Name: a large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity
Uploaded: 2017-05-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity at JoVE.com

Este trabalho foi apoiado por uma Ciências Naturais e Engenharia do Conselho de Investigação do Canadá (NSERC) Descoberta Grant # 40352, Campus Alberta para a Inovação Programa Chair, Alberta Research Program Alzheimer para MHM, e NSERC CRIAR em BIF doutoramento e AIHS comunhão de pós-graduação para MK. Agradecemos Pu Min Wang para o desenvolvimento deste protocolo e de treinamento cirúrgico e Behroo Mirza Agha e Di Shao para pecuária.

<html> O protocolo seguinte segue a Universidade do Comitê Animal Care Lethbridge (ACC) diretrizes, e é conduzido de acordo com as normas do Canadian Council on Animal Care (CCAC). 1. Preparação <ol><li> Para períodos prolongados de estudo, todos os fornecimentos autoclave cirúrgicas abertas e assegurar que a esterilidade seja mantida durante toda a cirurgia. Se múltiplas cirurgias são necessárias, autoclave entre cirurgias. </li><li> Assegurar que existe uma abundância de memória intermédia cérebro na mão (pelo menos, 50 mL). A solução é composta de cloreto de 134 mM de sódio, de potássio 5,4 mM, cloreto de magnésio 1 mM de hexa-hidrato de cloreto de cálcio di-hidratado 1,8 mM e 5 mM de HEPES sódio, pH equilibrada para 7,4 com cloreto de 5 M de ácido clorídrico. </li><li> Colocar o rato numa câmara de indução e anestesiar com 3-4% de isoflurano. Siga com 1,0-2,0% de isoflurano para manutenção durante a cirurgia. Reduzir ainda mais a tão baixo quanto 0,4-0,8% durante a imagiologias = &quot;xref&quot;&gt; 5, 13, 14, 15, desde a anestesia adequada é mantida. Estes baixos níveis de anestesia requerem monitorização vigilantes e frequente do rato (cerca de 5 min cada) para garantir que permanece areflexic a estímulos dolorosos. NOTA: A desidratação pode se tornar problemática devido à alta superfície à relação do volume do mouse e exacerbada pelo uso prolongado de isoflurano. <ol><li> Utilizar injecções subcutâneas de solução salina, 0,1 ml por 10 g de peso corporal, a cada 1-2 h. Quando adequadamente hidratado, o rato vai urinar uma vez a cada 1-2 horas. </li></ol></li><li> acompanhar de perto o mouse para assegurar anestesia consistentes ao longo da cirurgia e de imagem. Não deixe o mouse sem vigilância e tomar cuidado para que ele nunca recupere a consciência. </li><li> Transferir o rato anestesiado com a cabeça porta-set-up e lugar numa almofada de aquecimento-regulação térmica ajustada para 37 ° C. Fixar os teet superioresh em um suporte de dentes. </li><li> Rodar a cabeça do rato para a esquerda aproximadamente 30 ° para expor a face lateral direita da cabeça e proteger a cabeça do rato com a extremidade romba de barras da orelha (Figura 1A). </li><li> Aplicar pomada oftálmica para evitar a secagem da córnea. </li><li> Para reduzir o edema cerebral, injectar dexametasona (4 mg / Kg) por via intramuscular. </li><li> Limpar a pele sobre a área cirúrgica com cotonetes de algodão embebido em 4% de clorexidina (3 vezes) e 70% etanol (3 vezes). Use cada cotonete apenas uma vez. </li><li> Don luvas cirúrgicas e cobrir o animal com filme plástico adesivo. Fornecer anestésico local por injecção de lidocaína (8-10 mg / kg; 2% de epinefrina) subcutaneamente sobre o local da craniectomia. Esperar 3-5 min para o fármaco a ser absorvido para dentro do tecido. </li></ol> 2. Remover a pele e retração do músculo do Crânio <ol><li> Executar quase todos estes procedimentos enquanto visualiza o crânio sob umamicroscópio de dissecação (por exemplo, 0,7 - 4.5X poder, dependendo da situação). </li><li> Levante a pele 1 mm esquerda da linha média (atrás da orelha) com uma pinça e fazer uma pequena incisão horizontal com uma tesoura cirúrgica. </li><li> Faça de 5 - 6 milímetros corte lateral, em direção à orelha direita, e depois cortar no final rostral da cabeça. </li><li> No ponto de incisão inicial, inserir a tesoura e cortar 10 mm rostral. </li><li> Cortar a pele ao redor da orelha direita e perto do olho direito para expor o lado direito do crânio e do músculo temporal. Assegure-se que a maior parte da área exposta é, pelo menos, 7 mm. Aparar a pele ainda mais se a área cirúrgica precisa ser estendido. </li><li> Fixar a pele ao redor da incisão, colocando algumas gotas da cola de cianoacrilato butil entre o crânio e a pele. Assegurar o tecido ter sido previamente seca com aplicadores com ponta de algodão ou tecidos laminados para aumentar a eficácia do adesivo. </li><li> Usando um cotonete, esfregue a superfícieDo crânio em um movimento circular para remover o periósteo do crânio. Certifique-se que nenhum permanece por secar o crânio completamente. </li><li> Usando tesoura de mola e fórceps, separe o músculo temporal do crânio; Cortar e retrair o músculo lateralmente até atingir o osso squamosal ( Figura 1C ). Tome muito cuidado para não danificar a veia temporal superficial que corre ao longo do nível do osso squamosal perto do olho, caso contrário hemorragia pode ocorrer. </li><li> Controle o sangramento com espuma gelada pré-embebida no tampão cerebral. Para hemorragia grave use um cauterizador de calor. Colocar