Yazarlar, H. Eisen, M. Gubbels, K. kamyonet Grinsven, E. Guillen, A. Drake, V. Mahajan, S. Gao, ve G. verimli tartışmalar ve reaktifler için Yapı müteşekkiriz. Biz J. Dausman, R. Flannery, J. Jackson ve fare koloni yönetimi ile yardımı için müteşekkiriz. P. Wisniewski FACSorting için müteşekkiriz. EMF İnsan Sınır Bilim Programı tarafından desteklenmiştir. RJ Ulusal Sağlık hibe RO1-HD045022 ve R37-CA084198 Enstitüsü tarafından desteklenmiştir. HLP Ulusal Sağlık Enstitüsü hibe tarafından desteklenmiştir.

Bu yöntem bildirilen araştırma <a href="http://www.sciencemag.org/cgi/content/abstract/328/5975/243">Kirak ve ark, Bilim 328 (5975), 243-248 (2010)</a> . 1. Donör Hücreleri İzolasyon Spesifik T ve B hücreleri transnuclear fare modelleri oluşturmak için donör hücreler olarak kullanılmadan önce, fare ilgi bir patojen ile enfekte ya da bir ilgi antijen aşı olmak gerekir. Toxoplasma gondii spesifik CD8 + hücreleri kullanılan olduğundan, aşağıdaki protokolü, kişisel ilgi göre adapte edilebilir, bu hücrelerin ve ihtiyaçlarını üretimi ve izolasyon anlatacağız . <ol><li> Kistler bir fare beyin Homojenat (yaklaşık 40) türetilen BL / 6 H-2 b) ve (H-2 d sınırlı CD8 + T hücrelerinin izolasyonu sağlayan x Balb / c F1 (B6CF1) fareler, intraperitoneal enjekte edilir. </li><li> Immün yanıt zirvesinde, enfekte fare ötenazi, dalak izole edilmiş ve 6 ml kırmızı kan hücresi (RBC) lizis tamponu içeren bir çanak içine yerleştirilmiş. </li><li> Dalak, buzlu tarafı iki kapak slaytlar kullanarak, dikkatli bir zemin ve eritrosit lizis tamponu oda sıcaklığında 5 dakika inkübe. </li><li> 14 ml PBS bir hücre süzgeç (40 veya 70 mm) ile, 50 ml şahin tüp ve 300g az 5 dakika santrifüj hücre süspansiyonu filtre. </li><li> Süpernatantı, hücre pelet, 1.5 ml Eppendorf tüp içine, 1 ml PBS ve transfer tekrar süspansiyon haline getirin. 300g az 5 dakika süreyle santrifüj ve sonra süpernatant kaldırmak. </li><li> 50 mcL PBS içinde hücre pelletini tekrar ilgi hücre tipi (örneğin CD3, B220, CD8 ve CD4) tanımlamak için floresan etiketli antikorlar eklemek ve floresan MHC-I tetramer (CD4-T hücreleri MHC-II tetramer) yüklü etiketli 4, 30 dakika hücre süspansiyonu ve inkübe ilgi peptid ° C. </li><li> 1 ml PBS, 300 g, 3 ml PBS tekrar süspansiyon pelet 5 dakika süreyle santrifüj ekleyin ve bir tüp içine bir hücre süzgeç (40 veya 70 mikron) aracılığıyla hücre süspansiyonu filtre. </li><li> Kapıların sıkı (Şekil 1B) FACSorting gerçekleştirin. </li></ol> 2. Somatik Hücre Nükleer Transferi Somatik Hücre Nükleer Transferi için birkaç protokol vardır. Metafaz-II tutuklandı oosit kullanımı ve Cytochalasin B. Bu nedenle donör hücreleri kullanarak ikinci mayoz bölünme inhibisyonu G0/G1 aşamasında ihtiyaç vardır nitelendirdi. <ol><li> Oosit hazırlanması <ol><li> Dişi fareler BDF1 arka plan, 17:00 ve 19:00 arasında fare başına 5IU PMS ile intraperitoneal enjekte edilir. </li><li> Yaklaşık 47 saat sonra, her bir fare 5IU HCG ile intraperitoneal enjekte edilir. </li><li> HCG enjeksiyonu aynı gün oosit bir kültür çanak (KSOM AA yağ altında damla) hazırlayın ve onları bir kuluçka 37 ° C,% 5 CO 2. Ayrıca, cıva ile onlara yükleyerek SCNT (enükleasyon 7μm ve lenfosit çekirdekleri nükleer transferi için 4 veya 5μm) için gerekli iğneler hazırlar. </li><li> Fareler Euthanize ve HCG sonra 13h (yaklaşık 8:00) hakkında siyon hatası izole. HCZB 1-2 damla siyon hatası toplayın. </li><li> Tek-tek M2 w / Hyaluronidase içeren bir damla siyon hatası taşıyın. Nick forsepsle dikkatli bir şekilde yumurtalık ve açılan oosit-kümülüs kompleks taşımak. Tüm oosit-kümülüs kompleksleri izole edilmiştir, çanak 37 inkübe ° C sonra </li><li> 2-5 dakika (tam zamanlı Hyaluronidase toplu bağlıdır) oosit toplamak sonra HCZB ve plaka KSOM-AA damla içine yıkayın. </li></ol></li><li> Oositlerin Enükleasyon <ol><li> SCNT plaka hazırlamak için bir petri kapağını kullanın. Mikroskop ve mikromanipülatör ayarlayın. </li><li> PVP enükleasyon iğne (7 mm), enükleasyon ile başlamadan önce yıkayın. </li><li> Enükleasyon için HZCB Cytochalasin B (5 mg / ml) ile bir damla oosit bir grup (10-30) yerleştirin. Line-up yatay oosit (en az 5 dakika) kuluçka. </li><li> Bir oosit ve holding iğne önünde yerleştirin. Holding iğne bir vakum uygulanarak yumurtanın sabitleyin. Enükleasyon iğne kullanarak, kromozom-mil-kompleks (CSC, sık sık &quot;çekirdek&quot; olarak da adlandırılır) 03:00 pozisyonda kadar oosit açın. </li><li> Piezo-pulse oosit zarar vermeden dikkatlice zona pellusida nüfuz kullanma. Metafaz-II mili bitişik iğne açılış yerleştirin ve vakum uygulamak. &quot;Çekirdek&quot; yavaş yavaş iğne hareket etmelidir ve membran tamamen çıkarıldıktan sonra kendini imzalaması gerektiğini. </li><li> KSOM-AA damlalar halinde geri enükleasyon oosit aktarın ve onları birçok kez yıkayın. E tekrarlayınyeni bir grup ile oosit çekirdeklenme adımları. Tüm yumurta enükleasyon veya 11:00 civarına kadar kadar devam edin. </li></ol></li><li> Nükleer transfer <ol><li> Nükleer transferi için, döviz, nükleer transfer iğnesi (4 veya 5 mikron) ve PVP ile yıkayın enükleasyon iğne (7 mikron). </li><li> PVP ile bir damla ilgi hücreleri (örneğin CD8 + T hücreleri) koyun, iyice karıştırın ve en az 10 dakika inkübe edin. </li><li> HCZB Cytochalasin B (2.5 mg / ml) ile bir damla enükleasyon oositlerin bir grup (10-30) yerleştirin. Line-up oosit yatay nükleer transfer iğnesi kullanarak kuluçka iken (min. 5 dakika). </li><li> PVP-hücre süspansiyonu bir donör hücre Pick up-and-out dış zar (membran ve sitoplazmada parçaları görünür olmalı) aşağı kırılmış kadar aspire. Gerekirse bir piezo-darbe uygulanabilir. Bir çekirdek izole edildikten sonra, iğne biraz yukarı taşımak ve 10-30 kadar çekirdekleri almaya devam edin. </li><li> Hizalanmış enükleasyon oosit içeren damlasına kadar hareket ettirin. Vakum uygulanarak holding iğnesi bir oosit sabitleyin. Nükleer transfer iğnesi (çekirdekleri uzakta açılması gerekir), zona pellusida bitişik ve iğne zona pellusida geçti kadar piezo-pulse uygulamak yerleştirin. Dikkatlice bir çekirdeği, iğne ucu hareket iğne, iğne ucu 2 / 3 iç kadar oosit içine itmek. Oosit membran biraz iğne, böylece küçük bir negatif basınç uygulayın. </li><li> Bir sonraki adım, oosit aslında &quot;açık&quot; olduğu zaman sadece zaman olduğundan çok kritik. Piezo bir tek darbe uygulayın pozitif basınç uygulayarak iğne çekirdeğini dışarı itmek, iğne ucu oosit yaklaşık 1 / 3 olacak şekilde dikkatlice geri çekin ve daha sonra uygulamak negatif basınç ve iğne geri çekmeye devam oosit mühür. Her oosit ile bu adımı yineleyin. </li><li> Bir grubun bütün oosit bir çekirdek aldıktan sonra, onlar KSOM-AA medya yıkanmış ve kültürü vardır. Oosit ile bu işlemi tekrarlayın. </li><li> Son grup en az 30 dakika KSOM-AA kültürleri edildikten sonra, SrCl2 içeren Ca-ücretsiz aktivasyon medya damlalar halinde SCNT-embriyolar transfer edilir. </li><li> Aktivasyon 6 saat sonra, pseudo-pronuclei miktarı (ÖNYTRLK) pozitif SCNT-embriyolar belirlenir. Embriyoların blastosist aşamasına ulaşana kadar sonra yıkanmış ve KSOM-AA kültür ek 3.5 gün düşer. </li><li> İlaçlar ya da tercih kimyasallar (trichostatin olarak A) aktivasyon ve kültür ortamı eklenebilir. </li></ol></li></ol> Embriyonik kök hücrelerinin, 3.Derivation SCNT-blastosist pseudo-hamile kadın (doğrudan ya da bir adım klonlama olarak da bilinir) içine aktarmak için ya da (aynı zamanda dolaylı ya da iki adım klonlama olarak da bilinir) embriyonik kök hücreleri elde etmek için kullanılabilir. Çok daha ES hücreleri oluşturmak için etkili olduğundan, biz iki adım prosedürü seçin. 