Bu çalışma BT Hayvan ve Kuş Bilimleri Bölümü fonları tarafından desteklenmiştir.

Tüm hayvan deneyleri USDA Hayvan Bakım ve Kullanım Kılavuzu uyarınca Beltsville&#39;daki Bölgesi Hayvan Bakım ve Kullanım Comittees (BAACUC 11-015) tarafından onaylanmıştır. 1.. Anestezi ve Analjezi (Cerrahi Prosedürleri İkisi için ortak) <ol><li> Fare tartılır ve 27 G iğne ile iki 1 ml şırınga aşağıdaki anestezik ve analjezik yük: <ol><li> Ketamin (0.1 mg / g: 0.01 ml / a 10 mg / ml çözelti g) ve ksilazin (0.01 mg / g: 2 mg / ml çözeltisi 0.005 ml / g). </li><li> Buprenorfin (0.1 ug / g: bir 0.01 mg / ml çözeltisi 0.01 mi) eklenmiştir. </li></ol></li><li> Başparmak ve işaret parmakları ile mümkün olduğunca çenelerine kadar yakın da boyun ense toplayıp, küçük ve yüzük parmakları arasında kuyruk tutarak fare hareketsiz. </li><li> Intraperitoneal ketamin-Xylazine karışımı enjekte edilir. Iç organları delinmesiyle önlemek için, fareyi tutunhafifçe kalça seviyesinin altındaki merkez (Şekil 1A) </li><li> Başparmak ve işaret parmakları (Şekil 1B) arasındaki boyun beklemeye ense Buprenorphine subkutan enjekte edilir. </li><li> Sıcak bir sahnede kafes (temiz ve başka bir hayvan olmadan) fareyi bırakın. </li><li> Bilinçsiz bir kez, (ayak tutam tarafından kontrol) arka ayak refleksinin olmaması için kontrol edin. Göz kuruluğu önlemek için ve palpebral refleks (Şekil 1C) yokluğunda kontrol etmek için göz merhemi sürün. </li><li> Bu protokol, aşağıda tarif edilen prosedürleri gerçekleştirmek için yeterli, 30 dakika içinde en az bir cerrahi anestezi düzlemi içerir (Protokoller 2 ve 3). Daha uzun süreler gerekirse, 1.1.1 &#39;de tarif edilen dozajın yarısı ketamin + ksilazin enjeksiyonu ek 30 dakika sonra uygulanabilir. Daha hızlı ve düzensiz bir desen için, solunum bir değişiklik gösterir loUygun anestezi düzleminin ss. </li></ol> 2. Meni kanalı ameliyatı <ol><li> Kanıtlanmış bir çiftleşme performans ile bir erkek kullanın. </li><li> , Cerrahi aletlerin sterilize ameliyatı yapılacak yüzeyleri temizlemek ve% 70 etanol ile silin. </li><li> Önceden reflekslerin kaybı için kontrol, (Protokol 1) ayrıntılı olarak anestezi gerçekleştirin. </li><li> Kaldırmak, sıcak bir sahnede fare yerleştirin iki hayali enine çizgi arasındaki ventral alanından elektrik kesme makineleri ile kürk 0.5 cm ve penis üzerinde 2.5 cm (Şekil 2A) yerleştirildi. </li><li> % 10 povidon iyot ve% 70 etanol ile sıralı silinerek traş alanı sterilize. </li><li> Traş bölgesini açıkta bir delik steril bir havlu ile cerrah ve kapağına doğru kuyruğu ile yatar pozisyonda fare yerleştirin. Cerrahi alanını aydınlatır. </li><li> 10-15 mm boyuna cilt incisio gerçekleştirinn, yaklaşık 1 cm penis üzerinde karın, medial tutulmaktadır. Dişli forseps pansuman ve sonra, (Şekil 2A ve 2B) makasla kesme ile cilt tutun. </li><li> Linea alba, 5-10 mm boyuna kesi yapmak. Tırtıklı forseps Microdissecting ile kas tutun ve makas (Şekil 2C) ile kesti. </li><li> Tırtıklı diseksiyon forseps ile mikro bir tarafta testis yağ pedi kapmak ve testis maruz çekin, vaz deferens ve epididimis. Vas deferens testis medial bulunan ve bu gibi testis duvara bağlı değil açıkça ayırt ücretsiz tüp (bir Bir kan damarı, bir tarafta (Şekil 2D) birlikte çalışan epididimis). </li><li> Onlar kırmızı açmak kadar mikro diseksiyon tırtıklı forseps, alev soyunma forseps ile vas deferens Holding (Şekil 2E </st)&gt; Rong, ve sonra (Şekil 2F) aynı anda iki noktada vaz deferens kesmek ve dağlamak için bunları kullanın. Kesilen yaklaşık 5 mm bir bölümünün ayrılması ve iki net bir şekilde ayrı dağlanmış uçları (Şekil 2G) geride bırakmak gerekir. </li><li> Geri karın boşluğuna testis, epididim ve vas deferens taşıyın. </li><li> Diğer testis adım 9 geçin. </li><li> 5/0 emilebilir sütür (Şekil 2H) ile yapılan bir ya da iki yatay yatak dikiş ile kas dikin. </li><li> Bir ya da iki yara kesme makineleri (Şekil 2I) ile cildi dikin. </li><li> , Vasectomised erkek (kulak yüzük, parmak dövme ...) tanımak bir sıcak sahnede yerleştirilen kafes taşımak ve anestezi kurtarır kadar gözlemlemek (bilinçli ve sternum yatma korumak). Sıcak bir tuzlu su çözeltisinden 0.5-1 ml deri altı enjeksiyon yeniden artırırPasa. , Vazektomi aktarımı sırasında meydana gelen olası olaylar kaydedin içme suyuna antibiyotik ekleyin. </li><li> Yara klipleri 10 gün bir yara kesme çıkarıcı ya da diş forseps bir çift ile vazektomi sonrası kaldırılabilir. Vazektomize erkek ameliyattan 2 hafta sonra çiftleşmeye hazır olacaktır. </li><li> Alıcıları elde etmek için kullanmadan önce bereketli dişilerle çiftleşme tarafından vazektomize erkek infertilite sınayın. </li></ol> 3. Utero-tubal Embriyo Transferi <ol><li> Fare morulları veya blastosistleri 2.5 DPC bir yalancı alıcı kadın için bu teknikle transfer edilebilir. </li><li> Embriyo manipülasyon cam pipet hazırlayın: <ol><li> Pipet tutucu zarar görmesini önlemek amacıyla cam kılcal damarların ipuçlarını parlatın. </li><li> Hafifçe dönerken iyi bir alev ile ısıtılarak cam kılcal bir orta parça yumuşatıreşzamanlı iki elinizle kılcal. Kılcal bölüm yumuşak ve (açık kırmızı renkli) dövülebilir olduktan sonra, alevden hızla çekilme ve 130-150 um dış çapını daraltmak için iki ucunu çekin. </li><li> Cam soğuması ve sonra hafifçe bir elmas nokta kalem, aşındırıcı taş veya tırnak törpüsü ile dar kısmını puanlama ve her iki taraftan çekerek onu kesmek için bekleyin. Mola temiz ve dik olmalıdır </li></ol></li><li> Bir 100-130 mikron diyafram bırakarak, çok hızlı yanan tarafından ucu parlatın. Pipetler daha sonra kullanılmak üzere saklanabilir. </li><li> Sıcak embriyo