이 연구는 NiH 1R01HL140239-01에 의해 AMC에 투자되었습니다. 드렉셀 대학의 세포 이미징 센터에 감사드립니다.

1. 유방 상피 세포 성장 및 분석 미디어
<ol><li>MCF10A 유방 상피 세포 참고: 비종양 불멸의 유방 상피 세포주는 섬유성질환(43)을가진 환자로부터 유래된다. 세포는 에스트로겐 수용체를 발현하지 않습니다.<ol>
<li>20 μg/mL 표피 성장 인자(EGF)를 준비하려면, 200 μg/mL EGF를 만들기 위해 멸균 dH2O의 500 μL에서 lyophilized EGF의 100 μg를 용해하십시오. 20μg/mL EGF의 500 μL을 dH2O에 멸균 0.1% BSA에 추가하여 20 μg/mL EGF 스톡 솔루션을 만듭니다. 최대 12개월 동안 -20°C에서 20μg/mL EGF 알리쿼트 20μg/mL EGF 알리쿼트를 보관하였다.</li>
		<li>500 μg/mL 하이드로코르티손을 준비하려면 절대 에탄올 1mL(200 증거)에 하이드로코르티손 1 mg을 희석시합니다. 이 혼합물에 멸균 DMEM F:12 1mL을 추가하여 500 μg/mL 하이드로코르티손 스톡 용액을 만듭니다. 하이드로코르티손 주식 알리코트(-80°C)를 최대 12개월 동안 보관하십시오.</li>
		<li>10 μg/mL 콜레라 독소를 제조하려면 1 mg/mL 콜레라 독소 스톡 용액을 만들기 위해 1mL의 멸균 dH2O에 콜레라 독소 리오필화 분말 1 mg을 용해하십시오. 콜레라 독소 육수 알리코를 -80°C에 최대 12개월 동안 보관하십시오.</li>
		<li>성장 매체를 준비하려면 EGF (20 μg /mL), 하이드로 코르티손 500 μL (500 μg /mL), 콜레라 독소 5 μL (1 mg / mL), 500 μL 의 소 인슐린 (10 mg /mL), 페니실린 및 strepmyin 10 mL을 추가하십시오. 및 25mL의 말 세럼은 DMEM F:12의 최종 농도 20 ng/mL EGF, 500 ng/mL 하이드로코르티손, 10 ng/mL 콜레라 독소, 10 ng/mL 소 인슐린, 2% v/v 페니실린 및 streptomycin, 5% v. 항생제 농도는 바이오 프린팅 공정에서 멸균 감소를 고려하여 2%로 증가하였다. 그러나, 항생제 농도는 1%로 낮출 수 있다.</li>
		<li>분석 매체를 준비하려면 하이드로 코르티손 500 μL (500 μg /mL), 콜레라 독소 5 μL (1 mg / mL), 소 인슐린 500 μL (10 mg / mL), 페니실린 및 연쇄 상류균증 10 mL을 추가하십시오. 및 말 혈청 의 25 mL DMEM F:12의 최종 농도500 ng /mL 하이드로 코르티손, 10 ng /mL 콜레라 독소, 10 ng /mL 소 인슐린, 2 % v / v 페니실린 및 연쇄 상피 민, 5 % v / v 말 의</li>
	</ol>
</li>
	<li>MDA-MB-231 참고: 삼중 음성(에스트로겐 수용체 결여, 황체 호르몬 수용체 및 표피 성장 인자 수용체 2) 유방암 상피 세포주는 전이성 유방 선암아데노암(44)을가진 여성 환자의 흉막 삼출에서 생성된다. 세포는 공격적이고 침습적이며 제대로 분화되지 않은 유방암을 나타냅니다.<ol>
<li>성장과 분석 매체를 준비하려면 50mL의 태아 소 세럼, 페니실린 과 연쇄 상류균제 10mL, 말 혈청 25mL을 DMEM 500mL에 추가하여 최종 농도 10% v/v 태아 소 혈청, 2% v/v 페니실린 및 streptoe vrume.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. 유방 상피 세포 배양
<ol><li>종자 500,000 MCF10A 또는 MDA-MB-231 세포10cm (P100) 조직 배양 접시에 MCF10A 또는 MDA-MB-231 성장 배지의 10 mL. MCF10A 및 MDA-MB-231 세포는 48시간 만에 90%의 합류에 도달합니다.</li>
	<li>유방 상피 세포를 통과하기 위해, 먼저 따뜻한 PBS의 10 mL로 세포를 씻어.</li>
	<li>접시에 0.05%의 트립신-EDTA의 2mL를 추가하여 유방 상피 세포를 분리합니다. 접시를 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 20-25분간 놓습니다.</li>
	<li>트립시화 세포에 MCF10A 또는 MDA-MB-231 성장 매체의 5mL를 추가하여 트립신을 중화시한다. 세포를 다시 중단하고 세포 클러스터를 분해하기 위해 세포 미디어 혼합물을 위아래로 피펫합니다.</li>
	<li>셀 서스펜션을 15mL 원물 튜브에 넣고 원심분리기를 1,200 x g에서 3분간 추가합니다. 신중하게 슈퍼나탈을 흡인하고 MCF10A 또는 MDA-MB-231 성장 매체의 5mL에서 세포 펠릿을 재중단한다.</li>
	<li>MCF10A 또는 MDA-MB-231 성장 매체와 함께 5개의 새로운 10cm 조직 배양 접시에 세포 현탁액의 플레이트 1 mL. 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 접시를 놓습니다. 세포는 2-3 일 후에 다시 통과 될 준비가되어 있습니다. MCF10A 세포는 35번 통로로 유지될 수 있으며, 그 후 형태학적 변화를 보여준다. MDA-MB-231 세포는 24번 으로 유지될 수 있으며, 그 후 형태학적 변화를 보여준다.</li>
</ol>3. 유방 상피 스페로이드 형성
<ol><li>분석 시작 전에 30분 동안 200 μL 파이펫 팁을 동결합니다. 전체 공정에 대한 성장 인자 감소 매트릭스 솔루션(예: Matrigel) (10 mg/mL)를 얼음에 보관하십시오.</li>
	<li>얼음-차가운 매트릭스 용액의 30 μL을 천천히 파이펫으로 얼음-차가운 200 μL 파이펫 팁을 8웰 챔버 슬라이드의 각 웰에 넣습니다. 측면에서 시작하여 코너를 따라 파이펫 팁을 드래그하여 우물 중앙에 마지막 방울을 추가하여 각 우물의 코팅을 보장합니다. 이 단계에서 기포를 방지하여 균일한 매트릭스 솔루션 레이어를 보장합니다. 각 웰에 새 파이펫 팁을 사용하십시오.</li>
	<li>37°C, 5%CO2 인큐베이터에서 매트릭스 용액을 중합하기 위해 챔버 슬라이드를 15-20분 동안 배양한다.</li>
	<li>MCF10A 분석 배지에서 트립시화 된 MCF10A 세포를 200,000 세포 / mL에서 재일시 중단하거나 MDA-MB-231 성장 배지에서 200,000 세포 / mL에서 트립시화 된 MDA-MB-231 세포를 재일시 중단합니다.</li>