5. bölümde açıklandığı gibi, bilim adamı doğrudan klonlama ilgilenen durumda blastosist pseudo-hamile kadınlar doğrudan transfer edilebilir. Embriyonik kök hücrelerinin türetme açıklayan birçok protokol vardır. Burada açıklanan bir besleyici hücreler ve fetal buzağı serumu kullanan standart bir teknik. <ol><li> ES hücre derivasyon için nükleer transferinden sonra ikinci gün, 96-U-plaka hazırlamak. </li><li> 96-U-plaka her kuyuya en az 10 dakika boyunca inkübe Jelatin, 100 mcL ekleyin ve daha sonra kaldırmak. </li><li> Çözülme besleyici hücreler ve tekrar süspansiyon ESD orta göre hacmi, 10 ml ESD orta ve hücre süspansiyonu 200 mcL 25 cm 2 lik bir alana denk örneğin besleyici hücreler yeniden süspanse jelatin ile tedavi edilen her birine eklenir. </li><li> Plaka 37 bir kuluçka ve kültür içine koyun ° C,% 5 CO 2. </li><li> 3,5 gün sonra, embriyoların blastosist aşamasına olmalıdır. </li><li> Birkaç damla ES hücre orta ve asidik thyrode kaplama steril bir bakteriyel bir yemek hazırlayın. </li><li> Blastosist normal ES hücre orta içeren damlalar halinde ilk KSOM-AA damla transfer ve iki kere yıkanır. </li><li> Asidik thyrode bir damla içine dikkatlice bir grup (5-10 blastosist) blastosist transferi ve orada zona pellusida eriyene kadar tutun. </li><li> Blastosist, sonra bir damla ile ES orta içine transfer iki kez yıkanır ve sonra besleyici kaplı 96-U-plaka (iyi birine bir blastosist) yerleştirilir. </li><li> Embriyolar daha sonra onları rahatsız etmeden bir kuluçka 5-7 gün 37 ° C,% 5 CO 2 kültüre. Bu bir embriyo zaman verirbesleyici tabaka ttach ve bir sonucudur oluşturmak için. </li><li> Her kuyuya ESD orta kaplama besleyiciler, 24 kuyucuğu hazırlayın, örneğin 12 mL ESD orta ve 50 cm 2 besleyici eşdeğer bir tekrar süspansiyon hale getirin ve her kuyuya hücre süspansiyonu 500 mcL ekleyin. </li><li> Dikkatlice embriyoların 96-U-plaka ESD orta kaldırmak, 250 mcL HEPES (PBS) ile iki kez iyice yıkayın, 50 mcL tripsin ekleyin ve 37 yaklaşık 5 dakika boyunca inkübe ° C </li><li> Akıbet tek bir hücre süspansiyonu, 37, 24 plaka ve inkübe içine transfer ° C,% 5 CO 2 ayrı düşmüş kadar, birden çok kez yukarı ve aşağı Pipet </li><li> ESC ESC türetme başarılı olursa, koloniler 7-10 gün sonra görünür olmalıdır. </li></ol> 4.Blastocyst enjeksiyon Blastosist enjeksiyon transgenik fare modelinde her türlü oluşturmak için rutin bir tekniktir. Blastosist sonraki transfer ve pseudo-hamile kadın içine enjeksiyon iyi zamanlanmış gerektiğini belirtmek önemlidir. <ol><li> PMS ve HCG ile Başbakan dişi farelerde bölüm 2.1 &#39;de açıklandığı gibi. HCG enjeksiyonu, erkek fareler (kafes ortalama bir kadın ve bir erkek fare) ile birlikte dişi fareler koymak sonra. </li><li> Ertesi gün, fişler için kadın kontrol edin. Bu 0.5dpc (Days yazılan cinsel birleşmede) olarak sayılır. </li><li> Döllenmiş embriyolar, daha sonra, ek olarak 3 gün KSOM-AA bölüm 2.1 &#39;de açıklanan ve kültürlü olarak yumurtalık izole edilir. </li><li> Blastosist enjeksiyon (3.5dpc) günü ES hücrelerinin hazırlayın. </li><li> ES hücrelerinin orta çıkarın, 37, HEPES (PBS) ile iki kez yıkamak tripsin ekleyin ve 5 dakika boyunca inkübe ° C </li><li> ES orta, bir tabak içinde plaka, 37, 45-60 dakika boyunca inkübe ° C,% 5 CO 2 besleyici hücreler (besleyici hücreler Embriyonik kök hücrelerin daha hızlı uymak) miktarını azaltmak için. Tripsinize hücreleri ile yeniden süspanse </li><li> Bir hücre süzgeç (40 veya 70 mikron) ile hücre süspansiyonu bir tüp içine aktarın ve 1000rpm az 5 dakika süreyle santrifüj. </li><li> Gerektiği kadar buz üzerinde 500 mcL ES orta ve mağaza supernatant, tekrar süspansiyon hücre pelletini çıkarın. </li><li> PVP ve HCZB içeren kaplama damla tarafından, steril bir bakteriyel çanağı kapak hazırlayın. </li><li> Cıva ile yükleme koymaktan ve PVP ile yıkanarak 15 mikron iğne hazırlayın. </li><li> Blastosist (10-30 blastosist) bir grup HCZB bir damla içine yerleştirin ve HCZB başka bir damla, 5-50 mcL ES hücre süspansiyonu (konsantrasyonu bağlıdır) ekleyin. </li><li> ES hücrelerinin (50-100 hücreleri) bir iğne ile toplayınız. </li><li> Blastosist damlasına kadar hareket ettirin. Blastosist yatay olarak aynı hizaya getirin ve bir vakum uygulanarak holding iğne ile düzeltmek. </li><li> Iç hücre kütlesi (ICM) 9:00 pozisyonunda kadar bir iğne kullanarak blastosist açın. </li><li> 3 saat enjeksiyon iğnesi yerleştirin, iğne ucu hiç ES hücrelerinin olmadığından emin olun ve piezo-pulse zona pellusida ve trophectoderm blastocoel içine enjeksiyon iğnesi yoluyla nüfuz kadar geçerlidir. </li><li> ES hücreleri ICM sopa, böylece birkaç ES hücreleri (5-15 hücreleri) bırakın. Bir grubun tüm blastosist ES hücreleri ile enjekte edilmiş kadar devam edin. </li><li> Blastosist bir grup tamamlandıktan sonra, KSOM-AA iki kez yıkayın ve tüm blastosist enjekte kadar KSOM-AA ile bir damla tutmak. </li></ol> 5. Embriyo Transferi Pseudo-hamile kadın içine embriyo transferi, çok dikkatli ve araştırmacı enstitü kurallarına göre yapılması gereken gereken bir cerrahi işlem, temsil eder. <ol><li> , Dişi alıcı fareler uyuşturan, sağ alt kadranda tıraş ve dezenfekte edin. </li><li> Makas kullanarak cilt açın ve cilt periton ayrı. </li><li> (Kırmızı nokta) aracılığıyla periton yumurtalık bulun ve yumurtalık yakın periton açık. </li><li> Bir forseps kullanarak, dikkatli bir şekilde, yumurtalık kapmak ve rahim çekin. </li><li> Yaklaşık 10 blastosist kılcal ağız pipet bağlı bir grup seçin. </li><li> Bir forseps ile Fix rahim içine küçük bir iğne ile küçük bir bütün yumruk ve uterus lümenine blastosist kılcal yerleştirin. </li><li> Embriyoların rahim içine dikkatlice bırakın ve kılcal kaldırmak. </li><li> Rahim karın boşluğuna geri itin. </li><li> Periton kenarları bulun ve birkaç dikiş ile kapatın. </li><li> Birkaç zımba ile fare cilt kapatın. </li><li> Post-operatif ağrı, vücut ağırlığının mg başına 5 mg Carprofen yönetmek. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2168/2168fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1: Somatik hücre nükleerB6CF1 arka planda önceden tanımlanmış T hücrelerinin transferi. Mutlak ve göreli SCNT blastosist elde edilen CD8 + T hücreleri ve embriyonik kök hücrelerinden oluşturulan embriyoların numaraları. <img src="/files/ftp_upload/2168/2168fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 SCNT embriyonik kök hücreleri enjekte kimerik farelerin Temsilcisi akım sitometri analizi. Kapısı ve sayısı (toplam CD8 + T hücreleri ortalama yüzde) kimerik farelerde spesifik CD8 + T hücrelerinin varlığını gösterir.

