Agradecemos a Vasiliki Chantzara para a realização de acasalamentos cronometrados e o pessoal da unidade de recursos biológicos no Instituto de oftalmologia a UCL para criação de rato. Este estudo foi suportado por um Wellcome Trust Investigator Award 095623/Z/11/Z para CR.

Todo o trabalho animal foi transportado UK Home Office e diretrizes éticas locais.
1. Resumo das etapas e sincronismo
<ol><li>Realizar acasalamentos cronometrados de ratos adultos de uma tensão adequada para responder à questão biológica sob investigação para obter gestações de 9,5-e13.5 dia embrionário (e); requer 12 a 15 dias.</li>
	<li>Opcionalmente, preparar 5-bromo-2'-desoxiuridina (BrdU) / solução de 5-ethynyl-2'-desoxiuridina (EdU) e realizar a injeção (protocolo seção 2); requer ~ 1h no dia anterior ou no dia do isolamento do embrião, dependendo o comprimento desejado do EdU/BrdU rotulagem.</li>
	<li>Faz embrião dissecação de isolamento e rombencéfalo (protocolo seção 3); requer ~ 10 min/embrião.</li>
	<li>Executar wholemount imunofluorescência rotulagem (protocolo seção 4); necessita de 3 dias.</li>
	<li>Seção usando um vibratome e executar flutuante imunofluorescência de seção (seção 4 de protocolo): necessita de 2 dias.</li>
	<li>Seção usando um criostato e realizar imunofluorescência rotulagem de cryosections (protocolo seção 5); requer 2 dias.</li>
</ol>2. injetar rato fêmea grávido com BrdU ou EdU (opcional)
<ol><li>Dissolva BrdU ou EdU em solução salina estéril tamponada de fosfato (PBS) para as concentrações de 10 mg/mL e 1 mg/mL, respectivamente. Cuidado: BrdU e EdU são tóxicos; Use proteção adequada.</li>
	<li>Pesar o mouse grávido e calcular o volume de solução de BrdU ou EdU que deve ser administrado para chegar a 100 mg/kg BrdU ou 5 mg/kg, EdU.</li>
	<li>Injecte a solução de BrdU ou EdU através da rota intraperitoneal ou 1 h ou 1 dia antes de coletar os embriões, dependendo do comprimento necessário de rotulagem. Nota: Rotulagem para 1h visualiza rombencéfalo as células em fase S. Rotulagem para 1 dia visualiza a progenitura do rombencéfalo NPCs.</li>
</ol>3. dissecação de Hindbrains de e9.5 - e13.5 Mouse embriões
<ol><li>Eutanásia em um mouse feminino cronometrado-grávida usando um procedimento eticamente aprovado na fase gestacional exigida (por exemplo, deslocamento cervical). Com uma tesoura afiada, abrir a cavidade peritoneal e com cuidado retirar o útero. Coloque o útero extirpado contendo os embriões em um prato plástico de 60 mm, contendo 20 mL PBS gelado. Nota: Não é necessária uma técnica asséptica.</li>
	<li>Faz todos dissecação mais usando um microscópio de dissecação. Usando o relojoeiro fórceps n º 5, rasgar a parede do músculo uterino para expor os embriões, liberar cada embrião por cortar o cordão umbilical e remover o saco vitelino.</li>
	<li>Usando uma pipeta Pasteur estéril com um furo largo abertura, transferi cada embrião para um prato de plástico limpo com PBS gelado.</li>
	<li>Usando pinças de relojoeiro número 55, cortar a cabeça (Figura 1E).</li>
	<li>Opcionalmente, manter um pequeno pedaço de tecido (por exemplo, ¼ de um saco vitelino ou ponta de cauda aproximadamente 2 mm) para isolamento de DNA genômico e genotipagem subsequente.</li>
	<li>Usando pinças de relojoeiro número 55, excisar o tecido contendo o rombencéfalo paralelo e imediatamente abaixo o rombencéfalo neuroepithelium para separá-lo do tecido facial e prosencéfalo (Figura 1F).</li>
	<li>Posição o rombencéfalo e lado dorsal caudal tecido de cabeça para cima e identificam ventrículoth 4, que é coberta por uma camada de tecido fino (placa de telhado). Cuidadosamente, furar a placa do telhado usando pinça de relojoeiro número 55 (Figura 1) e descascar fora excesso de tecido com fórceps, movendo-se rostralmente ao longo da linha mediana sobre o mesencéfalo e depois caudalmente sobre o posterior rombencéfalo e a medula espinhal (Figura 1 ); o rombencéfalo agora deve ser exposto em uma preparação de livro aberto (Figura 1 H).</li>
	<li>Prepare o hindbrains para wholemount immunolabeling (opção 1).<ol>
<li>Usando o número 55 da pinça de relojoeiro, cuidadosamente tease mesênquima cabeça restante longe e qualquer meninges anexadas ao lado pial do rombencéfalo usando fórceps (Figura 1I). Remova o mesencéfalo e o tecido da medula espinhal (Figura 1J) para deixar apenas o tecido rombencéfalo (Figura 1 K). Nota: Esta etapa do procedimento não deve ser seguida no e9.5 ou e10.5, porque a tentativa de fazê-lo provavelmente prejudicaria o rombencéfalo neuroepithelium; Além disso, remover as meninges não é essencial porque o rombencéfalo neuroepithelium é suficientemente fina nesta fase para permitir a penetração eficiente de anticorpos para immunolabeling. Esta etapa deve, no entanto, ser seguido de e11.5 em diante, quando o tecido meníngeo consolida, para melhorar a penetração do anticorpo na neuroepithelium rombencéfalo. Dissecação é mais fácil quando realizada em PBS gelado (uso limpo PBS para cada rombencéfalo).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Preparar o hindbrains para vibratome e cryosectioning (opção 2)<ol>
<li>Usando pinças de relojoeiro número 55, remova o mesencéfalo e tecido da medula espinhal (Figura 1J). Nota: Não é necessário remover o mesênquima e meninges de hindbrains destinados ao corte (como mostrado na Figura 1I).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Transferência de hindbrains do prato de plástico para tubos redondo 2 mL com uma pipeta Pasteur, aspirar todos os PBS e corrigir por 2 h a 4° C, com agitação suave-recém descongelado formaldeído do w/v 4% dissolvido em PBS. Cuidado: O formol é tóxico; Use proteção adequada.</li>
	<li>Enxágue vezes de hindbrains 3x com PBS. Armazenar a 4 ° C em PBS se immunolabeling vai começar dentro de 2-3 dias ou substituir PBS com 50% methanol/50% PBS por 5 min antes de transferir para 100% de metanol para mais armazenamento entre-20° C.
</li>
</ol>4. Wholemount imunofluorescência
<ol><li>Se necessário, hidratar hindbrains em série decrescente diluições de metanol em PBS (por exemplo, 75% de metanol, metanol a 50%, 25% metanol) à temperatura ambiente (RT) por 5 min cada e então transfira para PBS. Nota: Uma série graduada de metanol é necessária suavemente hindbrains Re-hidratar e garantir a conservação adequada de tecido.</li>
	<li>Permeabilize hindbrains por 30 min a 4 ° C em PBS contendo 0,1% Triton X-100 (PBT), com leve agitação.</li>
	<li>Incube a hindbrains por 1 h a 4 ° C em PBT contendo 10% de soro de cabra inactivados por calor, com leve agitação. Nota: Usar soro provenientes das espécies de anfitrião que os anticorpos secundários foram levantados em. Para anticorpos primários gerados na cabra, incubar em isento de soro proteína bloquear, por exemplo 5% albumina de soro bovino em PBS ou uma alternativa comercial apropriada (consulte a Tabela de materiais). Isso irá reduzir a coloração frequentemente observado quando usando anticorpos primários, erguidos em cabra não-específica.</li>
	<li>Incubar a hindbrains durante a noite a 4 ° C, em PBT contendo 1% inactivadas pelo calor de soro e anticorpos primários com agitação suave (por exemplo, histona de coelho antifosfo H3 [pHH3] diluído 1: 400). Nota: Para os anticorpos primários gerados na cabra, use PBT sem soro.</li>
	<li>Lavar os hindbrains a 4 ° C 5 x com PBT de 1h cada.</li>
