저자 아무 승인 있다.

동물 기관 지침에 의하여 남쪽 덴마크의 대학 동물 보호 시설에 보관 되어 있었다. 모든 동물 실험 관리 및 실험 동물의 사용에 대 한 국립 보건원의 가이드에 따라 실행 되었다. 이것은 급성, 비 생존 수술 절차입니다.
1. 튜빙, 전극, 및 수술에 대 한 악기의 준비
<ol><li>다음 microsurgical 악기를 사용 하 여: 수술가 위, 각도 마이크로 위, 조직 집게, 뒤 몽 # 7의 쌍 및 #5 곡선된 마이크로 집게, 마이크로 바늘 홀더, 및 견인 기. 참고: 이것은 급성 절차, 악기 할 살 균 될 필요가 없습니다. 사용 후, 청소 하 고 70% 에탄올과 팁을 닦아냅니다.</li>
	<li>70% 에탄올에 튜브를 담근 다 고 다음 살 균 0.9% 물을 사용 하기 전에 100 U/mL 헤 파 린과 NaCl. 튜빙 시스템으로 기포를 도입 하지 않으려면 가득 남겨 주세요.</li>
	<li>ICP 측정에 대 한 카 테 터를 만들기 위해 폴 리 에틸렌 (PE)-50 튜브의 20-30 cm 길이 조각 잘라. 튜빙 꺾는 압력을 줄이기 위해 가능한 한 짧게 인지 확인 합니다.</li>
	<li>바늘 중간에 중단 될 때까지 한 무 균 24 G 바늘 사이드-투-사이드 벤드. 경사 penile cru로 삽입에 대 한 PE 튜브의 선단부를 조각을 연결 합니다. 다른 절반 압력 트랜스듀서에 대 한 연결 허브에 삽입 합니다. Heparinized 염 (100 U/mL)로 시스템을 채우십시오.</li>
	<li>바이 폴라 테 플 론 코팅된 전극 수 있도록, 컷된 2 125 µ m은 동등한 길이 전선. 테이프의 조각을 사용 하 여 테이블의 가장자리에 철사를 연결 하 여 함께 스레드 합니다. 그 후, 검은 접시 전극을 연결 합니다.</li>
	<li>테 플 론에 작은 절 개를 만들고 전극의 끝에서 테 플 론 코팅의 4-5 m m 길이 #5 마이크로 집게를 사용. 메스 칼의 무딘 가장자리 끝 여 걸 만들고 심지어 길이를 메스로 팁을 잘라.</li>
	<li>전극 끝이 약간 검은 접시의 가장자리 위쪽으로 가리키는 후크 확장 테이프. 10 s 하 고 포장 접착제 거품 후크 로부터 1-2 mm 전극 주위에 대 한 플라스틱 접시에 실리콘 접착제를 혼합.</li>
	<li>(그림 1) 사용 하기 전에 약 5 분 동안 건조 하실 수 있습니다. 스트립은 자극에 대 한 연결 허용을, 다른 끝에 긴 섹션에서 테 플 론. 참고: 다시는 선단부에 후크를 하 고, 함께 전극 여러 번 재사용할 수 있습니다.</li>
</ol>2입니다. 동물의 준비
<ol><li>동물을 마비, 후 복 부, 목, 및 회음부의 아래쪽 절반을 면도. Povidone-요오드 세 번 뒤 70% 알코올로 동물 스크럽. 부정사 위치에 온수 외과 패드에 쥐를 놓습니다. 수 의사 눈 연 고를 적용 하 고 마 취 코 콘 캐리어로 2.5 %isoflurane 및 0.8 L/min 산소로 전환. 참고: Isoflurane 마 취의 수락 가능한 수준을 달성 하기 위해 산소의 수준을 조정 합니다.</li>
</ol>3. presurgical 준비
<ol><li>운영 현미경 전체 수술 절차를 수행 하십시오: 20 X 3.15 X에서에서까지 확대는 충분. 장갑을 사용 하 고는 수술을 통해 깨끗 한 환경을 유지. 장소는 드 레이프에 쥐입니다.</li>
</ol>4. Ischiocavernosus 근육 ICP 측정에 대 한 해 부
<ol><li>메스, 바로 위를 사용 하 여 및 Dumont #7 곡선 1 cm 수직 수 있도록 마이크로 겸 중간 선 경의 기지의 수준에서 시작 하 고 확장 하향 (그림 2A)에 피부 절 개 5 m m 옆. 면봉을 사용 하 고 신중 하 게 음 낭 (그림 2B)에 근 막 측면을 분리. 근 막 해 부, 후 견인 기를 부착 하 고 목화-밀고-스왑 ischial tuberosity (그림 2C)를 찾을 수와 함께 만져.</li>
	<li>Ischiocavernosus 근육 시각까지이 이때의 지방 조직 중간을 통해 해 부 (그림 3A). 뒤 몽 #7 곡선된 마이크로 집게의 쌍을 사용 하 여 고 경도 근육을 분리. Tunica albuginea 밝은 흰색 구조 (그림 3B)으로 표시 됩니다. Using 마이크로 집게와 마이크로 시저, 적절 하 게 그것의 과정 (그림 3C)를 보러 tunica albuginea 노출.</li>
	<li>시스템 설정의 교정, 후 penile cru (그림 4)를 병렬 실행 하는 회음부에 피부를 통해 튜브를 삽입 합니다. 자리에 라인을 두고 절 개를 염 분으로 촉촉한 유지.</li>
</ol>5. CN 자극에 대 한 해 부