cianoacrilato de butilo cola nos locais de sangramento após o tratamento com o cauterizador de calor. Certifique-se de que a área é previamente seca usando aplicadores com ponta de algodão ou tecidos enrolados para aumentar a eficácia do adesivo. </li></ol> 3. Craniotomia NOTA: O cirurgião deve permanecer diligente durante a remoção do crânio edura para evitar complicações desnecessárias. solução de problemas etapas estão incluídas deve surgir complicações. <ol><li> Marca a localização da bregma, quer com um marcador de ponta fina ou cortar uma fita de pequeno pedaço triangular e indicar um canto no bregma (Figura 2A) para orientar as regiões do cérebro subjacentes. </li><li> Antes de fixar a placa de cabeça garantir o crânio é completamente seco. O crânio irá rapidamente seco ao ar depois da aplicação da espuma de gel embebida em tampão de cérebro, se mais de secagem é necessário, usar cotonetes com ponta de algodão. Este passo é crucial para a cabeça de chapa de fixação (Figura 1B). NOTA: Se houver periósteo esquerda no crânio, ou se o crânio não está seco antes de colar na placa de cabeça, ele provavelmente vai separar. Se isso acontecer, remover suavemente a placa de cabeça e começar de novo. A hemorragia pode ocorrer durante o processo; aguarde alguns minutos para que a coagular, e depois remover suavemente. Este processo não é recomendado para ser repetido mais de duas vezes. </li> &lt;li&gt; Aplicar acetato de cola de cianoacrilato em torno da borda inferior da placa de cabeça 16, e cola a placa de cobertura sobre a área craniotomia (Figura 1D &amp; Figura 2A). </li><li> Encher o espaço de abertura entre a placa de crânio e cabeça com cimento dental deixando apenas a área da craniotomia exposta. Esperar para o cimento dental para secar e endurecer, tipicamente 5 - 10 min (Figura 2B). <ol><li> Uma vez que o cimento é definida, preencher brevemente o poço com tampão de cérebro e permitir a embeber durante 3-5 min. Usar um tecido laminados para remover o tampão de cérebro antes de perfurar (Figura 2C). </li></ol></li><li> Delinear a área cirúrgica marcando levemente a superfície do crânio com uma broca de dentista. Usar um martelo pneumático (ajustado para o máximo de 20 psi), com um FG ¼ da rebarba, e controlado com um pedal de velocidade variável. </li><li> Suavemente traçar a perfuração ao longo da pontuação original para aprofundá-la, eARANTIR a broca não penetra através do crânio para o cérebro (Figura 2D). Faz transforma cada poucos minutos, entre a perfuração e esfregando a superfície do crânio com tecidos laminados humedecidos. Isto irá reduzir o aquecimento e secagem do crânio a partir de fricção mecânica e exposição prolongada. NOTA: O crânio irá rapidamente seco ao ar depois da aplicação da espuma de gel molhado. Se mais de secagem é necessário, use cotonetes de ponta de algodão. Cuidado: O crânio é desigual em espessura. Por exemplo, o cume parietal-temporal é a área mais espessa, enquanto as regiões crânio perto da linha média e marcos esquamosal são relativamente finas. </li><li> Durante a perfuração, verifique periodicamente para flambagem do crânio delicadamente pressionando-o com uma pinça ou a broca não-movimento. Quando o osso começa a fivela, parar de perfuração e mergulhe toda a janela em tampão cérebro. NOTA: Se o sangue corre para fora de uma área, isso pode sugerir que a dura-máter foi danificado. Se este for o caso, coloque um semi-espuma molhada em gel sobre a área e tentar absorver o sangue durante a aplicação de pressão para suavemente a espuma de gel com um cotonete de ponta de algodão. </li><li> Esperar durante pelo menos 5 minutos antes da remoção do crânio para amolecer o osso e para reduzir a possibilidade da dura-máter que adere ao osso, tornando o processo de remoção mais fácil do crânio. </li><li> Executar o processo de remoção do crânio enquanto o crânio é submerso em tampão cérebro. NOTA: Se uma parte do crânio permanece teimosamente em anexo, uma lâmina de bisturi nº 11 pode ser usado para marcar suavemente o crânio. Tome muito cuidado para não perfurar a lâmina através do crânio e no cérebro. </li><li> Começando a partir da borda anterior, com cuidado levante o crânio solto a partir da dura-máter com a pinça. NOTA: Se uma pequena quantidade de hemorragia ocorre durante o processo de remoção do crânio, remover o tampão com uma pipeta de transferência ou de uma seringa, e, em seguida, substituir com um novo tampão. </li><li> Uma vez que o osso está solto e &quot;flutuante&quot; na dura-máter, segurar com firmeza o osso com uma pinça e levantar o ossoA dura-máter. Certifique-se de que o osso nunca penetra no cérebro. </li><li> Para controlar o sangramento, role o canto de um tecido em um ponto e remova a maior parte do tampão do poço craniano. Aplique rapidamente a espuma do gel, pré-embebida no amortecedor, à área sangramento ao adicionar a pressão muito clara com um cotonete da ponta do algodão. NOTA: A hemorragia geralmente vem da borda do osso ou da superfície da dura-máter; Ambos os casos são normais eo sangramento irá parar rapidamente se nenhum vaso sanguíneo principal estiver danificado. Se o sangramento continuar, o sangue