Name: intrauterine telemetry to measure mouse contractile pressure in vivo
Uploaded: 2015-04-06T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 3 s
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This work was supported by funding from the March of Dimes FY12-133 (S.K.E.) and the National Institutes of Health R01HD037831 (S.K.E.). We would like to thank Dr. Deborah Frank for critical review of the manuscript.

NOTA: Todos os procedimentos com animais respeitadas as diretrizes para o cuidado e uso de animais estabelecidos pelo National Institutes of Health. Todos os protocolos foram aprovados pelo Comitê da Universidade de Washington em St. Louis a estudos com animais. NOTA: materiais e equipamentos específicos para este protocolo estão listados Materiais e Equipamentos tabela. 1. Criação de temporizado Feminino Mice <ol><li> Raça fêmeas adultas entre dois e seis meses de idade, em uma janela de tempo de 2 horas com os machos. H reprodução específica não são necessários, desde que estes sejam mantidos consistentes para a totalidade da experiência. </li><li> Confirmar gravidez pela presença de um tampão copulatória. Designar o dia e hora em que a ficha é visto pela primeira vez como o dia de pós-coito 0 (dpc0). Lembre-se da hora específica quando iniciar a gravação de pressão. </li><li> Realizar cirurgias em dpc8-13. A exacta dpc dependerá da estirpe de ratinho. </li><li> Para determinar se um rato está grávida antes da cirurgia, peultra-sonografia rform do abdômen com um transdutor linear de 40 MHz acoplado a um sistema de imagem antes de administrar anestesia. Isto irá permitir a visualização dos sacos gestacionais. Se um sistema de ultra-som não está disponível, utilizar o peso do rato. NOTA: Um ganho de peso de pelo menos 2 g entre dpc0 e dpc8 e distensão do abdome é um bom indicador da gravidez. </li></ol> 2. Telemetry Cirurgia Prep <ol><li> Use um autoclave para esterilizar instrumentos, gazes, cotonetes, campos cirúrgicos, e pontas de pipeta dentro de 24 horas antes da cirurgia. </li><li> Superfície cirurgia limpa com etanol 70%. </li><li> Ligue almofada de aquecimento (especializado para roedores) e talão esterilizador. </li></ol> 3. Telemetry Cirurgia <ol><li> Para anestesia, utilizar 4-5% de isoflurano com uma taxa de fluxo de oxigénio de 1-2 l / min. </li><li> Aguarde até que o rato mostra sinais de anestesia e depois injetar por via subcutânea com buprenorfina (analgésico: 0,1 ml por 20 g). </li><li> Raspar o abdómen do rato a partir do fundo das nervuras para baixo para a bexiga. </li><li> Traga o mouse para a mesa de cirurgia em almofada de aquecimento pré-aquecido, e cobrir os olhos do rato com pomada oftálmica para evitar a secagem. </li><li> Comece a técnica estéril. Calçar luvas estéreis e manter o wrapper como uma superfície estéril em que para colocar os iodo e etanol scrubs. </li><li> Retire o telêmetro a partir do pacote ou soro fisiológico e usar uma pinça estéril, para colocá-lo em gaze estéril. <ol><li> Usar a seringa (fornecido pelo fornecedor telémetro) para encher a ponta do cateter com gel. Suavemente apertar o cateter criando uma pressão negativa suficiente para extrair o gel no interior do cateter. </li></ol></li><li> Coloque uma ponta estéril sobre a pipeta. Pipetar 2 ul de cola cirúrgica e definir a pipeta sobre uma superfície estéril. </li><li> Para limpar o local cirúrgico, limpar a área com iodo e, em seguida, com etanol a 70%. </li><li> Corte um buraco na cobertura cirúrgica grande o suficientepara a área necessária para a incisão e coloque sobre o mouse. </li><li> Realizar uma pitada pé (resposta pedal) para garantir o mouse é completamente anestesiados antes de fazer uma incisão. </li><li> Faça uma pequena incisão na linha média vertical. Em seguida, faça uma incisão semelhante através do músculo parede do corpo subjacente. </li><li> Puxe cuidadosamente o útero fora da cavidade do corpo e localizar o corno uterino contendo a maioria dos filhotes que são viáveis. <ol><li> Opcional - Para além de miRNA, injetar vetor viral na camada muscular do útero antes da inserção de telêmetro. </li></ol></li><li> Faça uma pequena incisão na ponta do corno uterino com três milímetros de corte tesoura primavera ponta. </li><li> Passe o