<ol><li>2cm 낮은, 중간 피부를 사용 하 여, 첫째, 메스, 그리고 똑 바른가 위 및 마이크로 집게의 쌍을 통해 복 부 절 개를 확인 합니다. 교육에 따라 근 막 통해 일치 하는 절 개를 만드는 알바와 기본 근육 조직을 노출 방광과 전립선.</li>
	<li>견인 기를 사용 하 여 좋은 노출을 달성. 주요 골반 신경 절 (MPG)의 명확한 시각화를 지방 조직에서 전립선을 목화-팁 면봉을 사용 하 여 및 CN, 전립선 (그림 5)의 dorsolateral 부분에서 실행.</li>
	<li>MPG와 CN의 시각화, 후 신중 하 게 각 마이크로 위 (그림 6a) 2-5 m m는 MPG에 말 초 신경 overlying 근 incise. #5 마이크로 집게를 사용 하 여, 신경의과 4 m m 긴 부분 (그림 6b), 무료 밑 양쪽에 조직 확산와 신경 (그림 6c)에서 9-0 봉합을 슬라이드.</li>
	<li>신경 신경 (그림 7b) 주위 양극 전극의 갈고리의 배치를 촉진 하기 위하여 봉합 (그림 7a)의 도움으로 약간 상승 합니다. 보조 믹스는 인슐린의 팁 2-구성 요소 실리콘 접착제 신경 5 미 드라이 바늘 갈고리와 신경 (그림 7 c, d) 주변 지역에 접착제를 적용 하자. 접착제를 건조 수 있도록 약 1 분 동안 전극에 약간 당겨서 신경 높은 유지.</li>
	<li>견인 기, 어떤 철수 또는 전극의 왜곡을 피하기 위해 오른쪽에 견인 기 제외를 제거 합니다. 절 개를 통해 식 염 수에 담가 염 분 및 누워 거 즈와 노출 된 장기를 젖은.</li>
</ol>6. 동굴 몸 Cannulation ICP 측정에 대 한
<ol><li>견인 기를 사용 하 여 tunica albuginea의 시각화를 복원 합니다. Cru를 왜곡할 것 이다 그것으로 견인 기 ischiocavernosus 근육에 연결 되었는지 확인 합니다.</li>
	<li>바늘을 연결 하 고 tunica albuginea에 도입 하기 전에 heparinized 염 분으로 튜브를 플러시. 계속 뻗어, Dumont #7 곡선된 마이크로 집게를 사용 하 여 한 손으로 tunica albuginea (비 지배적인), 삽입 지점에 원심 tunica albuginea 및 overlying 근육의 나머지 부분을 잡고. 다른 지배적인 손에 바로 마이크로 집게와 바늘을 잡고 고 있는지 그것을 소개 하 동굴 몸 (그림 8)의 코스와 함께 병렬.</li>
	<li>동굴 몸으로 바늘 5-8 밀리미터를 밀어. 튜브를 플러시를 누르고 cru에 테스트 라인 (그림 9). 아무 누출 확인 합니다. 테이프 라인에 실수로 당기를 방지 하기 위해 테이블에 튜브를 고정 시킵니다. 견인 기를 제거 합니다.</li>
</ol>7입니다. CN의 자극
<ol><li>녹음 프로그램 (예를 들면, 스파이크 2) 두 intracavernous 고 평균 동맥 압력 기록 지속적으로 실행.</li>
	<li>CN 자극에 대 한 자극 (예를 들어, SD9 잔디 악기, 재료의 표참조)에 다음 매개 변수를 설정: 1.5 mA, 16 Hz, 3 V, 전압 및 펄스 폭의 1 분의 최소 자극의 5 양 적용 50 s에서 주파수에 현재 stimulations 사이 휴식. 참고: 첫 번째 stimulations 저하 응답 (그림 10)에 보통 결과.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Untersuchungen &#252;ber die Erektion des Hundes In: Beitr&#228;ge zur Anatomie und Physiologie. , 123-166 (1863).</li><li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection.">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li><li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model.">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li><li>Martinez-Pineiro, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+model+for+the+study+of+penile+erection:+pharmacologic+and+electrical-stimulation+parameters.">Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters.</a> Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).</li><li>Hayashi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+FK1706+on+erectile+function+following+bilateral+cavernous+nerve+crush+injury+in+a+rat+model.">The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model.</a> J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).</li><li>Burnett, A. L., Becker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immunophilin+ligands+promote+penile+neurogenesis+and+erection+recovery+after+cavernous+nerve+injury.">Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury.</a> J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).</li><li>Yamashita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nerve+injury-related+erectile+dysfunction+following+nerve-sparing+radical+prostatectomy:+a+novel+experimental+dissection+model.">Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model.</a> Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).</li><li>Burnett, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=GGF2+is+neuroprotective+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury-induced+erectile+dysfunction.">GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).</li><li>Lin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanoparticle+Improved+Stem+Cell+Therapy+for+Erectile+Dysfunction+in+a+Rat+Model+of+Cavernous+Nerve+Injury.">Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury.</a> J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).</li><li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+erectile+dysfunction.">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li><li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research.">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li><li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction:+a+consensus+article.">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li><li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Investigative+models+in+erectile+dysfunction:+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models.">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li><li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat:+is+there+model+dependency.">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li><li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury.">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li></ol>