<ol>
	<li>Schatz, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=V(D)J+recombination.">V(D)J recombination.</a> Immunol. Rev. 200, 5-5 (2004).</li><li>Barnden, M. J., Allison, J., Heath, W. R., Carbone, F. R., R, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Defective+TCR+expression+in+transgenic+mice+constructed+using+cDNA-based+alpha-+and+beta-chain+genes+under+the+control+of+heterologous+regulatory+elements.">Defective TCR expression in transgenic mice constructed using cDNA-based alpha- and beta-chain genes under the control of heterologous regulatory elements.</a> Immunol. Cell Biol. 76, 34-34 (1998).</li><li>Eggan, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+vigor,+fetal+overgrowth,+and+viability+of+mice+derived+by+nuclear+cloning+and+tetraploid+embryo+complementation.">Hybrid vigor, fetal overgrowth, and viability of mice derived by nuclear cloning and tetraploid embryo complementation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 6209-6209 (2001).</li><li>Kishigami, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Significant+improvement+of+mouse+cloning+technique+by+treatment+with+trichostatin+A+after+somatic+nuclear+transfer.">Significant improvement of mouse cloning technique by treatment with trichostatin A after somatic nuclear transfer.</a> Biochem Biophys Res Commun. 340, 183-183 (2006).</li><li>Wakayama, T., Yanagimachi, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+cloning+with+nucleus+donor+cells+of+different+age+and+type.">Mouse cloning with nucleus donor cells of different age and type.</a> Mol Reprod Dev. 58, 376-376 (2001).</li></ol>