	<li>MCF10A 세포를 사용하는 경우, 2% 매트릭스 용액의 최종 농도를 위해 5 μL의 EGF(20 μg/mL) 및 100 μL의 매트릭스 용액을 추가하여 신선한 MCF10A 스페로이드 성장 매체를 준비한다.</li>
	<li>인큐베이터에서 매트릭스 용액으로 미리 코팅된 챔버 슬라이드를 제거합니다. MCF10A 또는 MDA-MB-231 세포 현탁액(10,000셀)의 50μL을 각 웰에 추가합니다. MCF10A 셀을 사용하는 경우 MCF10A 스페로이드 성장 매체의 450 μL을 추가합니다. MDA-MB-231 셀을 사용하는 경우, MDA-MB-231 성장 중간 배지의 450 μL을 2% 매트릭스 용액(9 μL)으로 미리 혼합합니다. 즉시 챔버 슬라이드를 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 배치합니다.</li>
	<li>4일마다 배지를 교체합니다. 200 μL 파이펫 팁을 사용하여 각 우물의 한 구석에서 오래된 미디어의 200 μL을 조심스럽게 피펫합니다. 이 과정에서 챔버 슬라이드를 45°로 기울여 스페로이드가 방해받지 않도록 합니다. 새로 준비된 MCF10A 스페로이드 성장 매체 또는 MDA-MB-231 성장 매체의 200 μL을 추가하여 이전에 는 2% 매트릭스 용액을 드롭의 모서리에 각각 곱하게 혼합하여 스페로이드가 매트릭스 층에 부착되어 있는지 확인합니다. 스페로이드에 의해 생성된 모든 사이토카인이 완전히 고갈되지 않도록 미디어의 ~50%만이 대체됩니다. 참고: MCF10A 유방 상피 스페로이드는 편광및 중공 센터를 형성하는 데 최대 8 일이 소요됩니다. MDA-MB-231 유방 상피 스페로이드는 형성하는 데 최대 5 일이 걸리며 중공 센터가 없습니다.</li>
</ol>4. 내피 세포 네트워크 형성
<ol><li>인간 배꼽 정맥 내피 세포 (HUVEC) 배양<ol>
<li>인슐린 성장 인자, 섬유아세포 성장인자, 혈관 내피 성장 인자, 아스코르브산을 함유한 단일 내피 성장 중-2 키트의 내용을 추가, 표피 성장 인자, 헤파린 및 젠타미신-암포테리신 B, 태아 소 혈청 50mL, 5mL 페니실린-연쇄 절제술신, 5mMMM글루타민 500mL의 500mL 에 대한 500mL의 내피성 기초 중간-2(EBM-2)가 내달 성장을 완성하였다.)</li>
		<li>종자 500,000 내피 세포는 EGM-2의 10 mL에서 10cm 조직 배양 접시에. 세포가 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 도달할 때까지 >80% 인플루엔자(약 48시간)에 놓습니다.</li>
		<li>세포를 통과하려면 내피 세포를 10mL의 따뜻한 PBS로 씻으시다. 10cm 조직 배양 접시에 트립신-EDTA0.05%의 2mL를 첨가하여 HUVEC를 분리합니다. 위상 조영 현미경 검사법에 의해 세포를 면밀히 모니터링합니다. 세포는 볼링을 할 때 준비되었지만 접시에 부착된 상태로 유지됩니다.</li>
		<li>조심스럽게 접시에서 트립신을 흡인. 요리에 EGM-28 mL을 추가합니다. 전체 접시 표면에 EGM-2를 위아래로 파이프하여 접시에서 세포를 씻어내라.</li>
		<li>대안적으로, 트립시네화된 세포에 EGM-2의 5mL를 추가하여 트립신을 중화시한다. 세포를 다시 중단하고 세포 클러스터를 분해하기 위해 세포 미디어 혼합물을 위아래로 피펫합니다. 셀 서스펜션을 15mL 원물 튜브에 넣고 원심분리기를 1,200 x g에서 3분간 추가합니다. 조심스럽게 슈퍼 나티를 흡인하고 EGM-2의 10 mL에서 세포 펠릿을 재중단.</li>
		<li>10cm 조직 배양 접시에 EGM-2의 9mL에 세포 현탁액 1mL를 추가합니다. 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 접시를 놓습니다. 2일마다 신선한 EGM-2로 매체의 2/3을 교환하십시오. 세포는 3-5 일 후에 통과 할 준비가되어 있습니다. HUVEC는 8번 통로까지 유지관리될 수 있으며, 그 후에는 네트워크를 형성하지 못합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>내피 세포 (HUVEC) 네트워크 형성</li>
	<li>분석 시작 전에 30분 동안 200 μL 파이펫 팁을 동결합니다. 전체 공정에 대한 성장 인자 감소 매트릭스 솔루션 (10 mg / mL)을 얼음에 유지합니다.</li>
	<li>얼음-차가운 매트릭스 용액의 30 μL을 천천히 파이펫으로 얼음-차가운 200 μL 파이펫 팁을 8웰 챔버 슬라이드의 각 웰에 넣습니다. 측면에서 시작하여 코너를 따라 파이펫 팁을 드래그하여 우물 중앙에 마지막 방울을 추가하여 각 우물의 코팅을 보장합니다. 이 단계에서 기포를 방지하여 균일한 매트릭스 솔루션 레이어를 보장합니다. 각 웰에 새 파이펫 팁을 사용하십시오.</li>
	<li>37°C, 5% CO2 인큐베이터에서 15-20분 동안 챔버 슬라이드를 배양하여 마트리겔을 중합한다.<ol>
<li>37°C, 5% CO2 인큐베이터에서 30분 동안 적색 셀 트래커(1:1000)의 10μL(1:1000)를 가진 HUVEC 10cm 접시를 미리 얼룩지게 합니다.</li>
		<li>따뜻한 PBS의 10mL로 내피 세포를 씻으시다. 10cm 조직 배양 접시에 트립신-EDTA0.05%의 2mL를 첨가하여 HUVEC를 분리합니다. 37°C, 5% CO2 인큐베이터에 5분간 배치하여 세포를 완전히 분리합니다.</li>
		<li>트립신을 중화시키기 위해 접시에 5 mL의 EGM-2를 추가합니다. 셀 서스펜션을 25mL 원문 튜브로 이송합니다. 원심 분리기 HUVEC 에서 1,200 x g5 분 동안. 수퍼내티드를 흡인시키고 혈청이 없는 EBM-2의 5mL에서 세포 펠릿을 재놓는다.</li>
		<li>Trypan blue를 사용하여 셀을 계산하여 실행 가능한 셀을 결정합니다. 1 x 106 셀/mL 용액을 만듭니다.</li>
		<li>200 μL의 혈청 무료 EBM-2로 각 우물에 100,000 HUVEC를 추가합니다. 더 많은 셀이 추가되면 튜브 네트워크가 아닌 표면 단층층을 만듭니다.</li>
		<li>37°C, 5% CO2 인큐베이터에서 HUVEC를 배양합니다. 6 시간 후, 위상 대조 현미경 검사법에 의해 이미지 HUVEC 네트워크. 네트워크는 이제 유방 스페로이드와 공동 문화에 대한 준비가되어 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. 사전 형성 된 HUVEC 네트워크에 바이오 프린팅 유방 상피 스페로이드