cateter, sem apertar, entre a parede uterina e sacos fetais. Insira o cateter passado vários sacos para reduzir a sua remoção acidental. Certifique-se que os sacos fetais não são perturbados pela inserção. </li><li> Pipetar a cola cirúrgica para o sítio de inserção do telémetro para aderir o cateter para a uchifre terine e impedir o cateter de deslizar para fora da trompa uterina. Espere alguns segundos para a cola para tornar-se rígida, e em seguida, coloque cuidadosamente o útero de volta para dentro da cavidade do corpo. </li><li> Inserir o telémetro na cavidade do corpo no lado oposto do sítio da inserção do cateter. </li><li> Suturar a cavidade do corpo fechado com 6,0 suturas absorvíveis. Em primeiro lugar, fazer um ponto em bolsa e, em seguida, 3-4 pontos individuais. </li><li> Suturar a pele, utilizando a mesma técnica, mas com 6-0 não absorvíveis. </li><li> Dibucaína Swab (analgésico tópico) pomada sobre o local da incisão. </li><li> Injectar subcutaneamente 0,3-0,4 ml de solução salina estéril para ajudar a hidratar o animal. </li><li> Monitorar o animal após a cirurgia até que esteja completamente acordado. Não coloque o mouse de volta em sua gaiola até que ele é capaz de sustentar livremente sua cabeça acima da tabela como certos tipos de roupa de cama pode sufocar um rato pesadamente anestesiado. Para um rato que foi anestesiado para 30-45 min, deve-se esperar the mouse para ser totalmente acordado por 1 hora e 15 min. </li><li> Se a realização de cirurgias adicionais, limpe instrumentos com etanol 70% e talão esterilizar antes da reutilização. </li></ol> 4. recuperação pós-operatória <ol><li> Monitorar diariamente o progresso pós-cirurgia em um log. Catálogo ganho de peso e perda e prestar atenção para letargia, sangramento, ou fechamento incompleto da incisão cirúrgica. <ol><li> Alimente o mouse ração rato amolecida (~ a consistência de purê de maçã) ou recuperação dieta especializada. </li><li> Examine as suturas e se certificar que não são puxados para fora, mas não tente lidar com o mouse excessivamente. </li></ol></li></ol> 5. Telemetry Recording <ol><li> No dia do interesse (pelo menos um de dois a três dias após o mouse se recuperou da cirurgia), coloque um ímã perto do mouse para ligar o telêmetro. Coloque a gaiola do mouse sobre o receptor. A luz no receptor deve ligar se o telêmetro é ativado. </li><li> Calibrar novo Teleme<html> ters com calibrações específicas fabricante fornecido. Especificações de calibração Telemeter reutilizados serão mantidos em software. </li><li> Dentro do software, começar a gravar com o botão direito em &quot;animal&quot; e clique em &quot;iniciar a amostragem, contínuo&quot;, que permite a amostragem em taxas de até 500 Hz. Verifique se o software está definido para salvar e rastrear. NOTA: Quando o ícone do mouse amostragem fica verde, as pressões estão sendo gravadas. Perturbar o mouse durante o parto pode interromper ou alterar o trabalho, por isso observar com cautela. </li><li> Após o parto ou o período de interesse, parar a gravação com o botão direito em &quot;animal&quot; e selecionando &quot;parar as gravações, tudo&quot;. Use um ímã para desligar telêmetro para salvar a vida da bateria, como a bateria telemeter normalmente duram apenas 1,5 meses de gravação contínua. </li><li> Eutanásia o mouse por CO 2 overdose e recuperar o telêmetro. Os filhotes são sacrificados por decapitação. </li></ol>tle &quot;&gt; 6. Telemeter Esterilização <ol><li> Inserir o telémetro numa solução de 1% de detergente enzimática durante a noite em água desionizada à temperatura ambiente. </li><li> Lavar o telêmetro em água deionizada e remover todo o tecido e cola, tomando cuidado para não apertar o cateter. </li><li> Incubar o telémetro em glutaraldeído a 2% durante 24 horas à temperatura ambiente para esterilizar. </li><li> Lavar o telêmetro com solução salina estéril e armazená-lo em solução salina estéril até a próxima implantação ou a ser enviado de volta ao fabricante para ser reformado. Telémetros deve ser renovado se o tecido está localizado no interior do cateter, após a esterilização. Normalmente telémetros pode ser usado 4-5 vezes antes de precisar ser remodelado. </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