저자는 공개 없다.

이 연구의 주 목표 penile cru cannulation ICP 녹음의 단순화 된 수술 기법 및 통해에 대 한 CN의 격리를 설명 했다. 수술을 단순화 하는 ICP의 증가의 재현 녹음 CN 자극 제공 동굴 시체의 해 부에 대 한 수정 도입 했습니다. 1 cm 수직 피부 절 개를 만져 서 ischial tuberosity 지침으로 사용 하 여 음 경의 기지에 측면 우리 달성 ischiocavernosus 근육과 tunica albuginea의 좋은 노출을. 이 절차는 빨리 (15 분이 하) 보다는 ?...

Vivo에서 연구 실험 동물에서 발기 기능에1의 선구적인 실험적인 작품으로 1863 년에 시작 했다. 통해 골반 신경의 개에 있는 증가 ICP를 유도 하기 위해 사용 되었다. 20 세기에 걸쳐 비슷한 실험 프로토콜은 개, 원숭이, 고양이, 토끼 같은 더 큰 동물에 사용 되었다. 쥐의 발기 기능을 평가 퀸 란 외. 19892에 의해 처음 개발 되었다. 메서드 수정 고 여러 다른 그룹34업데이트 이후는. 오늘, 쥐는 가장 널리 사용 되는 동물 모델 발기 부전의 병리학을 공부 하 고 새로운 치료 옵션을 평가 대 한. 절차의 주요 단계는 ICP에 있는 증가 유도 하 경 동맥 측정 ICP, penile cru cannulation 및 CN의 자극에에서 라인을 사용 하 여 조직의 혈압 기록 포함 됩니다. 여러 연구자 모델 정제는, 비록 그 재현성 유지 문제, 그리고 가변 결과 다른 실험실에 의해 보고 되었습니다. 여러 함정 아직도 지속 한다.
이전 기사5,6,7,,89,10 동굴 몸 cannulation 위한 성 기의 degloving로 전체 성 기 노출의 사용을 설명 합니다. 이것은 조작으로 최적의 접근 하 고 파괴 해 부 구조, 발기 기능에 필수적인 부상 발생. CN의 해 부 잘 설명된10,11, 했지만 신경의 자극 실험 결과 영향을 미칠 수 있는 여러 요인으로 인해 최적입니다. CN 자극 기술은 신경 주위 위치 후크 바이 폴라 전극에 당기 및 건조 각 자극 하기 전에 신경 주위 조직에서 신경 운동 포함 됩니다. 이 신경 손상 및 전기 전류 누설, 저하 응답 또는 대체 경로 예를 들어, 골반 바닥 근육, 방광의 자극을 통해 ICP에 거짓 증가 그리고 위장의 다양 한 학위를 이어질 수 있습니다. 로12. 이러한 모든 요소는 재현성을 제한합니다.
우리의 연구 기간 동안 우리는 깊이 마 취의 종류는 ICP에 심대한 영향을 미칠 다는 것을 관찰. 사용 하는 마 취약은 나트륨 pentobarbital, 케 타 민/xylazine 또는 케 타 민/midazolam 주입, 또는 isoflurane/산소 흡입.
여기 우리가 간단한 수술 방법에 설명 하 고 실험 프로토콜의 표준화 지원 데이터를 제공.

<table><tbody><tr><td>Adson forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 forceps</td><td>Fine Science Tool</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td>ToughCut Mayo scissor</td><td>Fine Science Tool</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>Miniature Vannas Spring scissor</td><td>Fine Science Tool</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>Ultra Fine Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>Crile Hemostat</td><td>Fine Science Tool</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil Adhesive</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>Teflon coated silver wire 0.125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>Elastic wire retractors</td><td>Custom made</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 tubing</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>23 G Needle</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 Square Pulse Stimulator</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>Blood pressure transducer and cable</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf Cotton-tipped Applicators</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta Ocular Sticks</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>NaCl 0,9 % 100 mL</td><td>Local pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Local pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>25 mL Syringe</td><td>Odense University Hospital</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vet eye ointment - Viscotears</td><td>Local pharmacy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>silver wires&amp;nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silicon Glue&amp;nbsp;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

cavernous nerve stimulation and recording of intracavernous pressure in a rat

해 면 신경 (CN)의 자극 및 intracavernous 압력 (ICP)의 측정 테스트 하 고 평가 하는 발기 부전 치료에 광범위 하 게 사용 되어 왔습니다. 그러나, 실험실, 사이 다를 사용 하는 방법 그리고 여전히 존재 하는 함정. 이 연구의 목표는 안정적이 고 재현 가능한 모델을 제공 하는 수술 기법을 설명 했다. Ischial tuberosity에 삽입 지점에서 ischiocavernosus 근육을 노출 하 여 최소한의 해 부와 발기 기능에 관련 된 구조를 부상 penile cru는 cannulated 수 있습니다. 리프팅 하 고 건조, 필요 없이 CN의 반복된 자극 전극 신경 복합물을 125 µ m 바이 폴라 실버 전극과 생체 실리콘 접착제를 사용 하 여 달성 되었다. 이 방법은 스트레칭과 신경 건조를 줄여 neuropraxia을 방지 하 고 전기 누설을 negating와 대체 통로의 자극을 방지 신경의 완전 한 격리를 제공 합니다.