참고: 이중 노즐 바이오 증착 시스템은 생체 제작 공정에 사용해야 합니다. 이 경우, 시스템은 재료 증착의 미크론 규모의 공간 제어뿐만 아니라 2 개의 나사 구동 모터가 10 mL 주사기에서 바이오 잉크를 침전 할 수 있도록 세 개의 모션 암을 가지고 있었다. 이 시스템은 바이오 프린팅 중 멸균 환경을 유지하기 위해 고효율 미립자 공기 여과 시스템뿐만 아니라 UV 살균 기능으로 기능화되어야 합니다. 바이오 프린터는 인쇄 공정 전에 한 시간 동안 UV를 살균합니다.
<ol><li>이전에 설명된 바와 같이 유방 상피 스페로이드 및 HUVEC 네트워크를 만듭니다. 대표적인 상 대비 현미경 이미지에서 스페로이드를 계산하여 각 우물의 유방 상피 스페로이드 수를 추정한다.</li>
	<li>1000 μL 파이펫 팁의 끝에서 0.5cm를 잘라냅니다. 컷 파이펫 팁을 사용하여 8웰 챔버 슬라이드에서 모든 스페로이드를 50mL 튜브로 조심스럽게 피펫합니다. 선택한 바이오잉크의 스페로이드를 100스페로이드/100 μL에서 재차판으로 재차판한다. 참고: 스페로이드 농도가 높을수록 스페로이드 클러스터링이 발생할 수 있으며 스페로이드와 내피 네트워크 간의 상호 작용의 시각화를 방지할 수 있습니다.</li>
	<li>70 μm 세포 스트레이너를 통해 스페로이드 혼합물을 전달하여 대형 또는 클러스터된 스페로이드를 제거합니다.</li>
	<li>풀링된 스페로이드를 10mL 멸균 주사기에 넣고 25게이지 멸균 바늘로 캡을 씌울 수 있습니다. 주사기를 바이오 증착 시스템에 부착합니다.</li>
	<li>8웰 챔버 슬라이드에서 HUVEC 네트워크에서 배지를 흡인합니다.</li>
	<li>1 mL/분의 유량으로 HUVEC 네트워크의 6 우물에 유방 상피 스페로이드의 100 μL을 돌출합니다. HUVEC 네트워크의 2웰을 컨트롤로 유지 관리합니다.</li>
	<li>HUVEC 네트워크에 인쇄된 MCF10A 스페로이드를 사용하는 경우 MCF10A 스페로이드 성장 매체의 400μL을 추가하거나 이전에 는 2% 매트릭스 솔루션으로 혼합된 400μL MDA-MB-231 성장 매체를 추가합니다. 각각의 스페로이드 성장 배지는 HUVEC 제어 우물에서 사용되어야 한다.</li>
	<li>37°C에서 공동 배양, 미디어 변화 없이 24~96시간 동안CO2 인큐베이터 5%를 배양한다. 공동 문화는 최대 4 일 동안 원래 매체에서 실행 가능한 유지됩니다.</li>
</ol>6. 공초점 현미경 검사법
<ol><li>면역 형광 및 PBS-글리신 세척 버퍼 제제<ol>
<li>면역불과(IF) 완충 10배 스톡 용액을 10x 의 약정 용액을 10x PBS500mL에 2.5g의 소 세럼 알부민 5g, 트리톤 X-100 100mL, 2.05mL의 Tween-20을 첨가하여 준비한다. pH를 7.4로 조정합니다. 퇴적물을 피하기 위해 최대 4 °C에서 1 년 동안 재고 용액을 저장하십시오.</li>
		<li>멸균 분수 450mL에서 10x IF 버퍼 50mL를 희석하여 작동하는 IF 버퍼를 만듭니다. 작업 용액을 실온에서 최대 1주일 동안 보관하십시오.</li>
		<li>10x PBS-글리신 버퍼 스톡 용액을 10x PBS의 500mL에 37.5 g의 글리신을 추가하여 준비하십시오. pH를 7.4로 조정합니다. 침전을 피하기 위해 최대 6개월 동안 4°C에 스톡 용액을 보관하십시오.</li>
		<li>멸균 제열수 450mL에 10x PBS-글리신 버퍼 50mL를 희석하여 작동하는 PBS-글리신 솔루션을 만듭니다. 작업 용액을 최대 1주일 동안 4°C로 저장합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>공초점 현미경 검사법에 의한 라벨 생체 인쇄 샘플 및 이미지<ol>
<li>생체 인쇄 3D 공동 배양에서 흡인 매체와 따뜻한 PBS와 함께 3 배 헹구세요. 생체 인쇄 3D 공동 배양을 4% 파라포름알데히드로 실온에서 1시간 동안 수정합니다. 1x PBS-글리신으로 20분 동안 3회 샘플을 헹구습니다.</li>
		<li>IF 버퍼가 10% 염소 세럼과 혼합된 90분(기본 블록)을 블록한 다음, IF 버퍼와 10% 염소 세럼 및 Affinipure Fab 조각(1:100, 보조 블록)으로 40분 이내로 샘플을 차단합니다.</li>
		<li>MCF10A 스페로이드를 사용하는 경우, 4°C에서 하룻밤 동안 이차 차단 버퍼에서 integrin α6(1:100)에 대한 1차 항체를 사용한 라벨 샘플, 알렉사 플루어 488 보조 항체(1:200) 및 Hoescht 33342(1:1000)가 1h 실내 온도에서 보호된다. MCF10A 세포주 는 스페로이드 편광 및 형태학을 보여주는 데 필수적인 높은 수준의 인테그린 α6을 발현합니다.</li>
		<li>인테그린 α6의 낮은 수준을 표현하는 MDA-MB-231 스페로이드를 사용하는 경우, 알렉사 플루어 488 프할로이드(1:100) 및 Hoescht 33342(1:1000)를 가진 라벨 샘플이 빛으로부터 보호된 실온에서 4시간 동안 이차 차단 버퍼에 있습니다. Phalloidin은 변형 성 무정형 및 침략적 형태학을 평가 할 수 있도록 액틴 필라멘트 시각화를 가능하게합니다.</li>
		<li>1X PBS-글리신으로 샘플을 3회 3회 세척하여 20분간 세척합니다.</li>
		<li>제조업체의 도구를 사용하여 챔버 슬라이드를 제거하여 마운팅을 위한 샘플을 준비합니다. 각 웰에 작은 페이드 방지 솔루션을 추가합니다. 각 챔버 슬라이드에 22mm x 60mm 커버슬립을 배치하고 선명한 매니큐어로 가장자리를 조심스럽게 밀봉합니다.</li>
		<li>공초점 현미경을 사용하여 이미지 샘플은 5 μm 단계에서 ~ 10 슬라이스의 Z 스택으로. 원하는 경우 셀 이미징 소프트웨어의 확장 포커스 명령을 사용하여 Z 평면을 단일 평면으로 압축합니다.</li>
		<li>이미지 J를 사용하여 내피 네트워크에 스페로이드 접착을 정량화합니다. 부착된 스페로이드의 수는 적절한 입자 크기 및 원형으로 분석 플러그인을 사용하여 정량화될 수 있다. 이미지 영역에 부착된 스페로이드 수를 정규화합니다.</li>
		<li>재현성을 보장하기 위해 공동 배양물의 4 x 4 타일 이미지에서 부착된 스페로이드의 수를 정량화합니다. 스페로이드 수가 다른 실험보다 통계적으로 현저히 낮은 경우 실험을 반복해야 한다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