Biz burada SCNT önceden tanımlanmış özgüllüğü transnuclear farelerde T hücreleri oluşturmak için kullanılan olabilir göstermiştir. Burada gösterilen olmasa da, bu tekniğin de önceden tanımlanmış özgüllük ile B hücreleri transnuclear fareler üretmek için kullanılabilir olmalıdır. Dikkate alınması gereken önemli bir şey fare zorlanma ve cinsiyet, enfekte veya aşı ve ilgi T veya B hücreleri izole etmek için kullanılır. T ve B hücreleri genel olarak çok düşük bir yeniden programlama verimliliği, istenilen haplotip F1 hibritler kullanmanızı öneririz. Donör hücre aynı zamanda seks belirler Çünkü, biz erkek farelerde T veya B hücre kullanmanızı öneririz. Bu üremek için daha kolay ve hızlı olan erkek farelerin, sadece erkek kimerik farelerin, germline yoluyla TCR veya BCR gönderemediği anlamına gelir. Birlikte ele alındığında, biz SCNT üzerinden bu epigenetik yeniden programlama immünolojik alan için büyük bir avantaj olacaktır fare modellerinde bir roman türünü oluşturmak için güçlü bir araçtır temsil düşünüyorum.

<table><tbody><tr><td>Red Blood Cell lysis Buffer</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>R7757</td><td></td></tr><tr><td>Cell strainer</td><td>BD Biosciences</td><td>REF 352340</td><td></td></tr><tr><td>Pregnant Mare Serum (PMS)</td><td>Calbiochem</td><td>367222</td><td></td></tr><tr><td>Human Chorionic Gonadotropin (HCG)</td><td>Calbiochem</td><td>230734</td><td></td></tr><tr><td>Hyaluronidase</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4272</td><td>Type IV-S</td></tr><tr><td>KSOM-AA</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-106-D</td><td></td></tr><tr><td>HCZB</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-173-D</td><td>Customized medium</td></tr><tr><td>Ca-free medium for activation</td><td>EMD Millipore</td><td>MR-174-D</td><td>Customized medium</td></tr><tr><td>SrCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>255521</td><td>100mM = 10x</td></tr><tr><td>AlbuMAX I</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>11020-021</td><td></td></tr><tr><td>PVP</td><td>MP Biomedicals</td><td>102787</td><td>Make 10% solution using HCZB, and add 0.1% AlbuMAX I</td></tr><tr><td>Cytochalasin B</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C6762</td><td>500&amp;#x03BC;g/ml = 100x</td></tr><tr><td>Trichostatin A</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T8552</td><td>5mM = 1000x</td></tr><tr><td>Mineral Oil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M5310</td><td></td></tr><tr><td>Holding needle</td><td>Humagen</td><td>MPH-SM-30</td><td></td></tr><tr><td>Injection and transfer needles</td><td>Humagen</td><td>4-15, 7-15, 15-15</td><td></td></tr><tr><td>Mouth pipette</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A5177</td><td></td></tr><tr><td>Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14088-10</td><td>or something similar</td></tr><tr><td>Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td>or something similar</td></tr><tr><td>Wound Clip Applicator</td><td>BD Biosciences</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Wound Clips</td><td>BD Biosciences</td><td>427630</td><td></td></tr><tr><td>Suture</td><td>Ethicon Inc.</td><td>K871H</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D6429</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>Hyclone</td><td>SH30071.03</td><td>15%</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin</td><td>Lonza Inc.</td><td>17-602E</td><td>100x</td></tr><tr><td>Glutamin</td><td>MP Biomedicals</td><td>101806</td><td>200mM = 100x</td></tr><tr><td>Non-essential Aminoacids</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>11140050</td><td>100x</td></tr><tr><td>&amp;#946;-Mercapt&amp;#8211;thanol</td><td>GIBCO, by Life Technologies</td><td>21985-023</td><td>5&amp;#x03BC;l in 500ml</td></tr><tr><td>LIF</td><td>EMD Millipore</td><td>ESG1106</td><td>1000x</td></tr><tr><td>MEK inhibitor</td><td>Cell Signaling Technology</td><td>9900L</td><td>For ES derivation only, add to ES medium (final concentration 50&amp;#x03BC;M)</td></tr></tbody></table>