manipülasyon medya (CZBH veya M2, tartışmaya bakınız). </li><li> , Cerrahi aletlerin sterilize ameliyatı yapılacak yüzeyleri temizlemek ve% 70 etanol ile silin. </li><li> Önceden reflekslerin kaybı için kontrol, (Protokol 1) ayrıntılı olarak anestezi gerçekleştirin. </li><li> T tutulmasıO sıcak bir sahnede fare, diz ve distal kaburga (Şekil 3A ve 3B) arasındaki sırt bölgesinde elektrik kesme makineleri ile kürk çıkarın. </li><li> % 10 povidon iyot ve% 70 etanol ile sıralı silinerek traş alanı sterilize. </li><li> Prewarmed embriyo manipülasyon medya inkübatör embriyolar taşıyın. </li><li> Stereomicroscope altında sıcak bir aşamaya alıcıyı taşımak ve (başını sağa veya cerrahın sol tarafına bakan) cerraha yanal yüzükoyun pozisyonda yerleştirin. </li><li> Traş bölgesini açıkta bir deliği olan bir steril havluyla alanı kapsayacak ve cerrahi alanını aydınlatır. </li><li> Son kaburga ile kalça ve arka ve karın (Şekiller 3A, arasındaki hattın dorsal ⅓ arasındaki hattın kafatası ⅓ üzerinde bulunan bir nokta deride bir 1 cm enine (dikey) bir kesi yapınnd 3B). Tırtıklı forseps pansuman ile cildi tutun ve makas (Şekil 3C) ile kesti. </li><li> Cilt kesilmiş sonra, yumurtalık (kırmızı / turuncu) veya yumurtalık (beyaz) çevreleyen adipoz ped gövde duvarından görselleştirilebilir. Kesi herhangi bir büyük kan damarı kesmez bir nokta olarak yumurtalık ya da yağ pedi üzerinden gövde duvarında bir 0.3-0.5 cm enine (dikey) bir kesik yapın. Mikro diseksiyon dişli forseps ile kas tutun ve makas (Şekil 3D) ile kesti. </li><li> Onun baş cerrah doğru bakan olması için fareyi hareket ettirin. </li><li> Embriyo manipülasyon pipet (Şekil 3E) yükleyin: <ol><li> CZBH ortam daha geniş olan kısmı yaklaşık olarak 5 mm kadar manipülasyon pipet dar kısmı boyunca kapilarite ile yükselmeye izin verir. </li><li> Küçük bir hava kabarcığı (0.2-0.5 mm) kadar sürebilir. </li><li> Embriyolar (5-10) tanıtmakmedya az miktarda (2-4 mm). </li><li> Başka küçük bir hava kabarcığı (0.2-0.5 mm) ve medya küçük bir miktar (0.5-1 mm) kadar sürebilir. </li><li> Ağız aspiratör tutucu ya da adım 3.17 hazır elle çalıştırılan cihaza takılı cam pipet bırakın. </li></ol></li><li> Mikro diseksiyon dişli forseps ile yumurtalık çevreleyen yağ pedi tut ve yumurtalık, yumurta kanalının, ve karın boşluğundan dışarı üst rahim küçük bir bölümünü (Şekil 3F ve 3G) maruz fare kafasına doğru çekin. </li><li> Yumurta kanalının taşımak ve (yumurtalığa rahim karşılayan yani) utero-tubal kavşak maruz mikro diseksiyon tırtıklı forseps ile yağ pedi kapmak, kullanıma hazır, ağızda aspiratör ağız parçasını tutan. </li><li> Erişilebilir utero-tubal kavşak tutulması, (sağ elini ise) sol elinizle hafif kavisli mikro diseksiyon forseps almak ve hemen altına yerleştirmeko kısmı Yukarıda 2 mm hakkında yumurta kanalının kapma utero-tubal kavşak. </li><li> Hafif kavisli mikro diseksiyon forseps ile utero-tubal kavşak Holding, 27 G iğne (Şekil 3H) ile forseps yakın yumurtalığa bölümü delinme. </li><li> Utero-tubal kavşağı ile rahim iğne ve peşin ile yapılan deliğine embriyo manipülasyon pipet takın (3I ve 3J Şekiller). Pipet utero-tubal kavşak (Şekil 3K) geçtikten sonra kolayca kayar. Enkaz endometrial hasarı (en fazla 3 mm) ve pipet engelleme önlemek için rahim içine çok uzak ilerleme yok. </li><li> Yavaşça (Şekil 3L) üfleme ile rahim içine embriyo bırakın. Hem hava kabarcıkları rahim geçmelidir. İlk baloncuk yukarıdaki ortamın BazıAyrıca rahim içine salınan, ancak implantasyonu engelleyebilir gibi, daha fazla hava tanıtan önlemek olabilir. </li><li> Embriyolar rahim içine serbest bırakıldı hemen sonra pipet çıkarın. </li><li> Yumurta kanalının Taşı ve adipoz ped kapma geri karın boşluğuna yumurtalık. </li><li> 5/0 emilebilir sütür (Şekil 3M) ile yatay bir yatak dikiş ile kas dikin. </li><li> Bir yara makası (Şekil 3N) ile cildi dikin. </li><li> Gerekirse diğer tarafta aşama 10 devam edin. </li><li> , Alıcı (kulak halkası, parmak dövme ...) tanımlamak (sıcak sahnede yerleştirilen) kafesine taşımak ve anestezi kurtarır kadar gözlemlemek (bilinçli ve sternum yatma korumak). </li><li> Embriyo transferi sırasında meydana gelen olası olaylar açıklama ve içme suyuna antibiyotik ekleyin. Sıcak SalI bir 0.5-1 ml deri altı enjeksiyonne çözelti kurtarma geliştirir. </li><li> Yara klipleri 10 gün bir yara kesme çıkarıcı ya da forseps (Şekil 3O) iki çift embriyo transferi sonrası kaldırılabilir. Alıcı gebelik değerlendirmek ve yavruların sayısını tahmin etmek için o gün tartılır olabilir. 15 gün embriyo transferinden sonra alıcıya yavru malzeme sağlar. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez-Gonzalez, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+effect+of+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+with+serum+on+mRNA+expression+of+imprinting+genes,+development,+and+behavior.">Long-term effect of in vitro culture of mouse embryos with serum on mRNA expression of imprinting genes, development, and behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci USA. 101, 5880-5885 (2004).</li><li>Bermejo-Alvarez, P., Roberts, R. M., Rosenfeld, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+glucose+concentration+during+in+vitro+culture+of+mouse+embryos+on+development+to+blastocyst,+success+of+embryo+transfer,+and+litter+sex+ratio.">Effect of glucose concentration during in vitro culture of mouse embryos on development to blastocyst, success of embryo transfer, and litter sex ratio.</a> 79, 329-336 (2012).