사용 권장된 자극 설정으로이 프로토콜의 흡입 마 취와 isoflurane 2.0% 산소 0.8 L/min, 생성 해야 결과 그림 11 및 그림12와 같이 있는 여러 다시 다시 75-80 mm Hg. 그림 13 사이 stimulations 보여 줍니다 같은 안정적인 응답 응답 20 분 자극 73-77 m m Hg. ICP 측정에 대 한 테스트 라인에서 안정적인 튜브 홍 조와 cru (<stron...

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Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

이 연구에서는 동굴 같은 신경 자극 신경 전극의 절연을 수행 하기 위한 기술과 간단한 수술에 설명 합니다 intracavernous 압력 측정 및 실리콘 접착제를 사용 하 여 복잡 한.

동굴 같은 신경 자극 및 쥐에 Intracavernous 압력의 녹음

The stimulation of the cavernous nerve (CN) and measurement of intracavernous pressure (ICP) have been used extensively to test and evaluate therapies for ...

cavernous-nerve-stimulation-recording-intracavernous-pressure

Universidad de Cartagena UDEC

Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K 조회수.  University of Southern Denmark. 이 연구에서는 동굴 같은 신경 자극 신경 전극의 절연을 수행 하기 위한 기술과 간단한 수술에 설명 합니다 intracavernous 압력 측정 및 실리콘 접착제를 사용 하 여 복잡 한.

비디오: Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

Epidural Intracranial Pressure Measurement in Rats Using a Fiber-optic Pressure Transducer

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and cardiac arrest. This elevation may result in further neurological injury, in the form of transtentorial herniation1,2,3,4, midbrain compression, neurological deficit or increased cerebral infarct2,4. Current therapies are often inadequate to control elevated ICP in the clinical setting5,6,7 . Thus there is a need for accurate methods of ICP measurement in animal models to further our understanding of the basic mechanisms and to develop new treatments for elevated ICP.
In both the clinical and experimental setting ICP cannot be estimated without direct measurement. Several methods of ICP catheter insertion currently exist. Of these the intraventricular catheter has become the clinical 'gold standard' of ICP measurement in humans8. This method involves the partial removal of skull and the instrumentation of the catheter through brain tissue. Consequently, intraventricular catheters have an infection rate of 6-11%9. For this reason, subdural and epidural cannulations have become the preferred methods in animal models of ischemic injury. 
Various ICP measurement techniques have been adapted for animal models, and of these, fluid-filled telemetry catheters10 and solid state catheters are the most frequently used11,12,13,14,15. The fluid-filled systems are prone to developing air bubbles in the line, resulting in false ICP readings. Solid state probes avoid this problem (Figure 1). An additional problem is fitting catheters under the skull or into the ventricles without causing any brain injury that might alter the experimental outcomes. Therefore, we have developed a method that places an ICP catheter contiguous with the epidural space, but avoids the need to insert it between skull and brain. 
An optic fibre pressure catheter (420LP, SAMBA Sensors, Sweden) was used to measure ICP at the epidural location because the location of the pressure sensor (at the very tip of the catheter) was found to produce a high fidelity ICP signal in this model. There are other manufacturers of similar optic fibre technologies13 that may be used with our methodology. Alternative solid state catheters, which have the pressure sensor located at the side of the catheter tip, would not be appropriate for this model as the signal would be dampened by the presence of the monitoring screw. 
Here, we present a relatively simple and accurate method to measure ICP. This method can be used across a wide range of ICP related animal models.

A novel technique to record the pressures within the skull is described. The minimally invasive method uses a fibre-optic pressure sensing system to accurately measure intracranial pressure (ICP) in anaesthetized rats without causing significant brain trauma. The technique may be used in a wide range of experimental models.

광섬유 압력 변환기를 사용하여 쥐에서 경막외 Intracranial 압력 측정

Elevated intracranial pressure (ICP) is a significant problem in several forms of ischemic brain injury including stroke, traumatic brain injury and ...

연구

의학

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer scale. However, current methods mostly rely on tethered cable recordings or only use unidirectional systems, allowing either recording or stimulation of neural activity, but not at the same time or same target. Here, a new wireless, bidirectional device for simultaneous multichannel recording and stimulation of neural activity in freely behaving rats is described. The system operates through a single portable head stage that both transmits recorded activity and can be targeted in real-time for brain stimulation using a telemetry-based multichannel software. The head stage is equipped with a preamplifier and a rechargeable battery, allowing stable long-term recordings or stimulation for up to 1 h. Importantly, the head stage is compact, weighs 12 g (including battery) and thus has minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire, making the method applicable to a broad set of behavioral tasks. Moreover, the method has the major advantage that the effect of brain stimulation on neural activity and behavior can be measured simultaneously, providing a tool to assess the causal relationships between specific brain activation patterns and behavior. This feature makes the method particularly valuable for the field of deep brain stimulation, allowing precise assessment, monitoring, and adjustment of stimulation parameters during long-term behavioral experiments. The applicability of the system has been validated using the inferior colliculus as a model structure.

A Wireless, Bidirectional Interface for In Vivo Recording and Stimulation of Neural Activity in Freely Behaving Rats

A wireless, bidirectional system for multi-channel neural recordings and stimulation in freely behaving rats is introduced. The system is light and compact, thus having minimal impact on the animal&#180;s behavioral repertoire. Moreover, this bidirectional system provides a sophisticated tool to assess causal relationships between brain activation patterns and behavior.

무선, Vivo에서 녹음 하 고 자유롭게 행동 하는 쥐에서 신경 활동의 자극에 대 한 양방향 인터페이스

In vivo electrophysiology is a powerful technique to investigate the relationship between brain activity and behavior at a millisecond and micrometer ...

행동분석학

Novel Approach for Simultaneous Recording of Renal Sympathetic Nerve Activity and Blood Pressure with Intravenous Infusion in Conscious, Unrestrained Mice.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity (RSNA) is of great interest in many areas of research such as chronic kidney disease, hypertension, heart failure, diabetes and obesity. Unequivocal assessment of the role of the sympathetic nervous system is thus imperative for proper interpretation of experimental results and understanding of disease processes. RSNA has been traditionally measured in anesthetized rodents, including mice. However, mice usually exhibit very low systemic blood pressure and hemodynamic instability for several hours during anesthesia and surgery. Meaningful interpretation of RSNA is confounded by this non-physiological state, given the intimate relationship between sympathetic nervous tone and cardiovascular status. To address this limitation of traditional approaches, we developed a new method for measuring RSNA in conscious, freely-moving mice. Mice were chronically instrumented with radio-telemeters for continuous monitoring of blood pressure as well as a jugular venous infusion catheter and custom-designed bipolar electrode for direct recording of RSNA. Following a 48-72 hour recovery period, survival rate was 100% and all mice behaved normally. At this time-point, RSNA was successfully recorded in 80% of mice, with viable signals acquired up to 4 and 5 days post-surgery in 70% and 50% of mice, respectively. Physiological blood pressures were recorded in all mice (116&plusmn;2 mmHg; n=10). Recorded RSNA increased with eating and grooming, as well-established in the literature. Furthermore, RSNA was validated by ganglionic blockade and modulation of blood pressure with pharmacological agents. Herein, an effective and manageable method for clear recording of RSNA in conscious, freely-moving mice is described.

Anesthetized mice exhibit non-physiological systemic blood pressure, which precludes meaningful assessment of autonomic tone given the intimate relationship between blood pressure and the autonomic nervous system. Thus, a novel method to simultaneously record renal sympathetic nerve activity and blood pressure with intravenous infusion in conscious mice is outlined.

신장 동 정적인 신경 활동의 의식, 정 맥 주입 혈압 동시 녹음에 대 한 새로운 접근 방식을 억제 쥐.

Renal sympathetic nerves contribute significantly to both physiological and pathophysiological phenomena. Evaluating renal sympathetic nerve activity ...

Preparation of Peripheral Nerve Stimulation Electrodes for Chronic Implantation in Rats

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. Several recent studies have demonstrated the effectiveness of chronic VNS in enhancing central nervous system plasticity to improve motor rehabilitation, extinction learning, and sensory discrimination. Construction of chronically implantable devices for use in such studies is challenging due to rats&#8217; small size, and typical protocols require extensive training of personnel and time-consuming microfabrication methods. Alternatively, commercially available implantable cuff electrodes can be purchased at a significantly higher cost. In this protocol, we present a simple, low-cost method for construction of small, chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in rats. We validate the short and long-term reliability of our cuff electrodes by demonstrating that VNS in ketamine/xylazine anesthetized rats produces decreases in breathing rate consistent with activation of the Hering-Breuer reflex, both at the time of implantation and up to 10 weeks after device implantation. We further demonstrate the suitability of the cuff electrodes for use in chronic stimulation studies by pairing VNS with skilled lever press performance to induce motor cortical map plasticity.

Existing approaches for constructing chronically implantable peripheral nerve cuff electrodes for use in small rodents often require specialized equipment and/or highly trained personnel. In this protocol we demonstrate a simple, low-cost approach for fabricating chronically implantable cuff electrodes, and demonstrate their effectiveness for vagus nerve stimulation (VNS) in rats.

쥐에서 만성 이식을 위한 말초 신경 자극 전극의 준비

Peripheral nerve cuff electrodes have long been used in the neurosciences and related fields for stimulation of, for example, vagus or sciatic nerves. ...

신경과학

In Vivo Intracellular Recording of Type-Identified Rat Spinal Motoneurons During Trans-Spinal Direct Current Stimulation

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological characteristics in the intact spinal network and holds significant advantages relative to classical in vitro or extracellular recording techniques. An advantage of in vivo intracellular recordings is that this method can be performed on adult animals with a fully mature nervous system, and therefore many observed physiological mechanisms can be translated to practical applications. In this methodological paper, we describe this procedure combined with externally applied constant current stimulation, which mimics polarization processes occurring within spinal neuronal networks. Trans-spinal direct current stimulation (tsDCS) is an innovative method increasingly used as a neuromodulatory intervention in rehabilitation after various neurological injuries as well as in sports. The influence of tsDCS on the nervous system remains poorly understood and the physiological mechanisms behind its actions are largely unknown. The application of the tsDCS simultaneously with intracellular recordings enables us to directly observe changes of motoneuron membrane properties and characteristics of rhythmic firing in response to the polarization of the spinal neuronal network, which is crucial for the understanding of tsDCS actions. Moreover, when the presented protocol includes the identification of the motoneuron with respect to an innervated muscle and its function (flexor versus extensor) as well as the physiological type (fast versus slow) it provides an opportunity to selectively investigate the influence of tsDCS on identified components of spinal circuitry, which seem to be differently affected by polarization. The presented procedure focuses on surgical preparation for intracellular recordings and stimulation with an emphasis on the steps which are necessary to achieve preparation stability and reproducibility of results. The details of the methodology of the anodal or cathodal tsDCS application are discussed while paying attention to practical and safety issues.

This protocol describes in vivo intracellular recording of rat lumbar motoneurons with simultaneous trans-spinal direct current stimulation. The method enables us to measure membrane properties and to record rhythmic firing of motoneurons before, during and after anodal or cathodal polarization of the spinal cord.

트랜스 척추 직접 전류 자극 중 유형 식별 쥐 척추 운동 신경의 생체 내 세포 내 기록

Intracellular recording of spinal motoneurons in vivo provides a &#8220;gold standard&#8221; for determining the cells&#8217; electrophysiological ...

쥐 모델에서 염증성 상태를 치료하기 위한 복부 VNS

Implantation Surgery for Abdominal Vagus Nerve Stimulation and Recording Studies in Awake Rats

Abdominal vagus nerve stimulation (VNS) can be applied to the subdiaphragmatic branch of the vagus nerve of rats. Due to its anatomical location, it does not have any respiratory and cardiac off-target effects commonly associated with cervical VNS. The lack of respiratory and cardiac off-target effects means that the intensity of stimulation does not need to be lowered to reduce side effects commonly experienced during cervical VNS. Few recent studies demonstrate the anti-inflammatory effects of abdominal VNS in rat models of inflammatory bowel disease, rheumatoid arthritis, and glycemia reduction in a rat model of type 2 diabetes. Rat is a great model to explore the potential of this technology because of the well-established anatomy of the vagus nerve, the large size of the nerve that allows easy handling, and the availability of many disease models. Here, we describe the methods for cleaning and sterilizing the abdominal VNS electrode array and surgical protocol in rats. We also describe the technology required for confirmation of suprathreshold stimulation by recording evoked compound action potentials. Abdominal VNS has the potential to offer selective, effective treatment for a variety of conditions, including inflammatory diseases, and the application is expected to expand similarly to cervical VNS.

저자 스포트라이트: 염증성 질환에 대한 복부 VNS 탐색

The present protocol describes the surgical technique for implanting an electrode array onto the abdominal vagus nerve in rats, along with methods for chronic electrophysiology testing and stimulation using the implanted device.

깨어 있는 쥐의 복부 미주 신경 자극 및 기록 연구를 위한 이식 수술

Abdominal vagus nerve stimulation (VNS) can be applied to the subdiaphragmatic branch of the vagus nerve of rats. Due to its anatomical location, it does ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

Intracavernosal 압력 기록 설치류에 발기 기능을 평가 하

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

생물학

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model

The bilateral cavernous nerve (CN) injury rat model has been extensively used to simulate clinical cavernous nerve injury associated with erectile dysfunction (ED) for evaluating the effect of clinical therapeutic methods. However, the methods of CN injury model construction are flawed and varied in the ED research field. It is CN crush injury that is the most commonly used method in recent years. This study aims to provide a detailed description of the procedure of bilateral CN injury rat model construction and measurement of intracavernous pressure (ICP) recording, providing a reliable and reproducible CN injury rat model. This work successfully developed the CN injury method of hemostat crush injury using a syringe needle as hard support and a hemostat with a rubber sleeve. Also, this method concludes that a voltage of 1.0 V, frequency of 20 Hz, and pulse-width of 5 ms are the optimized stimulation parameters for ICP recording in a bilateral CN injury rat model.

This protocol describes developing a stable bilateral cavernous nerve injury rat model of radical prostatectomy associated with erectile dysfunction and intracavernous pressure measurement.

동굴 같은 신경 자극 및 쥐에 Intracavernous 압력의 녹음

요약

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광섬유 압력 변환기를 사용하여 쥐에서 경막외 Intracranial 압력 측정

무선, Vivo에서 녹음 하 고 자유롭게 행동 하는 쥐에서 신경 활동의 자극에 대 한 양방향 인터페이스

신장 동 정적인 신경 활동의 의식, 정 맥 주입 혈압 동시 녹음에 대 한 새로운 접근 방식을 억제 쥐.

쥐에서 만성 이식을 위한 말초 신경 자극 전극의 준비

트랜스 척추 직접 전류 자극 중 유형 식별 쥐 척추 운동 신경의 생체 내 세포 내 기록

깨어 있는 쥐의 복부 미주 신경 자극 및 기록 연구를 위한 이식 수술

깨어 있는 쥐의 복부 미주 신경 자극 및 기록 연구를 위한 이식 수술

깨어 있는 쥐의 복부 미주 신경 자극 및 기록 연구를 위한 이식 수술

Intracavernosal 압력 기록 설치류에 발기 기능을 평가 하

Intracavernous Pressure Recording in a Cavernous Nerve Injury Rat Model