pode encher toda a janela, formando uma folha de coágulos sobre a área de imagem. <ol><li> Para remover a folha de coágulos, pegue com cuidado pedaços de sangue coagulado da área de imagem, deixando o coágulo de sangue intacto em torno da fonte do vaso sanguíneo rompido. Tome cuidado para não remover o coágulo de sangue da fonte de sangramento, pois isso pode causar ainda mais perda de sangue. Irrigar a superfície do cérebro com buffer cerebral para lavar qualquer sangue. </li><li> Tome cuidado para não tocar nastecido cerebral delicada ou a adição de materiais estranhos para o cérebro; repetir até a hemorragia parou, durante aproximadamente 2-5 minutos (Figura 2E). NOTA: Neste ponto, a craniotomia está pronto para a preparação da janela do crânio (veja o passo 5). Se necessário, remover a dura-máter, antes da implantação da janela craniana (ver passo 4). </li></ol></li></ol> 4. Remoção Dura NOTA: a remoção Dura requer extremo cuidado e pode demorar mais de 15 min. <ol><li> Desenhar o excesso de tampão da craniotomia. Enquanto se mantinha uma superfície húmida, agarra um pequeno pedaço de dura-máter com uma pinça e suavemente rasgar a dura-máter. </li><li> Use uma pinça e tesouras de mola para rasgar delicadamente e cortar a dura. </li><li> Cair mais tampão cérebro na superfície do cérebro para flutuar a dura-máter e ajudar a separar a partir do cérebro. Continuar até que toda a dura-máter é removido a partir do local janela craniana. Quando realizada corretamente o cérebro parecem ser muito limpo, com bl distintavasos ood e sem manchas (comparar com a figura 2E com 2F). Cuidado: Algumas áreas da dura-máter estão associadas a pequenas arteriolas na superfície do cérebro (por exemplo, perto da linha média proximal para a área de associação parietal), e remoção de tais pode romper a arteríola. Em tais casos, pode ser melhor deixar um pequeno pedaço de dura-máter intacta ao longo do topo da arteríola. O CIV podem não penetrar nessa área pequena, mas esta é preferida para ter grandes hemorragias. </li><li> Fixar a superfície do cérebro em agarose o mais rapidamente possível para minimizar o movimento de pulsação e para evitar o agravamento do inchaço (ver passo 5). </li></ol> 5. Preparação Cranial Janela <ol><li> Pulveriza-se a tampa de vidro com 70% de etanol e usar um reservatório de ar para a seco suavemente. Assegurar o vidro é completamente limpa sem manchas nem pó presente. </li><li> Prepare 1,3% de agarose por aquecimento de 200 mg de pó de agarose dissolvidos em 15 mL de tampão de cérebro. Defina o micAve a alta e aqueça por 10-15 s de cada vez, mexendo suavemente entre elas, até que todo o ágar esteja dissolvido. Nota: Certifique-se de que não haja bolhas ou partículas presentes, pois estas interferirão com a imagem. </li><li> Colocar um termómetro na agarose quente e arrefecer a agarose até pouco acima da temperatura de solidificação (~ 40 ° C). NOTA: A utilização de água fria sobre o exterior do recipiente de agarose pode acelerar o processo de arrefecimento. Agite suavemente continuamente para garantir que não haja bolhas ou partículas presentes. </li><li> Imediatamente antes de aplicar o agar, remova o tampão cerebral do poço craniano. Desenhe a agarose com uma pipeta de transferência e solte a agarose diretamente no cérebro. Coloque rapidamente a cobertura sobre a superfície e aperte a tampa com gotas de agarose nos cantos. </li></ol> 6. Eutanásia NOTA: Em nossa experiência, este procedimento leva cirurgiões experientes pelo menos 3-4 cirurgias de prática para atingir mais de 90%taxa de sucesso. Cirurgiões menos experientes pode exigir ainda mais prática. Durante a craniotomia ou durotomy, o cérebro pode sofrer danos, por exemplo, se os punções de perfuração através do osso para dentro do cérebro. Alguns pequenos danos na borda da craniotomia podem ser permitidas. No entanto, se o cérebro não parece &quot;limpa&quot; com os vasos sanguíneos vermelhos brilhantes não danificadas e córtex branco, o experimento pode ter de ser encerrado. Exemplos de preparações pobres incluem aqueles com vasos sanguíneos mortas, ou quando o córtex é marcado com vasos sanguíneos rasgados ou danificados. Se qualquer um destes sinais estão presentes, a experiência será improvável produzir dados de alta qualidade. Se a cirurgia / experiência foi bem sucedida ou não, humanamente eutanásia do rato na conclusão da experiência. <ol><li> Anestesiar profundamente com, pelo menos, 3,5% de isoflurano. Em seguida, dá uma injecção intraperitoneal de pentobarbital de sódio a 300 mg / kg. Idealmente, se a agulha é inserida no fígado, a morte será muito rápido (&lt;1 minuto). </li><li> Se a perfusão for necessário, verificar se o animal está profundamente anestesiado antes de prosseguir (veja o passo 1.3). </li><li> Alternativamente, se a perfusão não é necessário, esperar durante um mínimo de 5 minutos e, em seguida, verificar que o rato está morto. Confirmar a ausência de respiração, batimento cardíaco, bem como uma falta de retirada da dor e dos reflexos da córnea. Além disso, para observar coloração pálida azul / branco de extremidades e escurecimento dos vasos sanguíneos ao longo do córtex. </li></ol>