transnuclear mice with pre-defined t cell receptor specificities against toxoplasma gondii obtained via scnt

Lenfositler, T hücreleri gibi, belirli bir özgüllük 1 ile bir alıcı oluşturmak için, genetik V (D) J rekombinasyon uğrarlar. Için transgenik farelerin bir yeniden düzenlenmiştir antijen-spesifik T hücre reseptör (TCR) T hücre gelişimi ve işlevi incelemek için vazgeçilmez bir araç olmuştur. Ancak, bu TCRS genellikle, yüksek afinite ile T hücreleri için kaçınılmaz seçer tekrarlanan antijen stimülasyonu, genellikle uzun vadeli kültürden sonra ilgili T hücreleri izole edilmiştir. TCR Rastgele genomik entegrasyon α-ve β-zinciri ve olmayan endojen rehberleri ifade ekspresyon seviyesi ve kinetik değişimlerine yol açabilir. Somatik hücre nükleer transferi yoluyla epigenetik yeniden programlama ilgi herhangi bir hücreden embriyonik kök hücreler ve fareler üretmek için bir araç sağlar. Sonuç olarak, epigenetik işaretleri sıfırlanır SCNT bilinen özgüllük T hücreleri uygulandığında, bu genetik V (D) J düzenlenmeleri, SCNT embriyonik kök hücreler (EKH) ve onlardan elde edilen farelerin aktarılır. Toxoplasma gondii karşı önceden tanımlanmış özgüllükleri T hücrelerinin deneysel olarak tanıtıldı genetik değişiklik yapmadan, kendi endojen lokusların spesifik TCR ifade fare modelleri oluşturmak için kullanılabileceğini göstermiştir. Göreli kolaylığı ve hız gibi transnuclear modeller elde edilebilir olan diğer hastalık modelleri yapımı için söz sahibidir.

Watch this Scientific Journal Video about Transnuclear Mice with Pre-defined T Cell Receptor Specificities Against Toxoplasma gondii Obtained Via SCNT at JoVE.com

Transnuclear Mice with Pre-defined T Cell Receptor Specificities Against Toxoplasma gondii Obtained Via SCNT

Somatik Hücre Nükleer Transferi (SCNT) üzerinden epigenetik yeniden programlama önceden tanımlanmış T hücre reseptör (TCR) özgüllükleri fare modelleri oluşturmak için bir araç olarak kullanılabileceğini göstermektedir. Bu transnuclear fareler, endojen endojen organizatörü kontrol altında lokus karşılık gelen TCR ifade eder.

Karşı Önceden tanımlanmış T Hücre Reseptör özgüllükleri Transnuclear Fare Toxoplasma gondii SCNT ile Elde Edilen

Lymphocytes, such as T cells, undergo genetic V(D)J recombination, to generate a receptor with a certain specificity1. Mice transgenic for a rearranged ...

transnuclear-mice-with-pre-defined-t-cell-receptor-specificities

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Transnuclear Mice with Pre-defined T Cell Receptor Specificities Against Toxoplasma gondii Obtained Via SCNT

14.1K Görüntüleme.  Whitehead Institute for Biomedical Research. Somatik Hücre Nükleer Transferi (SCNT) üzerinden epigenetik yeniden programlama önceden tanımlanmış T hücre reseptör (TCR) özgüllükleri fare modelleri oluşturmak için bir araç olarak kullanılabileceğini göstermektedir. Bu transnuclear fareler, endojen endojen organizatörü kontrol altında lokus karşılık gelen TCR ifade eder.

Video: Transnuclear Mice with Pre-defined T Cell Receptor Specificities Against Toxoplasma gondii Obtained Via SCNT

Retroviral Transduction of T-cell Receptors in Mouse T-cells

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen presenting cells (APCs)1. This recognition leads to the activation of T-cells and a series of functional outcomes (e.g. cytokine production, killing of the target cells). Understanding the functional role of TCRs is critical to harness the power of the immune system to treat a variety of immunology related diseases (e.g. cancer or autoimmunity).
It is convenient to study TCRs in mouse models, which can be accomplished in several ways. Making TCR transgenic mouse models is costly and time-consuming and currently there are only a limited number of them available2-4. Alternatively, mice with antigen-specific T-cells can be generated by bone marrow chimera. This method also takes several weeks and requires expertise5. Retroviral transduction of TCRs into in vitro activated mouse T-cells is a quick and relatively easy method to obtain T-cells of desired peptide-MHC specificity. Antigen-specific T-cells can be generated in one week and used in any downstream applications. Studying transduced T-cells also has direct application to human immunotherapy, as adoptive transfer of human T-cells transduced with antigen-specific TCRs is an emerging strategy for cancer treatment6.
Here we present a protocol to retrovirally transduce TCRs into in vitro activated mouse T-cells. Both human and mouse TCR genes can be used. Retroviruses carrying specific TCR genes are generated and used to infect mouse T-cells activated with anti-CD3 and anti-CD28 antibodies. After in vitro expansion, transduced T-cells are analyzed by flow cytometry.