As investigações sobre a contratilidade do miométrio têm contado com ex vivo medições da tensão muscular. Esta metodologia pode ser útil para testar em estágio inicial de drogas uterotônicas recentemente desenvolvidos que não podem ser administrados aos animais vivos. No entanto, abordagens in vivo são necessários para compreender longitudinalmente a progressão do trabalho de parto. As medições in vivo servir a vários propósitos. Primeiro, eles permitem a captura de uma image...

O nascimento prematuro é a principal causa de morbidade e mortalidade nos países desenvolvidos perinatal; é responsável por 50% de morbidade perinatal e 75% de 1,2 a mortalidade perinatal. Trabalho de parto prematuro é multifacetada e pode ser idiopática. Apesar de muita pesquisa surgiu nas vias moleculares e elétricas transformando o miométrio, de um tecido de repouso em um contrátil um, a fisiopatologia exata do trabalho de parto prematuro permanece indefinida. Endocrine, inflamatório, e regulação de genes têm sido relacionados ao trabalho de parto prematuro 3,4. No entanto, as preocupações éticas limitar a capacidade de realizar pesquisas sobre os mecanismos de trabalho de parto prematuro em seres humanos. Dadas estas limitações, muitos investigadores voltaram-se para os ratos como um sistema modelo com que no estudo da fisiologia de parto. Os ratos têm gestações curta duração de aproximadamente três semanas e pode ser facilmente manipulado geneticamente. Além disso, vários modelos genéticos do rato temfoi desenvolvido para determinar as vias de sinalização que são essenciais para o trabalho 5. Apesar das diferenças fundamentais entre o mouse eo parto humano, ratos e humanos compartilham muitos dos mesmos mecanismos que são essenciais para o trabalho, incluindo a inflamação intra-uterina e infecção 6. Assim, os ratos servir como uma ferramenta valiosa para examinar a atividade uterina. Até à data, o padrão-ouro para medir a contratilidade uterina em camundongos foi ex vivo gravações de tensão isométrica; no entanto, isto é limitado a um ponto de tempo gestacional por experiência e requer a remoção do útero do seu ambiente fisiológico. Outro factor importante é o elevado número de animais necessários para essas investigações. Por último, esta metodologia não permite estudos longitudinais que examinam a indução do trabalho de parto pré-termo e fisiopatologia. Os recentes avanços feitos em dispositivos de telemetria radiométricos usados ​​para estudar a pressão arterial muda 7 em ratos e intpressão rauterine em ratos 8 pediu a questão para saber se a mesma tecnologia pode ser utilizada para estudar alterações na pressão intra-uterina em ratinhos durante a gravidez. Depois de solução de problemas inicial, foi desenvolvido um método com sucesso para medir a indução do parto e progressão em um mouse. Esta abordagem in vivo pode medir a transição do estado de baixa pressão do útero quiescente para o estado de alta pressão indicativa de contrações fortes. Este método também foi capaz de detectar diferenças de pressão significativas entre ratinhos transgénicos com parto comprometida e ratinhos do tipo selvagem, demonstrando o impacto fisiológico da expressão dos genes 9. Este protocolo fornece em tempo real, no método in vivo para estudar a pressão rato uterino durante a gravidez.