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	<li>Sigler, A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+rapid+redistribution+of+sensory-evoked+depolarization+through+existing+cortical+pathways+after+targeted+stroke+in+mice.">Imaging rapid redistribution of sensory-evoked depolarization through existing cortical pathways after targeted stroke in mice.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (28), 11759-11764 (2009).</li><li>Shih, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+microscopy+as+a+tool+to+study+blood+flow+and+neurovascular+coupling+in+the+rodent+brain.">Two-photon microscopy as a tool to study blood flow and neurovascular coupling in the rodent brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 32 (7), 1277-1309 (2012).</li><li>Grinvald, A., Hildesheim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=VSDI:+a+new+era+in+functional+imaging+of+cortical+dynamics.">VSDI: a new era in functional imaging of cortical dynamics.</a> Nat Rev Neurosci. 5 (11), 874-885 (2004).</li><li>Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topological+basis+for+the+robust+distribution+of+blood+to+rodent+neocortex.">Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (28), 12670-12675 (2010).</li><li>Mohajerani, M. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+cortical+activity+alternates+between+motifs+defined+by+regional+axonal+projections.">Spontaneous cortical activity alternates between motifs defined by regional axonal projections.</a> Nat Neurosci. 16 (10), 1426-1435 (2013).</li><li>Mohajerani, M. H., McVea, D. A., Fingas, M., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mirrored+bilateral+slow-wave+cortical+activity+within+local+circuits+revealed+by+fast+bihemispheric+voltage-sensitive+dye+imaging+in+anesthetized+and+awake+mice.">Mirrored bilateral slow-wave cortical activity within local circuits revealed by fast bihemispheric voltage-sensitive dye imaging in anesthetized and awake mice.</a> J Neurosci. 30 (10), 3745-3751 (2010).</li><li>Lippert, M. T., Takagaki, K., Xu, W., Huang, X., Wu, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+voltage-sensitive+dye+imaging+of+rat+cortical+activity+with+high+signal-to-noise+ratio.">Methods for voltage-sensitive dye imaging of rat cortical activity with high signal-to-noise ratio.</a> J Neurophysiol. 98 (1), 502-512 (2007).</li><li>Misgeld, T., Kerschensteiner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+imaging+of+the+diseased+nervous+system.">In vivo imaging of the diseased nervous system.</a> Nat Rev Neurosci. 7 (6), 449-463 (2006).</li><li>Kerr, J. N., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+in+vivo:+watching+the+brain+in+action.">Imaging in vivo: watching the brain in action.</a> Nat Rev Neurosci. 9 (3), 195-205 (2008).</li><li>Aronoff, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-range+connectivity+of+mouse+primary+somatosensory+barrel+cortex.">Long-range connectivity of mouse primary somatosensory barrel cortex.</a> Eur J Neurosci. 31 (12), 2221-2233 (2010).</li><li>McVea, D. A., Mohajerani, M. H., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Voltage-sensitive+dye+imaging+reveals+dynamic+spatiotemporal+properties+of+cortical+activity+after+spontaneous+muscle+twitches+in+the+newborn+rat.">Voltage-sensitive dye imaging reveals dynamic spatiotemporal properties of cortical activity after spontaneous muscle twitches in the newborn rat.</a> J Neurosci. 32 (32), 10982-10994 (2012).</li><li>Sweetnam, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diabetes+impairs+cortical+plasticity+and+functional+recovery+following+ischemic+stroke.">Diabetes impairs cortical plasticity and functional recovery following ischemic stroke.</a> J Neurosci. 32 (15), 5132-5143 (2012).</li><li>Yin, Y. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+field+recordings+effectively+monitor+the+mouse+cortex+and+hippocampus+under+isoflurane+anesthesia.">In vivo field recordings effectively monitor the mouse cortex and hippocampus under isoflurane anesthesia.</a> Neural Regeneration Research. 11 (12), 1951-1955 (2016).</li><li>Sharp, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+stimulus-evoked+cerebral+hemodynamics+in+the+awake+mouse+and+under+a+novel+anesthetic+regime.">Comparison of stimulus-evoked cerebral hemodynamics in the awake mouse and under a novel anesthetic regime.</a> Scientific Reports. 5, 12621 (2015).</li><li>Kyweriga, M., Mohajerani, M. H., Kianianmomeni, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optogenetics:+Methods+and+Protocols.">Optogenetics: Methods and Protocols.</a> Methods in Molecular Biology. 1408, 251-265 (2016).</li><li>Grutzendler, J., Gan, W. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Imaging in neuroscience and development : a laboratory manual. , (2005).</li><li>Vanni, M. P., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+transcranial+spontaneous+activity+mapping+in+GCaMP3+transgenic+mice+reveals+extensive+reciprocal+connections+between+areas+of+somatomotor+cortex.">Mesoscale transcranial spontaneous activity mapping in GCaMP3 transgenic mice reveals extensive reciprocal connections between areas of somatomotor cortex.</a> J Neurosci. 34 (48), 15931-15946 (2014).</li><li>Xie, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resolution+of+High-Frequency+Mesoscale+Intracortical+Maps+Using+the+Genetically+Encoded+Glutamate+Sensor+iGluSnFR.">Resolution of High-Frequency Mesoscale Intracortical Maps Using the Genetically Encoded Glutamate Sensor iGluSnFR.</a> J Neurosci. 36 (4), 1261-1272 (2016).</li><li>Chan, A. W., Mohajerani, M. H., LeDue, J. M., Wang, Y. T., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mesoscale+infraslow+spontaneous+membrane+potential+fluctuations+recapitulate+high-frequency+activity+cortical+motifs.">Mesoscale infraslow spontaneous membrane potential fluctuations recapitulate high-frequency activity cortical motifs.</a> Nat Commun. 6, 7738 (2015).</li><li>Lim, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+Large-Scale+Cortical+Mapping+Using+Channelrhodopsin-2+Stimulation+in+Transgenic+Mice+Reveals+Asymmetric+and+Reciprocal+Relationships+between+Cortical+Areas.">In vivo Large-Scale Cortical Mapping Using Channelrhodopsin-2 Stimulation in Transgenic Mice Reveals Asymmetric and Reciprocal Relationships between Cortical Areas.</a> Front Neural Circuits. 6, (2012).</li><li>Ferezou, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+cortical+sensorimotor+integration+in+behaving+mice.">Spatiotemporal dynamics of cortical sensorimotor integration in behaving mice.</a> Neuron. 56 (5), 907-923 (2007).</li><li>Mohajerani, M. H., Aminoltejari, K., Murphy, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+mini-strokes+produce+changes+in+interhemispheric+sensory+signal+processing+that+are+indicative+of+disinhibition+within+minutes.">Targeted mini-strokes produce changes in interhemispheric sensory signal processing that are indicative of disinhibition within minutes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 108 (22), E183-E191 (2011).</li><li>Madisen, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenic+mice+for+intersectional+targeting+of+neural+sensors+and+effectors+with+high+specificity+and+performance.">Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance.</a> Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).</li></ol>