</li><li>Tarkowski, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experiments+on+the+development+of+isolated+blastomers+of+mouse+eggs.">Experiments on the development of isolated blastomers of mouse eggs.</a> Nature. 184, 1286-1287 (1959).</li><li>Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fertilization+of+mouse+eggs+in+vitro.">Fertilization of mouse eggs in vitro.</a> Nature. 220, 592-593 (1968).</li><li>McLaren, A., Biggers, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+development+and+birth+of+mice+cultivated+in+vitro+as+early+as+early+embryos.">Successful development and birth of mice cultivated in vitro as early as early embryos.</a> Nature. 182, 877-878 (1958).</li><li>McLaren, A., Michie, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+transfer+of+fertilized+mouse+eggs+to+uterine+foster-mothers.+I.+Factors+affecting+the+implantation+and+survival+of+native+and+transferred+eggs.">Studies on the transfer of fertilized mouse eggs to uterine foster-mothers. I. Factors affecting the implantation and survival of native and transferred eggs.</a> J. Exp. Biol. 33, 394-416 (1956).</li><li>Goto, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fate+of+embryos+transferred+into+the+uterus.">The fate of embryos transferred into the uterus.</a> J. Assist. Reprod. Gen. 10, 197-201 (1993).</li><li>Nagy, A., Gertsenstein, M., Vintersten, K., Behringer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Manipulating the Mouse Embryo: A Laboratory Manual. , (2003).</li><li>Chin, H. J., Wang, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utero-tubal+transfer+of+mouse+embryos.">Utero-tubal transfer of mouse embryos.</a> Genesis. 30, 77-81 (2001).</li><li>Ramirez, M. A., Fernandez-Gonzalez, R., Perez-Crespo, M., Pericuesta, E., Gutierrez-Adan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+stem+cell+activation,+culture+media+of+manipulated+embryos,+and+site+of+embryo+transfer+in+the+production+of+F0+embryonic+stem+cell+mice.">Effect of stem cell activation, culture media of manipulated embryos, and site of embryo transfer in the production of F0 embryonic stem cell mice.</a> Biol. Reprod. 80, 1216-1222 (2009).</li><li>Miller, A. M., Wright-Williams, S. L., Flecknell, P. A., Roughan, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparison+of+abdominal+and+scrotal+approach+methods+of+vasectomy+and+the+influence+of+analgesic+treatment+in+laboratory+mice.">A comparison of abdominal and scrotal approach methods of vasectomy and the influence of analgesic treatment in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 46, 304-310 (2012).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laboratory Animal Anaesthesia. , (2009).</li><li>Erhardt, W., Hebestedt, A., Aschenbrenner, G., Pichotka, B., Blumel, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+comparative+study+with+various+anesthetics+in+mice+(pentobarbitone+ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).">A comparative study with various anesthetics in mice (pentobarbitone ketamine-xylazine,carfentanyl-etomidate).</a> Res. Exp. Med. 184, 159-169 (1984).</li><li>Tarin, D., Sturdee, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+anaesthesia+of+mice:+evaluation+of+tribromo-ethanol,+ether,+halothane+and+methoxyflurane+and+development+of+a+reliable+technique.">Surgical anaesthesia of mice: evaluation of tribromo-ethanol, ether, halothane and methoxyflurane and development of a reliable technique.</a> Lab. Anim. 6, 79-84 (1972).</li><li>Zeller, W., Meier, G., Burki, K., Panoussis, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adverse+effects+of+tribromoethanol+as+used+in+the+production+of+transgenic+mice.">Adverse effects of tribromoethanol as used in the production of transgenic mice.</a> Lab. Anim. 32, 407-413 (1998).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+and+safety+of+stored+and+newly+prepared+tribromoethanol+in+ICR+mice.">Efficacy and safety of stored and newly prepared tribromoethanol in ICR mice.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 17-22 (2005).</li><li>Lieggi, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evaluation+of+preparation+methods+and+storage+conditions+of+tribromoethanol.">An evaluation of preparation methods and storage conditions of tribromoethanol.</a> Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 11-16 (2005).</li><li>Meyer, R. E., Fish, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+tribromoethanol+anesthesia+for+production+of+genetically+engineered+mice+and+rats.">A review of tribromoethanol anesthesia for production of genetically engineered mice and rats.</a> Lab. Anim. 34, 47-52 (2005).</li><li>Chatot, C. L., Lewis, J. L., Torres, I., Ziomek, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+1-cell+embryos+from+different+strains+of+mice+in+CZB+medium.">Development of 1-cell embryos from different strains of mice in CZB medium.</a> Biol. Reprod. 42, 432-440 (1990).</li><li>Quinn, P., Barros, C., Whittingham, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Preservation+of+hamster+oocytes+to+assay+the+fertilizing+capacity+of+human+spermatozoa.">Preservation of hamster oocytes to assay the fertilizing capacity of human spermatozoa.</a> J. Reprod. Fertil. 66, 161-168 (1982).</li><li>Dios Hourcade, d. e., Perez-Crespo, J., Serrano, M., Gutierrez-Adan, A., A, B., Pintado, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vitro+and+in+vivo+development+of+mice+morulae+after+storage+in+non-frozen+conditions.">In vitro and in vivo development of mice morulae after storage in non-frozen conditions.</a> Reprod. Biol. Endocrinol. 10, 62 (2012).</li></ol>