<table><tbody><tr><td>Surgical Glue</td><td>3M Vetbond</td><td>1469SB</td><td>Tissue Adhesive--stored in Drierite</td></tr><tr><td>Absorbable 6-0 Sutures</td><td>Ethicon</td><td>J212H</td><td>Vicryl</td></tr><tr><td>Non-absorbable 6-0 Sutures</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td>Prolene</td></tr><tr><td>Water Jacket Blanket + Heating Pad</td><td>Gaymer</td><td>T/Pump PN 11184-000 Blanket-66N111CC</td><td>Specialized for rodents</td></tr><tr><td>Bead sterilizer</td><td>Keller</td><td>Z378577</td><td>Steri 250 Sterilizer</td></tr><tr><td>Disecting Microscope</td><td>Nikon</td><td>SMZ754</td><td>Fibre optic gooseneck external light source</td></tr><tr><td>Sterile Surgical Gloves--Latex&amp;nbsp;</td><td>Cardinal Health Triflex</td><td>2D7253</td><td></td></tr><tr><td>PhysioTel PA-C10 Pressure Transmitter</td><td>&amp;nbsp;Data Sciences International</td><td>270-0135-001</td><td>TA11PA-C10</td></tr><tr><td>Telemeter Reciever</td><td>&amp;nbsp;Data Sciences International</td><td>272-6001-001</td><td>RPC-1</td></tr><tr><td>Dataquest ART 4.3.2 Analysis Platinum</td><td>&amp;nbsp;Data Sciences International</td><td>271-0147-141</td><td>Analysis software</td></tr><tr><td>Diet Recovery Gel</td><td>Clear H2O</td><td>72-01-5022</td><td>Purified Soft Diet for Rodents</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z273287</td><td>Enzyme detergent</td></tr></tbody></table>

intrauterine telemetry to measure mouse contractile pressure in vivo

Um complexo de integração de sinais moleculares e eléctricos é necessário para transformar um útero quiescente para um órgão contráctil no final da gravidez. Apesar da descoberta de reguladores-chave da contractilidade uterina, este processo ainda não está completamente entendido. Os ratinhos transgénicos proporcionar um modelo ideal para estudar o parto. Anteriormente, o único método para estudar a contractilidade uterina no rato foi ex vivo gravações de tensão isométrica, que são sub-óptima por várias razões. O útero tem de ser removido do seu ambiente fisiológico, um campo de investigação tempo limitado é possível, e os ratinhos deve ser sacrificado. O desenvolvimento recente de telemetria radiométrica permitiu longitudinais, as medições em tempo real da pressão intra-uterina in vivo em ratinhos. Aqui, a implantação de um telêmetro intra-uterina para medir as mudanças de pressão no útero de camundongos a partir de meados de gravidez até o parto é descrito. Ao comparar as diferenças de imprensamentos entre o tipo selvagem e ratinhos transgénicos, o impacto fisiológico de um gene de interesse pode ser elucidado. Esta técnica deve acelerar o desenvolvimento de terapias usadas para tratar distúrbios do miométrio durante a gravidez, incluindo o trabalho de parto prematuro.

Em tempo real das pressões intra-uterinos vivo pode ser gravado utilizando um sistema de aquisição de telemetria. Amostragem Pressão emparelhado com gravação simultânea de vídeo do mouse foi usado para capturar o momento exato da entrega de cada filhote e correlacionar o tempo de entrega para a pressão intra-uterina da mãe. Todos os pontos de dados podem ser representados graficamente, em seguida, durante toda a gravação para gerar uma pressão versus tempo trama (Figura 1A).</stron...

