perpetual, parthenogenic life cycles allowing for comparisons of asexually reproducing genotypes. Aphis nerii, the milkweed-oleander aphid, provides one such model to study insect interactions with toxic plants using both organismal and molecular experiments. Methods for the generation and maintenance of the plant and aphid cultures in the greenhouse and laboratory, DNA and RNA extractions, microsatellite analysis, de novo transcriptome assembly and annotation, transcriptome differential expression analysis, and qPCR verification of differentially expressed genes are outlined and discussed here.

Maintaining Biological Cultures and Measuring Gene Expression in Aphis nerii: A Non-model System for Plant-insect Interactions

The aphid Aphis nerii colonizes on highly-defended plants in the dogbane family (Apocyanaceae) and provides numerous opportunities to study plant-insect interactions. Here, we present a series of protocols for the maintenance of plant and aphid cultures, and the generation and analysis of molecular and -omic data for A. nerii.

Biyolojik kültür ve gen ifadesinde ölçme Aphis neriiBakımı: bitki böcek etkileşimleri için bir sigara-model sistemi

Aphids are excellent experimental models for a variety of biological questions ranging from the evolution of symbioses and the development of polyphenisms ...

Genetik

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

Venom toksinlerin Assassin böcek ve diğer Heteropteran böcekler hasat

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

Sitogenetik teknikle Bemisia tabaci yumurta döllenme oranı belirleme

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Bir döngü-aracılı izotermal amplifikasyon (lamba) tahlil hızlı teşhis edilmesi için kullanılan Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

Fluorescence in situ Hybridizations (FISH) for the Localization of Viruses and Endosymbiotic Bacteria in Plant and Insect Tissues

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a name given to a variety of techniques commonly used for visualizing gene transcripts in eukaryotic cells and can be further modified to visualize other components in the cell such as infection with viruses and bacteria. Spatial localization and visualization of viruses and bacteria during the infection process is an essential step that complements expression profiling experiments such as microarrays and RNAseq in response to different stimuli. Understanding the spatiotemporal infections with these agents complements biological experiments aimed at understanding their interaction with cellular components. Several techniques for visualizing viruses and bacteria such as reporter gene systems or immunohistochemical methods are time-consuming, and some are limited to work with model organisms&#160;and involve complex methodologies. FISH that targets RNA or DNA species in the cell is a relatively easy and fast method for studying spatiotemporal localization of genes and for diagnostic purposes. This method can be robust and relatively easy to implement when the protocols employ short hybridizing, commercially-purchased probes, which are not expensive. This is particularly robust when sample preparation, fixation, hybridization, and microscopic visualization do not involve complex steps. Here we describe a protocol for localization of bacteria and viruses in insect and plant tissues. The method is based on simple preparation, fixation, and hybridization of insect whole mounts and dissected organs or hand-made plant sections, with 20 base pairs short DNA probes conjugated to fluorescent dyes on their 5&#39; or 3&#39; ends. This protocol has been successfully applied to a number of insect and plant tissues, and can be used to analyze expression of mRNAs or other RNA or DNA species in the cell.

Fluorescence in situ Hybridizations FISH for the Localization of Viruses and Endosymbiotic Bacteria in Plant and Insect Tissues

We describe here a simple fluorescence in situ hybridization (FISH) method for the localization of viruses and bacteria in insect and plant tissues. This protocol can be extended for the visualization of mRNA in whole mount and microscopic sections.

Floresan<em&gt; In situ</emVirüsler ve Bitki ve Böcek Dokularda Endosimbiyotik Bakterilerin lokalizasyonu&gt; Hibritlemeler (FISH)

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a name given to a variety of techniques commonly used for visualizing gene transcripts in eukaryotic cells ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Trichogramma dendrolimi ve Venom Ekstraksiyonu ile Yapay Konak Parazitizasyonu

Extracting Venom from the Parasitoid Wasp Trichogramma dendrolimi Using an Artificial Host

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, parasitoid wasps inject venom into their hosts to suppress their hosts&#39; immunity, modulate hosts&#39; development, metabolism, and even behavior. With over 600,000 estimated species, the diversity of parasitoid wasps surpasses that of other venomous animals, such as snakes, cone snails, and spiders. Parasitoid wasp venom is an underexplored source of bioactive molecules with potential applications in pest control and medicine. However, collecting parasitoid venom is challenging due to the inability to use direct or electrical stimulation and the difficulty in dissection because of their small size. Trichogramma is a genus of tiny (~0.5 mm) egg parasitoid wasps that are widely used for the biological control of lepidopteran pests in both agriculture and forests. Here, we report a method for extracting venom from T. dendrolimi using artificial hosts. These artificial hosts are created with polyethylene film and amino acid solutions and then inoculated with Trichogramma wasps for parasitism. The venom was subsequently collected and concentrated. This method enables the extraction of large amounts of Trichogramma venom while avoiding contamination from other tissues caused by dissection, a common issue in venom reservoir dissection protocols. This innovative approach facilitates the study of Trichogramma venom, paving the way for new research and potential applications.

Yazar Spotlight: Trichogramma Parazitoid Yaban Arılarından Verimli Zehir Ekstraksiyon Yöntemi 

Here, we present a protocol for extracting venom from Trichogramma dendrolimi using an artificial host created with polyethylene film and amino acid solution.

Parazitoid Yaban Arısı Trichogramma dendrolimi'den Yapay Bir Konakçı Kullanarak Zehir Çıkarılması

Parasitoid wasps are a diverse group of hymenopteran insects that serve as invaluable resources for pest biocontrol. To ensure successful parasitism, ...

Beyaz sinekten Endosimbonların Çıkarılması İçin Yöntemler

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Toprak Örnekleme ve Entomopatojenik Nematodlar İzolasyonu (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Metodoloji geliştirme yaşam tabloları alanını kullanarak Whitefly, Bemisia tabaci, pamuk gibi bir Model sistemi içinde sesil böcekler için için

Biyolojik kültür ve gen ifadesinde ölçme Aphis neriiBakımı: bitki böcek etkileşimleri için bir sigara-model sistemi

Venom toksinlerin Assassin böcek ve diğer Heteropteran böcekler hasat

Sitogenetik teknikle Bemisia tabaci yumurta döllenme oranı belirleme

Bir döngü-aracılı izotermal amplifikasyon (lamba) tahlil hızlı teşhis edilmesi için kullanılan Bemisia tabaci

Floresan

Parazitoid Yaban Arısı Trichogramma dendrolimi'den Yapay Bir Konakçı Kullanarak Zehir Çıkarılması

Parazitoid Yaban Arısı Trichogramma dendrolimi'den Yapay Bir Konakçı Kullanarak Zehir Çıkarılması

Parazitoid Yaban Arısı Trichogramma dendrolimi'den Yapay Bir Konakçı Kullanarak Zehir Çıkarılması