Yazarlar herhangi bir mali çıkarlarını beyan.

Vazektomi büyük zorluklar içermeyen nispeten düz ileri bir cerrahi tekniktir. Povidon iyot ve etanol ile sterilize zaman periton tahriş olabilir (etanol) ile son yıkama, povidon iyot kaldırır emin olun. Vas deferens için erişimi de skrotum veya karın 8 bir çapraz kesi gerçekleştirerek elde edilebilir. Skrotal kesi nedeniyle gerekli nispeten daha küçük insizyon ve biraz daha iyi postoperatif davranış 11 abdominal kesi transversal tavsiye edilmiştir. Iki kez aynı vaz...

Embriyo transferi muhtemelen fare modelinde yapılan en sık cerrahi prosedürdür. Bu teknik, in vitro manipülasyon tekniklerine tabi embriyolardan yavrular elde etmek için gerekli olan ve bu nedenle, pro-nükleer enjeksiyon, transdüksiyon lentiviral ya da kimera formasyonu ile genetik olarak modifiye edilmiş modellerin geliştirilmesi için gerekli bir adım teşkil etmektedir. Bunun yanı sıra, teknik preimplantasyon gelişimi sırasında meydana gelen akıntılar çeşitli gelişimsel etkileri çalışma sağlar. Yapay üreme teknikleri 1 ya da farklı maddelerin veya metabolitlerinin 2 anormal konsantrasyonlara maruz kalma kullanılması implantasyon veya plasenta başarısızlıkları ve yavrular uzun vadeli etkileri sonucu embriyo gelişimini etkileyebilir. A, güvenilir ve tekrarlanabilir bir embriyo transfer tekniği tutarlı bir insanda emplantasyon ve fetus gelişimi üzerindeki deneysel tedavinin olası olumsuz etkilerini test etmek için çok önemlidirner. Mürin preimplantasyon embriyolar 0.5 gün sonrası coitum ve ampülleri (DPC) psödopregnant alıcıları (yumurtalığa transferi) 3,4 veya 2,5 DPC psödopregnant alıcının rahim içine (rahim transferi) 5,6 vasıtasıyla yumurta kanalına ya alıcı bir dişiye transfer edilebilir onların gelişim evresine bağlı. Embriyonik veya uyarılmış pluripotent kök hücrelerin enjeksiyonu ile kimerik farelerin üretilmesi için kullanılanlar gibi blastosit aşamasında Embriyolar, genellikle rahim transferi ile aktarılır. Blastosistler, aynı zamanda bir 0,5 DPC alıcının tuba kanalından aktarılabilir, ancak embriyo implantasyonu gerçekleşmeden önce boşaltım kurtarmak için 2 gün diapause uğrar ve sahip olduğu için, gelişim bozucular için daha az fizyolojik testi oluşturmaktadır. Uterus Transfer rahim lümenine bir embriyo manipülasyon pipet erişim sağlayan bir açıklık oluşturmak için dar bir iğne ile delinmesi rahim duvarına içerir. Although bu tekniği iyi sonuçlar verebilir vadede hayatta kalma (yani bir yavru geliştirmek transfer edilen embriyo yüzdesi) genellikle düşük ve 7,8 önceden kestirilemez. Rahim duvarının delici bazı zararlı yan etkileri gerektirir. İlk olarak, oldukça yüksek oranda damarlanmış bir miyometriyum dokusu ve delinme genellikle küçük bir kanama ile sonuçlanır. Kan embriyo transfer pipet engellemek ya da embriyonik ölüm ve / veya implantasyon başarısızlığı neden uterus lümen istila edebilir. Kan hücreler ve döküntüler, blastomerlerin eklemek gibi zona olmayan embriyolar, aktarılır, bu özellikle önemlidir. Embriyoların aktarıldıktan sonra, İkinci olarak, gerçekleştirilen açılış mühür etmez, bu nedenle de menfezi içinden geri akabildiği için ve bir çok büyük hacimli rahim içine tanıtmak edildiğinde karın boşluğuna ihraç edilebilir. Açıklanan utero-tubal embriyo transfer Burada embr teslim utero-tubal kavşak yararlanmakrahim duvarına delinmesi ve böylece olumsuz etkileri 9 önleme gerek kalmadan rahim içine yolar. Embriyo transferi için kullanılan yalancı Alıcı dişiler erkeklerin vasektomize 8, doğal çiftleşme ile elde edilir. Steril erkek tarafından üretilen seminal salgıları embriyo transferi için açık olmak için rahim için gereklidir. Bir alıcı almak için, 6 aylıktan 8 hafta 2 kadın maksimum öğleden sonra bir vazektomize erkek ile yerleştirilir. Sonraki sabah, kadınlarda vajinal birleşme fiş, erkek seminal sıvıdan pıhtılaşmış protein bir yığın varlığı için kontrol edilir. Çiftleşme genellikle gece yarısı sırasında ortaya olarak, vajinal fiş algılama gün DPC 0.5 olarak kabul edilir. Vasektomize erkek bir satıcılardan satın alınabilir, ancak burada tarif edilen bir cerrahi prosedür nispeten kolaydır ve embriyo transferi için gerekli olan başka ilave bir araçları gerektirmez.