저자는 공개 할 것이 없습니다.

이 프로토콜은 3D 아키텍처에서도 내피 세포와 공동 배양을 위한 3D 아키텍처에서 바이오 프린트 스페로이드를 바이오프린트하는 최초의 프로토콜입니다. 중요한 프로토콜 단계는 유방 상피 스페로이드 및 HUVEC 네트워크의 초기 형성을 포함합니다. 그들은 쉽게 매트릭스 솔루션에서 중단으로, 유방 상피 스페로이드를 공급에 극단적 인주의를 취해야한다. 마찬가지로, 유방 상피 스페로이드는 매?...

체외 혈관 종양 모델의 3D는 암 성장과 전이에 대한 기계론적 연구를 위한 필수 도구입니다. 특히 유방암의 경우, Matrigel에서 배양된 유방 상피 세포는 생체 내 유방 아시누스 건축1,2,3,4,5,6,7,8과더 가깝게 유사한 편광 스페로이드로구성된다. 3D 유방 상피 세포 배양또한 세포 기능에 영향을 미치며, 표피 성장 인자(EGF) 수용체 변조8,9의차이를 나타내는 3D 배양; ErbB210을포함하는 종양유전자 기능; 성장 및 세포사멸 신호11,12; 및 화학 요법 저항13,14. 혈관 내피 세포는 3D 대전통적인 2D 배양(15,16,17,18)에서환경 자극에 유사하게 반응한다. 그러나, 혈관 내피 및 유방 상피 상호 작용의 이해의 대부분은 조건부 배지 또는 트랜스웰 삽입을 사용하여 2D 배양에서 비롯되거나, 2개의 세포 유형이 물리적으로 분리되는 3D모델(19,20,21,22, 23)에서 비롯된다. 이러한 공동 배양 모델은 3D 배양과 세포 접촉이 혈관 내피-유방 상피 세포 상호 작용24,25,26에매우 중요하기 때문에 제한된 생리적 통찰력을 제공한다.
3D 암 모델은 하이드로겔 내 또는 엔지니어링 스캐폴드5,27, 28,29에매달려 방울 스페로이드 형성, 바이오 프린팅, 자기 조립 및 배양을 포함한 다양한 기술을 사용하여 제조되었다. 최근에는 3D 종양 모델이 각각의 3D 구조에 배치된 다중 세포 유형으로 만들어졌습니다. 종양-온-a-칩 플랫폼의 한 예에서, 암, 내피 및 기질 세포는 매트릭스로 혼합된 다음 폴리디메틸실록산(PDMS) 장치에서 3개의 중앙 조직 챔버로 주입하였다. 조직 챔버는 동맥과 정맥을 나타내는 두 개의 외부 채널에 의해 경계되었다. 배양 5-7일 후, 내피 세포는 혈관망을 형성하고 암세포가 증식하여 혈관 근처에서 작은 종양을 형성하였다. 이 플랫폼은 약물 및 약물 조합30을검사하는 데 사용되었다. 추가 종양-온-a-칩 플랫폼은 특정 기계적 자극(예를 들어, 폐내의 기계적 변형)을 갖는 전이 및 암 유형을 연구하기 위해만들어졌으며(예를 들어, 폐내의 기계적 변형)31,32. 그러나, 이들 플랫폼은 일반적으로 각각의 3D 구조에 혈관과 암을 모두 포함하지 않는다.
생체 제작은 세포 위치에 대한 단단한 공간 제어를 가능하게 하기 때문에 체외 혈관 종양 모델에서 3D를 진행하는 데 큰 약속을 보여줍니다. 지난 10 년 동안 바이오 프린팅의 성장에도 불구하고, 몇몇 연구 결과는종양33,34에특히 집중합니다. 일 예에서, 젤라틴/알지네이트/피브리노겐 하이드로겔에서 HeLa 세포의 3D 프린팅은 체외 자궁 경부암 모델을 만드는 데 사용되었다. 종양 세포는 개별 세포로서 생보화된 다음 스페로이드를 형성할 수 있었는데, 이는 더 높은 증식율, 증가된 매트릭스 메탈로프로틴아제 발현, 그리고 2D배양35에서세포에 비해 더 높은 화학저항성을 보였다. 이러한 연구에서는, 다른 많은36,37,해리된 세포 현탁액이 생체 인쇄되었고, 그 후 세포 배양은 세포가 3D 구조를 형성할 수 있도록 필요한 기계적 및 생화학적 단서를 제공하였다. 그러나, 세포 자체 조립은 며칠 또는 몇 주가 걸릴 수 있고, 복잡한 공간 및 현세적 환경 단서를 요구할 수 있거나, 2개의 세포 모형이 공동 배양될 때 생기지 않을 수 있다. 예를 들어, 유방 상피 세포는 2D 공동 배양에서 내피 세포에서 세포 사멸을 유도하고, 해리된 유방 상피 세포는 alginate/젤라틴하이드로겔(38)에서생체 인쇄시 3D 스페로이드를 형성하지 않았다. 분리된 유방 상피 또는 암세포는 원형 PDMS 금형에 갇혀있을 때만 알기네이트 기반 바이오 잉크에서 스페로이드를 형성했습니다. 다른 경우에는, 스페로이드는 초저 부착 원형 웰 플레이트에서 일시 중단 된 방울을 사용하여 형성된 다음 알기네이트 기반 바이오 잉크(39,40)로혼합되었다.
우리는 지금 이 프로토콜에 있는 대안 3D 조직 생물학 제조 방법을 기술합니다. 종자 해리 된 세포를 보고 이러한 세포가 3D 구조를 형성할 때까지 기다리는 대신, 혈관 관 네트워크에 3D 종양 스페로이드를 생성하고 생체 인쇄하는 방법을 설명하여 거의 즉시 사용할 수 있는 종양 공동 배양 모델을 만듭니다. 종양 스페로이드는 체외에서 재배되거나 인간 조직 (organoids)에서 파생 될 수 있습니다. 유사하게, 혈관 관은 성장될 수 있고 지방 조직 미세 혈관 단편에서 파생될 수 있다. 바이오 잉크는 생물학적으로 비활성 알긴산에서 생물학적으로 활동적인마모겔(41)까지다양할 수 있다. 이러한 3D 종양 공동 배양 모델은 다양한 세포 구조 및 바이오 잉크로 생성될 수 있기 때문에 다세포 유형, 세포외 행렬 및 케모킨그라데이션(15,42)을통합할 수 있다. 현재 제형에서 내피 네트워크를 포함할 수는 없지만 향후 반복은 이 방법을 미세유체 또는 -온칩 시스템과 통합할 수 있습니다. 내피 네트워크에 바이오프린팅 3D 유방 상피 스페로이드를 심도 네트워크에 심상검사하여 약물 검사 및 맞춤형 정밀의학(27)을위한 인간 유방 모델의 신속한 생체 제작을 가능하게 한다.

<table><tbody><tr><td>37&amp;deg;C incubator, 5% CO2 and 95% humidity</td><td>Sanyo</td><td>MCO-20AIC</td><td>Cell incubation</td></tr><tr><td>3D Bio printer</td><td>custom-made</td><td>None</td><td>Used for bioprinting</td></tr><tr><td>8-well chamber slides</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>53106-306</td><td>for seeding spheroids</td></tr><tr><td>25-gauge needle</td><td>Sigma, St. Louis, MO</td><td>Z192406-100EA</td><td>bioprinting syringe needle</td></tr><tr><td>Absolute ethanol (200 proof )</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>E7023-500ML</td><td>reconsitution of media components</td></tr><tr><td>Affinipure F(ab&amp;prime;)2 fragment goat anti-mouse IgG</td><td>Jackson ImmunoResearch, West Grove, PA</td><td>115006020</td><td>secondary block - Immunofluorescence</td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 (1:200)</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>A-11006</td><td>Seconday antibody-Immunofluorescence</td></tr><tr><td>Bovine insulin</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>I-035-0.5ML</td><td>MCF10A Media additive</td></tr><tr><td>Bovine serum albumin (BSA)</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>A2153-500G</td><td>Blocking agent -Immunofluorescence</td></tr><tr><td>Falcon 70 &amp;micro;m Cell Strainer</td><td>Corning, Corning, NY</td><td>352350</td><td>Remove large or clustered spheroids</td></tr><tr><td>CellTracker&amp;trade; Red CMTPX Dye</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>C34552</td><td>pre-stain for HUVEC tubes</td></tr><tr><td>Compact Centrifuge</td><td>Hermle- Labnet, Edison ,NJ</td><td>Z206A</td><td>For cell centrifugations</td></tr><tr><td>Cholera Toxin</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>C8052-.5MG</td><td>MCF10A Media additive</td></tr><tr><td>Conical tubes 15 mL</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>62406-200</td><td>Collecting and resuspending cells</td></tr><tr><td>Countess II-FL Cell counter</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>AMQAF1000</td><td>counting cells</td></tr><tr><td>Glass pipettes (10 mL)</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>76184-746</td><td>cell resuspension</td></tr><tr><td>DMEM F:12</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>11320033</td><td>MCF10A basal media</td></tr><tr><td>DMEM 1X</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>10-014-CV</td><td>MDA-MB-231 basal media</td></tr><tr><td>Endothelial Basal Medium-2 (EBM-2)</td><td>Lonza, Durham, NC</td><td>CC-3156</td><td>HUVEC basal media</td></tr><tr><td>Endothelial Growth Medium-2 (EGM-2)</td><td>Lonza, Durham, NC</td><td>CC-3162</td><td>Accompanied with a Bulletkit (containing growth factors)</td></tr><tr><td>Alexa Fluor&amp;trade; 488 Phalloidin</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td></td><td>Labelling MDA-MB-231 spheroids</td></tr><tr><td>Fetal Bovine serum</td><td>Cytiva, Logan, UT</td><td>SH30071.03</td><td>HUVEC/MDA-MB-231 media additive</td></tr><tr><td>Goat serum</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>16210064</td><td>Immunofluorescence labelling component</td></tr><tr><td>Glycine</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>G8898-500G</td><td>immunofluorescence buffer component</td></tr><tr><td>Hoescht 33342</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>62249</td><td>Nuclei stain immunofluorescence</td></tr><tr><td>Horse Serum</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>16050130</td><td>MCF10A Media additive</td></tr><tr><td>Hydrocortisone</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>H0888-5G</td><td>MCF10A Media additive</td></tr><tr><td>Human Umblical Vein Endothelial cells (HUVECs)</td><td>Cell applications, San Diego , CA</td><td>200-05f</td><td>Endothelial cell lines</td></tr><tr><td>Integrin &amp;alpha;6</td><td>Millipore, Billerica, MA</td><td>MAB1378</td><td>Immunofluorescence spheroid labelling component</td></tr><tr><td>Live Dead assay</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>L3224</td><td>Live and dead cell stain assay for cell viability</td></tr><tr><td>LSM 700 Confocal microscope</td><td>Zeiss, Thornwood, NY</td><td></td><td>Used to visualize cells</td></tr><tr><td>Matrigel - growth factor reduced 10 mg/ml</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>354230</td><td>Spheroid formation</td></tr><tr><td>MCF10A cells</td><td>ATCC</td><td>CRL-10317</td><td>Breast cell line</td></tr><tr><td>MDA-MB-231 cells</td><td>ATCC</td><td>HTB-26</td><td>Breast cell line</td></tr><tr><td>Paraformaldehyde</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>158127-500G</td><td>cell fixative</td></tr><tr><td>Penicillin and streptomycin</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>15140122</td><td>MCF10A / MDA-MB-231/HUVEC Media additive</td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline 1X (PBS)</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>7001106</td><td>Wash buffer for cells before trypsinization</td></tr><tr><td>Phosphate buffer saline 10X</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>AM9625</td><td>immunofluorescence buffer component</td></tr><tr><td>Prolong gold antifade</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>P36934</td><td>immunofluorescence mountant medium</td></tr><tr><td>Recombinant Human Epidermal Growth Factor, EGF</td><td>Peprotech, Rocky Hill, NJ</td><td>AF-100-15</td><td>MCF10A/ assay media component</td></tr><tr><td>Sodium Azide</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>S2002-25G</td><td>immunofluorescence buffer component</td></tr><tr><td>Sterile syringe (10 mL)</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>75846-757</td><td>bioprinting process</td></tr><tr><td>Tissue culture dish (10cm)</td><td>VWR, Radnor, PA</td><td>25382-166</td><td>monolayer cell culture</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma, St.Louis, MO</td><td>T8787-250ML</td><td>immunofluorescence buffer component</td></tr><tr><td>Trypan blue 0.4%</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>15250061</td><td>cell counter additive</td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA 0.05%</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>25300054</td><td>cell detachment</td></tr><tr><td>Tween -20</td><td>Thermo Fisher, Waltham, MA</td><td>85113</td><td>immunofluorescence buffer component</td></tr><tr><td>Vascular Endothelial Growth factor (VEGF&lt;sub&gt;165&lt;/sub&gt;)</td><td>Peprotech, Rocky Hill, NJ</td><td>100-20</td><td>HUVEC tube additive</td></tr><tr><td>Volocity 6.3 cell imaging software</td><td>PerkinElmer, Hopkinton, MA</td><td></td><td>Z stack compresser</td></tr></tbody></table>

direct bioprinting of 3d multicellular breast spheroids onto endothelial networks

바이오 프린팅은 생체 내 조직 아키텍처의 중요한 특징을 더 잘 재현하는 3D 인간 암 모델을 조작하는 유망한 도구로 부상하고 있습니다. 현재 층별 압출 바이오프린팅에서 개별 세포는 복잡한 공간 및 측두구 큐와 함께 바이오잉크에서 압출되어 계층 적 조직 자체 조립을 촉진합니다. 그러나, 이 생화 기술은 세포 사이 복잡한 상호 작용에 의존합니다, 생잉크 및 생화학및 생생물물리학 단서. 따라서, 자체 조립은 며칠 또는 몇 주가 걸릴 수 있으며, 특정 바이오잉크가 필요할 수 있으며, 하나 이상의 세포 유형이 관련될 때 항상 발생하지 않을 수 있다. 따라서 우리는 다양한 바이오 잉크에서 미리 형성된 3D 유방 상피 스페로이드를 직접 바이오 프린트하는 기술을 개발했습니다. 생체 인쇄 사전 형성 된 3D 유방 상피 스페로이드는 인쇄 후 생존력과 편광 아키텍처를 유지했습니다. 우리는 또한 공동 배양 모델을 만들기 위해 혈관 내피 세포 네트워크에 3D 스페로이드를 인쇄했습니다. 따라서, 새로운 바이오 프린팅 기술은 기존의 바이오 프린팅 기술보다 더 낮은 비용으로 더 높은 유연성으로 생리적으로 관련된 3D 인간 유방 모델을 빠르게 만듭니다. 이 다목적 바이오 프린팅 기술은 추가 바이오 잉크에서 다른 조직의 3D 모델을 생성하기 위해 추정 될 수있다.

유방 상피 세포는 매트릭스 용액과 2 % 매트릭스 용액을 가진 배양 배지에서 5-8 일 간의 배양 후 3D 스페로이드로 자가 구성해야합니다. 비종양 MCF10A 유방 상피 스페로이드는 둥근 나타나고 속이 빈 중심을 가져야 하며, 인테그린 α6는 스페로이드의 바깥쪽 가장자리로 편광되어야한다(도 1,중공 센터는 빈 중심을 나타낸다). 고도로 침습적인 MDA-MB-231 유방암 상피 세포는 불규?...

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Direct Bioprinting of 3D Multicellular Breast Spheroids onto Endothelial Networks

이 프로토콜의 목표는 약물 선별 연구에 사용될 수 있는 3D 유방 내피 상양 모델을 빠르게 만들기 위해 사전 형성된 내피 네트워크에 다세포 스페로이드로서 유방 상피 세포를 직접 바이오프린트하는 것입니다.

내피 네트워크에 3D 다세포 유방 스페로이드의 직접 생체 인쇄

Bioprinting is emerging as a promising tool to fabricate 3D human cancer models that better recapitulate critical hallmarks of in vivo tissue ...

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Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Bioengineering

4.8K 조회수.  Drexel University. 이 프로토콜의 목표는 약물 선별 연구에 사용될 수 있는 3D 유방 내피 상양 모델을 빠르게 만들기 위해 사전 형성된 내피 네트워크에 다세포 스페로이드로서 유방 상피 세포를 직접 바이오프린트하는 것입니다.

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Mammary Epithelial and Endothelial Cell Spheroids as a Potential Functional In vitro Model for Breast Cancer Research

Breast cancer is the leading cause of mortality in women. The growth of breast cancer cells and their subsequent metastasis is a key factor for its progression. Although the mechanisms involved in promoting breast cancer growth have been intensively studied using monocultures of breast cancer cells such as MCF-7 cells, the contribution of other cell types, such as vascular and lymphatic endothelial cells that are intimately involved in tumor growth, has not been investigated in depth. Cell-cell interaction plays a key role in tumor growth and progression. Neoangiogenesis, or the development of vessels, is essential for tumor growth, whereas the lymphatic system serves as a portal for cancer cell migration and subsequent metastasis. Recent studies provide evidence that vascular and lymphatic endothelial cells can significantly influence cancer cell growth. These observations imply a need for developing in vitro models that would more realistically reflect breast cancer growth processes in vivo. Moreover, restrictions in animal research require the development of ex vivo models to elucidate better the mechanisms involved.
This article describes the development of breast cancer spheroids composed of both breast cancer cells (estrogen receptor-positive MCF-7 cells) and vascular and/or lymphatic endothelial cells. The protocol describes a detailed step-by-step approach in creating dual-cell spheroids using two different approaches, hanging drop (gold standard and cheap) and 96-well U-bottom plates (expensive). In-depth instructions are provided for how to delicately pick up the formed spheroids to monitor growth by microscopic sizing and assessing viability using dead and live cell staining. Moreover, procedures to fix the spheroids for sectioning and staining with growth-specific antibodies to differentiate growth patterns in spheroids are delineated. Additionally, details for preparing spheroids with transfected cells and methods to extract RNA for molecular analysis are provided. In conclusion, this article provides in-depth instructions for preparing multi-cell spheroids for breast cancer research.

Mammary Epithelial and Endothelial Cell Spheroids as a Potential Functional In vitro Model for Breast Cancer Research

Crosstalk between mammary epithelial cells and endothelial cells importantly contributes to breast cancer progression, tumor growth, and metastasis. In this study, spheroids have been made from breast cancer cells together with vascular and/or lymphatic endothelial cells and demonstrate their applicability as an in vitro system for breast cancer research.

유방암 연구를 위한 잠재적인 기능적인 시험관 내 모형으로 유방 상피 및 내피 세포 스페로이드

Breast cancer is the leading cause of mortality in women. The growth of breast cancer cells and their subsequent metastasis is a key factor for its ...

연구

암 연구학

Viability of Bioprinted Cellular Constructs Using a Three Dispenser Cartesian Printer

Tissue engineering has centralized its focus on the construction of replacements for non-functional or damaged tissue. The utilization of three-dimensional bioprinting in tissue engineering has generated new methods for the printing of cells and matrix to fabricate biomimetic tissue constructs. The solid freeform fabrication (SFF) method developed for three-dimensional bioprinting uses an additive manufacturing approach by depositing droplets of cells and hydrogels in a layer-by-layer fashion. Bioprinting fabrication is dependent on the specific placement of biological materials into three-dimensional architectures, and the printed constructs should closely mimic the complex organization of cells and extracellular matrices in native tissue. This paper highlights the use of the Palmetto Printer, a Cartesian bioprinter, as well as the process of producing spatially organized, viable constructs while simultaneously allowing control of environmental factors. This methodology utilizes computer-aided design and computer-aided manufacturing to produce these specific and complex geometries. Finally, this approach allows for the reproducible production of fabricated constructs optimized by controllable printing parameters.

A Cartesian bioprinter was designed and fabricated to allow multi-material deposition in precise, reproducible geometries, while also allowing control of environmental factors. Utilizing the three-dimensional bioprinter, complex and viable constructs may be printed and easily reproduced.

세 디스펜서 데카르트 프린터 사용 Bioprinted 세포를 구축의 생존

Tissue engineering has centralized its focus on the construction of replacements for non-functional or damaged tissue. The utilization of ...

생체공학

Creation of Cardiac Tissue Exhibiting Mechanical Integration of Spheroids Using 3D Bioprinting

This protocol describes 3D bioprinting of cardiac tissue without the use of biomaterials, using only cells. Cardiomyocytes, endothelial cells and fibroblasts are first isolated, counted and mixed at desired cell ratios. They are co-cultured in individual wells in ultra-low attachment 96-well plates. Within 3 days, beating spheroids form. These spheroids are then picked up by a nozzle using vacuum suction and assembled on a needle array using a 3D bioprinter. The spheroids are then allowed to fuse on the needle array. Three days after 3D bioprinting, the spheroids are removed as an intact patch, which is already spontaneously beating. 3D bioprinted cardiac patches exhibit mechanical integration of component spheroids and are highly promising in cardiac tissue regeneration and as 3D models of heart disease.

This protocol describes 3D bioprinting of cardiac tissue without the use of biomaterials. 3D bioprinted cardiac patches exhibit mechanical integration of component spheroids and are highly promising in cardiac tissue regeneration and as 3D models of heart disease.

3D Bioprinting을 이용한 Spheroids의 기계적 통합을 보여주는 심장 조직의 생성

This protocol describes 3D bioprinting of cardiac tissue without the use of biomaterials, using only cells. Cardiomyocytes, endothelial cells and ...

Microfluidic Bioprinting for Engineering Vascularized Tissues and Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic bioprinting to generate a scaffold with multilayer interlacing hydrogel microfibers. To achieve smooth bioprinting, a core-sheath microfluidic printhead containing a composite bioink formulation extruded from the core flow and the crosslinking solution carried by the sheath flow, was designed and fitted onto the bioprinter. By blending gelatin methacryloyl (GelMA) with alginate, a polysaccharide that undergoes instantaneous ionic crosslinking in the presence of select divalent ions, followed by a secondary photocrosslinking of the GelMA component to achieve permanent stabilization, a microfibrous scaffold could be obtained using this bioprinting strategy. Importantly, the endothelial cells encapsulated inside the bioprinted microfibers can form the lumen-like structures resembling the vasculature over the course of culture for 16 days. The endothelialized microfibrous scaffold may be further used as a vascular bed to construct a vascularized tissue through subsequent seeding of the secondary cell type into the interstitial space of the microfibers. Microfluidic bioprinting provides a generalized strategy in convenient engineering of vascularized tissues at high fidelity.

We provide a generalized protocol based on a microfluidic bioprinting strategy for engineering a microfibrous vascular bed, where a secondary cell type could be further seeded into the interstitial space of this microfibrous structure to generate vascularized tissues and organoids.

공학에 대 한 미세 Bioprinting 나가도록 조직 및 Organoids

Engineering vascularized tissue constructs and organoids has been historically challenging. Here we describe a novel method based on microfluidic ...

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the spheroid cultures, a perfusable vascular network in the spheroids remains a critical challenge for long-term culture required to maintain and develop their functions, such as protein expressions and morphogenesis. The protocol presents a novel method to integrate a perfusable vascular network within the spheroid in a microfluidic device. To induce a perfusable vascular network in the spheroid, angiogenic sprouts connected to microchannels were guided to the spheroid by utilizing angiogenic factors from human lung fibroblasts cultured in the spheroid. The angiogenic sprouts reached the spheroid, merged with the endothelial cells co-cultured in the spheroid, and formed a continuous vascular network. The vascular network could perfuse the interior of the spheroid without any leakage. The constructed vascular network may be further used as a route for supply of nutrients and removal of waste products, mimicking blood circulation in vivo. The method provides a new platform in spheroid culture toward better recapitulation of living tissues.

The protocol describes how to engineer a perfusable vascular network in a spheroid. The spheroid's surrounding microenvironment is devised to induce angiogenesis and connect the spheroid to the microchannels in a microfluidic device. The method allows the perfusion of the spheroid, which is a long-awaited technique in three-dimensional cultures.

미세 소자에서 조직 모델 perfusable 혈관 네트워크

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Heteromulticellular Stromal Cells in Scaffold-free 3D Cultures of Epithelial Cancer Cells to Drive Invasion

Breast cancer is the second leading cause of cancer-related death among women in the U.S. Organoid models of solid tumors have been shown to faithfully recapitulate aspects of cancer progression such as proliferation and invasion. Although patient-derived organoids and patient-derived xenograft organoids are pathophysiologically relevant, they are costly to propagate, difficult to manipulate, and comprised primarily of the most proliferative cell types within the tumor microenvironment (TME). These limitations prevent their use for elucidating cellular mechanisms of disease progression that depend upon tumor-associated stromal cells which are found within the TME and known to contribute to metastasis and therapy resistance. 
Here, we report on methods for cultivating epithelial-stromal multicellular 3D cultures. The advantages of these methods include a cost-effective system for rapidly generating organoid-like 3D cultures within scaffold-free environments that can be used to track invasion at single-cell resolution within hydrogel scaffolds. Specifically, we demonstrate how to generate these heteromulticellular 3D cultures using BT-474 breast cancer cells in combination with fibroblasts (BJ-5ta), monocyte-like cells (THP-1), and/or endothelial cells (EA.hy926). Additionally, differential fluorescent labeling of cell populations enables time-lapse microscopy to define 3D culture assembly and invasion dynamics. 
Notably, the addition of any two stromal cell combinations to 3D cultures of BT-474 cells significantly reduces circularity of the 3D cultures, consistent with the presence of organoid-like or secondary spheroid structures. In tracker dye experiments, fibroblasts and endothelial cells co-localize in the peripheral organoid-like protrusions and are spatially segregated from the primary BT-474 spheroid. Finally, heteromulticellular 3D cultures of BT-474 cells have increased hydrogel invasion capacity. Since we observed these protrusive structures in heteromulticellular 3D cultures of both non-tumorigenic and tumorigenic breast epithelial cells, this work provides an efficient and reproducible method for generating organoid-like 3D cultures in a scaffold-free environment for subsequent analyses of phenotypes associated with solid tumor progression.

There is a critical need for 3D cancer models that capture heterocellular crosstalk to study cancer metastasis. Our study presents the generation of heteromulticellular stromal-epithelial in a scaffold and scaffold-free environment that can be used to study invasion and cellular spatial distributions.

상피암 세포의 스캐폴드가 없는 3D 배양에서 이종다세포 기질 세포(Heteromulticellular Stromal Cells in Scaffold-free 3D Cultures of Epithelial Cancer Cells to Drive Invasion)

Breast cancer is the second leading cause of cancer-related death among women in the U.S. Organoid models of solid tumors have been shown to faithfully ...

Bioprintable Alginate/Gelatin Hydrogel 3D In Vitro Model Systems Induce Cell Spheroid Formation

The cellular, biochemical, and biophysical heterogeneity of the native tumor microenvironment is not recapitulated by growing immortalized cancer cell lines using conventional two-dimensional (2D) cell culture. These challenges can be overcome by using bioprinting techniques to build heterogeneous three-dimensional (3D) tumor models whereby different types of cells are embedded. Alginate and gelatin are two of the most common biomaterials employed in bioprinting due to their biocompatibility, biomimicry, and mechanical properties. By combining the two polymers, we achieved a bioprintable composite hydrogel with similarities to the microscopic architecture of a native tumor stroma. We studied the printability of the composite hydrogel via rheology and obtained the optimal printing window. Breast cancer cells and fibroblasts were embedded in the hydrogels and printed to form a 3D model mimicking the in vivo microenvironment. The bioprinted heterogeneous model achieves a high viability for long-term cell culture (&#62; 30 days) and promotes the self-assembly of breast cancer cells into multicellular tumor spheroids (MCTS). We observed the migration and interaction of the cancer-associated fibroblast cells (CAFs) with the MCTS in this model. By using bioprinted cell culture platforms as co-culture systems, it offers a unique tool to study the dependence of tumorigenesis on the stroma composition. This technique features a high-throughput, low cost, and high reproducibility, and it can also provide an alternative model to conventional cell monolayer cultures and animal tumor models to study cancer biology.

Bioprintable Alginate/Gelatin Hydrogel 3D In Vitro Model Systems Induce Cell Spheroid Formation

We developed a heterogeneous breast cancer model consisting of immortalized tumor and fibroblast cells embedded in a bioprintable alginate/gelatin bioink. The model recapitulates the in vivo tumor microenvironment and facilitates the formation of multicellular tumor spheroids, yielding insight into the mechanisms driving tumorigenesis.

셀 회전 타원 체 형성을 유발 하는 모델 시스템에 3D 생체 외에서 Bioprintable Alginate/젤라틴 하이드로 겔

The cellular, biochemical, and biophysical heterogeneity of the native tumor microenvironment is not recapitulated by growing immortalized cancer cell ...

Core/shell Printing Scaffolds For Tissue Engineering Of Tubular Structures

Three-dimensional (3D) printing of core/shell filaments allows direct fabrication of channel structures with a stable shell that is cross-linked at the interface with a liquid core. The latter is removed post-printing, leaving behind a hollow tube. Integrating an additive manufacturing technique (like the one described here with tailor-made [bio]inks, which structurally and biochemically mimic the native extracellular matrix [ECM]) is an important step towards advanced tissue engineering. However, precise fabrication of well-defined structures requires tailored fabrication strategies optimized for the material in use. Therefore, it is sensible to begin with a set-up that is customizable, simple-to-use, and compatible with a broad spectrum of materials and applications. This work presents an easy-to-manufacture core/shell nozzle with luer-compatibility to explore core/shell printing of woodpile structures, tested with a well-defined, alginate-based scaffold material formulation.

Presented here is a simple-to-use, core/shell, three-dimensional bioprinting set-up for one-step fabrication of hollow scaffolds, suitable for tissue engineering of vascular and other tubular structures.

관 구조의 조직 공학을 위한 코어/쉘 인쇄 비계

Three-dimensional (3D) printing of core/shell filaments allows direct fabrication of channel structures with a stable shell that is cross-linked at the ...

Fabrication of Engineered Vascular Flaps Using 3D Printing Technologies

Engineering implantable, functional, thick tissues requires designing a hierarchical vascular network. 3D bioprinting is a technology used to create tissues by adding layer upon layer of printable biomaterials, termed bioinks, and cells in an orderly and automatic manner, which allows for creating highly intricate structures that traditional tissue engineering techniques cannot achieve. Thus, 3D bioprinting is an appealing in vitro approach to mimic the native vasculature complex structure, ranging from millimetric vessels to microvascular networks. 
Advances in 3D bioprinting in granular hydrogels enabled the high-resolution extrusion of low-viscosity extracellular matrix-based bioinks. This work presents a combined 3D bioprinting and sacrificial mold-based 3D printing approach for fabricating engineered vascularized tissue flaps. 3D bioprinting of endothelial and support cells using recombinant collagen-methacrylate bioink within a gelatin support bath is utilized for the fabrication of a self-assembled capillary network. This printed microvasculature is assembled around a mesoscale vessel-like porous scaffold, fabricated using a sacrificial 3D printed mold, and is seeded with endothelial cells. 
This assembly induces the endothelium of the mesoscale vessel to anastomose with the surrounding capillary network, establishing a hierarchical vascular network within an engineered tissue flap. The engineered flap is then directly implanted by surgical anastomosis to a rat femoral artery using a cuff technique. The described methods can be expanded for the fabrication of various vascularized tissue flaps for use in reconstruction surgery and vascularization studies.

Engineered flaps require an incorporated functional vascular network. In this protocol, we present a method of fabricating a 3D printed tissue flap containing a hierarchical vascular network and its direct microsurgical anastomoses to rat femoral artery.

3D 프린팅 기술을 이용한 혈관 플랩 제작

Engineering implantable, functional, thick tissues requires designing a hierarchical vascular network. 3D bioprinting is a technology used to create ...

<meta charset="utf8"></head><body>Vessels-on-a-Plate를 사용한 신속한 혈관 네트워크 제작을 위한 3D 바이오프린팅

High-Throughput Bioprinting Method for Modeling Vascular Permeability in Standard Six-well Plates with Size and Pattern Flexibility

Vascular permeability is a key factor in developing therapies for disorders associated with compromised endothelium, such as endothelial dysfunction in coronary arteries and impaired function of the blood-brain barrier. Existing fabrication techniques do not adequately replicate the geometrical variation in vascular networks in the human body, which substantially influences disease progression; moreover, these techniques often involve multi-step fabrication procedures that hinder the high-throughput production necessary for pharmacological testing. This paper presents a bioprinting protocol for creating multiple vascular tissues with desired patterns and sizes directly on standard six-well plates, overcoming existing resolution and productivity challenges in bioprinting technology. A simplified fabrication approach was established to construct six hollow, perfusable channels within a hydrogel, which were subsequently lined with human umbilical vein endothelial cells to form a functional and mature endothelium. The computer-controlled nature of 3D bioprinting ensures high reproducibility and requires fewer manual fabrication steps than traditional methods. This highlights VOP's potential as an efficient high-throughput platform for modeling vascular permeability and advancing drug discovery.

<meta charset="utf8"></head><body>저자 스포트라이트: High-Throughput Vascular Model Fabrication을 위한 자동 바이오프린팅

We present a protocol for high-throughput production of vascular channels with flexible sizes and desired patterns on a standard six-well plate using 3D bioprinting technology, referred to as vessels-on-a-plate (VOP). This platform has the potential to advance the development of therapeutics for the disorders associated with compromised endothelium.

크기 및 패턴 유연성을 갖춘 표준 six-well plates의 혈관 투과성을 모델링하기 위한 High-throughput Bioprinting 방법

Vascular permeability is a key factor in developing therapies for disorders associated with compromised endothelium, such as endothelial dysfunction in ...