We present a protocol to produce antigen-specific mouse T-cells using retroviral transduction

Fare T-hücrelerinin, T-hücre reseptörleri retroviral İletimi

T-cell receptors (TCRs) play a central role in the immune system. TCRs on T-cell surfaces can specifically recognize peptide antigens presented by antigen ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

QTL Mapping and CRISPR/Cas9 Editing to Identify a Drug Resistance Gene in Toxoplasma gondii

Scientific knowledge is intrinsically linked to available technologies and methods. This article will present two methods that allowed for the identification and verification of a drug resistance gene in the Apicomplexan parasite Toxoplasma gondii, the method of Quantitative Trait Locus (QTL) mapping using a Whole Genome Sequence (WGS) -based genetic map and the method of Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats (CRISPR)/Cas9 -based gene editing. The approach of QTL mapping allows one to test if there is a correlation between a genomic region(s) and a phenotype. Two datasets are required to run a QTL scan, a genetic map based on the progeny of a recombinant cross and a quantifiable phenotype assessed in each of the progeny of that cross. These datasets are then formatted to be compatible with R/qtl software that generates a QTL scan to identify significant loci correlated with the phenotype. Although this can greatly narrow the search window of possible candidates, QTLs span regions containing a number of genes from which the causal gene needs to be identified. Having WGS of the progeny was critical to identify the causal drug resistance mutation at the gene level. Once identified, the candidate mutation can be verified by genetic manipulation of drug sensitive parasites. The most facile and efficient method to genetically modify T. gondii is the CRISPR/Cas9 system. This system comprised of just 2 components both encoded on a single plasmid, a single guide RNA (gRNA) containing a 20 bp sequence complementary to the genomic target and the Cas9 endonuclease that generates a double-strand DNA break (DSB) at the target, repair of which allows for insertion or deletion of sequences around the break site. This article provides detailed protocols to use CRISPR/Cas9 based genome editing tools to verify the gene responsible for sinefungin resistance and to construct transgenic parasites.

QTL Mapping and CRISPR/Cas9 Editing to Identify a Drug Resistance Gene in Toxoplasma gondii

Details are presented on how QTL mapping with a whole genome sequence based genetic map can be used to identify a drug resistance gene in Toxoplasma gondii and how this can be verified with the CRISPR/Cas9 system that efficiently edits a genomic target, in this case the drug resistance gene.

QTL Haritalama ve CRISPR / Cas9 Düzenlemesi, bir İlaç Direnç Geninin Belirlenmesi için<emToksoplasma gondii</em

Scientific knowledge is intrinsically linked to available technologies and methods. This article will present two methods that allowed for the ...

Genetik

A Three-dimensional Thymic Culture System to Generate Murine Induced Pluripotent Stem Cell-derived Tumor Antigen-specific Thymic Emigrants

The inheritance of pre-rearranged T cell receptors (TCRs) and their epigenetic rejuvenation make induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived T cells a promising source for adoptive T cell therapy (ACT). However, classical in vitro methods for producing regenerated T cells from iPSC result in either innate-like or terminally differentiated T cells, which are phenotypically and functionally distinct from na&#239;ve T cells. Recently, a novel three-dimensional (3D) thymic culture system was developed to generate a homogenous subset of CD8&#945;&#946;+ antigen-specific T cells with a na&#239;ve T cell-like functional phenotype, including the capacity for proliferation, memory formation, and tumor suppression in vivo. This protocol avoids aberrant developmental fates, allowing for the generation of clinically relevant iPSC-derived T cells, designated as iPSC-derived thymic emigrants (iTE), while also providing a potent tool to elucidate the subsequent functions necessary for T cell maturation after thymic selection.

This article describes a novel method to generate tumor antigen-specific induced pluripotent stem cell-derived thymic emigrants (iTE) by a three-dimensional (3D) thymic culture system. iTE are a homogenous subset of T cells closely related to na&#239;ve T cells with the capacity for proliferation, memory formation, and tumor suppression.

Üç boyutlu Timik Kültür Sistemi Murine indüklenen Pluripotent Kök Hücre kaynaklı Tümör Antijen-spesifik Timik Emigrants oluşturmak için

The inheritance of pre-rearranged T cell receptors (TCRs) and their epigenetic rejuvenation make induced pluripotent stem cell (iPSC)-derived T cells a ...

Kanser Araştırmaları

Using the BLT Humanized Mouse as a Stem Cell based Gene Therapy Tumor Model

Small animal models such as mice have been extensively used to study human disease and to develop new therapeutic interventions. Despite the wealth of information gained from these studies, the unique characteristics of mouse immunity as well as the species specificity of viral diseases such as human immunodeficiency virus (HIV) infection led to the development of humanized mouse models. The earlier models involved the use of C. B 17 scid/scid mice and the transplantation of human fetal thymus and fetal liver termed thy/liv (SCID-hu) 1, 2 or the adoptive transfer of human peripheral blood leukocytes (SCID-huPBL) 3. Both models were mainly utilized for the study of HIV infection.
One of the main limitations of both of these models was the lack of stable reconstitution of human immune cells in the periphery to make them a more physiologically relevant model to study HIV disease. To this end, the BLT humanized mouse model was developed. BLT stands for bone marrow/liver/thymus. In this model, 6 to 8 week old NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) immunocompromised mice receive the thy/liv implant as in the SCID-hu mouse model only to be followed by a second human hematopoietic stem cell transplant 4. The advantage of this system is the full reconstitution of the human immune system in the periphery. This model has been used to study HIV infection and latency 5-8.
We have generated a modified version of this model in which we use genetically modified human hematopoietic stem cells (hHSC) to construct the thy/liv implant followed by injection of transduced autologous hHSC 7, 9. This approach results in the generation of genetically modified lineages. More importantly, we adapted this system to examine the potential of generating functional cytotoxic T cells (CTL) expressing a melanoma specific T cell receptor. Using this model we were able to assess the functionality of our transgenic CTL utilizing live positron emission tomography (PET) imaging to determine tumor regression (9).
The goal of this protocol is to describe the process of generating these transgenic mice and assessing in vivo efficacy using live PET imaging. As a note, since we use human tissues and lentiviral vectors, our facilities conform to CDC NIH guidelines for Biosafety Level 2 (BSL2) with special precautions (BSL2+). In addition, the NSG mice are severely immunocompromised thus, their housing and maintenance must conform to the highest health standards (<a href="http://jaxmice.jax.org/research/immunology/005557-housing.html" target="_blank">http://jaxmice.jax.org/research/immunology/005557-housing.html</a>).