<table><tbody><tr><td>Ketamine</td><td>VEDCO</td><td>Ketaved ANADA 200-257</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>Anased NADA #139-236</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Generic</td><td>NDC 400-42-010-01</td><td>To be ordered by a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Eye ointment</td><td>Novartis</td><td>Genteal</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic</td><td>Pfizer</td><td>Clavamox NADA #55-101.</td><td>Added to drinking water (0.3 mg/ml of amoxicillin trihydrate and 0.075 mg/ml of clavulanate potassium). Add 1.5 ml of the reconstituted 15 ml bottle to 250 ml of water.</td></tr><tr><td>Dressing serrated forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-8120</td><td>Any medium size surgical-grade steel straight forceps will work.</td></tr><tr><td>Microdissecting serrated forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5137</td><td>These ones are curved at a 90&amp;ordm; angle. Straight forceps can be used if preferred.</td></tr><tr><td>Slight curved micro dissection forceps</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5136</td><td>This model is particularly useful to hold the oviduct.</td></tr><tr><td>Scissors</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5880</td><td>Any regular surgical grade steel small straight scissors will work.</td></tr><tr><td>27 G needles</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305136</td><td>Smaller needles (30 G) can be also used. 25 G may be a bit too big.</td></tr><tr><td>Clip applier</td><td>MiKRon</td><td>42763</td><td></td></tr><tr><td>9 mm Clips</td><td>MiKRon</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Clip remover</td><td>MiKRon</td><td>7637</td><td>Two pairs of teeth forceps (ROBOZ RS-8160) can be used instead.</td></tr><tr><td>Suture needle holder</td><td>ROBOZ</td><td>RS-7820</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td>Dowist Gell</td><td>5-0 Dexon S 7204-21</td><td>Can be substituted for any 4-0 to 6-0 absorbable suture with a narrow curved needle.</td></tr><tr><td>Glass capillaries</td><td>VWR</td><td>100 ul calibrated pipettes 53432-921</td><td>It includes a mouth aspirator system that only requires to attach a 0.22 &amp;#181;m filter in the tubing to be ready to use. More information can be obtained in Nagy &lt;em&gt;et al&lt;/em&gt;.&lt;sup&gt;8&lt;/sup&gt;</td></tr><tr><td>Burner</td><td>KISAG AG</td><td>Typ 2002</td><td>Gas operated burner, can be charged with Kigas (CH-4512, from the same vendor). Alcohol burners may be also used, but gas provides a higher temperature and this burner provides a small and precise flame.</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>MZFLIII</td><td>This is an expensive estereomicroscope with fluorescence, that can be also used for other purposes. There are cheaper options such as Leica MZ8 or Nikon SMZ-10 or SMZ-2B, to name a few. It is better to use two stereomicroscopes, one for handling the embryos (which does not need to be a very nice one) and another one for the recipient. The one used for the recipient should display a long distance from the stage plate to the objective lense, in order to be able to focus 3-4 cm above the stage plate (where the oviduct will be placed) and still leave some room for the surgeon; most of the stereomicroscopes can do this, but some cannot.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Fiber optics ilumination</td><td>Dolan Jenner</td><td>Fiber lite</td><td>To iluminate the surgical area. There are different systems available.</td></tr><tr><td>Warm stages</td><td>American scope</td><td>&lt;a href=&quot;https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx?C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.&amp;amp;URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html&quot; target=&quot;_blank&quot;&gt;http://store.amscope.com/tcs-100.html&lt;/a&gt;</td><td>These can be placed over the stage plate of the stereomicroscope. Some modifications (inserting a stick to level the stage) may be needed if it is too short for the stereomicroscope. A big warm stage can be used for warming the cage if it is available. If not, a regular heating pad can be used, but temperature must be checked.</td></tr><tr><td>Culture dishes for embryo manipulation</td><td>Falcon</td><td>353001</td><td>351008 may be also used; they made narrower drops.</td></tr></tbody></table>