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Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy.

Telemetria Intrauterine medir Rato contrátil Pressão<em&gt; In Vivo</em

A complex integration of molecular and electrical signals is needed to transform a quiescent uterus into a contractile organ at the end of pregnancy. ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

Intrauterine Telemetry to Measure Mouse Contractile Pressure In Vivo

9.6K visualizações.  Washington University in St. Louis. This manuscript provides a protocol for implanting telemeters in the mouse for the purpose of measuring intrauterine pressures during pregnancy. 

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Measuring Left Ventricular Pressure in Late Embryonic and Neonatal Mice

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable around embryonic day (E) 8.51. Systolic left ventricular (LV) pressure is 2 mmHg at E9.5 and 11 mmHg at E14.52. At these mid-embryonic stages, the LV is clearly visible through the chest wall for invasive pressure measurements because the ribs and skin are not fully developed. Between E14.5 and birth (approximately E21) imaging methods must be used to view the LV. After birth, mean arterial pressure increases from 30 - 70 mmHg from postnatal day (P) 2 - 353. Beyond P20, arterial pressure can be measured with solid-state catheters (i.e. Millar or Scisense). Before P20, these catheters are too big for developing mouse arteries and arterial pressure must be measured with custom pulled plastic catheters attached to fluid-filled pressure transducers3 or glass micropipettes attached to servo null pressure transducers4.
Our recent work has shown that the greatest increase in blood pressure occurs during the late embryonic to early postnatal period in mice5-7. This large increase in blood pressure may influence smooth muscle cell (SMC) phenotype in developing arteries and trigger important mechanotransduction events. In human disease, where the mechanical properties of developing arteries are compromised by defects in extracellular matrix proteins (i.e. Marfan's Syndrome8 and Supravalvular Aortic Stenosis9) the rapid changes in blood pressure during this period may contribute to disease phenotype and severity through alterations in mechanotransduction signals. Therefore, it is important to be able to measure blood pressure changes during late embryonic and neonatal periods in mouse models of human disease.
We describe a method for measuring LV pressure in late embryonic (E18) and early postnatal (P1 - 20) mice. A needle attached to a fluid-filled pressure transducer is inserted into the LV under ultrasound guidance. Care is taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol, especially for the embryonic mice. Representative data are presented and limitations of the protocol are discussed.

Measuring left ventricular pressure (LV) in embryonic and neonatal mice is described. Pressure is measured by inserting a needle connected to a fluid-filled transducer into the LV under ultrasound guidance. Care must be taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol.

Pressão Ventricular Esquerda de medição no final de Ratos embrionárias e Neonatal

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable ...

Bioengenharia

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a manageable size and relatively easy to house. These factors, together with the availability of a wealth of spontaneous and experimentally induced mutants, make laboratory mice ideally suited to a wide variety of research areas.
In cardiovascular, pharmacological and toxicological research, accurate measurement of parameters relating to the circulatory system of laboratory animals is often required. Determination of heart rate, heart rate variability, and duration of PQ and QT intervals are based on electrocardiogram (ECG) recordings. However, obtaining reliable ECG curves as well as physiological data such as core body temperature in mice can be difficult using conventional measurement techniques, which require connecting sensors and lead wires to a restrained, tethered, or even anaesthetized animal. Data obtained in this fashion must be interpreted with caution, as it is well known that restraining and anesthesia can have a major artifactual influence on physiological parameters1, 2.
Radiotelemetry enables data to be collected from conscious and untethered animals. Measurements can be conducted even in freely moving animals, and without requiring the investigator to be in the proximity of the animal. Thus, known sources of artifacts are avoided, and accurate and reliable measurements are assured. This methodology also reduces interanimal variability, thus reducing the number of animals used, rendering this technology the most humane method of monitoring physiological parameters in laboratory animals3, 4. Constant advancements in data acquisition technology and implant miniaturization mean that it is now possible to record physiological parameters and locomotor activity continuously and in realtime over longer periods such as hours, days or even weeks3, 5.
Here, we describe a surgical technique for implantation of a commercially available telemetry transmitter used for continuous measurements of core body temperature, locomotor activity and biopotential (i.e. onelead ECG), from which heart rate, heart rate variability, and PQ and QT intervals can be established in freeroaming, untethered mice. We also present pre-operative procedures and protocols for post-operative intensive care and pain treatment that improve recovery, well-being and survival rates in implanted mice5, 6.