	<li>Incube a hindbrains durante a noite a 4 ° C, em PBT contendo apropriados fluoróforo conjugado anticorpos secundários (por exemplo, cabra anticoelho Alexa Fluor 488) em 1: 200 em PBT direcionado contra os anticorpos primários usados. Manter hindbrains no escuro daqui para proteger fluorophores fotobranqueamento. Nota: Para os anticorpos primários gerados na cabra, use anticabras Fab fragmentos de anticorpos secundários para reduzir a mancha não específica.</li>
	<li>Lavar os hindbrains a 4 ° C 5 x com PBT de 1h cada.</li>
	<li>Os hindbrains em formol 4% em PBS por 15 min em RT para preservação de longo prazo da ligação de anticorpos o postfix. Brevemente, lave duas vezes em PBS.</li>
	<li>Cobrir com um vidro de microscópio com duas camadas de fita isolante preta e uma pequena praça da fita em camadas para criar um bolso grande o suficiente para segurar um rombencéfalo impostos especiais de consumo.</li>
	<li>Transferir cada rombencéfalo em um bolso com uma pipeta Pasteur, retire o excesso de líquido e adicionar um reagente adequado antidesgaste para o bolso antes de cobri-lo lentamente com uma lamela de vidro para evitar bolhas de ar captura sob a lamínula. Selar a lamela e afixá-lo para o slide com uma fina camada de esmalte. Armazenar o slide a 4 ° C no escuro até a aquisição de imagens (protocolo seção 7).</li>
</ol>5. Vibratome de seccionamento e flutuante seção imunofluorescência
<ol><li>Se necessário, hidratar hindbrains do metanol, conforme descrito na etapa 4.1.</li>
	<li>Incorpore hindbrains fundido 3% w/v agarose preparado em água destilada. Nota: Permita fundido agarose esfriar a aproximadamente a 55° C brevemente antes de incorporação para evitar dano de calor rombencéfalo.</li>
	<li>Corte seções transversais rombencéfalo a uma espessura de 70 µm usando um vibratome. Transferi cada seção recém cortada com um pincel em um poço de uma placa de 24 contendo PBS gelado.</li>
	<li>Rotular as seções flutuantes como descrito nos passos 4.2-4.7, mas modificar os passos da seguinte maneira: Lave o flutuante seções 3x com PBT a 4 ° C por 15 min cada, diminuir o tempo de incubação para anticorpos secundários para 2 h e incubar em anticorpo secundário no RT</li>
	<li>Opcionalmente, após a rotulagem com anticorpos para outros resumos conforme descrito na etapa 5.4, detecta núcleos EdU+ usando um EdU rotulagem kit de acordo com as instruções do fabricante. Incube as seções flutuantes na reação de coquetel para 30 min a 37 ° C, no escuro. Rombencéfalo lavagem das seções a 4 ° C 3x com PBT por 15 min cada.</li>
	<li>Opcionalmente, após a rotulagem para outros resumos conforme descrito na etapa 5.4, detecta núcleos BrdU+ da seguinte forma.<ol>
<li>Incube seções flutuantes em 2 N de ácido clorídrico a 37 ° C por 30 min no escuro.</li>
		<li>Incube as seções flutuantes em tampão pH 8,5 do borato de sódio 0,1 M duas vezes durante 5 min cada à RT no escuro para neutralizar o ácido clorídrico.</li>
		<li>Lavar flutuantes seções 3 x brevemente em PBS a 4 ° C.</li>
		<li>Realize imunofluorescência rotulagem para BrdU conforme descrito na etapa 5.4.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Incube as secções flutuantes por 2 min em RT em 10 µ g/mL 4', dicloridrato de 6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) em PBS para counterstain do núcleo de células.</li>
	<li>As seções flutuantes em formol 4% por 15 min em RT o postfix</li>
	<li>Lave flutuantes seções brevemente em PBS. Transferi com cuidado, seções flutuantes para um vidro de microscópio usando um pincel. Limpa o excesso PBS em torno de seu usando um toalhete de papel ou tecido.</li>
	<li>Monte seções usando 80% glicerol em PBS e tampa lentamente com uma lamela de vidro para evitar bolhas de ar de armadilhagem. Slide de loja a 4 ° C, no escuro até a aquisição de imagens (etapa 7).</li>
</ol>6. criostato seccionamento e Cryosection imunofluorescência rotulagem
<ol><li>Se necessário, hidratar hindbrains do metanol, conforme descrito na etapa 4.1.</li>
	<li>Incube a hindbrains em sacarose 30% p/v em PBS para crioproteção hindbrains antes da congelação. Nota: Hindbrains estão prontos para congelamento quando eles tem afundado no fundo do tubo, que normalmente leva ≤ 2 h para hindbrains de e9.5-10.5 e 3-6 h para hindbrains de e11.5-13,5.</li>
	<li>Mergulhe o hindbrains da temperatura de corte óptico composta (OCT) e congelar rapidamente através da transferência de moldes contendo hindbrains na OCT para isopentano arrefecido a entre-40 ° C e -50 ° C, em gelo seco. Nota: Hindbrains congelados, incorporados podem ser armazenados a-20 ° C a curto prazo e longo prazo de-80 ° C até seccionamento.</li>
	<li>Corte seções transversais rombencéfalo a uma espessura de 10 µm usando um criostato e transferência para corrediças do microscópio eletrostaticamente adesivo. Nota: O rombencéfalo cryosections podem ser armazenados no curto prazo-20 ° C e -80 ° C a longo prazo até rotulagem.</li>
	<li>Incube em RT por 15 min para secar as seções para os slides. Lavar cryosections com PBS para dissolver OCT e marca uma barreira hidrofóbica ao redor de cryosections usando uma caneta PAP. Repita as etapas de 5.4-5.8.</li>
	<li>Repita a etapa 5.10 usando um meio de montagem à base de álcool polivinílico no lugar de glicerol.</li>
</ol>7. aquisição de imagem
<ol><li>Amostras de imagem usando um epifluorescente ou microscópio de varredura a laser confocal equipados com lentes apropriadas para slides montados mídia aquosas e filtros ópticos adequados para o fluorophores usado para immunolabeling.</li>
	<li>Para imagem o rombencéfalo inteiro ou uma seção do rombencéfalo, usar uma lente de ampliação de 10x (por exemplo, Figura 2B); para visualizar áreas hindbrains para quantificação, use um 40 X ampliação (por exemplo, Figura 2D) e para visualizar células individuais, use uma lente com uma ampliação de 63 x (por exemplo, a Figura 2).</li>
</ol>8. alternativos métodos
<ol><li>Seguindo passo 3.8, homogeneizar unfixed hindbrains para produzir uma suspensão única célula por citometria de fluxo aplicações15.</li>
	<li>Seguindo passo 3.8, homogeneizar unfixed hindbrains para extrair o RNA de suspensões celulares simples para RT-qPCR (e.g., 16). Nota: Certifique-se de todos os reagentes e equipamentos são mantidos estéril e livre de RNase em toda para prevenir a degradação do RNA.</li>
	<li>Seguindo passo 3.8, homogeneizar unfixed hindbrains para isolar NPCs e propagá-los em vitro como neurospheres para análise do rombencéfalo NPC comportamento17. Nota: Certifique-se de todos os reagentes e equipamentos são mantidos estéril para evitar a contaminação bacteriana/fúngica das culturas neurosphere.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Wilsch-Brauninger, M., Florio, M., Huttner, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neocortex+expansion+in+development+and+evolution+-+from+cell+biology+to+single+genes.">Neocortex expansion in development and evolution - from cell biology to single genes.</a> Curr Opin Neurobiol. 39, 122-132 (2016).</li><li>Gregg, C., Weiss, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CNTF/LIF/gp130+receptor+complex+signaling+maintains+a+VZ+precursor+differentiation+gradient+in+the+developing+ventral+forebrain.">CNTF/LIF/gp130 receptor complex signaling maintains a VZ precursor differentiation gradient in the developing ventral forebrain.</a> Development. 132 (3), 565-578 (2005).</li><li>Kwon, G. S., Hadjantonakis, A. 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Nenhum dos autores tem interesses concorrentes ou interesses conflitantes.

Este protocolo descreve como usar o rombencéfalo embrionárias de rato como modelo para estudar os mecanismos da neurogênese no desenvolvimento. Usando uma variedade de métodos diferentes immunolabeling, rombencéfalo NPCs pode ser visualizado e o número deles quantificado em cortes de tecido ou órgão wholemounts. A facilidade de dissecção e anatomia plana garante que o rombencéfalo pode ser fotografado em uma preparação de 'livro aberto' para reunir informações sobre os padrões de todo o órgão neurogênese.
Ainda mais, mostramos que NPC morfologia e posicionamento de NPC relacionados ao ciclo celular podem ser facilmente visualizados em flutuante- ou cryosections do rombencéfalo. Ambos os comportamentos podem ser explorados para definir novas populações de progenitor, como anteriormente foi realizado no telencéfalo mamíferos20. Por exemplo, cedo formado Sox2+ neuroepithelia e Pax6+ apical glia radial estão presentes no rombencéfalo21,22, mas o rombencéfalo carece de progenitores basais de Tbr2+ 3 .
O protocolo descrito aqui também pode ser adaptado para observar o comportamento de subpopulações de NPC específicos através da marcação fluorescente para geração de imagens ao vivo e/ou rastreamento de linhagem em tecidos fixos. Isto pode ser conseguido, por exemplo, através do estudo hindbrains de ratos carregando o tamoxifeno-inducible do transgene Sox1-iCreERT2 e o Rosa26tdTomato repórter23.
Além de melhorar o conhecimento da neurogênese murino, estudar o rombencéfalo pode elucidar mecanismos neurogênicos amplamente relevantes que são compartilhados entre espécies, porque o rombencéfalo é uma região do cérebro altamente conservadas que é esperada para ser o mais semelhante entre espécies de vertebrados do prosencéfalo.
Neurogênese rombencéfalo se exerce sobre uma janela de tempo comparativamente mais curta que prosencéfalo neurogênese23, é importante considerar a necessidade de comparar adequadamente encenado embriões. Por conseguinte, viés experimental é evitada contando e registrando o número de pares de somite em um embrião antes de isolar seu rombencéfalo. O próprio tecido do rombencéfalo é frágil e fórceps deve portanto ser manuseado com cuidado quando separa o tecido rombencéfalo o mesênquima cabeça e meninges; um par de 'prática pistas', portanto, seria aconselhável antes de dissecação de embriões valiosos é tentada. Além disso, hindbrains devem ser transferidos de um tubo para outro usando uma pipeta Pasteur de largo diâmetro, em vez de com a pinça para evitar danos (abertura da pipeta pode ser alargada por corte da ponta com uma tesoura limpa). Finalmente, apesar de incomum, a extensão da incorporação de EdU/BrdU na fase S NPCs pode ser variável, em especial durante pulsos curtos (ou seja, 1 h). Para melhorar a rotulagem, certifique-se de que o EdU/BrdU é dissolvido corretamente antes de carregar a solução para a seringa e injete cuidadosamente na cavidade peritoneal. Injeções de pobres, como aqueles feitos por via subcutânea, por acidente, irão resultar em perda ou prendendo a solução EdU/BrdU e impedi-lo de entrar em circulação.

Durante o desenvolvimento embrionário dos mamíferos, NPCs dividem o ventricular (VZ) e subventricular zonas (SVZ) do neuroepithelium em expansão para gerar novos neurônios em um processo denominado 'neurogênese'. A geração de novos neurônios e seus precursores do NPC foi investigada extensivamente no prosencéfalo1, embora menos é sabido sobre este processo em outras regiões.
O prosencéfalo é uma estrutura complexa e intricada dobrada que é largamente estudada com métodos histológicos após corte de tecido, que faz os padrões de neurogênese compreensão horizontal o órgão inteiro desafiador. Além disso, estudos de neurogênese prosencéfalo não são necessariamente preditivos de comportamento neurogênico em outras regiões do cérebro ou na medula espinhal. Por exemplo, sinalização de pistas podem eliciar respostas diferentes em regiões distintas do CNS, como observado no caso do fator neurotrófico ciliar e fator inibitório de leucemia, que promovem a auto-renovação de NPCs na eminência ganglionar lateral, mas de carro diferenciação da medula espinhal progenitores2. Além disso, uma subclasse dos NPCs que preencher o prosencéfalo em desenvolvimento e contribuir significativamente para a expansão do córtex cerebral1 estão ausentes do rombencéfalo e a medula espinhal3. Inversamente, é concebível que a medula espinhal e o rombencéfalo contenham subtipos NPC alternativos não está presentes no córtex.
O rombencéfalo de embrião de rato é a região mais antiga evolutiva dos cérebros dos mamíferos e gera o cerebelo e o tronco cerebral. Apesar de sua conservação em toda a espécie, relativamente pouco é conhecido sobre a neurogênese rombencéfalo, incluindo subtipos NPC ou seu regulamento. A maioria das pesquisas rombencéfalo no mouse centrou-se sobre o processo de segmentação de tecido, guiado por Hox genes4e a padronização dos neurônios pós mitóticas5. Além disso, o rombencéfalo tem sido usado como um modelo para estudar os mecanismos da angiogênese no desenvolvimento6.
Em contraste com o rombencéfalo de rato, o zebrafish rombencéfalo tem sido amplamente utilizado para seguir a diferenciação do NPC e progressão da linhagem de um organismo modelo vertebrados (por exemplo,7,8). O rombencéfalo miúda também tem sido empregado para estudar a neurogênese durante o desenvolvimento de vertebrados (por exemplo,9,,10). Semelhante do zebrafish rombencéfalo11, o rombencéfalo garota pode ser ao vivo fotografada para estudar o comportamento do NPC e o Regulamento sobre tempo12. Análoga observação longitudinal de imagem ao vivo não é atualmente possível em organismos mamíferos, porque eles desenvolvem no útero. Além disso, alvo de manipulação através de técnicas como electroporation pode ser facilmente aplicado a vida livre do zebrafish embriões ou garota embriões no ovo (por exemplo,13), mas tais técnicas são também mais desafiador em utero.
Não obstante, o rombencéfalo de embrião de rato é requintadamente adequado para definir os mecanismos moleculares e celulares que governam a neurogênese. Em primeiro lugar, análise do rombencéfalo rato, em muitos casos, fornecerá informações mais relevantes à evolução de seres humanos do que o obtido através do estudo de vertebrados inferiores. Além disso, dispomos de um vasto número de estirpes de rato geneticamente modificado que pode também ser usado para mapeamento murino NPCs de destino ou alterar mecanismos reguladores com alelos mutantes constitutivos ou condicionais de genes relevantes. Finalmente, recentemente tem sido demonstrado que microinjeção de ventricular rombencéfalo progenitores ex vivo permite que pelo menos um breve exame do rombencéfalo NPC cinética14. No entanto, actualmente, muito pouco é conhecido sobre a spatiotemporal organização e comportamento do rombencéfalo NPCs em um contexto de órgão inteiro.
Aqui, vamos demonstrar um método simples e rápido para usar o rombencéfalo como um poderoso modelo para analisar o comportamento dos mamíferos de NPC em preparações wholemount e cortes de tecido. Nós fornecemos mais protocolos para usar immunolabeling para estudar parâmetros diferentes neurogênese e processo rombencéfalo amostras adicionais para aplicações moleculares a jusante como transcriptase reversa quantitativa (qRT)-PCR.

<table><tbody><tr><td>Round-bottomed reagent tube, 2.0 ml (Safe-Lock)</td><td>VWR</td><td>211-2120</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Plastic cell culture dish, 60 mm</td><td>Thermo Fisher</td><td>150288</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Cell culture plates, 12-well</td><td>Thermo Fisher</td><td>150628</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Copan</td><td>200C</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Dumont Watchmaker forceps, no. 5</td><td>FST</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont Watchmaker forceps, no. 55</td><td>FST</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>29G needle/syringe</td><td>BD</td><td>BD Micro-Fine +1ml</td><td></td></tr><tr><td>Anti-phospho-histone H3 primary antibody</td><td>Millipore</td><td>06-570</td><td>Goat, dilution 1:400</td></tr><tr><td>Anti-BrdU primary antibody</td><td>Abcam</td><td>ab6326</td><td>Rat, dilution 1:400</td></tr><tr><td>Anti-Ki67 primary antibody</td><td>BD Biosciences</td><td>550609</td><td>Mouse, dilution 1:400</td></tr><tr><td>Anti-RC2 primary antibody</td><td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td><td>RC2</td><td>Mouse (IgM), dilution 1:400</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-conjugated goat anti rabbit secondary antibody</td><td>Thermo Fisher</td><td>A11029</td><td>Dilution 1:200</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594-conjugated goat anti rabbit secondary antibody</td><td>Thermo Fisher</td><td>A11037</td><td>Dilution 1:200</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-conjugated goat anti mouse IgM secondary antibody</td><td>Thermo Fisher</td><td>A21042</td><td>Dilution 1:200</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488-conjugated goat anti mouse secondary antibody</td><td>Thermo Fisher</td><td>A11001</td><td>Dilution 1:200</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 594-conjugated goat anti rat secondary antibody</td><td>Thermo Fisher</td><td>A11007</td><td>Dilution 1:200</td></tr><tr><td>4&#039;,6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride (DAPI)</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td>Use at 10 &amp;mu;g per mL</td></tr><tr><td>5-ethynyl-2&amp;rsquo;-deoxyuridine (EdU)</td><td>Sigma</td><td>900584</td><td></td></tr><tr><td>5-bromo-2&amp;acute;-deoxyuridine (BrdU)</td><td>Sigma</td><td>B5002</td><td></td></tr><tr><td>Click-iT EdU Alexa Fluor 594 Imaging Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>C10086</td><td></td></tr><tr><td>Heat-inactivated goat serum</td><td>Sigma</td><td>G9023</td><td></td></tr><tr><td>Bovine serum albumin</td><td>Sigma</td><td>A7906</td><td></td></tr><tr><td>DAKO protein-block serum free</td><td>Agilent</td><td>X0909</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Phosphate buffer saline</td><td>Sigma</td><td>P4417</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma</td><td>P6148</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Sodium tetraborate</td><td>Sigma</td><td>B9876</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>Sigma</td><td>S0389</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Sigma</td><td>A9539</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Super PAP pen liquid blocker</td><td>Ted Pella, Inc.</td><td>22309</td><td></td></tr><tr><td>SlowFade Antifade Kit</td><td>Thermo Fisher</td><td>S-2828</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Fisher Scientific</td><td>10337700</td><td></td></tr><tr><td>Mowiol</td><td>Millipore</td><td>475904</td><td></td></tr><tr><td>OCT</td><td>Scigen</td><td>4583</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Isopentane</td><td>Sigma</td><td>M32631</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Thermo Fisher</td><td>10675112</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Hydrochloric acid</td><td>Thermo Fisher</td><td>10316380</td><td>Also available from other commercial suppliers</td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>VWR</td><td>631-0912</td><td></td></tr><tr><td>Superfrost microscope slides</td><td>VWR</td><td>631-0108</td><td></td></tr><tr><td>Thermometer</td><td>VWR</td><td>620-0858</td><td></td></tr><tr><td>Cover glass</td><td>VWR</td><td>631-0137</td><td></td></tr><tr><td>Stereo Microscope, Leica MZ16</td><td>Leica</td><td>not applicable</td><td></td></tr><tr><td>Confocal laser scanning microscope&amp;nbsp; LSM710</td><td>Zeiss</td><td>not applicable</td><td></td></tr></tbody></table>

the mouse hindbrain as a model for studying embryonic neurogenesis

O prosencéfalo de embrião de rato é o sistema mais comumente empregado para estudar mamíferos neurogênese durante o desenvolvimento. No entanto, o prosencéfalo altamente dobrado neuroepithelium não é passível de análise de wholemount para examinar os padrões de todo o órgão neurogênese. Além disso, definir os mecanismos da neurogênese prosencéfalo não é necessariamente preditivo da neurogênese em outras partes do cérebro; por exemplo, devido à presença de subtipos específicos do prosencéfalo progenitoras. O rombencéfalo rato fornece um modelo alternativo para estudar neurogênese embrionário que é passível de análise wholemount, bem como cortes de tecido para observar a spatiotemporal distribuição e comportamento de progenitores neurais. Além disso, ele é facilmente dissecado para outras aplicações a jusante, tais como análise de isolamento ou biologia molecular de células. Como o rombencéfalo do mouse pode ser prontamente analisado no vasto número de repórter de linhagem de células e cepas de rato mutante que se tornaram disponíveis, oferece um poderoso modelo para o estudo dos mecanismos celulares e moleculares da neurogênese no desenvolvimento em um mamífero organismo. Aqui, apresentamos um método simples e rápido para usar o rombencéfalo de embrião de rato para analisar o comportamento de célula (NPC) mamíferos progenitoras neurais em preparações wholemount e cortes de tecido.

Esta seção ilustra exemplos de resultados que podem ser obtidos quando estudando neurogênese no rombencéfalo embrionárias de rato através da análise de seção de wholemount e tecido.
Mostramos que immunolabeling de wholemount do rombencéfalo microdissected com um anticorpo para o marcador mitótica pHH3 visualiza dividindo NPCs no VZ (Figura 2B – D). Mostrar pHH3+ NPCs em uma ampliação alta para destacar as diferentes fases da mitose (Figura 2). Podemos ter ilustrado que este método de rotulagem é adequado para ser executadas em várias fases consecutivas de desenvolvimento rombencéfalo para observar o curso do tempo de mitose NPC neste órgão (Figura 2D).
Mostramos que imagem transversal immunolabeled vibratome seções do rombencéfalo 1 h após a injeção de EdU, visualiza a orientação de clivagem de NPCs mitóticas (Figura 3B), o padrão de migração nuclear pseudoestratificado, interkinetic de ciclismo progenitores18 (Figura 3B, D) e a estrutura geral de VZ (Figura 3B – D). Observe que mitótica pHH3+ NPCs estão presentes apenas na superfície ventricular e não mais basalmente (Figura 3), que contrasta o padrão de divisão basal de NPCs mais empenhados no posencéfalo19.
Podemos também ilustrar como ciclismo NPCs e seus descendentes diferenciados pode ser rotulado com BrdU ou EdU para avaliar a progressão de linhagem NPC (Figura 4). O immunolabeling de cryosections transversal do rombencéfalo rato 1 dia após a injeção de BrdU para BrdU e Ki67demonstra o número e posicionamento de ciclismo NPCs no neuroepithelium (Figura 4A, B), segundo o qual o número de auto renovação NPCs pode ser definida através do cálculo da percentagem de Ki67 células de BrdU+ + entre todas as células de BrdU+ (Figura 4A, C).
Finalmente, mostramos um exemplo de immunolabeling de seções de vibratome rombencéfalo para RC2, um antígeno no filamento intermediário neural específico nestin, para visualizar o NPC endfeet (Figura 5B) e processos (Figura 5). Seções de vibratome, ao invés de cryosections fina, permitir melhor observação dos NPCs altamente ramificados e também de estrutura geral neuroepithelial.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56793/56793fig1.jpg"> Figura 1 : Chave entra a dissecação de um rombencéfalo de um embrião de rato e11.5. ( – D) Representação esquemática do rombencéfalo microdissection. (A) o caudal cabeça tecido é removido pelo rompimento na linha pontilhada vermelha. (B), a placa do telhado é perfurado e em seguida arrancadas em sentidos rostrais e caudais ao longo da linha mediana (linhas vermelhas verticais) e depois lateralmente para revelar o rombencéfalo neuroepithelium. (C), o neuroepithelium é Erguido longe das meninges depois de inserir a pinça entre ambas as estruturas e os tecidos do mesencéfalo e medula espinhal são removidos pelo rompimento do tecido com a pinça ao longo das linhas pontilhadas vermelhas. (D), esse procedimento produz um rombencéfalo achatado. (E–K) Captura de imagem das principais fases do procedimento de microdissection rombencéfalo. (E), o embrião é decapitado por ruptura ao longo da linha pontilhada. (F) o rombencéfalo 4th ventrículo, delimitada pela placa do telhado, extirpado e estão separados da cabeça por cortando ao longo das linhas pontilhadas. (G) 4th ventrículo é orientado para cima antes de um pequeno buraco é perfurado na placa do telhado (asterisco). O buraco é ampliado por descascar o tecido cuidadosamente tanto rostral e caudalmente ao longo da linha mediana (setas) para expor o rombencéfalo. O rombencéfalo é lado pial posicionado para baixo e da esquerda para dobrar para fora em uma preparação de livro aberto (H; preto seta indica tecido neural do rombencéfalo). Se o rombencéfalo é necessário para wholemount immunolabeling, a membrana pial é removida por curiosos suavemente o rombencéfalo neuroepithelium partir das membranas meníngeas circundantes usando fórceps (eu). Mesencéfalo (mb) e da medula espinhal (sc) o excesso de tecido é removidas (linhas pontilhadas em J) para isolar o rombencéfalo (K). Barra de escala: 500 µm para (E), 300 µm para (F – K). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56793/56793fig1large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56793/56793fig2.jpg"> Figura 2 : Wholemount immunolabeling pode ser usado para quantificar mitoses NPC do outro lado o rombencéfalo. (A) esquema ilustrando o pt encarar imagens dos NPCs mitóticas na camada ventricular rombencéfalo. V, lado do rombencéfalo ventricular; P, lado pial rombencéfalo. (B) telha Confocal varredura pilha z do rombencéfalo e10.5 immunolabeling de wholemount para o pHH3 de marcador mitótica (vermelho) a seguir. Caixa branca indica a área mostrada na maior ampliação no segundo painel em (D). (C) pré-anáfase (seta branca) e figuras de mitose anáfase (seta preta) são diferenciadas dentro da coorte total claro mitótica NPCs. (D) o tempo de wholemount pHH3 de rotulagem de e9.5-13.5. Barras de escala: 500 µm em (B); 20 µm em (C); 100 µm em (D). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56793/56793fig2large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56793/56793fig3.jpg"> Figura 3 : Ciclismo NPCs dentro de sua zona germinal no rombencéfalo rostral. (A) esquema mostrando a posição do mitótica (verde) e fase S (vermelho) NPCs na superfície ventricular rombencéfalo e na área periventricular, respectivamente. Um corte transversal virtual através do rombencéfalo é exibida na maior ampliação à direita. A seta preta indica a direção da migração dos descendentes NPC que tenham saído do ciclo celular para a zona de diferenciação. Pilha de z Confocal (B) de uma seção de rombencéfalo e11.0 flutuante de um embrião que recebeu uma 1h EdU pulso; Immunolabeling para pHH3 e EdU foi usado para visualizar mitótica (verde) e NPCs de fase S (vermelho), respectivamente. Superfícies do rombencéfalo são indicadas por linhas pontilhadas; V, lado do rombencéfalo ventricular; P, lado pial rombencéfalo. A área indicada por uma caixa branca é mostrada na maior ampliação no baixo-relevo; as setas indicam o plano de clivagem de um NPC na anáfase, em relação à superfície ventricular. (C) único canal exibindo pHH3 immunolabeling apenas. NPCs mitóticas são indicadas por setas ciana; a falta de divisões basais é indicada pelo Δ (D) único canal exibindo EdU rotulagem apenas. EdU+ NPCs adotam uma distribuição pseudoestratificada devido a sua migração nuclear interkinetic. A distância que NPCs migram longe da superfície ventricular pode ser medida, conforme indicado com uma representante linha laranja. Barras de escala: 100 µm em (B -D); 10 µm em baixo-relevo em (B). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56793/56793fig3large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56793/56793fig4.jpg"> Figura 4 : BrdU combinando com Ki67 rotulagem para determinar a capacidade de auto-renovação NPC rombencéfalo. (A) pilha de z Confocal de um e10.5 rombencéfalo cryosection depois de rotulagem para Ki67 (verde) e BrdU (vermelho), após 1 dia de BrdU pulso. Duplo-positivo células na zona ventricular são NPCs que incorporaram BrdU e ainda estão se movendo através do ciclo celular, conforme indicado pelo Ki67 rotulagem. A proporção de células duplo-rotulado entre a população total de BrdU+ representa a porcentagem de NPCs auto renovadora. (B, C) único canais exibindo Ki67 (B) e immunolabeling de BrdU (C) somente. Uma célula de BrdU+ que carece de Ki67 e, portanto, provavelmente foi encerrado o ciclo celular é indicada por uma seta ciana em (A,C). Superfícies do rombencéfalo são indicadas por linhas pontilhadas; V, lado do rombencéfalo ventricular; P, lado pial rombencéfalo. Barra de escala: 50 µm. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56793/56793fig4large.jpg" target="_blank">clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56793/56793fig5.jpg"> Figura 5 : Immunolabeling nestin visualiza NPC processos e endfeet. ( – C) Imunofluorescência para RC2, que reconhece um epítopo sobre o filamento intermediário neural nestin, ilustra a morfologia do NPC do outro lado o rombencéfalo neuroepithelium. Pilha de Confocal z (A) de uma seção de flutuação de um e11.5 rombencéfalo seguindo RC2 immunolabeling; áreas de box são mostradas na maior ampliação em (B, B'; região apical/ventricular) e (C, C'; basal região). Superfícies do rombencéfalo são indicadas por linhas pontilhadas; V, lado do rombencéfalo ventricular; P, lado pial rombencéfalo. (B, C) Pilhas de z confocal de box áreas no (A); única seções óticas são mostradas em ('B, C'), respectivamente. Um endfoot apical NPC ancorado na superfície ventricular é indicado por uma seta no (B'). Único e fasciculados NPC processos são indicados por setas brancas e pretas em (C'), respectivamente. Barras de escala: 100 µm, (A); 25 µm para (B, C). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56793/56793fig5large.jpg" target="_blank">Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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The Mouse Hindbrain As a Model for Studying Embryonic Neurogenesis

O rombencéfalo Mouse como um modelo para o estudo embrionário neurogênese

Este artigo demonstra como o rombencéfalo embrionário do mouse pode ser usado como um modelo para o estudo do desenvolvimento neurogênese em todo órgão e preparações em tecido.

The mouse embryo forebrain is the most commonly employed system for studying mammalian neurogenesis during development. However, the highly folded ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

9.9K visualizações.  UCL Institute of Ophthalmology. Este artigo demonstra como o rombencéfalo embrionário do mouse pode ser usado como um modelo para o estudo do desenvolvimento neurogênese em todo órgão e preparações em tecido.

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Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due to the abundance of molecular and genetic data. However, the developing mouse brain is not suitable for easy manipulation and imaging in vivo since the mouse embryo is inaccessible and opaque. Organotypic slice cultures of embryonic brains are therefore widely used to study murine brain development in vitro. Ex-vivo manipulation or the use of transgenic mice allows the modification of gene expression so that subpopulations of neuronal or glial cells can be labeled with fluorescent proteins. The behavior of labeled cells can then be observed using time-lapse imaging. Time-lapse imaging has been particularly successful for studying cell behaviors that underlie the development of the cerebral cortex at late embryonic stages 1-2. Embryonic organotypic slice culture systems in brain regions outside of the forebrain are less well established. Therefore, the wealth of time-lapse imaging data describing neuronal cell migration is restricted to the forebrain 3,4. It is still not known, whether the principles discovered for the dorsal brain hold true for ventral brain areas. In the ventral brain, neurons are organized in neuronal clusters rather than layers and they often have to undergo complicated migratory trajectories to reach their final position. The ventral midbrain is not only a good model system for ventral brain development, but also contains neuronal populations such as dopaminergic neurons that are relevant in disease processes. While the function and degeneration of dopaminergic neurons has been investigated in great detail in the adult and ageing brain, little is known about the behavior of these neurons during their differentiation and migration phase 5. We describe here the generation of slice cultures from the embryonic day (E) 12.5 mouse ventral midbrain. These slice cultures are potentially suitable for monitoring dopaminergic neuron development over several days in vitro. We highlight the critical steps in generating brain slices at these early stages of embryonic development and discuss the conditions necessary for maintaining normal development of dopaminergic neurons in vitro. We also present results from time lapse imaging experiments. In these experiments, ventral midbrain precursors (including dopaminergic precursors) and their descendants were labeled in a mosaic manner using a Cre/loxP based inducible fate mapping system 6.

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

A method to generate organotypic slices from the E12.5 murine embryonic midbrain is described. The organotypic slice cultures can be used to observe the behavior of dopaminergic neurons or other ventral midbrain neurons.

Organotípicas culturas de mesencéfalo ventral Slice Embrionárias: Um Sistema para o Estudo de Desenvolvimento Neuronal dopaminérgicos In vitro</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

Neurociência

Electroporation of the Hindbrain to Trace Axonal Trajectories and Synaptic Targets in the Chick Embryo

Electroporation of the chick embryonic neural tube has many advantages such as being quick and efficient for the expression of foreign genes into neuronal cells. In this manuscript we provide a method that demonstrates uniquely how to electroporate DNA into the avian hindbrain at E2.75 in order to specifically label a subset of neuronal progenitors, and how to follow their axonal projections and synaptic targets at much advanced stages of development, up to E14.5. We have utilized novel genetic tools including specific enhancer elements, Cre/Lox - based plasmids and the PiggyBac-mediated DNA transposition system to drive GFP expression in a subtype of hindbrain cells (the dorsal most subgroup of interneurons, dA1). Axonal trajectories and targets of dA1 axons are followed at early and late embryonic stages at various brainstem regions. This strategy contributes advanced techniques for targeting cells of interest in the embryonic hindbrain and for tracing circuit formation at multiple stages of development.

How neuronal networks are established in the embryonic brain is a fundamental question in developmental neurobiology. Here we combined an electroporation technique with novel genetic tools, such as Cre/Lox&#x2013;plasmids and PiggyBac-mediated DNA transposition system in the avian hindbrain to label dorsal interneurons and track their axonal projections and synaptic targets at various developmental stages.

Eletroporação do rombencéfalo rastrear Trajetórias axonal e Metas Synaptic no embrião de galinha

Electroporation of  the chick embryonic neural tube has many advantages such as being quick and efficient  for the expression of foreign genes into ...

Genetic Manipulation of the Mouse Developing Hypothalamus through In utero Electroporation

Genetic modification of specific regions of the developing mammalian brain is a very powerful experimental approach. However, generating novel mouse mutants is often frustratingly slow. It has been shown that access to the mouse brain developing in utero with reasonable post-operatory survival is possible. Still, results with this procedure have been reported almost exclusively for the most superficial and easily accessible part of the developing brain, i.e. the cortex. The thalamus, a narrower and more medial region, has proven more difficult to target. Transfection into deeper nuclei, especially those of the hypothalamus, is perhaps the most challenging and therefore very few results have been reported. Here we demonstrate a procedure to target the entire hypothalamic neuroepithelium or part of it (hypothalamic regions) for transfection through electroporation. The keys to our approach are longer narcosis times, injection in the third ventricle, and appropriate kind and positioning of the electrodes. Additionally, we show results of targeting and subsequent histological analysis of the most recessed hypothalamic nucleus, the mammillary body.

Genetic Manipulation of the Mouse Developing Hypothalamus through In utero Electroporation

Despite the functional and medical importance of the hypothalamus, in utero genetic manipulation of its development has rarely been attempted. We show a detailed procedure for in utero electroporation into the mouse hypothalamus and show representative results of total and partial (regional) hypothalamic transfection.

Manipulação genética do rato em desenvolvimento Hipotálamo através<em&gt; In utero</em&gt; Eletroporação

Genetic  modification of specific regions of the developing mammalian brain is a very  powerful experimental approach. However, generating novel mouse ...

Methods for the Modulation and Analysis of NF-&#954;B-dependent Adult Neurogenesis

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult hippocampus has been viewed as a very static anatomical region of the mammalian brain. However, recent findings have demonstrated that the dentate gyrus of the hippocampus is an area of tremendous plasticity in adults, involving not only modifications of existing neuronal circuits, but also adult neurogenesis. This plasticity is regulated by complex transcriptional networks, in which the transcription factor NF-&#954;B plays a prominent role. To study and manipulate adult neurogenesis, a transgenic mouse model for forebrain-specific neuronal inhibition of NF-&#954;B activity can be used.
In this study, methods are described for the analysis of NF-&#954;B-dependent neurogenesis, including its structural aspects, neuronal apoptosis and progenitor proliferation, and cognitive significance, which was specifically assessed via a dentate gyrus (DG)-dependent behavioral test, the spatial pattern separation-Barnes maze (SPS-BM). The SPS-BM protocol could be simply adapted for use with other transgenic animal models designed to assess the influence of particular genes on adult hippocampal neurogenesis. Furthermore, SPS-BM could be used in other experimental settings aimed at investigating and manipulating DG-dependent learning, for example, using pharmacological agents.

Methods for the manipulation and analysis of NF-&#954;B-dependent adult hippocampal neurogenesis are described. A detailed protocol is presented for a dentate gyrus-dependent behavioral test (termed the spatial pattern separation-Barnes maze) for the investigation of cognitive outcome in mice. This technique should also help enable investigations in other experimental settings.

Os métodos para a modulação e Análise de NF-kB-dependente Adulto Neurogenesis

The hippocampus plays a pivotal role in the formation and consolidation of episodic memories, and in spatial orientation. Historically, the adult ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

Imagens ao vivo da mitose no desenvolvimento Cortex embrionárias de camundongos

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

Mouse Hindbrain Ex Vivo Culture to Study Facial Branchiomotor Neuron Migration

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the brain, but subsequently migrate to new destinations to reach appropriate targets. Deciphering the molecular signals that cooperatively guide neuronal migration in the embryonic brain is therefore important to understand how the complex neural networks form which later support postnatal life. Facial branchiomotor (FBM) neurons in the mouse embryo hindbrain migrate from rhombomere (r) 4 caudally to form the paired facial nuclei in the r6-derived region of the hindbrain. Here we provide a detailed protocol for wholemount ex vivo culture of mouse embryo hindbrains suitable to investigate the signaling pathways that regulate FBM migration. In this method, hindbrains of E11.5 mouse embryos are dissected and cultured in an open book preparation on cell culture inserts for 24 hr. During this time, FBM neurons migrate caudally towards r6 and can be exposed to function-blocking antibodies and small molecules in the culture media or heparin beads loaded with recombinant proteins to examine roles for signaling pathways implicated in guiding neuronal migration.

Mouse Hindbrain Ex Vivo Culture to Study Facial Branchiomotor Neuron Migration

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the neural tube, but migrate to reach appropriate targets. Facial branchiomotor (FBM) neurons are a useful model to study neuronal migration. This protocol describes the wholemount ex vivo culture of mouse embryo hindbrains to investigate mechanisms that regulate FBM migration.

Rato rombencéfalo<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Cultura para estudar Facial Migração Branchiomotor Neuron

Embryonic neurons are born in the ventricular zone of the brain, but subsequently migrate to new destinations to reach appropriate targets. Deciphering ...

Homochronic Transplantation of Interneuron Precursors into Early Postnatal Mouse Brains

Neuronal fate determination and maturation requires an intricate interplay between genetic programs and environmental signals. However, disentangling the roles of intrinsic vs. extrinsic mechanisms that regulate this differentiation process is a conundrum for all developmental neurobiologists. This issue is magnified for GABAergic interneurons, an incredibly heterogeneous cell population that is born from transient embryonic structures and undergo a protracted migratory phase to disperse throughout the telencephalon. To explore how different brain environments affect interneuron fate and maturation, we developed a protocol for harvesting fluorescently labeled immature interneuron precursors from specific brain regions in newborn mice (P0-P2). At this age, interneuron migration is nearly complete and these cells are residing in their final resting environments with relatively little synaptic integration. Following collection of single cell solutions via flow cytometry, these interneuron precursors are transplanted into P0-P2 wildtype postnatal pups. By performing both homotopic (e.g., cortex-to-cortex) or heterotopic (e.g., cortex-to-hippocampus) transplantations, one can assess how challenging immature interneurons in new brain environments affects their fate, maturation, and circuit integration. Brains can be harvested in adult mice and assayed with a wide variety of posthoc analysis on grafted cells, including immunohistochemical, electrophysiological and transcriptional profiling. This general approach provides investigators with a strategy to assay how distinct brain environments can influence numerous aspects of neuron development and identify if specific neuronal characteristics are primarily driven by hardwired genetic programs or environmental cues.

Challenging young neurons in new brain regions can reveal important insights into how the environment sculpts neuronal fate and maturation. This protocol describes a procedure to harvest interneuron precursors from specific brain regions and transplant them either homotopically or heterotopically into the brain of postnatal pups.

Homochronic transplante de precursores interneurônio nos cérebros de Mouse pós-natal precoce

Neuronal fate determination and maturation requires an intricate interplay between genetic programs and environmental signals. However, disentangling the ...

Culturas de células mistas de cérebro de camundongo embrionário para estudar infecção e imunidade inata

Establishing Mixed Neuronal and Glial Cell Cultures from Embryonic Mouse Brains to Study Infection and Innate Immunity

Models of the central nervous system (CNS) must recapitulate the complex network of interconnected cells found in vivo. The CNS consists primarily of neurons, astrocytes, oligodendrocytes, and microglia. Due to increasing efforts to replace and reduce animal use, a variety of in vitro cell culture systems have been developed to explore innate cell properties, which allow the development of therapeutics for CNS infections and pathologies. Whilst certain research questions can be addressed by human-based cell culture systems, such as (induced) pluripotent stem cells, working with human cells has its own limitations with regard to availability, costs, and ethics. Here, we describe a unique protocol for isolating and culturing cells from embryonic mouse brains. The resulting mixed neural cell cultures mimic several cell populations and interactions found in the brain in vivo. Compared to current equivalent methods, this protocol more closely mimics the characteristics of the brain and also garners more cells, thus allowing for more experimental conditions to be investigated from one pregnant mouse. Further, the protocol is relatively easy and highly reproducible. These cultures have been optimized for use at various scales, including 96-well based high throughput screens, 24-well microscopy analysis, and 6-well cultures for flow cytometry and reverse transcription-quantitative polymerase chain reaction (RT-qPCR) analysis. This culture method is a powerful tool to investigate infection and immunity within the context of some of the complexity of the CNS with the convenience of in vitro methods.

Autor em destaque: Estabelecendo culturas mistas de células neuronais e gliais de cérebros embrionários de camundongos para estudar infecções e imunidade inata  

This protocol presents a unique way of generating central nervous system cell cultures from embryonic day 17 mouse brains for neuro(immuno)logy research. This model can be analyzed using various experimental techniques, including RT-qPCR, microscopy, ELISA, and flow cytometry.

Estabelecendo culturas mistas de células neuronais e gliais de cérebros embrionários de camundongos para estudar infecção e imunidade inata

Models of the central nervous system (CNS) must recapitulate the complex network of interconnected cells found in vivo. The CNS consists primarily of ...

O rombencéfalo Mouse como um modelo para o estudo embrionário neurogênese

Resumo

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Organotípicas culturas de mesencéfalo ventral Slice Embrionárias: Um Sistema para o Estudo de Desenvolvimento Neuronal dopaminérgicos In vitro

Eletroporação do rombencéfalo rastrear Trajetórias axonal e Metas Synaptic no embrião de galinha

Manipulação genética do rato em desenvolvimento Hipotálamo através

Os métodos para a modulação e Análise de NF-kB-dependente Adulto Neurogenesis

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Rato rombencéfalo

Homochronic transplante de precursores interneurônio nos cérebros de Mouse pós-natal precoce

Estabelecendo culturas mistas de células neuronais e gliais de cérebros embrionários de camundongos para estudar infecção e imunidade inata

Estabelecendo culturas mistas de células neuronais e gliais de cérebros embrionários de camundongos para estudar infecção e imunidade inata

Estabelecendo culturas mistas de células neuronais e gliais de cérebros embrionários de camundongos para estudar infecção e imunidade inata