utero-tubal embryo transfer and vasectomy in the mouse model

Bir taşıyıcı dişi preimplantasyon embriyo transferi epigenetik değişiklikler etkisi takip eden fetal gelişim ve yetişkin sağlığına preimplantasyon gelişimi sırasında kökenli incelemek için genetik olarak modifiye edilmiş fare veya üretimi için gerekli bir adımdır. Etkin ve tutarlı bir embriyo transfer tekniğin kullanılması, genetik olarak tadil edilmiş hayvanların üretimi artırmak ve emplantasyon oranlarının ve dönemde hayatta kalma farklı tedavilerin etkisini tespit etmek önemlidir. Blastokist aşamasında embriyolar genellikle embriyo manipülasyon pipet tanıtmak için rahim duvarında bir delinme performans, rahim transferi ile aktarılır. Pipet geri çekilmesinden sonra, rahim içinde gerçekleştirilen menfez kapatmaz ve bağlı rahim pozitif basınca karın boşluğuna embriyolar çıkış olabilir. Delinme de, implantasyon kanaması bozar üretmek blok transferi pipet ve embriyo d etkileyebilir olabilirzona olmayan embriyolar aktarılır özellikle evelopment. Sonuç olarak, bu teknik genellikle çok değişken ve genel düşük embriyo sağkalım oranları ile sonuçlanır. Bu olumsuz etkileri önledikleri, utero-tubal embriyo transferi, embriyo çıkışı engelleyen doğal bir engel olarak utero-tubal kavşak yararlanmak ve rahim duvarının delinmesi kaçının. Vasektomize erkek yalancı alıcıları elde etmek için gereklidir. Vazektomi gerçekleştirmek için bir teknik utero-tubal embriyo transferi bir tamamlayıcısı olarak tarif edilir.

Utero-tubal embriyo transferi rahim embriyo transferi 2,9,10 ilişkili komplikasyonlar bazı kaçınarak rahim embriyo transferi için bir olanak sağlar. Tablo 1 &#39;de, biz tarif edilen protokol takip CD1 alıcıya manipülasyonlar farklı tabi CD1 blastosist transfer edilen bazı temsili bir sonuç göstermektedir. Dönem (bir yavru elde embriyoların%) ya da (lentivirüs maruz durumunda) E15 hayatta kalma hayatta kalma zigot aşama (IVC) in vitro olarak kültürlenmiş embriyola...

Watch this Scientific Journal Video about Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model at JoVE.com

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

Utero-Tüp embriyo transferi rahim transferinin gerçekleştirilmesi oluşabilecek embriyo akışını önlemek için bir bariyer olarak utero-tubal kavşak kullanır. Vasektomize erkek embriyo transferi için yalancı alıcıları almaları gerekmektedir. Her iki teknikler tartışılacaktır.

Fare Modelinde utero-tubal Embriyo Transferi ve Vazektomi

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Biology

47.7K Görüntüleme.  United States Department of Agriculture.  Utero-Tüp embriyo transferi rahim transferinin gerçekleştirilmesi oluşabilecek embriyo akışını önlemek için bir bariyer olarak utero-tubal kavşak kullanır. Vasektomize erkek embriyo transferi için yalancı alıcıları almaları gerekmektedir. Her iki teknikler tartışılacaktır. 

Video: Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

Bir Fare Modeli Utero Organ Nakli

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Tıp

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. However, because the uterine wall is opaque during early embryogenesis, the ability to target specific parts of the embryo for microinjection is greatly limited. Fortunately, high-frequency ultrasound imaging permits the generation of images that can be used in real time to guide a microinjection needle into the embryonic region of interest. Here we describe the use of such imaging to guide the injection of retroviral vectors into the ventricular system of the mouse forebrain at embryonic day (E) 9.5. This method uses a laparotomy to permit access to the uterine horns, and a specially designed plate that permits host embryos to be bathed in saline while they are imaged and injected. Successful surgeries often result in most or all of the injected embryos surviving to any subsequent time point of interest (embryonically or postnatally). The principles described here can be used with slight modifications to perform injections into the amnionic fluid of E8.5 embryos (thereby permitting infection along the anterior posterior extent of the neural tube, which has not yet closed), or into the ventricular system of the brain at E10.5/11.5. Furthermore, at mid-neurogenic ages (~E13.5), ultrasound imaging can be used direct injection into specific brain regions for viral infection or cell transplantation. The use of ultrasound imaging to guide in utero injections in mice is a very powerful technique that permits the molecular and cellular manipulation of mouse embryos in ways that would otherwise be exceptionally difficult if not impossible.

Ultrasound-Guided Microinjection into the Mouse Forebrain In Utero at E9.5

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development. Here we describe the use of high-frequency ultrasound imaging to guide the injection of retroviral vectors into the mouse brain at embryonic day (E) 9.5.

Fare önbeyin içine Ultrason Rehberliğinde Mikroenjeksiyon In Utero E9.5 az

In utero survival surgery in mice permits the molecular manipulation of gene expression during development.  However, because the uterine wall is opaque ...

Nörobilim

Mouse Model of Surgically-induced Endometriosis by Auto-transplantation of Uterine Tissue

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of lesions, and/or chronic pharmaceutical management of pain and infertility symptoms. The cost associated with endometriosis has been estimated at 22 billion dollars per year in the United States1. To further our understanding of mechanisms underlying this enigmatic disease, animal models have been employed. Primates spontaneously develop endometriosis and therefore primate models most closely resemble the disease in women. Rodent models, however, are more cost effective and readily available2. The model that we describe here involves an autologous transfer of uterine tissue to the intestinal mesentery (Figure 1) and was first developed in the rat3 and later transferred to the mouse4. The goal of the autologous rodent model of surgically-induced endometriosis is to mimic the disease in women. We and others have previously shown that the altered gene expression pattern observed in endometriotic lesions from mice or rats mirrors that observed in women with the disease5,6. One advantage of performing the surgery in the mouse is that the abundance of transgenic mouse strains available can aid researchers in determining the role of specific components important in the establishment and growth of endometriosis. An alternative model in which excised human endometrial fragments are introduced to the peritoneum of immunocompromised mice is also widely used but is limited by the lack of a normal immune system which is thought to be important in endometriosis2,7. Importantly, the mouse model of surgically induced endometriosis is a versatile model that has been used to study how the immune system8, hormones9,10 and environmental factors11,12 affect endometriosis as well as the effects of endometriosis on fertility13 and pain14.

A description of the surgical induction of endometriosis in mice and rats by auto-transplantation of uterine tissue to the arterial cascade of the intestinal mesentery.

Uterus Doku Otomatik nakli Cerrahi indüklenen Endometriozis Fare Modeli

Endometriosis is a chronic, painful disease whose etiology remains unknown. Furthermore, treatment of endometriosis can require laparoscopic removal of ...

Use of Freeze-thawed Embryos for High-efficiency Production of Genetically Modified Mice

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. The CRISPR/Cas9 system allows researchers to modify the genome with unprecedented efficiency, fidelity, and simplicity. Harnessing this technology, researchers are seeking a rapid, efficient, and easy protocol for generating GM mice. Here we introduce an improved method for cryopreservation of one-cell embryos that leads to a higher developmental rate of the freeze-thawed embryos. By combining it with optimized electroporation conditions, this protocol allows for the generation of knockout and knock-in mice with high efficiency and low mosaic rates within a short time. Furthermore, we show a step-by-step explanation of our optimized protocol, covering CRISPR reagent preparation, in vitro fertilization, cryopreservation and thawing of one-cell embryos, electroporation of CRISPR reagents, mouse generation, and genotyping of the founders. Using this protocol, researchers should be able to prepare GM mice with unparalleled ease, speed, and efficiency.

Here, we present a modified method for cryopreservation of one-cell embryos as well as a protocol that couples the use of freeze-thawed embryos and electroporation for the efficient generation of genetically modified mice.

Genetiği Değiştirilmiş Farelerin Yüksek Verimli Üretimi için Dondurulmuş Çözülmüş Embriyoların Kullanımı

The use of genetically modified (GM) mice has become crucial for understanding gene function and deciphering the underlying mechanisms of human diseases. ...

Genetik

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances early in the gestation. The rationale behind IUT for therapeutic purposes is based on the small size of the fetus, the fetal immunologic immaturity, the accessibility and proliferative nature of the fetal stem or progenitor cells, and the potential to treat a disease or the onset of symptoms prior to birth. Taking advantage of these normal developmental properties of the fetus, the delivery of hematopoietic stem cells (HSC) via an IUT has the potential to treat congenital hematologic disorders such as sickle cell disease, without the required myeloablative or immunosuppressive conditioning required for postnatal HSC transplants. Similarly, the accessibility of progenitor cells in multiple organs during development potentially allows for a more efficient targeting of stem/progenitor cells following an IUT of viral vectors for gene therapy or genome editing. Additionally, IUT can be used to study normal developmental processes including, but not limited to, the development of immunologic tolerance. The murine model provides a valuable and affordable means to understanding the potential and limitations of IUT prior to pre-clinical large animal studies and an eventual clinical application. Here, we describe a protocol for performing an IUT in the murine fetus through intravenous and intra-amniotic routes. This protocol has been used successfully to elucidate the necessary conditions and mechanisms behind in utero hematopoietic stem cell transplantation, tolerance induction, and in utero gene therapy.

Intravenous and Intra-amniotic In Utero Transplantation in the Murine Model

We describe a protocol for performing an in utero transplantation (IUT) through intravenous and intra-amniotic routes of injection in the murine model. This protocol can be used to introduce cells, viral vectors, and other substances into the unique immune-tolerant fetal environment.

İntravenöz ve içi amniyotik rahim içinde nakli fare modeli

In utero transplantation (IUT) is a unique and versatile mode of therapy that can be used to introduce stem cells, viral vectors, or any other substances ...

Gelişim Biyolojisi

Minimally Invasive Embryo Transfer and Embryo Vitrification at the Optimal Embryo Stage in Rabbit Model

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal and postnatal consequences. To ensure the innocuousness of ART applications, studies in animal models are necessary. In addition, as a last step, embryo development studies require evaluation of their capacity to develop full-term healthy offspring. Here, embryo transfer to the uterus is indispensable to perform any ARTs-related experiment.
The rabbit has been used as a model organism to study mammalian reproduction for over a century. In addition to its phylogenetic proximity to the human species and its small size and low maintenance cost, it has important reproductive characteristics such as induced ovulation, a chronology of early embryonic development similar to humans and a short gestation that allow us to study the consequences of ART application easily. Moreover, ARTs (such as intracytoplasmic sperm injection, embryo culture, or cryopreservation) are applied with suitable efficiency in this species.
Using the laparoscopic embryo transfer technique and the cryopreservation protocol presented in this article, we describe 1) how to transfer embryos through an easy, minimally invasive technique and 2) an effective protocol for long-term storage of rabbit embryos to provide time-flexible logistical capacities and the ability to transport the sample. The outcomes obtained after transferring rabbit embryos at different developmental stages indicate that morula is the ideal stage for rabbit embryo recovery and transfer. Thus, an oviductal embryo transfer is required, justifying the surgical procedure. Furthermore, rabbit morulae are successfully vitrified and laparoscopically transferred, proving the effectiveness of the described techniques.

Assisted reproductive techniques (ARTs) are in continuous evaluation to improve outcomes and reduce the associated risks. This manuscript describes a minimally invasive embryo transfer procedure with an efficient cryopreservation protocol that allows the use of rabbits as an ideal animal model of human reproduction.

En düşük Invaziv embriyo transferi ve tavşan modelinde optimum embriyo aşamasında embriyo vitrifikasyon

Assisted reproductive techniques (ARTs), such as in vitro embryo culture or embryo cryopreservation, affect natural development patterns with perinatal ...

Methods for Studying Uterine Contributions to Pregnancy Establishment in an Ovariectomized Mouse Model

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation and placenta formation and enable ongoing pregnancy. The limitations to pregnancy success caused by embryonic defects are well known and have been largely overcome in recent decades with the rise of in vitro fertilization (IVF) and assisted reproductive technologies. As yet, however, the field has not overcome the limitations caused by an inadequately receptive endometrium, thus resulting in stagnating IVF success rates. Ovarian and endometrial functions are closely intertwined, as hormones produced by the ovary are responsible for the endometrium's menstrual cyclicity. As such, when using rodent models of pregnancy, it can be difficult to ascertain whether an observed result is due to an ovarian or uterine deficit. To overcome this, an ovariectomized mouse model was developed with embryo transfer or artificial decidualization to allow the study of uterine-specific contributions to pregnancy. This article will provide instructions on how to perform ovariectomy and offer insights into various techniques for supplying exogenous hormones to support successful artificial decidualization or pregnancy following embryo transfer from healthy donors. These techniques include subcutaneous injection, slow-release pellets, and osmotic mini pumps. The key advantages and disadvantages of each method will be discussed, enabling researchers to choose the best study design for their specific research question.

Pregnancy establishment is a dynamic process involving complex embryo and uterine crosstalk. The precise contributions of the maternal uterine environment to these processes remain an active area of investigation. Here, detailed protocols are provided to aid in designing in vivo animal models to address these research questions.

Yumurtalık Ameliyatlı Fare Modelinde Gebelik Oluşumuna Uterus Katkılarını İnceleme Yöntemleri

For pregnancy to be established, a viable blastocyst must successfully interact with a receptive uterine lining (endometrium) to facilitate implantation ...

<meta charset="utf8"></head><body>Embriyonik Gelişimi İncelemek için Murin Round Spermatid Enjeksiyon Prosedürü

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...

Fare Modelinde utero-tubal Embriyo Transferi ve Vazektomi

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Bir Fare Modeli Utero Organ Nakli

Fare önbeyin içine Ultrason Rehberliğinde Mikroenjeksiyon In Utero E9.5 az

Uterus Doku Otomatik nakli Cerrahi indüklenen Endometriozis Fare Modeli

Genetiği Değiştirilmiş Farelerin Yüksek Verimli Üretimi için Dondurulmuş Çözülmüş Embriyoların Kullanımı

İntravenöz ve içi amniyotik rahim içinde nakli fare modeli

En düşük Invaziv embriyo transferi ve tavşan modelinde optimum embriyo aşamasında embriyo vitrifikasyon

Yumurtalık Ameliyatlı Fare Modelinde Gebelik Oluşumuna Uterus Katkılarını İnceleme Yöntemleri

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu

Fare Yuvarlak Spermatid Enjeksiyonu