The generation and characterization of tumor specific T cells using humanized mice is described here. Human thymic tissue and genetically modified human hematopoietic stem cells are transplanted into immunocompromised mice. This results in the reconstitution of an engineered human immune system allowing for in vivo examination of anti-tumor immune responses.

Bir Kök Hücre tabanlı Gen Terapisi Tümör Modeli olarak BLT Insanlaşmış Fare Kullanma

Small animal models such as mice have been extensively used to study human  disease and to develop new therapeutic interventions. Despite the wealth of  ...

Forward Genetics Screens Using Macrophages to Identify Toxoplasma gondii Genes Important for Resistance to IFN-&#947;-Dependent Cell Autonomous Immunity

Toxoplasma gondii, the causative agent of toxoplasmosis, is an obligate intracellular protozoan pathogen. The parasite invades and replicates within virtually any warm blooded vertebrate cell type. During parasite invasion of a host cell, the parasite creates a parasitophorous vacuole (PV) that originates from the host cell membrane independent of phagocytosis within which the parasite replicates. While IFN-dependent-innate and cell mediated immunity is important for eventual control of infection, innate immune cells, including neutrophils, monocytes and dendritic cells, can also serve as vehicles for systemic dissemination of the parasite early in infection. An approach is described that utilizes the host innate immune response, in this case macrophages, in a forward genetic screen to identify parasite mutants with a fitness defect in infected macrophages following activation but normal invasion and replication in na&#239;ve macrophages. Thus, the screen isolates parasite mutants that have a specific defect in their ability to resist the effects of macrophage activation. The paper describes two broad phenotypes of mutant parasites following activation of infected macrophages: parasite stasis versus parasite degradation, often in amorphous vacuoles. The parasite mutants are then analyzed to identify the responsible parasite genes specifically important for resistance to induced mediators of cell autonomous immunity. The paper presents a general approach for the forward genetics screen that, in theory, can be modified to target parasite genes important for resistance to specific antimicrobial mediators. It also describes an approach to evaluate the specific macrophage antimicrobial mediators to which the parasite mutant is susceptible. Activation of infected macrophages can also promote parasite differentiation from the tachyzoite to bradyzoite stage that maintains chronic infection. Therefore, methodology is presented to evaluate the importance of the identified parasite gene to establishment of chronic infection.

Forward Genetics Screens Using Macrophages to Identify Toxoplasma gondii Genes Important for Resistance to IFN-&#947;-Dependent Cell Autonomous Immunity

Forward genetics is a powerful approach to identify genes in intracellular pathogens important for resistance to cell autonomous immunity. The current approach uses innate immune cells, specifically macrophages, to identify novel Toxoplasma gondii genes important for immune evasion.

İleri Genetik tanımak makrofajlar kullanılarak Ekranlar<em&gt; Toxoplasma gondii</em&gt; Genler önemli direnç için IFN-γ-bağımlı hücre otonom bağışıklık

Toxoplasma gondii, the causative agent of toxoplasmosis, is an obligate intracellular protozoan pathogen. The parasite invades and replicates within ...

Retroviral Transduction of Bone Marrow Progenitor Cells to Generate T-cell Receptor Retrogenic Mice

T cell receptor (TCR) signaling is essential in the development and differentiation of T cells in the thymus and periphery, respectively. The vast array of TCRs proves studying a specific antigenic response difficult. Therefore, TCR transgenic mice were made to study positive and negative selection in the thymus as well as peripheral T cell activation, proliferation and tolerance. However, relatively few TCR transgenic mice have been generated specific to any given antigen. Thus, studies involving TCRs of varying affinities for the same antigenic peptide have been lacking. The generation of a new TCR transgenic line can take six or more months. Additionally, any specific backcrosses can take an additional six months. In order to allow faster generation and screening of multiple TCRs, a protocol for retroviral transduction of bone marrow was established with stoichiometric expression of the TCR&#945; and TCR&#946; chains and the generation of retrogenic mice. Each retrogenic mouse is essentially a founder, virtually negating a founder effect, while the length of time to generate a TCR retrogenic is cut from six months to approximately six weeks. Here we present a rapid and flexible alternative to TCR transgenic mice that can be expressed on any chosen background with any particular TCR.

We present a rapid and flexible protocol for a single T cell receptor (TCR) retroviral-based in vivo expression system. Retroviral vectors are used to transduce bone marrow progenitor cells to study T cell development and function of a single TCR in vivo as an alternative to TCR transgenic mice.

Kemik iliği projenitör hücrelerinin retroviral İletimi T-hücre reseptör Retrogenic fareler üretmek için

T cell receptor (TCR) signaling is essential in the development and differentiation of T cells in the thymus and periphery, respectively.  The vast array ...