A surgical technique for implantation of commercially available telemetry transmitters used for continuous measurement of biopotential (one-lead ECG), heart rate, core body temperature and locomotor activity in freely moving mice is shown. Recommendations and protocols for post-operative care and pain relief, improving recovery, well being and survival rate are also presented.

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

Medicina

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease and injury regional estimates, World Health Organization, 2004). Surgeries that often compromise the quality of life are required to correct heart defects, reminding us of the importance of finding the causes of CHD. Mutant mouse models and live imaging technology have become essential tools to study the etiology of this disease. Although advanced methods allow live imaging of abnormal hearts in embryos, the physiological and hemodynamic states of the latter are often compromised due to surgical and/or lengthy procedures. Noninvasive ultrasound imaging, however, can be used without surgically exposing the embryos, thereby maintaining their physiology. Herein, we use simple M-mode ultrasound to assess heart rates of embryos at E18.5 in utero. The detection of abnormal heart rates is indeed a good indicator of dysfunction of the heart and thus constitutes a first step in the identification of developmental defects that may lead to heart failure.

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Ultra-high frequency ultrasound is a powerful live imaging tool to examine cardiac abnormalities in small animals. Its noninvasiveness allows maintaining the physiologic state of embryos. Herein, we show the use of M-mode ultrasound to measure the heart rates of embryos at E18.5 in utero.

Na medição utero da frequência cardíaca em rato por não invasiva em modo M Ecocardiografia

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

<meta charset="utf8"></head><body>Mudanças autonômicas maternas de camundongos da gravidez para a criação de filhotes

Analysis of Electrocardiograms and Behavior in Mice from Pregnancy to Lactation Period

Changes in the mother-offspring relationship are presumably accompanied by dynamic changes in the autonomic nervous system. Although temporal measurements of autonomic activity have been performed in human mothers and infants, the analysis of long-term changes remains unexplored. Mouse mothers can form social bonds with their pups and have a short period of pregnancy and lactation, which makes them useful for the examination of physiological changes from pregnancy to pup-rearing. Therefore, a telemetry system was used for several weeks to measure the changes in the autonomic nervous system and the behavior of mouse mothers. The current results showed that an electrocardiogram (ECG) could be stably recorded regardless of the movements of mothers and parturition. ECG analysis showed that the heart rate gradually decreased from pregnancy to lactation, and sympathetic activity sharply increased as the pups developed. Furthermore, the simultaneous recording of behavior and ECG in the home cage enabled us to understand the behavior-dependent influences on the ECG, thereby revealing the characteristics of autonomic nervous activity during each behavior. Thus, the present experimental method helps to understand how the physiological characteristics of mothers change from pregnancy through pup rearing, supporting the healthy development of pups.

<meta charset="utf8"></head><body>Análise de Eletrocardiogramas e Comportamento em Camundongos da Gravidez ao Período de Lactação

A simultaneous recording of autonomic activity and detailed maternal behavior of mother mice from pregnancy to lactation was achieved using a telemetry system. This method helps to understand the dynamics of the physiological and behavioral characteristics in mothers from pregnancy to weaning.

Análise de Eletrocardiogramas e Comportamento em Camundongos da Gravidez ao Período de Lactação

Changes in the mother-offspring relationship are presumably accompanied by dynamic changes in the autonomic nervous system. Although temporal measurements ...

Comportamento

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. Indeed, research focusing on the discovery of new potential therapeutic targets using genetically altered mice requires a reliable, long-term assessment of the systemic arterial pressure variation. Currently, the gold standard for obtaining long-term measurements of blood pressure in ambulatory mice uses implantable radio-transmitters, which require&#160;artery cannulation. This technique eliminates the need for tethering, restraining, or anesthetizing the animals which introduce stress and artifacts during data sampling. However, arterial blood pressure monitoring in mice via catheterization can be rather challenging due to the small size of the arteries. Here we present a step-by-step guide to illustrate the crucial key passages for a successful subcutaneous implantation of radio-transmitters and carotid artery cannulation in mice. We also include examples of long-term blood pressure activity taken from freely moving mice after a period of post-surgery recovery. Following this procedure will allow reliable direct blood pressure recordings from multiple animals simultaneously.

The goal of this protocol is to assess systemic blood pressure in conscious freely moving mice using implantable radio-telemetry devices.

Longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria

During the development of new vasoactive agents, arterial blood pressure monitoring is crucial for evaluating the efficacy of the new proposed drugs. ...

Application of Consistent Massage-Like Perturbations on Mouse Calves and Monitoring the Resulting Intramuscular Pressure Changes

Massage is generally recognized to be beneficial for relieving pain and inflammation. Although previous studies have reported anti-inflammatory effects of massage on skeletal muscles, the molecular mechanisms behind are poorly understood. We have recently developed a simple device to apply local cyclical compression (LCC), which can generate intramuscular pressure waves with varying amplitudes. Using this device, we have demonstrated that LCC modulates inflammatory responses of macrophages in situ and alleviates immobilization-induced muscle atrophy. Here, we describe protocols for the optimization and application of LCC as a massage-like intervention against immobilization-induced inflammation and atrophy of skeletal muscles of mouse hindlimbs. The protocol that we have developed can be useful for investigating the mechanism underlying beneficial effects of physical exercise and massage. Our experimental system provides a prototype of the analytical approach to elucidate the mechanical regulation of muscle homeostasis, although further development needs to be made for more comprehensive studies.

Here we describe the protocols for applying defined mechanical loads to mouse calves and for monitoring the concomitant intramuscular pressure changes. The experimental systems that we have developed can be useful for investigating the mechanism behind the beneficial effects of physical exercise and massage.

Aplicação de consistente massagem-como perturbações em bezerros do mouse e monitoramento das mudanças de pressão intramuscular resultante

Massage is generally recognized to be beneficial for relieving pain and inflammation. Although previous studies have reported anti-inflammatory effects of ...

Imunologia e Infecção

Implantation of Combined Telemetric ECG and Blood Pressure Transmitters to Determine Spontaneous Baroreflex Sensitivity in Conscious Mice

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. The baroreflex is a key homeostatic mechanism to counteract acute, short-term changes in arterial BP and to maintain BP in a relatively narrow physiological range. BP is sensed by baroreceptors located in the aortic arch and carotid sinus. When BP changes, signals are transmitted to the central nervous system and are then communicated to the parasympathetic and sympathetic branches of the autonomic nervous system to adjust HR. A rise in BP causes a reflex decrease in HR, a drop in BP causes a reflex increase in HR.
Baroreflex sensitivity (BRS) is the quantitative relationship between changes in arterial BP and corresponding changes in HR. Cardiovascular diseases are often associated with impaired baroreflex function. In various studies reduced BRS has been reported in e.g., heart failure, myocardial infarction, or coronary artery disease. 
Determination of BRS requires information from both BP and HR, which can be recorded simultaneously using telemetric devices. The surgical procedure is described beginning with the insertion of the pressure sensor into the left carotid artery and positioning of its tip in the aortic arch to monitor arterial pressure followed by the subcutaneous placement of the transmitter and ECG electrodes. We also describe postoperative intensive care and analgesic management. After a two-week period of post-surgery recovery long-term ECG and BP recordings are performed in conscious and unrestrained mice. Finally, we include examples of high-quality recordings and the analysis of spontaneous baroreceptor sensitivity using the sequence method.

The baroreflex is a heart-rate regulation mechanism by the autonomic nervous system in response to blood-pressure changes. We describe a surgical technique to implant telemetry transmitters for continuous and simultaneous measurement of electrocardiogram and blood pressure in mice. This can determine spontaneous baroreflex sensitivity, an important prognostic marker for cardiovascular disease.

Implantação de ECG Telemétrico Combinado e Transmissores de Pressão Arterial para Determinação da Sensibilidade Barorreflexa Espontânea em Camundongos Conscientes

Blood pressure (BP) and heart rate (HR) are both controlled by the autonomic nervous system (ANS) and are closely intertwined due to reflex mechanisms. ...

Real-Time Electrocardiogram Monitoring During Treadmill Training in Mice

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. However, in certain cardiac diseases such as inherited arrhythmia syndromes, e.g., arrhythmogenic cardiomyopathy (ACM) or myocarditis, physical exercise may have negative effects on the heart leading to a proarrhythmogenic substrate production. Currently, the underlying molecular mechanisms of exercise-related proarrhythmogenic remodeling are largely unknown, thus it remains unclear which frequency, duration, and intensity of exercise can be considered safe in the context of disease(s).
The proposed method allows to study proarrhythmic/antiarrhythmic effects of physical exercise by combining treadmill training with real-time monitoring of the ECG. Implantable telemetry devices are used to continuously record the ECG of freely moving mice over a period of up to 3 months both at rest and during treadmill training. Data acquisition software with its analysis modules is used to analyze basic ECG parameters such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration at rest, during and after training. Furthermore, heart rate variability (HRV) parameters and occurrence of arrhythmias are evaluated. In brief, this manuscript describes a step-by-step approach to experimentally explore exercise induced effects on cardiac electrophysiology, including potential proarrhythmogenic remodeling in mouse models.

Electrocardiogram (ECG) is the key variable to understanding cardiac electrophysiology. Physical exercise has beneficial effects but may also be harmful in the context of cardiovascular diseases. This manuscript provides a method of recording real-time ECG during exercise, which can serve to investigate its effects on cardiac electrophysiology in mice.

Monitoramento do Eletrocardiograma em Tempo Real Durante o Treinamento em Esteira Rolante em Camundongos

Regular physical exercise is a major contributor to cardiovascular health, influencing various metabolic as well as electrophysiological processes. ...

Telemetria Intrauterine medir Rato contrátil Pressão

Resumo

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Pressão Ventricular Esquerda de medição no final de Ratos embrionárias e Neonatal

Implantação de Transmissores de radiotelemetria Cedendo Dados sobre ECG, freqüência cardíaca, temperatura corporal e atividade em camundongos de laboratório de movimento livre

Na medição utero da frequência cardíaca em rato por não invasiva em modo M Ecocardiografia

Análise de Eletrocardiogramas e Comportamento em Camundongos da Gravidez ao Período de Lactação

Análise de Eletrocardiogramas e Comportamento em Camundongos da Gravidez ao Período de Lactação

Análise de Eletrocardiogramas e Comportamento em Camundongos da Gravidez ao Período de Lactação

Longo prazo medição de pressão arterial em ratos movimentando-se livremente utilizar telemetria

Aplicação de consistente massagem-como perturbações em bezerros do mouse e monitoramento das mudanças de pressão intramuscular resultante

Implantação de ECG Telemétrico Combinado e Transmissores de Pressão Arterial para Determinação da Sensibilidade Barorreflexa Espontânea em Camundongos Conscientes

Monitoramento do Eletrocardiograma em Tempo Real Durante o Treinamento em Esteira Rolante em Camundongos