Os autores não têm nada a revelar.

Este protocolo inovador para uma grande janela craniana permite imagiologia simultânea sobre as áreas temporal e parietal do córtex cerebral. Combinado com a imagiologia óptica, isso pode ajudar a revelar dinâmica neurais em áreas corticais durante a actividade espontânea e induzida por estímulo. Este craniotomia expansiva também expõe uma grande extensão da vasculatura rede cortical, incluindo a extremidade proximal da artéria cerebral média (MCA), permitindo que as imagens in vivo do flu...

A craniotomia é um procedimento padrão utilizado por neurocientistas para revelar uma porção do cérebro. Desde o alvorecer da eletrofisiologia, a craniotomia tem permitido avanços sem precedentes no campo da neurociência. mapeamento densa do córtex cerebral com eléctrodos levou a testar hipóteses experimentos e teorias baseadas nestes mapas. Nós entraram recentemente uma nova era na qual a craniotomia está a ser utilizado para imagiologia in vivo de fluxo sanguíneo cortical 1, 2, 3 e 4 arquitectura neurovascular, possibilitando a visualização em tempo real da actividade cortical dentro das áreas expostas 5, 6, 7. Apesar de muitos estudos utilizam Craniotomias combinadas com técnicas de imagiologia óptica in vivo para o estudo da estrutura e função de neurónios corticais, células da glia, e CRvasculatura tical 8, 9, mais investigações são limitados por pequenas áreas do córtex exposto (mas ver 10). O propósito deste protocolo é o de proporcionar um método para a criação de um grande craniotomia lateral, expondo o córtex cerebral a partir da linha média para o osso esquamosal, e que se estende para além da bregma e lambda. Esta grande craniotomia permite a visualização simultânea dos córtices de associação (retrosplico, cingulado, e parietal), o motor primário e secundário, sensoriais, visuais, e o córtex auditivo. Este método tem sido anteriormente acoplados com imagiologia tensão sensível corante (VSDI) para investigar a forma como várias áreas corticais interagir um com o outro durante a actividade espontânea e induzida por estímulo cortical 5, 11, 12. Os aspectos mais difíceis deste procedimento incluem o posicionamento da cabeçado animal, que fixa a placa de cabeça, hemorragia e evitando ao mesmo tempo separar o músculo temporal do osso parietal. Cuidados também devem ser tomadas durante os processos de perfuração e remoção do crânio como as curvas crânio com um ângulo oblíquo.

<table><tbody><tr><td>Heating Pad</td><td>FHC</td><td>40-90-2</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-09</td><td></td></tr><tr><td>Forceps&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-35</td><td>2 or more pairs are recommended</td></tr><tr><td>Spring scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-00, 15000-10</td><td>1 pair should be designated for dura removal&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Jet tooth shade powder</td><td>LANG Dental</td><td>Jet Tooth Shade Powder</td><td>to be mixed with the Jet Liquid</td></tr><tr><td>Jet tooth shade liquid</td><td>LANG Dental</td><td>Jet Tooth Shade Liquid</td><td>to be mixed wihth the Jet Powder&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Drill Heads - Carbide Burs FG 1/4 389</td><td>Midwest Dental</td><td>385201</td><td></td></tr><tr><td>Agarose Powder</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A9793</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Sinclair Dental Canada</td><td>Pfizer Gelfoam</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>124125</td><td></td></tr><tr><td>Lidocaine 2% Epinephrine</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125299</td><td></td></tr><tr><td>Dexamethazone 5&amp;nbsp;mg/mL</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>125231</td><td></td></tr><tr><td>Butyl cyanoacrylate glue (VetBond)</td><td>Western Drug Distribution Centre Ltd</td><td>12612</td><td></td></tr></tbody></table>

a large lateral craniotomy procedure for mesoscale wide-field optical imaging of brain activity

A craniotomia é um procedimento comum para expor o cérebro para experiências in vivo. Na pesquisa do mouse, a maioria dos laboratórios utilizam um pequeno craniotomia, tipicamente 3 mm x 3 mm. Este protocolo apresenta um método para a criação de uma janela craniana substancialmente maior 7 milímetros x 6 milímetros expondo mais de um hemisfério cerebral do rato ao longo dos córtices temporal e parietal (por exemplo, bregma 2,5-4,5 mm lateral, 0-6 mm). Para executar esta operação, a cabeça tem de ser inclinado cerca de 30 ° e a maior parte do músculo temporal deve ser retraída. Devido à grande quantidade de remoção de osso, este processo destina-se apenas para as experiências agudas com o animal anestesiado e a cirurgia em todo o experimento. A principal vantagem deste inovador janela craniana grande lateral é para fornecer acesso simultâneo a ambas as zonas medial e lateral do córtex. Esta grande janela craniana unilateral pode ser utilizado para estudar a dinâmica neurais entre células,bem como entre diferentes áreas corticais pela combinação de registos electrofisiolicos multi-eléctrodos, imagiologia da actividade neuronal (por exemplo, imagiologia intrínseca ou extrínseca), e estimulação optogenetic. Além disso, este grande craniotomia também expõe uma grande área de vasos sanguíneos corticais, permitindo a manipulação directa da vasculatura cortical lateral.

<html> Para estudar as interacções entre as áreas corticais dentro de um único hemisfério, foi utilizada uma grande craniotomia que se prolonga através do seio sagital e 5-6 mm lateral. Esta janela craniana incluído primário (motor, sensoriais, visuais, auditivos), secundário (motor e visual), e associação (retrosplico, cingulado, de associação parietal) córtices dos hemisférios cerebrais direito (Figura 3A). Para este trabalho utilizou-se imag...

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A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

Este protocolo apresenta um método para a criação de um grande craniotomia unilateral sobre as regiões temporal e parietal do córtex cerebral do rato. Isto é especialmente útil para imagens em tempo real sobre uma área extensa de um hemisfério cortical.

Um Procedimento craneotomia Lateral Grande para Wide-campo Mesoscale imagens ópticas de atividade cerebral

The craniotomy is a commonly performed procedure to expose the brain for in vivo experiments. In mouse research, most labs utilize a small craniotomy, ...

a-large-lateral-craniotomy-procedure-for-mesoscale-wide-field-optical

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Neuroscience

12.2K visualizações.  University of Lethbridge.  Este protocolo apresenta um método para a criação de um grande craniotomia unilateral sobre as regiões temporal e parietal do córtex cerebral do rato. Isto é especialmente útil para imagens em tempo real sobre uma área extensa de um hemisfério cortical. 

Vídeo: A Large Lateral Craniotomy Procedure for Mesoscale Wide-field Optical Imaging of Brain Activity

A Craniotomy Surgery Procedure for Chronic Brain Imaging

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an extremely useful method, because it allows the study of the live intact brain. With appropriate preparations, this technique allows the observation of the same cortical area chronically, from minutes to months. In this video, we show a preparation for chronic in vivo imaging of the brain using two-photon microscopy. This technique was initially pioneered by Dr. Karel Svoboda, who is now a Howard Hughes Medical Institute Investigator at Janelia Farm. Preparations like the one shown here can be used for imaging of neocortical structure (e.g., dendritic and axonal dynamics),  to record neuronal activity using calcium-sensitive dyes, to image cortical blood flow dynamics, or for intrinsic optical imaging studies. Deep imaging of the neocortex is possible with optimal cranial window surgeries. Operating under the most sterile conditions possible to avoid infections, together with using extreme care to do not damage the dura mater during the surgery, will result in successful and long-lasting glass-covered cranial windows.


This video and protocol demonstrate how to implant a glass-covered cranial window in rodents. These preparations can be used for chronic in vivo two-photon imaging of the neocortex over time scales of months. It may also be used for other types of imaging, including optical intrinsic signal imaging.

Um procedimento de cirurgia Craniotomia para Brain Imaging crônica

Imaging techniques are becoming increasingly important in the study brain function. Among them, two-photon laser scanning microscopy has emerged as an ...

Biologia

Longitudinal Intravital Imaging of Brain Tumor Cell Behavior in Response to an Invasive Surgical Biopsy

Biopsies are standard of care for cancer treatment and are clinically beneficial as they allow solid tumor diagnosis, prognosis, and personalized treatment determination. However, perturbation of the tumor architecture by biopsy and other invasive procedures has been associated with undesired effects on tumor progression, which need to be studied in depth to further improve the clinical benefit of these procedures. Conventional static approaches, which only provide a snapshot of the tumor, are limited in their ability to reveal the impact of biopsy on tumor cell behavior such as migration, a process closely related to tumor malignancy. In particular, tumor cell migration is the key in highly aggressive brain tumors, where local tumor dissemination makes total tumor resection virtually impossible. The development of multiphoton imaging and chronic imaging windows allows scientists to study this dynamic process in living animals over time. Here, we describe a method for the high-resolution longitudinal imaging of brain tumor cells before and after a biopsy in the same living animal. This approach makes it possible to study the impact of this procedure on tumor cell behavior (migration, invasion, and proliferation). Furthermore, we discuss the advantages and limitations of this technique, as well as the ability of this methodology to study changes in the cancer cell behavior for other surgical interventions, including tumor resection or the implantation of chemotherapy wafers.

Here we describe a method for high-resolution time-lapse multiphoton imaging of brain tumor cells before and after invasive surgical intervention (e.g., biopsy) within the same living animal. This method allows studying the impact of these invasive surgical procedures on tumor cells&#39; migratory, invasive, and proliferative behavior at a single cell level.

Imagem latente longitudinal de intravital do comportamento da pilha do tumor cerebral em resposta a uma biópsia cirúrgica invasora

Biopsies are standard of care for cancer treatment and are clinically beneficial as they allow solid tumor diagnosis, prognosis, and personalized ...

Pesquisa do câncer

Targeted Labeling of Neurons in a Specific Functional Micro-domain of the Neocortex by Combining Intrinsic Signal and Two-photon Imaging

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, direction5-7, ocular dominance8,9 and binocular disparity9. Orientation selectivity is the most widely studied feature and a continuous map with a quasi-periodic layout for preferred orientation is present across the entire primary visual cortex10,11. Integrating the synaptic, cellular and network contributions that lead to stimulus selective responses in these functional maps requires the hybridization of imaging techniques that span sub-micron to millimeter spatial scales. With conventional intrinsic signal optical imaging, the overall layout of functional maps across the entire surface of the visual cortex can be determined12. The development of in vivo two-photon microscopy using calcium sensitive dyes enables one to determine the synaptic input arriving at individual dendritic spines13 or record activity simultaneously from hundreds of individual neuronal cell bodies6,14. Consequently, combining intrinsic signal imaging with the sub-micron spatial resolution of two-photon microscopy offers the possibility of determining exactly which dendritic segments and cells contribute to the micro-domain of any functional map in the neocortex. Here we demonstrate a high-yield method for rapidly obtaining a cortical orientation map and targeting a specific micro-domain in this functional map for labeling neurons with fluorescent dyes in a non-rodent mammal. With the same microscope used for two-photon imaging, we first generate an orientation map using intrinsic signal optical imaging. Then we show how to target a micro-domain of interest using a micropipette loaded with dye to either label a population of neuronal cell bodies or label a single neuron such that dendrites, spines and axons are visible in vivo. Our refinements over previous methods facilitate an examination of neuronal structure-function relationships with sub-cellular resolution in the framework of neocortical functional architectures.

A method is described for labeling neurons with fluorescent dyes in predetermined functional micro-domains of the neocortex. First, intrinsic signal optical imaging is used to obtain a functional map. Then two-photon microscopy is used to label and image neurons within a micro-domain of the map.

Rotulagem alvo de neurônios em um específico domínio funcional de Micro-do neocórtex por Combinando sinal intrínseco e dois fótons de imagem

In the primary visual cortex of non-rodent mammals, neurons are clustered according to their preference for stimulus features such as orientation1-4, ...

Neurociência

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Um Glioblastoma Rato modelo ortotópico Manter restrições Cérebro parênquima físicas e Adequado para intravital dois fótons Microscopia

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Medicina

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to understand the mechanism that promotes neuronal regeneration, an in-depth analysis of the neuronal types that can remodel after injury is needed. Several studies showed that damaged climbing fibers are capable of regrowing also in adult animals1,2. The investigation of the time-lapse dynamics of degeneration and regeneration of these axons within their complex environment can be performed by time-lapse two-photon fluorescence (TPF) imaging in vivo3,4. This technique is here combined with laser surgery, which proved to be a highly selective tool to disrupt fluorescent structures in the intact mouse cortex5-9.
This protocol describes how to perform TPF time-lapse imaging and laser nanosurgery of single axonal branches in the cerebellum in vivo. Olivocerebellar neurons are labeled by anterograde tracing with a dextran-conjugated dye and then monitored by TPF imaging through a cranial window. The terminal portion of their axons are then dissected by irradiation with a Ti:Sapphire laser at high power. The degeneration and potential regrowth of the damaged neuron are monitored by TPF in vivo imaging during the days following the injury.

Laser Nanosurgery of Cerebellar Axons In Vivo

Two-photon imaging, coupled to laser nanodissection, are useful tools to study degenerative and regenerative processes in the central nervous system with subcellular resolution. This protocol shows how to label, image, and dissect single climbing fibers in the cerebellar cortex in vivo.

Laser Nanocirurgia de cerebelo axônios<em&gt; In Vivo</em

Only a few neuronal populations in the central nervous system (CNS) of adult mammals show local regrowth upon dissection of their axon. In order to ...

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of motor and cognitive disabilities. Its high prevalence poses a serious health burden, as stroke is among the principal causes of long-term disability and death worldwide1. Recovery of neuronal function is, in most cases, only partial. So far, treatment options are very limited, in particular due to the narrow time window for thrombolysis2,3. Determining methods to accelerate recovery from stroke remains a prime medical goal; however, this has been hampered by insufficient mechanistic insights into the recovery process. Experimental stroke researchers frequently employ rodent models of focal cerebral ischemia. Beyond the acute phase, stroke research is increasingly focused on the sub-acute and chronic phase following cerebral ischemia. Most stroke researchers apply permanent or transient occlusion of the MCA in mice or rats. In patients, occlusions of the MCA are among the most frequent causes of ischemic stroke4. Besides proximal occlusion of the MCA using the filament model, surgical occlusion of the distal MCA is probably the most frequently used model in experimental stroke research5. Occlusion of a distal (to the branching of the lenticulo-striate arteries) MCA branch typically spares the striatum and primarily affects the neocortex. Vessel occlusion can be permanent or transient. High reproducibility of lesion volume and very low mortality rates with respect to the long-term outcome are the main advantages of this model. Here, we demonstrate how to perform a chronic cranial window (CW) preparation lateral to the sagittal sinus, and afterwards how to surgically induce a distal stroke underneath the window using a craniotomy approach. This approach can be applied for sequential imaging of acute and chronic changes following ischemia via epi-illuminating, confocal laser scanning, and two-photon intravital microscopy.

Lateral Chronic Cranial Window Preparation Enables In Vivo Observation Following Distal Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Surgical occlusion of a distal middle cerebral artery branch (MCAo) is a frequently used model in experimental stroke research. This manuscript describes the basic technique of permanent MCAo, combined with the insertion of a lateral cranial window, which offers the opportunity for longitudinal intravital microscopy in mice.

Lateral Crônica Cranial Janela Preparação Ativa<em&gt; In Vivo</em&gt; Observação Após Distal Middle Cerebral Oclusão da Artéria em Ratos

Focal cerebral ischemia (i.e., ischemic stroke) may cause major brain injury, leading to a severe loss of neuronal function and consequently to a host of ...

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular plasticity or damage occurring overtime and in relation to neuronal activity or blood flow. In vivo two-photon microscopy allows the study of the structural and functional plasticity of large cellular units in the living brain. In particular, the thinned-skull window preparation allows the visualization of cortical regions of interest (ROI) without inducing significant brain inflammation. Repetitive imaging sessions of cortical ROI are feasible, providing the characterization of disease hallmarks over time during the progression of numerous CNS diseases. This technique accessing the pial structures within 250 &#956;m of the brain relies on the detection of fluorescent probes encoded by genetic cellular markers and/or vital dyes. The latter (e.g., fluorescent dextrans) are used to map the luminal compartment of cerebrovascular structures. Germane to the protocol described herein is the use of an in vivo marker of amyloid deposits, Methoxy-O4, to assess Alzheimer&#39;s disease (AD) progression. We also describe the post-acquisition image processing used to track vascular changes and amyloid depositions. While focusing presently on a model of AD, the described protocol is relevant to other CNS disorders where pathological cerebrovascular changes occur.

Longitudinal In Vivo Imaging of the Cerebrovasculature: Relevance to CNS Diseases

This manuscript describes a procedure to track the remodeling of the cerebrovasculature during amyloid plaque accumulation in vivo using longitudinal two-photon microscopy. A thinned-skull preparation enables the visualization of fluorescent dyes to assess the progression of cerebrovascular damage in a mouse model of Alzheimer&#39;s disease.

Longitudinal<em&gt; In Vivo</em&gt; Imagens do Cerebrovasculature: Relevância para doenças do SNC

Remodeling of the brain vasculature is a common trait of brain pathologies. In vivo imaging techniques are fundamental to detect cerebrovascular ...

Translational Brain Mapping at the University of Rochester Medical Center: Preserving the Mind Through Personalized Brain Mapping

The Translational Brain Mapping Program at the University of Rochester is an interdisciplinary effort that integrates cognitive science, neurophysiology, neuroanesthesia, and neurosurgery. Patients who have tumors or epileptogenic tissue in eloquent brain areas are studied preoperatively with functional and structural MRI, and intraoperatively with direct electrical stimulation mapping. Post-operative neural and cognitive outcome measures fuel basic science studies about the factors that mediate good versus poor outcome after surgery, and how brain mapping can be further optimized to ensure the best outcome for future patients. In this article, we describe the interdisciplinary workflow that allows our team to meet the synergistic goals of optimizing patient outcome and advancing scientific understanding of the human brain.

This article provides an overview of a multi-modal brain mapping program designed to identify regions of the brain that support critical cognitive functions in individual neurosurgery patients.

Mapeamento cerebral translacional na Universidade de Rochester Medical Center: preservando a mente através de mapeamento cerebral personalizado

The Translational Brain Mapping Program at the University of Rochester is an interdisciplinary effort that integrates cognitive science, neurophysiology, ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedimento de craniotomia para visualizar atividades neuronais no hipocampo de ratos comportadores

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy (pCLE) of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application to elucidate capillary blood flow effects during seizures, driven by mural cells. In vitro and in vivo cortical imaging have shown that capillary constrictions driven by pericytes can result from functional local neural activity, as well as from drug application, in healthy animals. Here, a protocol is presented on how to use pCLE to determine the role of microvascular dynamics in neural degeneration in epilepsy, at any tissue depth (specifically in the hippocampus). We describe a head restraint technique that has been adapted to record pCLE in awake animals, to address potential side-effects of anesthetics on neural activity. Using these methods, electrophysiological and imaging recordings can be conducted over several hours in deep neural structures of the brain.

In Vivo Fiber-Coupled Pre-Clinical Confocal Laser-scanning Endomicroscopy pCLE of Hippocampal Capillaries in Awake Mice

Whereas multiphoton imaging is only effective at limited depths from the tissue&#8217;s surface, it is possible to achieve 3 &#181;m resolution imaging at any depth via pCLE. Here, we present a protocol to conduct pCLE imaging to measure microvascular dynamics in the hippocampus of ictal and wild-type mice.

Endoscopia pré-clínica de varredura a laser confocal acoplada a fibra in vivo (pCLE) de capilares do hipocampo em camundongos acordados

The goal of this protocol is to describe fiber-optic-bundle-coupled pre-clinical confocal laser-scanning endomicroscopy (pCLE) in its specific application ...

Um Procedimento craneotomia Lateral Grande para Wide-campo Mesoscale imagens ópticas de atividade cerebral

Resumo

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