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma establishes a lifelong persistent infection in the brain. While this brain infection is asymptomatic in most immunocompetent people, in the developing fetus or immunocompromised individuals such as acquired immune deficiency syndrome (AIDS) patients, this predilection for and persistence in the brain can lead to devastating neurologic disease. Thus, it is clear that the brain-Toxoplasma interaction is critical to the symptomatic disease produced by Toxoplasma, yet we have little understanding of the cellular or molecular interaction between cells of the central nervous system (CNS) and the parasite. In the mouse model of CNS toxoplasmosis it has been known for over 30 years that neurons are the cells in which the parasite persists, but little information is available about which part of the neuron is generally infected (soma, dendrite, axon) and if this cellular relationship changes between strains. In part, this lack is secondary to the difficulty of imaging and visualizing whole infected neurons from an animal. Such images would typically require serial sectioning and stitching of tissue imaged by electron microscopy or confocal microscopy after immunostaining. By combining several techniques, the method described here enables the use of thick sections (160 &#181;m) to identify and image whole cells that contain cysts, allowing three-dimensional visualization and analysis of individual, chronically infected neurons without the need for immunostaining, electron microscopy, or serial sectioning and stitching. Using this technique, we can begin to understand the cellular relationship between the parasite and the infected neuron.

3-D Imaging and Analysis of Neurons Infected In Vivo with Toxoplasma gondii

Using this protocol, we were able to image 160 &#181;m thick brain sections from mice infected with the parasite Toxoplasma gondii, which enables visualization and analysis of the spatial relationship between the encysting parasite and the infected neuron.

Nöronlar 3-D Görüntüleme ve Analiz Enfekte<em&gt; İn Vivo</em&gt; Ile<em&gt; Toxoplasma gondii</em

Toxoplasma gondii is an obligate, intracellular parasite with a broad host range, including humans and rodents. In both humans and rodents, Toxoplasma ...

Nörobilim

Conditional Genetic Transsynaptic Tracing in the Embryonic Mouse Brain

Anatomical path tracing is of pivotal importance to decipher the relationship between brain and behavior. Unraveling the formation of neural circuits during embryonic maturation of the brain however is technically challenging because most transsynaptic tracing methods developed to date depend on stereotaxic tracer injection. To overcome this problem, we developed a binary genetic strategy for conditional genetic transsynaptic tracing in the mouse brain. Towards this end we generated two complementary knock-in mouse strains to selectively express the bidirectional transsynaptic tracer barley lectin (BL) and the retrograde transsynaptic tracer Tetanus Toxin fragment C from the ROSA26 locus after Cre-mediated recombination. Cell-specific tracer production in these mice is genetically encoded and does not depend on mechanical tracer injection. Therefore our experimental approach is suitable to study neural circuit formation in the embryonic murine brain. Furthermore, because tracer transfer across synapses depends on synaptic activity, these mouse strains can be used to analyze the communication between genetically defined neuronal populations during brain development at a single cell resolution. Here we provide a detailed protocol for transsynaptic tracing in mouse embryos using the novel recombinant ROSA26 alleles. We have utilized this experimental technique in order to delineate the neural circuitry underlying maturation of the reproductive axis in the developing female mouse brain.

Capitalizing on a binary genetic strategy we provide a detailed protocol for neural circuit tracing in mice that express complementary transsynaptic tracers after Cre-mediated recombination. Because cell-specific tracer production is genetically encoded, our experimental approach is suitable to study the formation and maturation of neural circuitry during murine embryonic brain development at a single cell resolution.

Embriyonik Fare beyninde İzleme Koşullu Genetik transsinaptik

Anatomical path tracing is of pivotal importance to decipher the relationship between brain and behavior. Unraveling the formation of neural circuits ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

İsteyerek Pluripotent Kök Hücrelerinin Elde Edilen Fare Üretimi

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Biyoloji

Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model

In recent years, Hashimoto's thyroiditis (HT) has become the most common autoimmune thyroid disease. It is characterized by lymphocyte infiltration and the detection of specific serum autoantibodies. Although the potential mechanism is still not clear, the risk of Hashimoto's thyroiditis is related to genetic and environmental factors. At present, there are several types of models of autoimmune thyroiditis, including experimental autoimmune thyroiditis (EAT) and spontaneous autoimmune thyroiditis (SAT).
EAT in mice is a common model for HT, which is immunized with lipopolysaccharide (LPS) combined with thyroglobulin (Tg) or supplemented with complete Freund's adjuvant (CFA). The EAT mouse model is widely established in many types of mice. However, the disease progression is more likely associated with the Tg antibody response, which may vary in different experiments.
SAT is also widely used in the study of HT in the NOD.H-2h4 mouse. The NOD.H2h4 mouse is a new strain obtained from the cross of the nonobese diabetic (NOD) mouse with the B10.A(4R), which is significantly induced for HT with or without feeding iodine. During the induction, the NOD.H-2h4 mouse has a high level of TgAb accompanied by lymphocyte infiltration in the thyroid follicular tissue. However, for this type of mouse model, there are few studies to comprehensively evaluate the pathological process during the induction of iodine.
A SAT mouse model for HT research is established in this study, and the pathologic changing process is evaluated after a long period of iodine induction. Through this model, researchers can better understand the pathological development of HT and screen new treatment methods for HT.

Several types of animal models of Hashimoto's thyroiditis have been established, as has spontaneous autoimmune thyroiditis in the NOD mouse. H-2h4 mice are a simple and reliable model for HT induction. This article describes this approach and evaluates the pathological process for a better understanding of the SAT murine model.

Bir Fare Spontan Otoimmün Tiroidit Modelinin Oluşturulması

In recent years, Hashimoto's thyroiditis (HT) has become the most common autoimmune thyroid disease. It is characterized by lymphocyte infiltration and ...

Karşı Önceden tanımlanmış T Hücre Reseptör özgüllükleri Transnuclear Fare Toxoplasma gondii SCNT ile Elde Edilen

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler